Diese Methode hilft zu beantworten, ob Explosion traumatische Hirnverletzungen führt zu zerebralen Gefäßverletzungen und wenn der Umfang der Auswirkungen erstreckt sich auf eine beeinträchtigte myogene Vaskuläre Reaktion. Die isolierte druckdruckende arterielle Präparation ermöglicht es uns, die direkten Auswirkungen der Explosionsexposition auf hirnarteriende Vonfällen von den indirekten Auswirkungen der Explosionsexposition gegenüber dem Gehirn zu trennen. Isolierte und unter Druck stehende arterielle Präparate können verwendet werden, um die Gefäßfunktion bei einer Vielzahl von Krankheiten oder Erkrankungen zu untersuchen, einschließlich Schlaganfall, Bluthochdruck und dann Diabetes.
Das Ziel unserer Studien ist es, die Therapien zu identifizieren, die die Fähigkeit der zerebralen Durchblutung erhalten, um das Gehirn vor den schädlichen Auswirkungen von Blutungen zu schützen. Die heutigen Verfahren demonstrieren Maggie Parsley, die stellvertretende Direktorin unseres Labors, und Yaping Zeng, unsere Chef-Forschungstechnikerin. Um den fortschrittlichen Strahlsimulator (ABS) vorzubereiten, verwenden Sie ein 2,54 Zentimeter großes Klebeband, um entlang der Oberkante von vier gestapelten vorgeschnittenen Mylar-Platten zu kleberen.
Mit einem zweiten Stück Klebeband sichern Sie die obere Kante der Mylar-Membran an der Oberseite der Expansionskammer über der Mitte der Öffnung zwischen Fahrer und Erweiterungskammern. Ersetzen Sie die beiden Fadenstangen an der Oberseite der Kammer und ziehen Sie alle Kappenmuttern, die die Kammer umgeben, von Hand fest, um die Fahrerkammer gegen die Mylar-Membran zu sichern. Ziehen Sie den hydraulischen Handpumpenknopf fest und beobachten Sie eine konstante Druckschwelle auf der Hydraulischen Spurweite, um zu bestätigen, dass die Fahrerkammer ohne Leckagen unter Druck bleibt.
Öffnen Sie dann die Triggererfassungsdatei, die Druckspuren von ABS-Strahlgeräten auf dem ABS-Blastgerätecomputer aufzeichnet. Um die anästhesierte Ratte auf die Verletzung vorzubereiten, verwenden Sie eine lange Aufnahme-Pinzette, um die Zunge zur Seite zu positionieren und mit einer lidocaingetränkten Wattestäbchenspitze entlang der Innenseite des Halses zu wischen, bevor Sie sanft eine Stylette mit einem Endotrachealrohr in die Luftröhre einfügen. Einmal intubiert, legen Sie das Ende des Beatmungsschlauchs an das äußere Ende des Endotrachealrohrs und beobachten und bestätigen, dass die Ratte stetig und ohne Schwierigkeiten atmet.
Entfernen Sie anschließend die ABS-Probenschale aus der Probenkammer und wärmen Sie das Fach unter einer Wärmelampe. Während sich das Tablett erwärmt, rasieren Sie die Oberseite der Kopfhaut von oberhalb der Augen bis zwischen den Ohren und schneiden Sie mit einer Schere einen Standard-Schaumohrstecker von der Basis bis zur abgerundeten Spitze in identische vertikale Hälften. Dann legen Sie ein halbiertes Stück in jede Ohrspitze, zuerst entlang des Gehörgangs, bis der Kontakt mit der tympanischen Membran hergestellt wird.
Entfernen Sie den Ventilatorschlauch aus dem Endotrachealrohr, schieben Sie die Ratte schnell aber schonend in das obere Ende der Probenschale und führen Sie den Kopf vorsichtig durch die Kopfhalteröffnung und den Gummikragen. Wenn die Ratte an Ort und Stelle ist, setzen Sie den Ventilatorschlauch wieder in das Endotrachealrohr ein und überprüfen Sie, ob der Gummikragen fest, aber nicht fest um den Hals befestigt ist und dass die Ratte in einer seitlich enblättrige Position liegt. Dann verriegeln und sichern Sie das ABS-Probentablett mit der anästhesierten Ratte in die ABS-Probenkammer und kneifen Sie die Hinterpfotenzehen vorsichtig alle drei Sekunden mit langer Pinzette, bis eine Entzugreflexreaktion ausgelöst wird.
Klicken Sie auf der geöffneten Erfassungsseite auf dem ABS-Blastgerätecomputer auf Start und halten Sie den ABS-Strahlgeräteauslöser im Erfassungsfenster gedrückt, bis die Explosion abläuft, die Mylar-Membran zerbricht und die ABS-Blast-Verletzung verwaltet. Gleich nach der Explosion detoniert, starten Sie einen zweiten Timer, um zu verfolgen, wie viel Zeit in Minuten und Sekunden vergeht, bis die Ratte sich selbst, nach der Verletzung, rechtet, und legen Sie die Ratte in die Supine-Position auf dem blauen Pad und Erwärmung für die Beurteilung der Ratingreflexunterdrückung. Um die mittlere Zerebrale zu extrahieren, verwenden Sie eine Nummer 10 Skalpellklinge, um einen zentralen eineinhalb Zoll vertikalen Knochen-tiefen Schnitt von der Oberseite der rasierten Kopfhaut zum okzipitalen Condyle zu machen und verwenden Sie kleine Knochenrongeurs, um die Kopfhaut zu öffnen und vom Schädelknochen zu trennen.
Mit großen Knochenrongeurs, schneiden und extrahieren Sie die okzipitale, interparietal, und untere Hälfte der frontalen Knochen umgibt das Gehirn und verwenden Sie einen chirurgischen Spachtel, um sorgfältig das Gehirn aus dem Schädel zu graben, sobald es von dem umgebenden Knochen befreit wurde. Legen Sie das geerntete Gehirn in eine kleine Glas-Petri-Schale mit gekühlter physiologischer Salzlösung oder PSS auf einem festen Eisblock unter einem Sezierendes Mikroskop ab und entfernen Sie vorsichtig sowohl die linke als auch die rechte mittlere Hirnarterie nader, oder MCAs, beginnend am Kreis von Willis und weiter seitlich und dorsal für etwa vier bis fünf Millimeter. Verwenden Sie Mikrozange, um die gesammelten MCA-Segmente sanft zu reinigen und die Arterien auf einen Arteriographen zu montieren.
Das proximale Ende jedes Segments mit einer Mikropipette mit 70 Mikrometern Durchmesser ankleben und die Pipetten mit 10-O-Nylon-Nähten sichern. Durchdringen Sie die Leuchte mit PSS, um Restblut zu entfernen und das distale Ende jedes Segments mit einer zweiten Mikropipette zu nuperieren, ohne das arterielle Gewebe zu dehnen. Sichern Sie die Mikropipetten mit einem zweiten Satz von 10-O Nylon Nähten und stellen Sie den Arteriographen auf die Bühne eines invertierten Mikroskops mit einer Kamera und einem Monitor ausgestattet.
Heben Sie die mit den Mikropipetten verbundenen Reservoirflaschen auf eine angemessene Höhe über den Segmenten an, um die MCA-Segmente 60 Minuten lang bei einem Druck von 50 MillimeterQuecksilber auszubessern. Am Ende der Ausgleichsperiode stellen Sie die Flaschen in unterschiedlichen Höhen aufeinander, um die dilatatorischen Reaktionen des Gefäßes zu untersuchen, senken Sie die Reservoirflaschen, um den intravaskulären Druck auf 80 Millimeter Quecksilber zu reduzieren, und lassen Sie die Segmente 10 Minuten lang ausgleichen. Reduzieren Sie dann den intravaskulären Druck auf 60, 40 und 20 Millimeter Quecksilber, sodass sich die Segmente nach jeder Druckänderung ausdemieren können.
In diesem repräsentativen Diagramm wird der arterielle Durchmesser auf der Y-Achse als prozentuale Veränderung des Durchmessers bei einem Ausgangsdruck von 100 Millimeter Quecksilber dargestellt. Auf der X-Achse werden die verschiedenen intravaskulären Drücke gezeigt, bei denen die arteriellen dilatatorischen Reaktionen getestet wurden. Für die Scheinverletzungsgruppe stiegen die MCA-Durchmesser über dem Ausgangswert und verdichteten sich normal weiter, da der intraluminale Druck von 100 auf 20 Millimeter Quecksilber reduziert wurde.
Im Gegensatz dazu wurden die dilatatorischen Reaktionen der MCA auf die kontinuierliche verordnete Verringerung des intravaskulären Drucks in den beobachteten 30- und 60-minütigen explosionsinduzierten traumatischen Hirnverletzungsgruppen in ihrer Fähigkeit, nach der Explosionsexposition zu erweitern, signifikant reduziert, was auf eine signifikante Beeinträchtigung der zerebralen gefäßerweiternden Reaktionen auf reduzierten Druck hindeutet. Die Gefäßextraktions-, Rückgewinnungs-, Montage- und Überflusstechniken sind enorm kompliziert, und bei der Durchführung dieser Verfahren sollte jede Präzise-Betreuung unternommen werden.
