Name: subcellular fractionation for erk activation upon mitochondrial-derived peptide treatment
Uploaded: 2017-09-25T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 55 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Subcellular Fractionation for ERK Activation Upon Mitochondrial-derived Peptide Treatment at JoVE.com

Diese Arbeit wurde unterstützt durch eine Ellison/AFAR Postdoctoral Fellowship in Aging Research Program, SJK und ein Glenn Foundation Award und NIH vergibt an PC (1P01AG034906, 1R01GM 090311, 1R01ES 020812). Alle Autoren erscheinen im Film.

1. Peptid Behandlung Zellen <ol><li>Platte 2 Millionen SH-SY5Y oder HEK293 Zellen (2 x 10 6) in einem 10 cm-Speise- und wachsen sie für 2 Tage</li> <li>(Optional) den nächsten Tag, waschen Sie die Zellen mit serumfreien Dulbecco &#39; s geändert Medium (DMEM) Medien einmal Adler und inkubieren Sie mit Serum freie DMEM über Nacht, wenn die Behandlung im Serum freie Medien getan werden muss.</li>
	<li>Am 3. Tag, auflösen S14G-Humanin Peptide in 0,2 µm filtriert, destilliertes Wasser und rekonstruieren sie als Stammlösung 1mM. 
	Hinweis: Die Peptide sollte in dem entsprechenden Lösungsmittel aufgelöst werden, die durch die Sequenz Eigenschaften des Peptids (z. B. Gesamtladung) ermittelt werden und kann vom Hersteller bereitgestellt werden, wenn die Peptide im Handel erhältlich sind. Z. B. auflösen S14G-Humanin, SHLP2, und SHLP6 und MOTS-c in Wasser. Aliquoten die Peptide in einem entsprechenden Volumen (z. B. 50 μL) zu vermeiden, Einfrieren und Auftauen Zyklen. Einmal aufgetaut, verwenden Sie sie nicht wieder.</li>
	<li>Aliquot der vorgewärmten Serum-haltigen oder serumfreie Medien in ein 50 mL konische Rohr und fügen Sie Raumtemperatur 1 mM Stammlösung zu machen, in eine arbeiten-Konzentration (z.B., 1 µM, 10 µM).</li>
	<li>Ersetzen Sie die Medien mit 6 mL Peptidlösung aus Schritt 1.4. und inkubieren Sie die Zellen für die entsprechende Menge an Zeit. 
	Hinweis: Wählen Sie die Inkubationszeit je nach Kondition die ERK aktiviert.</li>
</ol> 2. Subzellulären Fraktionierung Cytosol und Kern <ol><li>die Zellen zweimal mit 10 mL eiskaltem PBS waschen und kratzen Sie die Zellen aus der Platte in 5 mL eiskaltem PBS übertragen die Zellsuspension in ein 15 mL konische Röhrchen.</li>
	<li>Zentrifugieren der Zellen bei 500 X g für 5 min bei 4 ° c</li>
	<li>Aspirieren der PBS und wieder auszusetzen das Pellet in 200 µL eiskalt, Fraktionierung-Puffer (10 mM HEPES pH = 7,6, 3 mM MgCl 2, 10 mM KCl, 5 % (V/V) Glycerin, 1 % nicht-ionische Tenside (C 13 H 22 O (C 2 H 4 O) (n), Protease/Phosphatase-Inhibitoren). 
	Hinweis: Um die Proteine in ihrem Phosphorylierung-Status zu halten, mal die Phosphatase-Inhibitor sowie Protease Inhibitor frisch angefügt werden soll und Proben sollten auf Eis überhaupt gehalten werden. Einfrieren und Auftauen Wiederholung Zyklen der Proben sollte vermieden werden. Aliquoten Proben in kleinen Betrag (z.B. 50 μg) vor dem Einfrieren sie bei-80 ° c</li>
	<li>Brüten wieder abgehängte Pellet für 15 min auf Eis und anschließend Zentrifugieren bei 250 X g für 5 min bei 4 ° c</li>
	<li>Den Überstand der zytoplasmatischen Bruch sammeln und halten Sie die Pellets für die nukleare Bruchteil.</li>
	<li>Zentrifugieren des Überstands um Zelltrümmer und andere Verunreinigungen bei 18.000 x g für 10 min bei 4 ° C zu entfernen und dann den Überstand zu einem neuen Microcentrifuge Schlauch übertragen. Dies ist der Bruchteil Zytosol.</li>
	<li>Aufschwemmen das Pellet in 200 μL eiskaltem Waschpuffer (10 mM HEPES pH = 7,6, 1,5 mM MgCl 2, 420 mM NaCl, 25 % (V/V) Glycerin, 0,2 mM EDTA, Protease/Phosphatase-Hemmer) und Zentrifuge bei 250 X g für 5 min bei 4 ° C</li>
	<li>Den Überstand zu entfernen und das Pellet in 100 μl eiskalt, nukleare Extraktionspuffer Aufschwemmen (20 mM HEPES pH = 7,6, 1,5 mM MgCl 2, 420 mM NaCl, 25 % (V/V) Glycerin, 0,2 mM EDTA, Protease/Phosphatase-Hemmer) und beschallen 10 Mal (5 s auf 10 s ab 30 % amp.) auf Ice</li>
	<li>Zentrifuge bei 18.000 x g für 10 min bei 4 ° C.</li>
	<li>Den Überstand auf einen neuen Microcentrifuge Schlauch übertragen. Dies ist die nukleare Bruchteil.</li>
	<li>QUANTIFY den Protein-Betrag mit einem BCA-Assay</li></ol>
 3. Rohöl mitochondrialen Fraktion <ol><li>der Zellen in jedem 10 cm Teller mit 10 mL eiskaltem PBS waschen, fügen Sie 5 mL eiskaltem PBS und lösen die Zellen mit einem Schaber Zelle. 
	Hinweis: Verwenden Sie drei 10 cm Gerichte von Zellen zu einer guten Ausbeute von Mitochondrien für Western Blotting.</li>
	<li>Die Zellsuspension auf eine 15 mL konische Rohr übertragen und kombinieren alle aus drei 10 cm Gerichte in einem 15 ml konische Röhrchen.</li>
	<li>Zentrifugieren der Zellen bei 600 X g für 10 min bei 4 ° c</li>
	<li>Aspirieren der PBS und wieder auszusetzen das Pellet in 1 mL eiskaltes Mitochondrien-Isolierung-Puffer (10 mM Tris-MOPS, 1 mM EGTA/Tris, 200 mM Saccharose, passen Sie auf pH = 7,4).</li>
	<li>Homogenisieren der Zellen mit 25 Schlägen von einer 2 mL-Homogenisator mit Polytetrafluorethylen beschichtet Stößel auf Ice 
	Hinweis: Dieser Schritt ist entscheidend für die mitochondriale Integrität und maximieren die Ausbeute der mitochondrialen Fraktion. Die Anzahl der Schläge sollte für jeden Zelltyp optimiert werden. Der Homogenisator vor Beginn des Verfahrens PreCool.</li>
	<li>Übertragen die Homogenat zu einem Microcentrifuge Schlauch und 600 X g für 10 min bei 4 ° C, Kerne und ungebrochene Zellen entfernen zentrifugieren.</li>
	<li>Den Überstand zu sammeln, auf einen neuen Microcentrifuge Schlauch übertragen und Zentrifugieren es 7.000 x g für 10 min bei 4 ° c 
	Hinweis: Das Pellet ist locker, den Überstand mit Sorgfalt sammeln und versuchen Sie nicht zu stören das Pellet.</li>
	<li>Überstand entfernen, erneut aussetzen das Pellet mit 200 μL der eiskalte Mitochondrien Isolierung Puffer und die Lösung zu einem neuen Microcentrifuge Schlauch übertragen. Zentrifugieren Sie das Rohr auf 7.000 x g für 10 min bei 4 ° c</li>
	<li>Wiederholen Sie Schritt 3.8 das Pellet zu waschen. Es ist nicht notwendig, einen neuen Microcentrifuge Schlauch in diesem Schritt des Überstands übertragen.</li>
	<li>Das gewaschene Pellet überstand entnehmen und wieder auszusetzen das Pellet mit Mitochondrien mit 50 μL der RIPA Puffer.</li>
	<li>Inkubation der Aussetzung auf Eis für 10 min.</li>
	<li>Zentrifugieren die Aussetzung bei 16.000 x g für 15 min bei 4 ° c</li>
	<li>Den Überstand auf einen neuen Microcentrifuge Schlauch übertragen. Dies ist die mitochondriale Bruchteil.</li>
	<li>Quantifizieren den Protein-Betrag mit einem BCA-Assay.</li>
</ol> 4. Western Blot-Phospho-spezifische Proteine <ol><li>führen ein SDS-Polyacrylamid-Gelelektrophorese (8-16 % vorgefertigten Gel) und übertragen Sie das Protein mit einer PVDF Membran 4.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Membran mit 5 % BSA in TBST (0,1 % Polysorbat 20) für 30 min bei Raumtemperatur Hintergrund unspezifischen Bindungsstellen blockieren. 
	Hinweis: Für die Erkennung von phosphorylierten Proteine blockieren Sie die Membran mit BSA keine Milch. Milch enthält Kasein, eine reichlich Phosphoprotein, führt zu hohen unspezifische Signal.</li>
	<li>Die Membran mit dem primären Antikörper (Anti-Phospho-ERK1/2) bei 4 ° C über Nacht inkubieren.</li>
	<li>Am nächsten Tag, waschen Sie die Membran mit TBST (0,1 % Polysorbat 20) dreimal für 5 min bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Die Membran mit sekundären Antikörper (Anti-Kaninchen-HRP) für 1 h bei Raumtemperatur inkubieren.</li>
	<li>Die Membran mit TBST waschen (0,1 % Polysorbat 20) dreimal für 5 min bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Membran mit ECL-Lösung und die Membran im Image Analyzer Bild.</li>
	<li>Streifen der Membran mit stripping Puffer für 15 min bei Raumtemperatur und waschen die Membran mit TBST drei Mal für 5 min.</li>
	<li>Wiederholen Sie die Schritte 4.2 bis 4.7 mit dem Anti-insgesamt ERK1/2 Antikörper.</li>
	<li>Um die Reinheit der einzelnen Fraktionen zu überprüfen, führen Sie SDS-PAGE und führen Immunoblots mit Antikörpern erkennen Marker für jedes Fach (z.B. Lamin B1 für Kern, GAPDH für Zytosol und TOM20 für Mitochondrien).</li>
</ol>

<ol>
	<li>Yen, K., Lee, C., Mehta, H., Cohen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+emerging+role+of+the+mitochondrial-derived+peptide+humanin+in+stress+resistance.">The emerging role of the mitochondrial-derived peptide humanin in stress resistance.</a> J. Mol. Endocrinol. 50 (1), 11-19 (2013).</li><li>Muzumdar, R. H., Huffman, D. 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Pinchas Cohen ist Gesellschafter und Berater für CohBar, Inc. Kelvin Yen diente als Berater für CohBar, Inc.

Hier haben wir bewiesen, dass Humanin Peptid-vermittelten ERK1/2 Aktivierung in zwei verschiedenen Zelltypen tritt und die subzelluläre Lokalisation des aktivierten ERK1/2, je nach Bedingungen (z.B., Portion Peptid, Zeitpunkt und Zelle abweichen kann Typ). Es hat sich gezeigt, dass Humanin Signale durch zwei verschiedene Rezeptoren22,23, die die Unterschiede bei der Signalisierung zwischen den beiden Zelllinien sowie die Forderung nach verschiedenen Dos...

Neue Studien zeigen, dass Mitochondrien-abgeleitete Peptide (MDPs) in Cytoprotection und Stoffwechsel1,2,3eine wichtige Rolle spielen. Verständnis der Signalweg Transduktion in Anwesenheit von MDPs gibt uns Einblick in den Mechanismus, durch den MDPs verschiedene Funktionen modulieren. Die erste identifizierte MDP, Humanin, wurde gezeigt, dass extrazelluläre Signal-regulierte Kinase 1/2 (ERK1/2) erhöhen Phosphorylierung durch seinen Rezeptor binden4,5. Die nachgeschaltete Wirkung von ERK1/2 Aktivierung ist jedoch immer noch unentdecktes.
Die Kaskade ERK1/2 dient als ein wesentlicher Vermittler in einer Vielzahl von zellulären Prozessen einschließlich Proliferation, Zellmigration, Zellstoffwechsel, überleben und Apoptose6,7,8. Um alle zu orchestrieren sind diese unterschiedliche zelluläre Prozesse, die Aktivität und subzelluläre Lokalisation der ERK1/2 durch Phosphatasen und Gerüst Proteine9,10streng reguliert. Neben Post-translationale Modifikation regelt dynamische pendelt von ERK1/2 auch die Signalisierung Funktion, Bewegung und Spezifität11,-12. ERK1/2 ist in erster Linie in der Zellflüssigkeit13lokalisiert. Eine Reihe von Ankern und Gerüst Proteine helfen ERK1/2 im Zellskelett Elemente auf der Oberfläche der Organellen oder diffuse im Zytoplasma13beibehalten. Nach Stimulation ERK1/2 ist phosphoryliert und wird aus seiner Verankerung Proteine dissoziiert, so dass die Translokation von ERK1/2 zu anderen subzelluläre Kompartimente, einschließlich der Zellkern, Mitochondrien, Golgi und Lysosomen14, 15 , 16.
Humanin ist zwar bekannt, die ERK1/2 Signalweg aktivieren, wird die Aktivierung von ERK1/2 nur in der Ergebniszelle Lysates beobachtet. Wie zuvor beschrieben, da ERK1/2 subzelluläre Lokalisation eine entscheidende Rolle für die nachgeschaltete Wirkung, die Analyse der subzellulären Lokalisierung und der gesamten spielt ist phosphorylierten ERK1/2 notwendig, ein umfassendes Verständnis der Humanin-induzierten ERK1/2 Aktivierung und die Aktivierung der nachgeschalteten Ziele.
Um das Ziel Organellen der aktivierten ERK1/2 zu verstehen, wurde subzellulären Fraktionierung gefolgt von westlichen beflecken für phosphorylierten ERK1/2 durchgeführt. Diese Methode kann leicht implementiert werden, da es standard Laborgeräten und Reagenzien verwendet. Die isolierten subzelluläre Kompartimente sind von hoher Reinheit, sodass die Ergebnisse unkompliziert auszulegen. Immunostaining ERK1/2 kann zu ähnliche Ergebnissen führen. Allerdings sind bestimmte subzelluläre Kompartimente relativ schwer zu visualisieren und erfordern besondere Fixierung und Permeabilisierung Methoden. ERK1/2 Ebenen subzelluläre Kompartimente sind unterschiedlich, und diese Variante könnte dazu führen, dass falsch positive und falsch negative Signale bei der Betrachtung der gesamten Zelle Lysates. Daher gibt ein Immunoblot mit isolierten subzelluläre Kompartimente uns ein besseres Verständnis der ERK1/2 Lokalisierung.
Die Vielseitigkeit der Methode ermöglicht Änderungen des Protokolls zum anderen Stimulanzien, einschließlich andere MDPs oder Translokation der andere Signalmoleküle wie STAT3 auswirkt. Vor kurzem sind entdeckten kleinen Humanin-wie Peptide (SHLPs) von 16 s rRNA Region codiert, wo Humanin codiert, und sie haben ähnliche aber unterschiedliche Eigenschaften im Vergleich zu HN17. Z. B. aktivieren SHLP2 und SHLP3 ERK1/2 nach 8 h obwohl Humanin ERK1/2 innerhalb von 5 min. Prüfungs-subzelluläre Lokalisation der ERK1/2 als Reaktion auf unterschiedliche Peptiden aktiviert uns ein besseres Verständnis für die Biologie dieser Peptide geben wird. Anzeichen dafür zeigte, dass die subzelluläre Lokalisation der Signalmoleküle in deren nachgelagerten Auswirkungen eine entscheidende Rolle spielt. Zum Beispiel STAT3 ist traditionell bekannt, vor allem in der Zellflüssigkeit in ruhende Zellen lokalisiert werden, und dann translocates es in den Zellkern, Genexpression in Reaktion auf Zytokine18zu aktivieren. STAT3 auch translocates zu Mitochondrien und regelt die TCA-Zyklus und ATP Produktion19. Zur Regelung der Autophagie moduliert verschiedene subzelluläre Lokalisation des STAT3 Autophagie in verschiedenen Weisen20. Z. B. nuklearen STAT3 transcriptionally Autophagie-Genen reguliert und fungiert als ein Autophagie-Modulator. Zytoplasmatischen STAT3 hemmt konstitutiv Autophagie durch Interaktion mit Autophagie Signalmoleküle. Mitochondriale STAT3 hemmt und verhindert Mitophagy durch oxidativen Stress induzierten Autophagie zu unterdrücken. Daher ist diese subzelluläre Fach Isolationsmethode entscheidend für das Verständnis der Rolle der anderen Signalisierung Moleküle sowie ERK1/2.

<table><tbody><tr><td>p44/42 MAPK (ERK1/2)</td><td>Cell signaling</td><td>9102</td><td>Dilution 1:1,000</td></tr><tr><td>phospho-p44/42 MAPK (ERK1/2)(Thr202/Tyr204)</td><td>Cell signaling</td><td>4370</td><td>Dilution 1:1,000</td></tr><tr><td>Lamin B1</td><td>Cell signaling</td><td>12586</td><td>Nuclear Marker, Dilution 1:1,000</td></tr><tr><td>GAPDH</td><td>Cell signaling</td><td>5174</td><td>Cytoplasmic marker, Dilution 1:2,000</td></tr><tr><td>Tom20</td><td>Santa cruz</td><td>SC-17764</td><td>Mitochondria marker, Dilution 1:2,000</td></tr><tr><td>anti-Rabbit-HRP conjugated</td><td>Cell signaling</td><td>7074</td><td>Dilution 1:30,000</td></tr><tr><td>RIPA Lysis and Extraction Buffer</td><td>ThermoFisher SCIENTIFIC</td><td>89900</td><td></td></tr><tr><td>100 mm Culture Dish</td><td>ThermoFisher SCIENTIFIC</td><td>12556002</td><td></td></tr><tr><td>HNG peptide</td><td>Genescript</td><td></td><td></td></tr><tr><td>25mm sylinge filter</td><td>ThermoFisher SCIENTIFIC</td><td>09-719A</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>H3375</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma</td><td>M8266</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma</td><td>P9333</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Sigma</td><td>G9012</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>ThermoFisher SCIENTIFIC</td><td>BP151-100</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma</td><td>3609</td><td></td></tr><tr><td>MOPS</td><td>Sigma</td><td>M1254</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma</td><td>E3889</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Sigma</td><td>S7903</td><td></td></tr><tr><td>Tris-base</td><td>ThermoFisher SCIENTIFIC</td><td>BP152-1</td><td></td></tr><tr><td>HCL</td><td>Sigma</td><td>H1758</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Lonza</td><td>17-512F</td><td></td></tr><tr><td>Cell Scraper</td><td>FALCON</td><td>353085</td><td></td></tr><tr><td>Halt&amp;trade; Protease and Phosphatase Inhibitor Cocktail (100X)</td><td>ThermoFisher SCIENTIFIC</td><td>78440</td><td></td></tr><tr><td>Thomas Pestle Tissue Grinder Assemblies with Smooth Pestles</td><td>Thomas Scientific</td><td>3432S90</td><td></td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>ThermoFisher SCIENTIFIC</td><td>BP337-500</td><td></td></tr><tr><td>BSA</td><td>ThermoFisher SCIENTIFIC</td><td>BP1600-100</td><td></td></tr><tr><td>8-16% Mini-PROTEAN TGX Precast Protein Gels</td><td>BIO RAD</td><td>4561104</td><td></td></tr><tr><td>Mini Trans-Blot Module</td><td>BIO RAD</td><td>1658030</td><td></td></tr><tr><td>Trans-Blot Turbo Transfer System</td><td>BIO RAD</td><td>1704150</td><td></td></tr><tr><td>Trans-Blot Turbo RTA Mini PVDF Transfer Kit</td><td>BIO RAD</td><td>1704272</td><td></td></tr><tr><td>Clarity Western ECL Blotting Substrates</td><td>BIO RAD</td><td>1705060</td><td></td></tr><tr><td>Restore Western blot stripping buffer</td><td>ThermoFisher SCIENTIFIC</td><td>21059</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco&#039;s Modified Eagle Medium</td><td>ThermoFisher SCIENTIFIC</td><td>11965-092</td><td></td></tr><tr><td>Sonicator, Medel: FB120</td><td>ThermoFisher SCIENTIFIC</td><td>695320-07-12</td><td></td></tr></tbody></table>

subcellular fractionation for erk activation upon mitochondrial-derived peptide treatment

Mitochondriale-abgeleitete Peptide (MDPs) sind eine neue Klasse von Peptiden, die durch kleine offene Lesung Rahmen in anderen bekannten Genen des mitochondrialen Genoms kodiert sind. MDPs haben eine Vielzahl von biologischen Wirkungen wie Neuronen vor Apoptose zu schützen, Verbesserung der Stoffwechselmarker und schützt Zellen vor Chemotherapie. Humanin war der erste MDP, entdeckt zu werden und ist die am meisten untersuchte Peptid unter der MDP-Familie. Die Membranrezeptoren und nachgeschaltete Signalwege der Humanin wurden sorgfältig charakterisiert. Zusätzliche MDPs wie MOTS-c und SHLP1-6 haben vor kurzem entdeckt und die Signalisierung Mechanismen müssen noch geklärt werden. Hier beschreiben wir eine Zelle Kultur, die Methode, um die Funktion dieser Peptide bestimmen. Insbesondere erlauben Zelle Fraktionierung Techniken in Kombination mit westlichen beflecken für die quantitative Bestimmung der Aktivierung und Translokation von wichtiges Signalmolekül. Zwar gibt es andere Methoden der Zelle Fraktionierung, ist wie hier beschrieben eine einfache und unkomplizierte Methode. Diese Methoden können verwendet werden, den Wirkmechanismus dieser Peptide und andere Therapeutika weiter aufzuklären.

Bei der hier vorgestellten Verfahren behandelten wir HEK293 und SH-SY5Y Zellen mit 1 μm und 100 μm S14G-Humanin, ein potenter Humanin analoge21, jeweils in komplette Medien für die angegebenen Zeiträume (Abbildung 1A , Abbildung 1 B). wir dann total und phosphorylierten Form von ERK1/2 am Thr202/Tyr204 Gesamt-Protein Extrakte untersucht. S14G-Hum...

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Subcellular Fractionation for ERK Activation Upon Mitochondrial-derived Peptide Treatment

Dieses Protokoll beschreibt, wie Zellen mit mitochondrialen-abgeleitete Peptide stimulieren und die Signalisierung Kaskade und Lokalisierung von Phospho-Proteine zu beurteilen.

Subzellulären Fraktionierung für ERK-Aktivierung bei der mitochondrialen abgeleitet Peptid-Behandlung

Mitochondrial-derived peptides (MDPs) are a new class of peptides that are encoded by small open reading frames within other known genes of the ...

subcellular-fractionation-for-erk-activation-upon-mitochondrial

Research

JoVE Journal

Biology

7.8K Aufrufe.  University of Southern California. Dieses Protokoll beschreibt, wie Zellen mit mitochondrialen-abgeleitete Peptide stimulieren und die Signalisierung Kaskade und Lokalisierung von Phospho-Proteine zu beurteilen.

Serie: Subcellular Fractionation for ERK Activation Upon Mitochondrial-derived Peptide Treatment

Assaying Protein Kinase Activity with Radiolabeled ATP

Protein kinases are able to govern large-scale cellular changes in response to complex arrays of stimuli, and much effort has been directed at uncovering allosteric details of their regulation. Kinases comprise signaling networks whose defects are often hallmarks of multiple forms of cancer and related diseases, making an assay platform amenable to manipulation of upstream regulatory factors and validation of reaction requirements critical in the search for improved therapeutics. Here, we describe a basic kinase assay that can be easily adapted to suit specific experimental questions including but not limited to testing the effects of biochemical and pharmacological agents, genetic manipulations such as mutation and deletion, as well as cell culture conditions and treatments to probe cell signaling mechanisms. This assay utilizes radiolabeled [&#947;-32P] ATP, which allows for quantitative comparisons and clear visualization of results, and can be modified for use with immunoprecipitated or recombinant kinase, specific or typified substrates, all over a wide range of reaction conditions.

Protein kinases are highly evolved signaling enzymes and scaffolds that are critical for inter- and intracellular signal transduction. We present a protocol for measuring kinase activity through the use of radiolabeled adenosine triphosphate ([&#947;-32P] ATP), a reliable method to aid in elucidation of cellular signaling regulation.

Test der Proteinkinase-Aktivität mit radioaktiv markiertem ATP

Protein kinases are able to govern large-scale cellular changes in response to complex arrays of stimuli, and much effort has been directed at uncovering ...

Forschung

Biochemie

Probing for Mitochondrial Complex Activity in Human Embryonic Stem Cells

Mitochondria are cytoplasmic organelles that have a primary role in cellular metabolism and homeostasis, regulation of the cell signaling network, and programmed cell death. Mitochondria produce ATP, regulate the cytoplasmic redox state and Ca2+ balance, catabolize fatty acids, synthesize heme, nucleotides, steroid hormones, amino acids, and help assemble iron-sulfur clusters in proteins. Mitochondria also have an essential role in heat production. Mutations of the mitochondrial genome cause several types of human disorder. The accumulation of mtDNA mutations correlates with aging and is suspected to have an important role in the development of cancer. Due to their vitally important role in all cell types, the function of mitochondria must also be critical for stem cells. Key advances have been made in our understanding of stem cell viability, proliferation, and differentiation capacity. But the functional activity of stem cells, in particular their energy status, was not yet been studied in detail. Almost nothing is known about the mitochondrial properties of human embryonic stem cells (hESCs) and their differentiated precursor progeny. One way to understand and evaluate the role of mitochondria in hESC function and developmental potential is to directly measure the activity of mitochondrial respiratory complexes. Here, we describe high resolution clear native gel electrophoresis and subsequent in gel activity visualization as a method for analyzing the five respiratory chain complexes of hESCs.

In this video, we will show you how the mitochondrial respiratory chain complexes of human embryonic stem cells can be analyzed using in gel activity assays.

Probing für Mitochondriale komplexe Aktivität in humanen embryonalen Stammzellen

Mitochondria are cytoplasmic organelles that have a primary role in cellular metabolism and homeostasis, regulation of the cell signaling network, and ...

Biologie

Spatial and Temporal Analysis of Active ERK in the C. elegans Germline

The evolutionarily conserved&#160;extracellular signal transducing RTK-RAS-ERK pathway is an important kinase-signaling cascade that controls multiple cellular and developmental processes principally via activation of ERK, the terminal kinase of the pathway. Tight regulation of ERK activity is essential for normal development and homeostasis; overly active ERK results in excessive cellular proliferation, while underactive ERK causes cell death. C. elegans is a powerful model system that has helped characterize the function and regulation of RTK-RAS-ERK signaling pathway during development. In particular, the RTK-RAS-ERK pathway is essential for C. elegans germline development, which is the focus of this method. Using antibodies specific to the active, diphosphorylated form of ERK (dpERK), the stereotypical localization pattern can be visualized within the germline. Because this pattern is both spatially and temporally controlled, the ability to reproducibly assay dpERK is useful to identify regulators of the pathway that affect dpERK signal duration and amplitude and thus germline development. Here we demonstrate how to successfully dissect, stain, and image dpERK within the C. elegans gonad. This method can be adapted for spatial localization of any signaling or structural protein in the C. elegans gonad, provided an antibody compatible with immunofluorescence is available.

Spatial and Temporal Analysis of Active ERK in the C. elegans Germline

We present an immunofluorescence&#160;imaging-based method for spatial and temporal localization of active ERK in the dissected C. elegans gonad. The protocol described here can be adapted for visualization of any signaling or structural protein in the C. elegans gonad, provided a suitable antibody reagent is available.

Räumliche und zeitliche Analyse von Active ERK in der<em&gt; C. elegans</em&gt; Germline

The evolutionarily conserved&#160;extracellular signal transducing RTK-RAS-ERK pathway is an important kinase-signaling cascade that controls multiple ...

Entwicklungsbiologie

Cell Fractionation of U937 Cells in the Absence of High-speed Centrifugation

In this protocol we detail a method to obtain subcellular fractions of U937 cells without the use of ultracentrifugation or indiscriminate detergents. This method utilizes hypotonic buffers, digitonin, mechanical lysis and differential centrifugation to isolate the cytoplasm, mitochondria and plasma membrane. The process can be scaled to accommodate the needs of researchers, is inexpensive and straightforward. This method will allow researchers to determine protein localization in cells without specialized centrifuges and without the use of commercial kits, both of which can be prohibitively expensive. We have successfully used this method to separate cytosolic, plasma membrane and mitochondrial proteins in the human monocyte cell line U937.

Here, we present a protocol to isolate the plasma membrane, cytoplasm and mitochondria of U937 cells without the use of high-speed centrifugation. This technique can be used to purify subcellular fractions for subsequent examination of protein localization via immunoblotting.

Zelle Fraktionierung von U937 Zellen in der Abwesenheit von High-Speed-Zentrifugation

In this protocol we detail a method to obtain subcellular fractions of U937 cells without the use of ultracentrifugation or indiscriminate detergents. ...

Assessment of Submitochondrial Protein Localization in Budding Yeast Saccharomyces cerevisiae

Despite recent advances in the characterization of yeast mitochondrial proteome, the submitochondrial localization of a significant number of proteins remains elusive. Here, we describe a robust and effective method for determining the suborganellar localization of yeast mitochondrial proteins, which is considered a fundamental step during mitochondrial protein function elucidation. This method involves an initial step that consists of obtaining highly pure intact mitochondria. These mitochondrial preparations are then subjected to a subfractionation protocol consisting of hypotonic shock (swelling) and incubation with proteinase K (protease). During swelling, the outer mitochondrial membrane is selectively disrupted, allowing the proteinase K to digest proteins of the intermembrane space compartment. In parallel, to obtain information about the topology of membrane proteins, the mitochondrial preparations are initially sonicated, and then subjected to alkaline extraction with sodium carbonate. Finally, after centrifugation, the pellet and supernatant fractions from these different treatments are analyzed by SDS-PAGE and western blot. The submitochondrial localization as well as the membrane topology of the protein of interest is obtained by comparing its western blot profile with known standards.

Assessment of Submitochondrial Protein Localization in Budding Yeast Saccharomyces cerevisiae

Despite recent advances, many yeast mitochondrial proteins still remain with their functions completely unknown. This protocol provides a simple and reliable method to determine the submitochondrial localization of proteins, which has been fundamental for the elucidation of their molecular functions.

Beurteilung der Submitochondrialen Proteinlokalisation in angehender Hefe Saccharomyces cerevisiae

Despite recent advances in the characterization of yeast mitochondrial proteome, the submitochondrial localization of a significant number of proteins ...

An Efficient Protocol to Assess ERK Activity Modulation in Early Zebrafish Noonan Syndrome Models via Live FRET Microscopy and Immunofluorescence

RASopathies are genetic syndromes caused by ERK hyperactivation and resulting in multisystemic diseases that can also lead to cancer predisposition. Despite a broad genetic heterogeneity, germline gain-of-function mutations in key regulators of the RAS-MAPK pathway underlie the majority of the cases, and, thanks to advanced sequencing techniques, potentially pathogenic variants affecting the RAS-MAPK pathway continue to be identified. Functional validation of the pathogenicity of these variants, essential for accurate diagnosis, requires fast and reliable protocols, preferably in vivo. Given the scarcity of effective treatments in early childhood, such protocols, especially if scalable in cost-effective animal models, can be instrumental in offering a preclinical ground for drug repositioning/repurposing. 
Here we describe step-by-step the protocol for rapid generation of transient RASopathy models in zebrafish embryos and direct inspection of live disease-associated ERK activity changes occurring already during gastrulation through real-time multispectral F&#246;rster resonance energy transfer (FRET) imaging. The protocol uses a transgenic ERK reporter recently established and integrated with the hardware of commercial microscopes. We provide an example application for Noonan syndrome (NS) zebrafish models obtained by expression of the Shp2D61G. We describe a straightforward method that enables registration of ERK signal change in the NS fish model before and after pharmacological signal modulation by available low-dose MEK inhibitors. We detail how to generate, retrieve, and assess ratiometric FRET signals from multispectral acquisitions before and after treatment and how to cross-validate the results via classical immunofluorescence on whole embryos at early stages. We then describe how, via examining standard morphometric parameters, to query late changes in embryo shape, indicative of a resulting impairment of gastrulation, in the same embryos whose ERK activity is assessed by live FRET at 6 h post fertilization.

RASopathies are multisystem genetic syndromes caused by RAS-MAPK pathway hyperactivation. Potentially pathogenic variants awaiting validation emerge continuously while poor preclinical evidence limits therapy. Here, we describe our in vivo protocol to test and cross-validate RASopathy-associated ERK activation levels and its pharmacological modulation during embryogenesis by live FRET imaging in Teen-reporter zebrafish.

Ein effizientes Protokoll zur Beurteilung der Modulation der ERK-Aktivität in frühen Modellen des Zebrafisch-Noonan-Syndroms mittels Live-FRET-Mikroskopie und Immunfluoreszenz

RASopathies are genetic syndromes caused by ERK hyperactivation and resulting in multisystemic diseases that can also lead to cancer predisposition. ...

Assessment of Mitochondrial Functions and Cell Viability in Renal Cells Overexpressing Protein Kinase C Isozymes

The protein kinase C (PKC) family of isozymes is involved in numerous physiological and pathological processes. Our recent data demonstrate that PKC regulates mitochondrial function and cellular energy status. Numerous reports demonstrated that the activation of PKC-a and PKC-&epsilon; improves mitochondrial function in the ischemic heart and mediates cardioprotection. In contrast, we have demonstrated that PKC-&alpha; and PKC-&epsilon; are involved in nephrotoxicant-induced mitochondrial dysfunction and cell death in kidney cells. Therefore, the goal of this study was to develop an in vitro model of renal cells maintaining active mitochondrial functions in which PKC isozymes could be selectively activated or inhibited to determine their role in regulation of oxidative phosphorylation and cell survival. Primary cultures of renal proximal tubular cells (RPTC) were cultured in improved conditions resulting in mitochondrial respiration and activity of mitochondrial enzymes similar to those in RPTC in vivo. Because traditional transfection techniques (Lipofectamine, electroporation) are inefficient in primary cultures and have adverse effects on mitochondrial function, PKC-&epsilon; mutant cDNAs were delivered to RPTC through adenoviral vectors. This approach results in transfection of over 90% cultured RPTC.
Here, we present methods for assessing the role of PKC-&epsilon; in: 1. regulation of mitochondrial morphology and functions associated with ATP synthesis, and 2. survival of RPTC in primary culture. PKC-&epsilon; is activated by overexpressing the constitutively active PKC-&epsilon; mutant. PKC-&epsilon; is inhibited by overexpressing the inactive mutant of PKC-&epsilon;. Mitochondrial function is assessed by examining respiration, integrity of the respiratory chain, activities of respiratory complexes and F0F1-ATPase, ATP production rate, and ATP content. Respiration is assessed in digitonin-permeabilized RPTC as state 3 (maximum respiration in the presence of excess substrates and ADP) and uncoupled respirations. Integrity of the respiratory chain is assessed by measuring activities of all four complexes of the respiratory chain in isolated mitochondria. Capacity of oxidative phosphorylation is evaluated by measuring the mitochondrial membrane potential, ATP production rate, and activity of F0F1-ATPase. Energy status of RPTC is assessed by determining the intracellular ATP content. Mitochondrial morphology in live cells is visualized using MitoTracker Red 580, a fluorescent dye that specifically accumulates in mitochondria, and live monolayers are examined under a fluorescent microscope. RPTC viability is assessed using annexin V/propidium iodide staining followed by flow cytometry to determine apoptosis and oncosis.
These methods allow for a selective activation/inhibition of individual PKC isozymes to assess their role in cellular functions in a variety of physiological and pathological conditions that can be reproduced in in vitro.

The effects of activation of protein kinase C (PKC) isozymes on mitochondrial functions associated with respiration and oxidative phosphorylation and on cell viability are described. The approach adapts adenoviral technique to selectively overexpress PKC isozymes in primary cell culture and a variety of assays to determine mitochondrial functions and energy status of the cell.

Beurteilung der mitochondrialen Funktionen und Zellviabilität in Renal Überexpression Protein Kinase C-Isoenzyme

The protein kinase C (PKC) family of isozymes is involved in numerous physiological and pathological processes. Our recent data demonstrate that PKC ...

A Functional Assay for Gap Junctional Examination; Electroporation of Adherent Cells on Indium-Tin Oxide

In this technique, cells are cultured on a glass slide that is partly coated with indium-tin oxide (ITO), a transparent, electrically conductive material. A variety of molecules, such as peptides or oligonucleotides can be introduced into essentially 100% of the cells in a non-traumatic manner.&#160; Here, we describe how it can be used to study intercellular, gap junctional communication. Lucifer yellow penetrates into the cells when an electric pulse, applied to the conductive surface on which they are growing, causes pores to form through the cell membrane. This is electroporation. Cells growing on the nonconductive&#160;glass surface immediately adjacent to the electroporated region do not take up Lucifer yellow by electroporation but do acquire the fluorescent dye as it is passed to them via gap junctions that link them to the electroporated cells. The results of the transfer of dye from cell to cell can be observed microscopically under fluorescence illumination. This technique allows for precise quantitation of gap junctional communication. In addition, it can be used for the introduction of peptides or other non-permeant molecules, and the transfer of small electroporated peptides via gap junctions to inhibit the signal in the adjacent, non-electroporated cells is a powerful demonstration of signal inhibition.

This presentation demonstrates a method whereby electroporation of adherent, cultured cells is used for the study of intercellular, junctional communication, while the cells grow on a slide coated with conductive and transparent indium-tin oxide.

Ein Funktionstest für Gap Junction-Prüfung; Elektroporation von adhärenten Zellen auf Indium-Zinn-Oxid

In this technique, cells are cultured on a glass slide that is partly coated with indium-tin oxide (ITO), a transparent, electrically conductive material. ...

Experimental Approaches to Study Mitochondrial Localization and Function of a Nuclear Cell Cycle Kinase, Cdk1

Although mitochondria possess their own transcriptional machinery, merely 1% of mitochondrial proteins are synthesized inside the organelle. The nuclear-encoded proteins are transported into mitochondria guided by their mitochondria targeting sequences (MTS); however, a majority of mitochondrial localized proteins lack an identifiable MTS. Nevertheless, the fact that MTS can instruct proteins to go into the mitochondria provides a valuable tool for studying mitochondrial functions of normally nuclear and/or cytoplasmic proteins. We have recently identified the cell cycle kinase CyclinB1/Cdk1 complex in the mitochondria. To specifically study the mitochondrial functions of this complex, mitochondrial overexpression and knock-down of this complex without interfering with its nuclear or cytoplasmic functions were essential. By tagging CyclinB1/Cdk1 with MTS, we were able to achieve mitochondrial overexpression of this complex to study its mitochondrial targets as well as functions. Via tagging dominant-negative Cdk1 with MTS, inhibition of Cdk1 activity was accomplished particularly in the mitochondria. Potential mitochondrial targets of CyclinB1/Cdk1 complex were identified using a gel-based proteomics approach. Unlike traditional 2D gel analysis, we employed 2-dimensional difference gel electrophoresis (2D-DIGE) technology followed by phosphoprotein staining to fluorescently label differentially phosphorylated proteins in mitochondrial Cdk1 expressing cells. Identification of phosphoprotein spots that were altered in wild type versus dominant negative Cdk1 bearing mitochondria revealed the identity of mitochondrial targets of Cdk1. Finally, to determine the effect of CyclinB1/Cdk1 mitochondrial localization in cell cycle progression, a cell proliferation assay using a synthetic thymidine analogue EdU (5-ethynyl-2&#8242;-deoxyuridine) was used to monitor the cells as they go through the cell cycle and replicate their DNA. Altogether, we demonstrated a variety of approaches available to study mitochondrial localization and activity of a cell cycle kinase. These are advanced, yet easy to follow methods that will be beneficial to many cell biology researchers.

Here, we outline how to study mitochondrial localization of a (cell cycle) kinase, and how to determine its sub-mitochondrial location as well as potential mitochondrial substrates/targets. Forced expression of proteins into the mitochondria provides a useful tool for studying the functional consequences of mitochondrial localization of a protein of interest.

Experimentelle Ansätze zur Untersuchung Mitochondriale Lokalisation und Funktion eines Kernzellzyklus-Kinase, Cdk1

Although mitochondria possess their own transcriptional machinery, merely 1% of mitochondrial proteins are synthesized inside the organelle. The ...

MATLAB-Optimierung zur Analyse mitochondrialer Netzwerke in den Neurowissenschaften

Optimized Automated Analysis of Live Neuronal Mitochondria Homeostasis Modulation by Isoform-Specific Retinoic Acid Receptors

The complex mitochondrial network makes it very challenging to segment, follow, and analyze live cells. MATLAB tools allow the analysis of mitochondria in timelapse files, considerably simplifying and speeding up the process of image processing. Nonetheless, existing tools produce a large output volume, requiring individual manual attention, and basic experimental setups have an output of thousands of files, each requiring extensive and time-consuming handling. 
To address these issues, a routine optimization was developed, in both MATLAB code and live-script forms, allowing for swift file analysis and significantly reducing document reading and data processing. With a speed of 100 files/min, the optimization allows an overall rapid analysis. The optimization achieves the results output by averaging frame-specific data for individual mitochondria throughout time frames, analyzing data in a defined manner, consistent with those output from existing tools. Live confocal imaging was performed using the dye tetramethylrhodamine methyl ester, and the routine optimization was validated by treating neuronal cells with retinoic acid receptor (RAR) agonists, whose effects on neuronal mitochondria are established in the literature. The results were consistent with the literature and allowed further characterization of mitochondrial network behavior in response to isoform-specific RAR modulation. 
This new methodology allowed rapid and validated characterization of whole-neuron mitochondria network, but it also allows for differentiation between axon and cell body mitochondria, an essential feature to apply in the neuroscience field. Moreover, this protocol can be applied to experiments using fast-acting treatments, allowing the imaging of the same cells before and after treatments, transcending the field of neuroscience.

Autor im Rampenlicht: Eine optimierte automatisierte Methode zur Untersuchung von Retinsäurerezeptoren in neuronalen Mitochondrien

The mitochondrial network is extremely complex, making it very challenging to analyze. A novel MATLAB tool analyzes live confocal imaged mitochondria in timelapse images but results in a large output volume requiring individual manual attention. To address this issue, a routine optimization was developed, allowing for speedy file analysis.

Optimierte automatisierte Analyse der homöostase-Modulation lebender neuronaler Mitochondrien durch isoformspezifische Retinsäurerezeptoren

The complex mitochondrial network makes it very challenging to segment, follow, and analyze live cells. MATLAB tools allow the analysis of mitochondria in ...