Wir erkennen die folgenden Finanzierungsquellen an: NIH NINDS - K08NS101122 (JB), R01NS040337 (JK), R01NS044370 (JK), University of Virginia School of Medicine (JB).

Alle Tierversuche wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of Virginia genehmigt.
1. Elektrodenbau/Kabelaufbau
<ol><li>Verwenden Sie einen unipolar isolierten Edelstahldraht (0,005 "nackter Durchmesser, 0,008" beschichtet), um eine Elektrode herzustellen, die mit einem buchsenförmigen Steckverbinder (Buchsenanschluss 0,079) verbunden ist.</li>
	<li>Verwenden Sie ein spezielles, maßgefertigtes Kabel, um Tiere an den Verstärker anzuschließen.<ol>
<li>Schließen Sie einen 4-poligen Stecker (Stecker 0,079") an den 4-Kanal-Einheitsverstärkungsimpedanzanpassungs-Operationsverstärker (Operationsverstärker) an. Schließen Sie einen 10K-Widerstand an die Drähte an, die mit der 9-V-Batterie verbunden sind. Ein Massekabel, das nicht mit dem Operationsverstärker verbunden ist, fungiert als Mittelpunkt der Batterie.</li>
		<li>Verbinden Sie ein Ende des Kabels (AWG, 0,012" OD) mit dem Operationsverstärker und verbinden Sie das andere Ende des Kabels mit dem Verstärker.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Elektrodenimplantationschirurgie
<ol><li>Betäuben Sie den Welpen (postnataler Tag 9) mit 4-5% Isofluran in einer nach unten fließenden Haube. Vor Beginn des Eingriffs wird den Welpen Bupivacain injiziert (0,02-0,05 ml, 0,25% subkutane lokale Infiltration).</li>
	<li>Sobald das Tier unbeweglich ist, in ein stereotaktisches Stadium mit einem Nasenkegel überführen. Verwenden Sie die Rückseite der Ohrstange, da sie weich ist, um den Kopf ruhig zu halten. In diesem Alter haben Welpen kein voll entwickeltes Ohr, um das spitze Ende der Ohrstange zu benutzen.</li>
	<li>Drehen Sie den Isofluranfluss herunter und halten Sie ihn bei 2,5-3%. Behalten Sie die stetige Atmung des Welpen während des gesamten chirurgischen Eingriffs im Auge. Kneifen Sie den Schwanz, um die Schmerzreaktion zu überprüfen, und fahren Sie dann mit dem Einschnitt fort.</li>
	<li>Sterilisieren Sie den Einschnittbereich am Schädel mit Betadin und Alkohol (3 Zyklen alternierendes Jod und 70% Ethanol). Drapieren Sie den umgebenden Körperteil so, dass die Inzisionsregion sichtbar ist.</li>
	<li>Öffnen Sie die Kopfhaut anterior-posterior von leicht über den Augen und ziehen Sie etwa 0,5 cm Haut zurück. Positionieren Sie den Mauskopf auf der stereotaktischen Stufe, so dass die Haut nach außen zieht und den Schädel freilegt.</li>
	<li>Tragen Sie Wasserstoffperoxid mit einem Wattestäbchen auf den Schädel auf und kratzen Sie den Schädel mit einer Skalpellklinge sauber. Der Schädel ist sehr weich; Seien Sie beim Schaben vorsichtig.</li>
	<li>Tragen Sie einen Tropfen (ca. 50 μL) Klebstoff auf und verteilen Sie ihn mit seinem Applikator im freiliegenden Schädelbereich. 40 s lang UV-Licht aussetzen, um den Klebstoff einzustellen.</li>
	<li>Messen Sie die Koordinaten mit dem freiliegenden Bregma als Referenz. Implantatelektroden bilateral in der CA1-Region des Hippocampus [-3,5 mm dorsal-ventral (DV), ±2 mm medial-lateral (ML), -1,75 mm tief (D)] und bilateral im parietalen Kortex [-1,22 mm DV, ±0,5 mm ML, -1 mm D] und einer Referenzelektrode im Kleinhirn17. Verwenden Sie eine 32 G Nadel, um ein Loch an der markierten Stelle zu erzeugen.</li>
	<li>Reinigen Sie das Blut von der Oberfläche des Schädels. Untere Elektroden, die an der Buchse befestigt sind, verbinden sich mit Hilfe des stereotaktischen Arms mit dem Gehirn und fixieren sie mit dentalem Acryl. Implantieren Sie die Elektrode in das Gehirn. Das Headset mit Buchsenanschluss sitzt auf dem Schädel, der mit dentalem Acryl zusammengeklebt ist.</li>
	<li>Injizieren Sie Ketoprofen (5 mg/kg) subkutan in den interskapulären Bereich, sobald die Elektrode fixiert ist. Legen Sie die Welpen zurück zur Mutter. HINWEIS: Bringen Sie die Hälfte des Wurfes mit dem Headset sofort der Mutter vor, anstatt sie einzeln vorzustellen. Dies verhindert, dass die Mutter das Headset des Welpen beschädigt.</li>
</ol>3. EEG-Einrichtung und -Aufzeichnung (Baseline/Pre-Injury)
<ol><li>Nach 24 Stunden Erholung nach der Elektrodenimplantation legen Sie jedes Tier in eine beheizte (37 °C) maßgefertigte Plexiglaskammer für die EEG-Aufzeichnung. Diese Kammer wird auch als Hypoxiekammer dienen.</li>
	<li>Schließen Sie die Welpen in der Kammer über ein flexibles Kabel (maßgefertigtes Operationsverstärkerkabel) an ein Video-EEG-Überwachungssystem an. HINWEIS: Mit dem Headset sind die Mäuse frei beweglich und zeigen keine Unterschiede im Verhalten. Einmal an den Elektrodendrähten befestigt, müssen die Drähte innerhalb des Kammerstrangs eingestellt werden, um die richtige Menge an Durchhang zu gewährleisten, damit sich der Welpe frei in der Kammer bewegen kann.</li>
	<li>Digitalisieren Sie die EEG-Daten bei 1000 Hz mit 1K-Verstärkung mit einem Grasverstärker. Überprüfen Sie das EEG-Signal (Bandpassfilter zwischen 3-70 Hz) später mit der Software (z. B. LabChart Pro).</li>
	<li>Zeichnen Sie ein Basis-EEG vor der Verletzung für 30 Minuten auf, bevor Sie die Tiere für das Ligaturverfahren der Halsschlagader trennen.</li>
</ol>4. Ligatur der linken Halsschlagader
<ol><li>Betäuben Sie den Welpen (postnataler Tag 10) mit 4-5% Isofluran in einer nach unten fließenden Haube und legen Sie ihn auf ein speziell angeordnetes Setup auf einem Wasserbadpolster. Positionieren Sie die Tierlage und sichern Sie die Vorderbeine mit Papierklebeband.<ol>
<li>Senken Sie den Isofluranfluss auf 2-3%. Kneifen Sie den Schwanz für die Schmerzreaktion und überwachen Sie die Atmung während des gesamten Eingriffs.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sterilisieren Sie den Inzisionsbereich (zwischen Unterkiefer und Schlüsselbein) auf der linken Halsseite mit Betadin und Alkohol (3 Zyklen alternierend Jod und 70% Ethanol).</li>
	<li>Machen Sie einen ca. 1 cm langen Schnitt auf der linken Seite des Halses mit Mikroscheren. Ziehen Sie mit einem Seziermikroskop das Unterhautgewebe und die Haut vorsichtig zurück, um die Halsschlagader freizulegen. Achten Sie darauf, den Vagusnerv (der seitlich zur Arterie verläuft) zu identifizieren und ihn vorsichtig von der Arterie zu trennen und zurückzuziehen.</li>
	<li>Fädeln Sie eine 5 cm lange sterile Seidennaht unter der Arterie mit Mikroforcepen ein. Binden Sie eine doppelt verknotete Naht um die Arterie, um den Fluss zu verschließen.</li>
	<li>Schneiden Sie die überschüssige Naht ab und schließen Sie die freiliegende Arterie, indem Sie das Unterhautgewebe und die Haut zurückziehen. Verwenden Sie Tierarztbindung, um den Schnitt zu versiegeln.</li>
	<li>Setzen Sie das Tier wieder auf eine kontinuierliche EEG-Überwachung in einer Kammer bei Raumtemperatur, die auf eine wärmende Matratze gelegt wird. Führen Sie stichprobenartige Infrarot-Temperaturüberprüfungen der Kerntemperatur des Welpen durch, um ein Öffnen der Kammer zu vermeiden. Lassen Sie das Tier sich 1 h vor der Hypoxie erholen.</li>
</ol>5. EEG und Hypoxie
<ol><li>Überwachen Sie kontinuierlich FiO2 (Anteil des inspirierten Sauerstoffs) in der Kammer über einen Sauerstoffmonitor.</li>
	<li>Spülen Sie die Kammer mit 60 L/min 100% N2 und 0,415 L/min für 100% O2. Sobald die Sauerstoffsättigung in der Kammer 12% erreicht, verringern Sie den N2-Durchfluss auf 10 l / min, während der O2-Fluss unverändert bleibt. Mit kleinen Anpassungen halten Sie den FiO2 45 Minuten lang bei 8%.</li>
	<li>Nach 45 Minuten Hypoxie-Exposition kehren Sie FiO2 auf 21% zurück.</li>
	<li>Lassen Sie die Welpen sich in der Kammer erholen und überwachen Sie das EEG für 2 h nach Hypoxie.</li>
	<li>Trennen Sie nach Abschluss der Aufzeichnungszeit die Mäuse von der EEG-Aufzeichnung und kehren Sie zur Mutter zurück.</li>
</ol>6. EEG-Analyse
<ol><li>Analysieren Sie die EEG-Datei mit Video in LabChart Pro. Lassen Sie einen verblindeten Forscher das EEG für Anfälle und Hintergrundmuster markieren17. Anfälle sind definiert als ein elektrographisches Ereignis, das länger als 10 Sekunden dauert, mit hochfrequenten rhythmischen Scharfwellenentladungen (≥3x Baseline) mit klarer Evolution17.</li>
	<li>Lassen Sie einen zweiten verblindeten Forscher markierte Ereignisse nach dem Zufallsprinzip überprüfen, um eine Einigung zu erzielen.</li>
	<li>Überprüfen Sie das zugehörige Video für jedes markierte elektrographische Ereignis und analysieren Sie es gemäß dem Neonaten-Verhaltensanfalls-Score16. Kurz gesagt, diese Punktzahl reicht von 0-6 (Unbeweglichkeit bis schweres tonisch-klonisches Verhalten). Um die Anfallssemilologie weiter zu charakterisieren, analysieren Sie das Verhalten auf Lateralität (multifokale / bilaterale Bewegungen vs. fokale / unilaterale vs. gemischte).</li>
	<li>Erstellen Sie ein Leistungsspektrogramm. Verwenden Sie eine Fast-Fourier-Transformation mit einem Cosine-Bell-Datenfenster mit einer Größe von 1024 Datenpunkten. Erstellen Sie eine glatte x-Achse im Spektrogramm mit Hilfe einer Fensterüberlappung von 87,5%. Drücken Sie die Leistung als μV218 aus.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Vasudevan, C., Levene, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epidemiology+and+aetiology+of+neonatal+seizures.">Epidemiology and aetiology of neonatal seizures.</a> Seminars in Fetal &amp; Neonatal Medicine. , (2013).</li><li>Volpe, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neonatal+Seizures.">Neonatal Seizures.</a> Volpe's Neurology of the Newborn. , 275-321 (2018).</li><li>Shankaran, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Network+EKSNNR.+Childhood+outcomes+after+hypothermia+for+neonatal+encephalopathy.">Network EKSNNR. Childhood outcomes after hypothermia for neonatal encephalopathy.</a> New England Journal of Medicine. 366 (22), 2085-2092 (2012).</li><li>Pappas, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cognitive+outcomes+after+neonatal+encephalopathy.">Cognitive outcomes after neonatal encephalopathy.</a> Pediatrics. 135 (3), 624-634 (2015).</li><li>van Schie, P. 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B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+influence+of+immaturity+on+hypoxic-ischemic+brain+damage+in+the+rat.">The influence of immaturity on hypoxic-ischemic brain damage in the rat.</a> Annals of Neurology. 9 (2), 131-141 (1981).</li><li>Burnsed, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypoxia-ischemia+and+therapeutic+hypothermia+in+the+neonatal+mouse+brain--a+longitudinal+study.">Hypoxia-ischemia and therapeutic hypothermia in the neonatal mouse brain--a longitudinal study.</a> PLoS One. 10 (3), 0118889 (2015).</li><li>Semple, B. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+development+in+rodents+and+humans:+Identifying+benchmarks+of+maturation+and+vulnerability+to+injury+across+species.">Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species.</a> Progress in Neurobiology. , 1-16 (2013).</li><li>Comi, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gabapentin+neuroprotection+and+seizure+suppression+in+immature+mouse+brain+ischemia.">Gabapentin neuroprotection and seizure suppression in immature mouse brain ischemia.</a> Pediatric Research. 64 (1), 81-85 (2008).</li><li>Comi, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+model+of+stroke+and+ischemic+seizures+in+the+immature+mouse.">A new model of stroke and ischemic seizures in the immature mouse.</a> Pediatric Neurology. 31 (4), 254-257 (2004).</li><li>Kadam, S. D., White, A. M., Staley, K. J., Dudek, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+Electroencephalographic+Monitoring+with+Radio-Telemetry+in+a+Rat+Model+of+Perinatal+Hypoxia-Ischemia+Reveals+Progressive+Post-Stroke+Epilepsy.">Continuous Electroencephalographic Monitoring with Radio-Telemetry in a Rat Model of Perinatal Hypoxia-Ischemia Reveals Progressive Post-Stroke Epilepsy.</a> Journal of Neuroscience. 30 (1), 404-415 (2010).</li><li>Burnsed, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+Circuit+Activity+during+Neonatal+Hypoxic+-+Ischemic+Seizures+in+Mice.">Neuronal Circuit Activity during Neonatal Hypoxic - Ischemic Seizures in Mice.</a> Annals of Neurology. 86, 927-938 (2019).</li><li>Sampath, D., White, A. M., Raol, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+neonatal+seizures+in+an+animal+model+of+hypoxic-ischemic+encephalopathy.">Characterization of neonatal seizures in an animal model of hypoxic-ischemic encephalopathy.</a> Epilepsia. 55 (7), 985-993 (2014).</li><li>Sampath, D., Valdez, R., White, A. M., Raol, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anticonvulsant+effect+of+flupirtine+in+an+animal+model+of+neonatal+hypoxic-ischemic+encephalopathy.">Anticonvulsant effect of flupirtine in an animal model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy.</a> Neuropharmacology. 123, 126-135 (2017).</li><li>Kang, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=and+sex-dependent+susceptibility+to+phenobarbital-resistant+neonatal+seizures:+role+of+chloride+co-transporters.">and sex-dependent susceptibility to phenobarbital-resistant neonatal seizures: role of chloride co-transporters.</a> Frontiers in Cellular Neuroscience. 9, 1-16 (2015).</li><li>Zanelli, S., Goodkin, H. P., Kowalski, S., Kapur, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+transient+acute+hypoxia+on+the+developing+mouse+EEG.">Impact of transient acute hypoxia on the developing mouse EEG.</a> Neurobiology of Disease. 68, 37-46 (2014).</li><li>Lewczuk, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=EEG+and+behavior+patterns+during+experimental+status+epilepticus.">EEG and behavior patterns during experimental status epilepticus.</a> Epilepsia. 59 (2), 369-380 (2017).</li><li>Wu, D., Martin, L. J., Northington, F. J., Zhang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oscillating+gradient+diffusion+MRI+reveals+unique+microstructural+information+in+normal+and+hypoxia-ischemia+injured+mouse+brains.">Oscillating gradient diffusion MRI reveals unique microstructural information in normal and hypoxia-ischemia injured mouse brains.</a> Magnetic Resonance in Medicine. 72 (5), 1366-1374 (2014).</li></ol>

Wir haben ein Modell für die kontinuierliche Video-EEG-Überwachung bei neonatalen Mäusen während hypoxisch-ischämischer Anfälle vorgestellt. Die Videoanalyse in Verbindung mit dem EEG ermöglicht die Charakterisierung der Anfallssemilologie. Die Analyse des EEG ermöglicht die Extraktion von Leistungsspektrogrammen und die Hintergrundamplitudenanalyse.
Die korrekte und sorgfältige Platzierung der Elektroden ist in diesem Protokoll von entscheidender Bedeutung, da Verletzungen während d...

Hypoxische ischämische Enzephalopathie (HIE) ist eine Erkrankung, die jährlich 1,5 von 1000 Neugeborenen betrifft und die häufigste Ursache für neonatale Anfälle ist1,2. Säuglinge, die überleben, haben ein Risiko für verschiedene neurologische Behinderungen wie Zerebralparese, geistige Behinderung und Epilepsie3,4,5.
Tiermodelle spielen eine entscheidende Rolle beim Verständnis und der Untersuchung der Pathophysiologie von Hypoxie-Ischämie und neonatalen Anfällen6,7. Ein modifiziertes Vannucci-Modell wird verwendet, um eine Hypoxie-Ischämie (HI) am postnatalen Tag 10 (p10)7,8 zu induzieren. Mauswelpen dieses Alters übersetzen neurologisch grob auf den vollen Begriff menschliches Neugeborenes9.
Die kontinuierliche Überwachung der Videoelektroenzephalographie (EEG), die in Verbindung mit diesem Verletzungsmodell verwendet wird, ermöglicht ein weiteres Verständnis und eine Charakterisierung neonataler hypoxischer ischämischer Anfälle. Frühere Studien haben verschiedene Methoden zur Analyse neonataler Anfälle bei Nagetieren verwendet, einschließlich Videoaufnahmen, begrenzter EEG-Aufzeichnungen und Telemetrie-EEG-Aufzeichnungen10,11,12,13,14,15,16. Im folgenden Manuskript diskutieren wir ausführlich den Prozess der Aufzeichnung des kontinuierlichen Video-EEG bei Mauswelpen während einer Hypoxie-Ischämie. Diese Technik zur kontinuierlichen Video-EEG-Überwachung bei neonatalen Mauswelpen könnte auf eine Vielzahl von Krankheits- und Anfallsmodellen angewendet werden.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;SURGERY&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ball Point Applicator</td><td>Metrex Research</td><td>8300-F</td><td>i-bond applicator</td></tr><tr><td>Cranioplast (Powder/Resin)</td><td>Coltene</td><td>H00383</td><td>Perm Reline/Power</td></tr><tr><td>I-Bond</td><td>Kulzer GmbH, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LOOK Silk Suture</td><td>Surgical Specialities Corporation</td><td>SP115</td><td>LOOK SP115 Black Braided Silk Non absorbable surgical suture</td></tr><tr><td>RS-5168 Botvin Forceps</td><td>Roboz Surgical Instrument</td><td>RS5168</td><td>Forcep for surgery/ligation</td></tr><tr><td>RS-5138 Graefe Forceps</td><td>Roboz Surgical Instrument</td><td>RS5138</td><td>Forcep for surgery/ligation</td></tr><tr><td>UV light for I-Bond</td><td>Blast Lite By First Media</td><td>BL778</td><td>UV ligth for I-bond</td></tr><tr><td>Vannas Microdissecting Scissor</td><td>Roboz Surgical Instrument</td><td>RS5618</td><td>Scissor for ligation</td></tr><tr><td>Vet Bond</td><td>3M Vetbond</td><td>1469SB</td><td>Vet Glue</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;HYPOXIA&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hypoxidial</td><td>Starr Life Science</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oxygen sensor</td><td>Medical Products</td><td></td><td>MiniOxI- oxygen analyzer/sensor for hypoxia rig</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;EEG RECORDING&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Female receptacle connector 0.079&quot;</td><td>Mill-Max Manufacturing Corp</td><td>832-10-024-10-001000</td><td>Ordered from Digikey</td></tr><tr><td>Grass Amplifier</td><td>Natus Neurology Incorporated</td><td></td><td>Grass Product</td></tr><tr><td>LabChart Pro</td><td>ADI Instruments</td><td></td><td>Software to run the system</td></tr><tr><td>Male Socket Connector 0.079&quot;</td><td>Mill-Max Manufacturing Corp</td><td>833-43-024-20-001000</td><td>Ordered from Digikey</td></tr><tr><td>Operational Amplifier</td><td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td><td>TLC2274CD</td><td>TLC2274 Quad Low-Noise Rail-to Rail Operational Amplifier</td></tr><tr><td>Operational Amplifier</td><td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td><td>TLC2272ACDR</td><td>TLC2274 Quad Low-Noise Rail-to Rail Operational Amplifier</td></tr><tr><td>Stainless Steel wire</td><td>A-M Systems</td><td>791400</td><td>0.005&quot; Bare/0.008&quot; Coated 100 ft</td></tr><tr><td>Ultra-Flexible Wire</td><td>McMaster-Carr</td><td>9564T1</td><td>36 Gauze wire of various color</td></tr></tbody></table>

continuous video electroencephalogram during hypoxia-ischemia in neonatal mice

Hypoxie-Ischämie ist die häufigste Ursache für neonatale Anfälle. Tiermodelle sind entscheidend für das Verständnis der Mechanismen und der Physiologie, die neonatale Anfälle und Hypoxie-Ischämie zugrunde liegen. Dieses Manuskript beschreibt eine Methode zur kontinuierlichen Überwachung des Videoelektroenzephalogramms (EEG) bei neugeborenen Mäusen, um Anfälle zu erkennen und den EEG-Hintergrund während einer Hypoxie-Ischämie zu analysieren. Die Verwendung von Video und EEG in Verbindung ermöglicht die Beschreibung der Anfallssemilologie und die Bestätigung von Anfällen. Diese Methode ermöglicht auch die Analyse von Leistungsspektrogrammen und EEG-Hintergrundmustertrends über den experimentellen Zeitraum. In diesem Hypoxie-Ischämie-Modell ermöglicht die Methode die EEG-Aufzeichnung vor der Verletzung, um eine normative Baseline und während der Verletzung und Genesung zu erhalten. Die Gesamtüberwachungszeit ist durch die Unfähigkeit begrenzt, Die Welpen länger als vier Stunden von der Mutter zu trennen. Obwohl wir in diesem Manuskript ein Modell hypoxisch-ischämischer Anfälle verwendet haben, könnte diese Methode zur neonatalen Video-EEG-Überwachung auf verschiedene Krankheits- und Anfallsmodelle bei Nagetieren angewendet werden.

Anfallssemilologie
Die Neonatale Hypoxie-Ischämie-Exposition führt bei Mäusen sowohl zu generalisierten als auch zu fokalen Anfällen (Abbildung 1A-C). Video-EEG-Aufzeichnungen ermöglichen es, elektrographische Befunde mit dem Verhalten auf Video zu korrelieren. Diese Verhaltensweisen wurden mit einem zuvor veröffentlichten neonatalen Nagetier-Verhaltenskrampf-Score (BSS) bewertet16. Zusätzlich zu BSS kategor...

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Continuous Video Electroencephalogram during Hypoxia-Ischemia in Neonatal Mice

Dieses Manuskript beschreibt eine Methode zur kontinuierlichen Video-EEG-Aufzeichnung mit mehreren Tiefenelektroden bei neugeborenen Mäusen, die eine Hypoxie-Ischämie erleiden.

Kontinuierliches Video-Elektroenzephalogramm während Hypoxie-Ischämie bei neonatalen Mäusen

Hypoxia ischemia is the most common cause of neonatal seizures. Animal models are crucial for understanding the mechanisms and physiology underlying ...

continuous-video-electroencephalogram-during-hypoxia-ischemia

Research

JoVE Journal

Neuroscience

3.3K Aufrufe.  University of Virginia. Dieses Manuskript beschreibt eine Methode zur kontinuierlichen Video-EEG-Aufzeichnung mit mehreren Tiefenelektroden bei neugeborenen Mäusen, die eine Hypoxie-Ischämie erleiden.

Serie: Continuous Video Electroencephalogram during Hypoxia-Ischemia in Neonatal Mice

Delivery of In Vivo Acute Intermittent Hypoxia in Neonatal Rodents to Prime Subventricular Zone-derived Neural Progenitor Cell Cultures

Extended culture of neural stem/progenitor cells facilitates in vitro analyses to understand their biology while enabling expansion of cell populations to adequate numbers prior to transplantation. Identifying approaches to refine this process, to augment the production of all CNS cell types (i.e., neurons), and to possibly contribute to therapeutic cell therapy protocols is a high research priority. This report describes an easily applied in vivo &#8220;pre-conditioning&#8221; stimulus which can be delivered to awake, non-anesthetized animals. Thus, it is a non-invasive and non-stressful procedure. Specifically described are the procedures for exposing mouse or rat pups (aged postnatal day 1-8) to a brief (40-80 min) period of intermittent hypoxia (AIH). The procedures included in this video protocol include calibration of the whole-body plethysmography chamber in which pups are placed during AIH and the technical details of AIH exposure. The efficacy of this approach to elicit tissue-level changes in the awake animal is demonstrated through the enhancement of subsequent in vitro expansion and neuronal differentiation in cells harvested from the subventricular zone (SVZ). These results support the notion that tissue level changes across multiple systems could be observed following AIH, and support the continued optimization and establishment of AIH as a priming or conditioning modality for therapeutic cell populations.

Delivery of In Vivo Acute Intermittent Hypoxia in Neonatal Rodents to Prime Subventricular Zone-derived Neural Progenitor Cell Cultures

This article describes the methodology for administering short periods of intermittent hypoxia to postnatal day 1-8 mouse or rat pups. This approach effectively elicits a robust tissue level &#8220;priming effect&#8221; on cultured neural progenitor cells that are harvested within 30 min of hypoxia exposure.

Lieferung von<em&gt; In-vivo-</em&gt; Akuter intermittierender Hypoxie in Neonatal Nagetiere in den Prime Subventrikularzone abgeleiteten neuronalen Vorläuferzellkulturen

Extended culture of neural stem/progenitor cells facilitates in vitro analyses to understand their biology while enabling expansion of cell populations to ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

Simultaneous Video-EEG-ECG Monitoring to Identify Neurocardiac Dysfunction in Mouse Models of Epilepsy

In epilepsy, seizures can evoke cardiac rhythm disturbances such as heart rate changes, conduction blocks, asystoles, and arrhythmias, which can potentially increase risk of sudden unexpected death in epilepsy (SUDEP). Electroencephalography (EEG) and electrocardiography (ECG) are widely used clinical diagnostic tools to monitor for abnormal brain and cardiac rhythms in patients. Here, a technique to simultaneously record video, EEG, and ECG in mice to measure behavior, brain, and cardiac activities, respectively, is described. The technique described herein utilizes a tethered (i.e., wired) recording configuration in which the implanted electrode on the head of the mouse is hard-wired to the recording equipment. Compared to wireless telemetry recording systems, the tethered arrangement possesses several technical advantages such as a greater possible number of channels for recording EEG or other biopotentials; lower electrode costs; and greater frequency bandwidth (i.e., sampling rate) of recordings. The basics of this technique can also be easily modified to accommodate recording other biosignals, such as electromyography (EMG) or plethysmography for assessment of muscle and respiratory activity, respectively. In addition to describing how to perform the EEG-ECG recordings, we also detail methods to quantify the resulting data for seizures, EEG spectral power, cardiac function, and heart rate variability, which we demonstrate in an example experiment using a mouse with epilepsy due to Kcna1 gene deletion. Video-EEG-ECG monitoring in mouse models of epilepsy or other neurological disease provides a powerful tool to identify dysfunction at the level of the brain, heart, or brain-heart interactions.

Here, we present a protocol to record brain and heart bio signals in mice using simultaneous video, electroencephalography (EEG), and electrocardiography (ECG). We also describe methods to analyze the resulting EEG-ECG recordings for seizures, EEG spectral power, cardiac function, and heart rate variability.

Gleichzeitige Video-EEG-EKG Monitoring Neurocardiac Dysfunktion in Mausmodellen der Epilepsie zu identifizieren

In epilepsy, seizures can evoke cardiac rhythm disturbances such as heart rate changes, conduction blocks, asystoles, and arrhythmias, which can ...

Genetik

The Hypoxic Ischemic Encephalopathy Model of Perinatal Ischemia

Hypoxic-Ischemic Encephalopathy (HIE) is the consequence of systemic asphyxia occurring at birth. Twenty five percent of neonates with HIE develop severe and permanent neuropsychological sequelae, including mental retardation, cerebral palsy, and epilepsy. The outcomes of HIE are devastating and permanent, making it critical to identify and develop therapeutic strategies to reduce brain injury in newborns with HIE. To that end, the neonatal rat model for hypoxic-ischemic brain injury has been developed to model this human condition. The HIE model was first validated by Vannucci et al 1 and has since been extensively used to identify mechanisms of brain injury resulting from perinatal hypoxia-ischemia 2 and to test potential therapeutic interventions 3,4. The HIE model is a two step process and involves the ligation of the left common carotid artery followed by exposure to a hypoxic environment. Cerebral blood flow (CBF) in the hemisphere ipsilateral to the ligated carotid artery does not decrease because of the collateral blood flow via the circle of Willis; however with lower oxygen tension, the CBF in the ipsilateral hemisphere decreases significantly and results in unilateral ischemic injury. The use of 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride (TTC) to stain and identify ischemic brain tissue was originally developed for adult models of rodent cerebral ischemia 5, and is used to evaluate the extent of cerebral infarctin at early time points up to 72 hours after the ischemic event 6. In this video, we demonstrate the hypoxic-ischemic injury model in postnatal rat brain and the evaluation of the infarct size using TTC staining.

The postnatal rat model for hypoxic-ischemic brain injury is a well-established model of human neonatal hypoxic ischemic encephalopathy (HIE). In this article, we describe the model of HIE in post-natal rat pups.

Die hypoxische ischämischen Enzephalopathie Model of Perinatal Ischämie

Hypoxic-Ischemic Encephalopathy (HIE) is the consequence of systemic asphyxia occurring at birth. Twenty five percent of neonates with HIE develop severe ...

Biologie

Fetal Mouse Cardiovascular Imaging Using a High-frequency Ultrasound (30/45MHZ) System

Congenital heart defects (CHDs) are the most common cause of childhood morbidity and early mortality. Prenatal detection&#160;of the underlying molecular mechanisms of CHDs is&#160;crucial for inventing new preventive and therapeutic strategies. Mutant mouse models are powerful tools to discover new&#160;mechanisms&#160;and environmental stress modifiers that drive cardiac development and their potential&#160;alteration in CHDs. However, efforts to establish the causality of these putative contributors have been limited to histological&#160;and molecular studies&#160;in non-survival animal experiments, in which&#160;monitoring the key physiological and hemodynamic parameters is&#160;often absent. Live imaging technology has become an essential tool to establish the&#160;etiology of CHDs. In particular,&#160;ultrasound imaging can be used prenatally without surgically exposing the fetuses,&#160;allowing maintaining&#160;their baseline physiology while monitoring the impact of environmental stress&#160;on the hemodynamic and structural aspects of cardiac chamber development. Herein, we use the High-Frequency Ultrasound (30/45)&#160;system to examine the cardiovascular system in fetal mice at E18.5 in utero at the baseline and in response to prenatal hypoxia exposure. We demonstrate the feasibility of the system to measure cardiac chamber size, morphology, ventricular function, fetal heart rate, and umbilical artery flow indices, and their alterations in fetal mice exposed to systemic chronic hypoxia in utero in real time.

Fetal Mouse Cardiovascular Imaging Using a High-frequency Ultrasound 30/45MHZ System

High-frequency ultrasound imaging of the fetal mouse has improved imaging resolution and can provide precise non-invasive characterization of cardiac development and structural defects. The protocol outlined herein is designed to perform real-time fetal mice echocardiography in vivo.

Fetale kardiovaskuläre Bildgebung mit einem Hochfrequenz-Ultraschall (30 / 45MHZ) Maus

Congenital heart defects (CHDs) are the most common cause of childhood morbidity and early mortality. Prenatal detection&#160;of the underlying molecular ...

A Piglet Model of Neonatal Hypoxic-Ischemic Encephalopathy

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the world&#8217;s 2.9 million neonatal deaths. Animal models of HIE have contributed to the understanding of the pathophysiology in HIE, and have highlighted the dynamic process that occur in brain injury due to perinatal asphyxia. Thus, animal studies have suggested a time-window for post-insult treatment strategies. Hypothermia has been tested as a treatment for HIE in pdiglet models and subsequently proven effective in clinical trials. Variations of the model have been applied in the study of adjunctive neuroprotective methods and piglet studies of xenon and melatonin have led to clinical phase I and II trials1,2. The piglet HIE model is further used for neonatal resuscitation- and hemodynamic studies as well as in investigations of cerebral hypoxia on a cellular level. However, it is a technically challenging model and variations in the protocol may result in either too mild or too severe brain injury. In this article, we demonstrate the technical procedures necessary for establishing a stable piglet model of neonatal HIE. First, the newborn piglet (&#60; 24 hr old, median weight 1500 g) is anesthetized, intubated, and monitored in a setup comparable to that found in a neonatal intensive care unit. Global hypoxia-ischemia is induced by lowering the inspiratory oxygen fraction to achieve global hypoxia, ischemia through hypotension and a flat trace amplitude integrated EEG (aEEG) indicative of cerebral hypoxia. Survival is promoted by adjusting oxygenation according to the aEEG response and blood pressure. Brain injury is quantified by histopathology and magnetic resonance imaging after 72 hr.

Hypoxic-ischemic encephalopathy following perinatal asphyxia can be studied using animal models. We demonstrate the procedures necessary for establishing a piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy.

Ein Ferkel Modell Neonatal hypoxischischämischer Enzephalopathie

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the ...

Medizin

Neurobehavioral Assessments in a Mouse Model of Neonatal Hypoxic-ischemic Brain Injury

We performed unilateral carotid artery occlusion on CD-1 mice to create a neonatal hypoxic-ischemic (HI) model and investigated the effects of neonatal HI brain injury by studying neurobehavioral functions in these mice compared to non-operated (i.e., normal) mice. During the study, Rice-Vannucci&#39;s method was used to induce neonatal HI brain damage in postnatal day 7-10 (P7-10) mice. The HI operation was performed on the pups by unilateral carotid artery ligation and exposure to hypoxia (8% O2 and 92% N2 for 90 min). One week after the operation, the damaged brains were evaluated with the naked eye through the semi-transparent skull and were categorized into subgroups based on the absence (&#34;no cortical injury&#34; group) or presence (&#34;cortical injury&#34; group) of cortical injury, such as a lesion in the right hemisphere. On week 6, the following neurobehavioral tests were performed to evaluate the cognitive and motor functions: passive avoidance task (PAT), ladder walking test, and grip strength test. These behavioral tests are helpful in determining the effects of neonatal HI brain injury and are used in other mouse models of neurodegenerative diseases. In this study, neonatal HI brain injury mice showed motor deficits that corresponded to right hemisphere damage. The behavioral test results are relevant to the deficits observed in human neonatal HI patients, such as cerebral palsy or neonatal stroke patients. In this study, a mouse model of neonatal HI brain injury was established and showed different degrees of motor deficits and cognitive impairment compared to non-operated mice. This work provides basic information on the HI mouse model. MRI images demonstrate the different phenotypes, separated according to the severity of brain damage by motor and cognitive tests.

We performed unilateral carotid artery occlusion on postnatal day 7-10 CD-1 mouse pups to create a neonatal hypoxic-ischemic (HI) model and investigated the effects of HI brain injury. We studied neurobehavioral functions in these mice compared to non-operated normal mice.

Neurobehavioral Bewertungen in einem Mausmodell der Neugeborenen hypoxisch-ischämische Hirnschädigung

We performed unilateral carotid artery occlusion on CD-1 mice to create a neonatal hypoxic-ischemic (HI) model and investigated the effects of neonatal HI ...

Neurowissenschaften

Noninvasive Electrocardiography in the Perinatal Mouse

Electrocardiography (ECG) has long been relied upon as an effective and reliable method of assessing cardiovascular (and cardiopulmonary) function in both human and animal models of disease. Individual heart rate, rhythm, and regularity, combined with quantitative parameters collected from ECG, serve to assess the integrity of the cardiac conduction system as well as the integrated physiology of the cardiac cycle. This article provides a comprehensive description of the methods and techniques used to perform a noninvasive ECG on perinatal and neonatal mouse pups as early as the first postnatal day, without requiring the use of anesthetics. This protocol was designed to directly address a need for a standardized and repeatable method for obtaining ECG in newborn mice. From a translational perspective, this protocol proves to be entirely effective for characterization of congenital cardiopulmonary defects generated using transgenic mouse lines, and particularly for analysis of defects causing lethality at or during the first postnatal days. This protocol also aims to directly address a gap in the scientific literature to characterize and provide normative data associated with maturation of the early postnatal cardiac conduction system. This method is not limited to a specific postnatal timepoint, but rather allows for ECG data collection in neonatal mouse pups from birth to postnatal day 10 (P10), a window that is of critical importance for modeling human diseases in vivo, with particular emphasis on congenital heart disease (CHD).

Here, we present a noninvasive electrocardiography (ECG) protocol, optimized for early postnatal mice, that does not require the use of anesthetics.

Nichtinvasive Elektrokardiographie in der Perinatonmaus

Electrocardiography (ECG) has long been relied upon as an effective and reliable method of assessing cardiovascular (and cardiopulmonary) function in both ...

Echocardiographic Characterization of Left Ventricular Structure, Function, and Coronary Flow in Neonate Mice

Echocardiography is a non-invasive procedure that enables the evaluation of structural and functional parameters in animal models of cardiovascular disease and is used to assess the impact of potential treatments in preclinical studies. Echocardiographic studies are usually conducted in young adult mice (i.e., 4-6 weeks of age). The evaluation of early neonatal cardiovascular function is not usually performed because of the small size of the mouse pups and the associated technical difficulties. One of the most important challenges is that the short length of the pups&#39; limbs prevents them from reaching the electrodes in the echocardiography platform. Body temperature is the other challenge, as pups are very susceptible to changes in temperature. Therefore, it is important to establish a practical guide for performing echocardiographic studies in small mouse pups to help researchers detect early pathological changes and study the progression of cardiovascular disease over time. The current work describes a protocol for performing echocardiography in mouse pups at the early age of 7 days old. The echocardiographic characterization of cardiac morphology, function, and coronary flow in neonatal mice is also described.

The present protocol describes the echocardiographic assessment of left ventricular morphology, function, and coronary blood flow in 7-day old neonate mice.

Echokardiographische Charakterisierung der linksventrikulären Struktur, Funktion und Koronarfluss bei neugeborenen Mäusen

Echocardiography is a non-invasive procedure that enables the evaluation of structural and functional parameters in animal models of cardiovascular ...

Early Pathological and Magnetic Resonance Detection of Cerebral Injury Using a Rat Model of Neonatal Hypoxic Ischemic Encephalopathy

Perinatal hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE) is an acute disease that may afflict newborns, resulting in variable long- and short-term neurodevelopmental outcomes. Early diagnosis is critical to identifying infants who may benefit from intervention; however, early diagnosis relies heavily on clinical criteria. No molecular or radiological tests have shown promise in detecting early cerebral injury. Studies have shown that magnetic resonance imaging (MRI) can show changes in both blood flow/ischemia and metabolic disruption. However, they have all been used to evaluate the secondary phase of the disease (&gt;12 h) after the onset of the injury. Early diagnosis is critical to rapidly starting therapeutic hypothermia in eligible infants, which is currently recommended to be initiated within 6 h of birth. The rat model of hypoxic-ischemic injury was developed in 1981 and has been validated and used extensively to study changes in brain perfusion, cerebral injury markers, and morphology. However, it has primarily been used as a "late model", evaluating injury several days after the initial ischemic insult. The model has been known to have poor sensitivity in evaluating reliable and reproducible early cerebral changes. The objective of this study was to develop a reliable model to study early gross morphological and radiological markers of HIE using pathological staining and cerebral magnetic resonance imaging/magnetic resonance spectroscopy.

The present protocol describes a rodent model of newborn hypoxic-ischemic injury for identifying early changes in cerebral tissue by gross morphology and magnetic resonance imaging. This has benefits over existing models, which can be used to study late injury but do not allow the evaluation of reproducible early changes.

Perinatal hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE) is an acute disease that may afflict newborns, resulting in variable long- and short-term ...

Establishing a Mouse Model of Neonatal Hypoxic-Ischemic Brain Injury

Source: Kim, M., et al. <a href="https://app.jove.com/v/55838">Neurobehavioral Assessments in a Mouse Model of Neonatal Hypoxic-ischemic Brain Injury.</a> J. Vis. Exp. (2017).
The video demonstrates the procedure for creating a mouse model to study neonatal hypoxic-ischemic brain injury. It outlines the steps for surgically inducing ischemia and subjecting the animal to hypoxia to exacerbate brain damage. Finally, it shows how to assess the resulting brain lesions, ensuring the mouse model is prepared for further scientific investigation.

Kontinuierliches Video-Elektroenzephalogramm während Hypoxie-Ischämie bei neonatalen Mäusen

Zusammenfassung

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