Cette méthode aide à répondre si les dommages traumatiques de souffle de cerveau ont comme conséquence des dommages vasculaires cérébraux et si la portée des effets s’étend à une réponse vasculaire myogenic altérée. La préparation artérielle pressurisée isolée nous permet de séparer les effets directs de l’exposition aux explosions sur les artères cérébrales des effets indirects causés par l’exposition aux explosions au cerveau. Les préparations artérielles isolées et pressurisées peuvent être utilisées pour étudier la fonction vasculaire dans une variété de maladies ou de conditions, y compris l’AVC, l’hypertension, puis le diabète.
Le but de nos études est d’identifier les thérapies qui maintiennent la capacité de la circulation cérébrale à protéger le cerveau contre les effets délétères de l’hémorragie. Maggie Parsley, directrice adjointe de notre laboratoire, et Yaping Zeng, notre technicienne en recherche en chef, démontreront les procédures aujourd’hui. Pour préparer le simulateur de souffle avancé, ou ABS, utilisez un morceau de ruban masquant de 2,54 centimètres pour ruban adhésif le long du bord supérieur de quatre feuilles mylar empilées pré-coupées.
À l’aide d’un deuxième morceau de ruban adhésif, fixez le bord supérieur de la membrane Mylar jusqu’au sommet de la chambre d’expansion au-dessus du centre de l’ouverture entre le conducteur et les chambres d’expansion. Remplacez les deux tiges tout en fil en haut de la chambre et serrez à la main toutes les écrous de bouchon entourant la chambre pour fixer la chambre du conducteur contre la membrane Mylar. Serrez le bouton de la pompe hydraulique à main et observez un seuil de pression constant sur la jauge hydraulique pour confirmer que la chambre du conducteur reste pressurisée sans fuite.
Ouvrez ensuite le fichier d’acquisition de déclencheur qui enregistre les traces de pression du dispositif de souffle ABS sur l’ordinateur du dispositif de dynamitage ABS. Pour préparer le rat anesthésié à la blessure, utilisez de longues pinces à épiler pour positionner la langue sur le côté et essuyer l’intérieur de la gorge à l’aide d’une pointe d’écouvillon de coton imbibé de lidocaïne avant d’insérer doucement une stylette contenant un tube entétraché dans la trachée. Une fois intubé, insérez l’extrémité du tuyau de ventilateur à l’extrémité extérieure du tube entéracheal et observez et confirmez que le rat respire régulièrement et sans difficulté.
Ensuite, retirez le bac à spécimens ABS de la chambre du spécimen et réchauffez le plateau sous une lampe chauffante. Pendant que le plateau se réchauffe, rasez le dessus du cuir chevelu du dessus des yeux entre les oreilles et utilisez des ciseaux pour couper un bouchon d’oreille en mousse de taille standard de la base à la pointe arrondie en moitiés verticales identiques. Insérez ensuite un morceau coupé en deux dans chaque extrémité de l’oreille, d’abord le long du conduit auditif, jusqu’à ce que le contact soit fait avec la membrane tympanique.
Retirer le tuyau de ventilation du tube entéotracheal, glisser rapidement mais doucement le rat dans l’extrémité supérieure du plateau de l’échantillon, en guidant soigneusement la tête à travers l’ouverture du porte-tête et le collier en caoutchouc. Lorsque le rat est en place, réinsérer le tuyau du ventilateur dans le tube entéracheal et vérifier que le collier en caoutchouc est solidement fixé, mais pas étroitement autour du cou, et que le rat est couché dans une position latérale sujette. Verrouillez et fixez ensuite le bac à spécimens ABS contenant le rat anesthésié dans la chambre de spécimen abs et pincez doucement les pattes postérieures avec de longues pinces toutes les trois secondes jusqu’à ce qu’une réponse réflexe de retrait soit obtenue.
Cliquez sur Démarrer sur la page d’acquisition ouverte sur l’ordinateur du dispositif de souffle ABS et appuyez et maintenez le déclencheur du dispositif de souffle ABS dans la fenêtre d’acquisition jusqu’à ce que l’explosion se déclenche, la rupture de la membrane Mylar et l’administration de la blessure de souffle ABS. Juste après que l’explosion explose, démarrez une deuxième minuterie pour garder une trace du temps écoulé en quelques minutes et secondes jusqu’à ce que le rat lui-même, après la blessure, et placer le rat dans la position supine sur le tampon bleu et le réchauffement pour l’évaluation de la suppression réflexe de notation. Pour extraire l’artère cérébrale moyenne, utilisez une lame de scalpel numéro 10 pour faire une incision verticale centrale d’un pouce et demi en profondeur osseuse du haut du cuir chevelu rasé au condyle occipital et utilisez de petits rongeurs osseux pour ouvrir et séparer la peau du cuir chevelu de l’os du crâne.
À l’aide de grands rongeurs osseux, coupez et extrayez l’occipital, l’interpariétal et la moitié inférieure des os frontaux qui enveloppent le cerveau et utilisez une spatule chirurgicale pour excaver soigneusement le cerveau du crâne une fois qu’il a été libéré de l’os environnant. Déposez le cerveau récolté dans une petite boîte de Pétri en verre contenant une solution physiologique réfrigérée de sel, ou PSS, sur un bloc de glace solide sous un microscope disséquant, et retirez soigneusement les artères cérébrales moyennes gauches et droites, ou MCA, commençant par le cercle de Willis et continuant latéralement et dorsalement pendant environ quatre à cinq millimètres. Utilisez des micro forceps pour nettoyer délicatement les segments MCA collectés et monter les artères sur un artérographe.
Cannulate l’extrémité proximale de chaque segment avec un verre, micropipette de diamètre de micromètre et fixer les pipettes avec des sutures en nylon 10-O. Imprènuez doucement le lumina avec pss pour enlever n’importe quel sang résiduel et cannulate l’extrémité distale de chaque segment avec une deuxième micropipette sans étirer le tissu artélial. Fixez les micropipettes avec un deuxième ensemble de sutures en nylon 10-O et placez l’artérographe sur la scène d’un microscope inversé équipé d’une caméra et d’un moniteur.
Augmenter les bouteilles du réservoir reliées aux micropipettes à une hauteur appropriée au-dessus des segments pour équilibrer les segments mca à une pression de 50 millimètres de mercure pendant 60 minutes. À la fin de la période d’équilibrage, réglez les bouteilles à différentes hauteurs les unes aux autres pour examiner les réactions dilatoires du navire, abaisser les bouteilles du réservoir pour réduire la pression intravasculaire à 80 millimètres de mercure et permettre aux segments d’équilibrer pendant 10 minutes. Ensuite, réduisez la pression intravasculaire à 60, 40 et 20 millimètres de mercure, permettant aux segments d’équilibrer après chaque changement de pression.
Dans ce graphique représentatif, le diamètre artélial est représenté sur l’axe Y comme le changement en pourcentage du diamètre à une pression de base de 100 millimètres de mercure. Sur l’axe X, les différentes pressions intravasculaires auxquelles les réponses dilatoires artérielles ont été testées sont montrées. Pour le groupe des blessures simulées, les diamètres de MCA ont augmenté au-dessus de la ligne de base et ont continué à se dilater normalement pendant que la pression intraluminale a été réduite de 100 à 20 millimètres de mercure.
En revanche, les réponses dilatoires de MCA à la réduction imposée continue de la pression intravasculaire dans les groupes traumatiques observés de 30 et 60 minutes de dommages traumatiques de souffle-induits ont été sensiblement réduites dans leur capacité de se dilater après exposition de souffle, indiquant une affaiblissement significative des réponses vasodilatory cérébrales à la pression réduite. Les techniques d’extraction, de récupération, de montage et de profusion des navires sont extrêmement complexes, et tous les efforts de soin précis doivent être pris lors de l’exécution de ces procédures.
