Nous reconnaissons les sources de financement suivantes : NIH NINDS – K08NS101122 (JB), R01NS040337 (JK), R01NS044370 (JK), University of Virginia School of Medicine (JB).

Toutes les études sur les animaux ont été approuvées par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de l’Université de Virginie.
1. Construction d’électrodes/construction de câbles
<ol><li>Utilisez un fil en acier inoxydable isolé unipolaire (0,005 » de diamètre nu, revêtu de 0,008 ») pour fabriquer une électrode connectée à un connecteur de prise femelle (connecteur de prise femelle 0,079).</li>
	<li>Utilisez un câble spécial sur mesure pour connecter les animaux à l’amplificateur.<ol>
<li>Connectez un connecteur mâle à 4 broches (connecteur mâle 0,079 ») à un amplificateur opérationnel correspondant à l’impédance de gain d’unité à 4 canaux (op-amp). Fixez une résistance 10K aux fils qui se connectent à la batterie 9 V. Un fil de terre non connecté à l’amplificateur opérationnel agit comme point médian de la batterie.</li>
		<li>Connectez une extrémité du câble (AWG, 0,012 » OD) à l’amplificateur opérationnel et connectez l’autre extrémité du câble à l’amplificateur.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Chirurgie d’implantation d’électrodes
<ol><li>Anesthésier le chiot (jour postnatal 9) avec 4-5% d’isoflurane dans une hotte à écoulement descendant. Avant le début de la procédure, injecter aux chiots de la bupivacaïne (0,02-0,05 mL, infiltration locale sous-cutanée à 0,25 %).</li>
	<li>Une fois que l’animal est immobile, transfert à un stade stéréotaxique avec un cône de nez. Utilisez le verso de la barre auriculaire car il est doux pour maintenir la tête stable. À cet âge, les chiots n’ont pas une oreille complètement développée pour utiliser l’extrémité pointue de la barre auriculaire.</li>
	<li>Réduisez le débit d’isoflurane et maintenez-le à 2,5-3%. Gardez un œil sur la respiration régulière du chiot tout au long de la procédure chirurgicale. Pincez la queue pour vérifier la réponse à la douleur, puis procédez à l’incision.</li>
	<li>Stériliser la zone d’incision sur le crâne avec de la bétadine et de l’alcool (3 cycles d’alternance d’iode et d’éthanol à 70%). Drapez la partie du corps environnante de manière à ce que la région de l’incision soit visible.</li>
	<li>Ouvrez le cuir chevelu antérieur-postérieur légèrement au-dessus des yeux et rétractez environ 0,5 cm de peau. Repositionnez la tête de la souris sur la scène stéréotaxique afin que la peau tire vers l’extérieur exposant le crâne.</li>
	<li>Appliquez du peroxyde d’hydrogène sur le crâne à l’aide d’un coton-tige et grattez le crâne à l’aide d’une lame de scalpel. Le crâne est très doux; faites preuve de prudence lorsque vous grattez.</li>
	<li>Appliquez une goutte (environ 50 μL) d’adhésif et étalez-la autour de la zone du crâne exposée à l’aide de son applicateur. Exposez à la lumière UV pendant 40 s pour régler l’adhésif.</li>
	<li>Mesurez les coordonnées en utilisant le bregma exposé comme référence. Électrodes implantaires bilatéralement dans la région CA1 de l’hippocampe [-3,5 mm dorsal-ventral (DV), ±2 mm médial-latéral (ML), -1,75 mm de profondeur (D)] et bilatéralement dans le cortex pariétal [-1,22 mm DV, ±0,5 mm ML, -1 mm D] et une électrode de référence dans le cervelet17. Utilisez une aiguille de 32 G pour créer un trou dans la région marquée.</li>
	<li>Nettoyez le sang de la surface du crâne. Électrodes inférieures attachées au connecteur de la douille femelle dans le cerveau à l’aide du bras stéréotaxique et fixées en place avec de l’acrylique dentaire. Implantez l’électrode dans le cerveau. Le casque du connecteur de prise se trouve sur le dessus du crâne collé ensemble par de l’acrylique dentaire.</li>
	<li>Injecter du kétoprofène (5 mg/kg) par voie sous-cutanée dans la région interscapulaire une fois l’électrode fixée. Replacez les chiots avec la mère. REMARQUE: Introduisez la moitié de la litière avec le casque à la fois à la mère plutôt que de les présenter un à la fois. Cela empêchera la mère d’endommager le casque du chiot.</li>
</ol>3. Configuration et enregistrement de l’EEG (ligne de base/pré-blessure)
<ol><li>Après 24 h de récupération après l’implantation de l’électrode, placer chaque animal dans une chambre en plexiglas chauffée (37 °C) sur mesure pour l’enregistrement EEG. Cette chambre servira également de chambre d’hypoxie.</li>
	<li>Connectez les chiots dans la chambre à un système de surveillance vidéo-EEG via un câble flexible (câble op-amp sur mesure). REMARQUE: Avec le casque en place, les souris sont librement mobiles et ne présentent aucune différence de comportement. Une fois attachés aux fils d’électrode, les fils doivent être ajustés à l’intérieur de l’attache de la chambre afin de fournir la bonne quantité de mou afin que le chiot puisse se déplacer librement dans la chambre.</li>
	<li>Numérisez les données EEG à 1000 Hz avec un gain de 1K à l’aide d’un amplificateur d’herbe. Examinez le signal EEG (filtre passe-bande entre 3 et 70 Hz) plus tard à l’aide d’un logiciel (par exemple, LabChart Pro).</li>
	<li>Enregistrez un EEG de base avant la blessure pendant 30 minutes avant de déconnecter les animaux pour une procédure de ligature de l’artère carotide.</li>
</ol>4. Ligature de l’artère carotide gauche
<ol><li>Anesthésiez le chiot (jour postnatal 10) avec 4-5% d’isoflurane dans une hotte à écoulement descendant et placez-le sur une installation spécialement aménagée sur un tampon de bain d’eau. Placez l’animal en décubitus dorsal et fixez les membres antérieurs avec du ruban adhésif en papier.<ol>
<li>Abaissez le débit d’isoflurane à 2-3%. Pincez la queue pour la réponse à la douleur et surveillez la respiration tout au long de la procédure.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Stériliser la zone d’incision (entre la mandibule et la clavicule) sur le côté gauche du cou avec de la bétadine et de l’alcool (3 cycles d’alternance d’iode et d’éthanol à 70%).</li>
	<li>Faites une incision d’environ 1 cm de long sur le côté gauche du cou à l’aide de microcisseurs. À l’aide d’un microscope à dissection, rétractez soigneusement le tissu sous-cutané et la peau pour exposer l’artère carotide. Prenez soin d’identifier le nerf vague (latéral à l’artère) et de le séparer délicatement et de le rétracter de l’artère.</li>
	<li>Enfilez une suture de soie stérile de 5 cm de long sous l’artère à l’aide de micro-pinces. Attachez une suture à double nœud autour de l’artère pour obstruer l’écoulement.</li>
	<li>Coupez l’excès de suture et fermez l’artère exposée en retirant le tissu sous-cutané et la peau. Utilisez le lien vétérinaire pour sceller l’incision.</li>
	<li>Replacez l’animal sous surveillance EEG continue dans une chambre à température ambiante, qui est placée sur un matelas chauffant. Effectuez des contrôles ponctuels de la température infrarouge de la température centrale du chiot pour éviter d’ouvrir la chambre. Laissez l’animal récupérer pendant 1 h avant l’hypoxie.</li>
</ol>5. EEG et hypoxie
<ol><li>Surveillez en permanence le FiO2 (fraction d’oxygène inspiré) dans la chambre via un moniteur d’oxygène.</li>
	<li>Rincer la chambre avec 60 L/min de 100% N2 et 0,415 L/min pour 100% O2. Une fois que la saturation en oxygène dans la chambre atteint 12%, diminuez le débit de N2 à 10 L / min tout en maintenant le débit d’O2 inchangé. Avec de petits ajustements, maintenez le FiO2 à 8% pendant 45 min.</li>
	<li>Après 45 min d’exposition à l’hypoxie, ramener fiO2 à 21%.</li>
	<li>Demandez aux chiots de récupérer en chambre et de surveiller l’EEG pendant 2 heures après l’hypoxie.</li>
	<li>Une fois la période d’enregistrement terminée, déconnectez les souris de l’enregistrement EEG et retournez à la mère.</li>
</ol>6. Analyse EEG
<ol><li>Analysez le fichier EEG avec la vidéo dans LabChart Pro. Demandez à un chercheur aveugle de marquer l’EEG pour les crises et les modèles de fond17. Les crises sont définies comme un événement électrographique d’une durée supérieure à 10 secondes avec des décharges d’ondes vives rythmiques à haute fréquence (≥3x ligne de base) avec une évolution claire17.</li>
	<li>Demandez à un deuxième chercheur aveugle d’examiner au hasard les événements marqués pour obtenir un accord.</li>
	<li>Passez en revue la vidéo associée à chaque événement électrographique marqué et analysez-la en fonction du score de crise comportementale néonatale des rongeurs16. En bref, ce score varie de 0 à 6 (immobilité à comportement tonico-clonique sévère). Pour caractériser davantage la sémiologie des crises, analysez le comportement pour la latéralité (mouvements multifocaux / bilatéraux vs focals / unilatéraux vs mixtes).</li>
	<li>Créez un spectrogramme de puissance. Utilisez une transformée de Fourier rapide avec une fenêtre de données Cosinus-Bell d’une taille de 1024 points de données. Créez un axe X lisse dans le spectrogramme à l’aide d’un chevauchement de fenêtre de 87,5%. Exprimez la puissance en μV218.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Vasudevan, C., Levene, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epidemiology+and+aetiology+of+neonatal+seizures.">Epidemiology and aetiology of neonatal seizures.</a> Seminars in Fetal &amp; Neonatal Medicine. , (2013).</li><li>Volpe, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neonatal+Seizures.">Neonatal Seizures.</a> Volpe's Neurology of the Newborn. , 275-321 (2018).</li><li>Shankaran, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Network+EKSNNR.+Childhood+outcomes+after+hypothermia+for+neonatal+encephalopathy.">Network EKSNNR. Childhood outcomes after hypothermia for neonatal encephalopathy.</a> New England Journal of Medicine. 366 (22), 2085-2092 (2012).</li><li>Pappas, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cognitive+outcomes+after+neonatal+encephalopathy.">Cognitive outcomes after neonatal encephalopathy.</a> Pediatrics. 135 (3), 624-634 (2015).</li><li>van Schie, P. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+motor+and+behavioral+outcome+after+perinatal+hypoxic-ischemic+encephalopathy.">Long-term motor and behavioral outcome after perinatal hypoxic-ischemic encephalopathy.</a> European Journal of Paediatric Neurology. 19 (3), 354-359 (2015).</li><li>Rensing, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Longitudinal+analysis+of+developmental+changes+in+electroencephalography+patterns+and+sleep-wake+states+of+the+neonatal+mouse.">Longitudinal analysis of developmental changes in electroencephalography patterns and sleep-wake states of the neonatal mouse.</a> PLoS One. 13 (11), 1-17 (2018).</li><li>Rice, J. E., Vannucci, R. C., Brierley, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+influence+of+immaturity+on+hypoxic-ischemic+brain+damage+in+the+rat.">The influence of immaturity on hypoxic-ischemic brain damage in the rat.</a> Annals of Neurology. 9 (2), 131-141 (1981).</li><li>Burnsed, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypoxia-ischemia+and+therapeutic+hypothermia+in+the+neonatal+mouse+brain--a+longitudinal+study.">Hypoxia-ischemia and therapeutic hypothermia in the neonatal mouse brain--a longitudinal study.</a> PLoS One. 10 (3), 0118889 (2015).</li><li>Semple, B. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+development+in+rodents+and+humans:+Identifying+benchmarks+of+maturation+and+vulnerability+to+injury+across+species.">Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species.</a> Progress in Neurobiology. , 1-16 (2013).</li><li>Comi, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gabapentin+neuroprotection+and+seizure+suppression+in+immature+mouse+brain+ischemia.">Gabapentin neuroprotection and seizure suppression in immature mouse brain ischemia.</a> Pediatric Research. 64 (1), 81-85 (2008).</li><li>Comi, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+model+of+stroke+and+ischemic+seizures+in+the+immature+mouse.">A new model of stroke and ischemic seizures in the immature mouse.</a> Pediatric Neurology. 31 (4), 254-257 (2004).</li><li>Kadam, S. D., White, A. M., Staley, K. J., Dudek, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+Electroencephalographic+Monitoring+with+Radio-Telemetry+in+a+Rat+Model+of+Perinatal+Hypoxia-Ischemia+Reveals+Progressive+Post-Stroke+Epilepsy.">Continuous Electroencephalographic Monitoring with Radio-Telemetry in a Rat Model of Perinatal Hypoxia-Ischemia Reveals Progressive Post-Stroke Epilepsy.</a> Journal of Neuroscience. 30 (1), 404-415 (2010).</li><li>Burnsed, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+Circuit+Activity+during+Neonatal+Hypoxic+-+Ischemic+Seizures+in+Mice.">Neuronal Circuit Activity during Neonatal Hypoxic - Ischemic Seizures in Mice.</a> Annals of Neurology. 86, 927-938 (2019).</li><li>Sampath, D., White, A. M., Raol, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+neonatal+seizures+in+an+animal+model+of+hypoxic-ischemic+encephalopathy.">Characterization of neonatal seizures in an animal model of hypoxic-ischemic encephalopathy.</a> Epilepsia. 55 (7), 985-993 (2014).</li><li>Sampath, D., Valdez, R., White, A. M., Raol, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anticonvulsant+effect+of+flupirtine+in+an+animal+model+of+neonatal+hypoxic-ischemic+encephalopathy.">Anticonvulsant effect of flupirtine in an animal model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy.</a> Neuropharmacology. 123, 126-135 (2017).</li><li>Kang, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=and+sex-dependent+susceptibility+to+phenobarbital-resistant+neonatal+seizures:+role+of+chloride+co-transporters.">and sex-dependent susceptibility to phenobarbital-resistant neonatal seizures: role of chloride co-transporters.</a> Frontiers in Cellular Neuroscience. 9, 1-16 (2015).</li><li>Zanelli, S., Goodkin, H. P., Kowalski, S., Kapur, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+transient+acute+hypoxia+on+the+developing+mouse+EEG.">Impact of transient acute hypoxia on the developing mouse EEG.</a> Neurobiology of Disease. 68, 37-46 (2014).</li><li>Lewczuk, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=EEG+and+behavior+patterns+during+experimental+status+epilepticus.">EEG and behavior patterns during experimental status epilepticus.</a> Epilepsia. 59 (2), 369-380 (2017).</li><li>Wu, D., Martin, L. J., Northington, F. J., Zhang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oscillating+gradient+diffusion+MRI+reveals+unique+microstructural+information+in+normal+and+hypoxia-ischemia+injured+mouse+brains.">Oscillating gradient diffusion MRI reveals unique microstructural information in normal and hypoxia-ischemia injured mouse brains.</a> Magnetic Resonance in Medicine. 72 (5), 1366-1374 (2014).</li></ol>

Nous avons présenté un modèle de surveillance vidéo-EEG continue chez des souris néonatales lors de crises hypoxiques-ischémiques. L’analyse vidéo en conjonction avec l’EEG permet de caractériser la sémiologie des crises. L’analyse de l’EEG permet l’extraction de spectrogrammes de puissance et l’analyse d’amplitude de fond.
Le placement correct et soigneux des électrodes est crucial dans ce protocole, car une blessure lors du placement de l’électrode ou un placement ...

L’encéphalopathie hypoxique ischémique (EIS) est une affection qui touche 1,5 nouveau-né sur 1000 chaque année et est la cause la plus fréquente de crises néonatales1,2. Les nourrissons qui survivent sont à risque de diverses déficiences neurologiques telles que la paralysie cérébrale, la déficience intellectuelle et l’épilepsie3,4,5.
Les modèles animaux jouent un rôle essentiel dans la compréhension et l’étude de la physiopathologie de l’ischémie de l’hypoxie et des crises néonatales6,7. Un modèle de Vannucci modifié est utilisé pour induire une hypoxie ischémie (HI) le jour postnatal 10 (p10)7,8. Les chiots souris de cet âge se traduisent neurologiquement approximativement par le terme complet de nouveau-né humain9.
La surveillance par électroencéphalographie vidéo continue (EEG) utilisée conjointement avec ce modèle de blessure permet de mieux comprendre et caractériser les crises ischémiques hypoxiques néonatales. Des études antérieures ont utilisé diverses méthodes pour analyser les crises néonatales chez les rongeurs, y compris les enregistrements vidéo, les enregistrements EEG limités et les enregistrements EEG de télémétrie10,11,12,13,14,15,16. Dans le manuscrit suivant, nous discutons en profondeur du processus d’enregistrement de l’EEG vidéo en continu chez les chiots souris pendant l’hypoxie-ischémie. Cette technique de surveillance EEG vidéo continue chez les mouse pupitres néonatales pourrait être appliquée à une variété de modèles de maladies et de convulsions.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>SURGERY</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ball Point Applicator</td>
			<td>Metrex Research</td>
			<td>8300-F</td>
			<td>i-bond applicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cranioplast (Powder/Resin)</td>
			<td>Coltene</td>
			<td>H00383</td>
			<td>Perm Reline/Power</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>I-Bond</td>
			<td>Kulzer GmbH, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LOOK Silk Suture</td>
			<td>Surgical Specialities Corporation</td>
			<td>SP115</td>
			<td>LOOK SP115 Black Braided Silk Non absorbable surgical suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RS-5168 Botvin Forceps</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument</td>
			<td>RS5168</td>
			<td>Forcep for surgery/ligation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RS-5138 Graefe Forceps</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument</td>
			<td>RS5138</td>
			<td>Forcep for surgery/ligation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV light for I-Bond</td>
			<td>Blast Lite By First Media</td>
			<td>BL778</td>
			<td>UV ligth for I-bond</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas Microdissecting Scissor</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument</td>
			<td>RS5618</td>
			<td>Scissor for ligation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vet Bond</td>
			<td>3M Vetbond</td>
			<td>1469SB</td>
			<td>Vet Glue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HYPOXIA</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hypoxidial</td>
			<td>Starr Life Science</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen sensor</td>
			<td>Medical Products</td>
			<td></td>
			<td>MiniOxI- oxygen analyzer/sensor for hypoxia rig</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EEG RECORDING</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Female receptacle connector 0.079&#34;</td>
			<td>Mill-Max Manufacturing Corp</td>
			<td>832-10-024-10-001000</td>
			<td>Ordered from Digikey</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grass Amplifier</td>
			<td>Natus Neurology Incorporated</td>
			<td></td>
			<td>Grass Product</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabChart Pro</td>
			<td>ADI Instruments</td>
			<td></td>
			<td>Software to run the system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Male Socket Connector 0.079&#34;</td>
			<td>Mill-Max Manufacturing Corp</td>
			<td>833-43-024-20-001000</td>
			<td>Ordered from Digikey</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operational Amplifier</td>
			<td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td>
			<td>TLC2274CD</td>
			<td>TLC2274 Quad Low&#8208;Noise Rail&#8208;to Rail Operational Amplifier</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operational Amplifier</td>
			<td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td>
			<td>TLC2272ACDR</td>
			<td>TLC2274 Quad Low&#8208;Noise Rail&#8208;to Rail Operational Amplifier</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steel wire</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>791400</td>
			<td>0.005&#34; Bare/0.008&#34; Coated 100 ft</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra-Flexible Wire</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>9564T1</td>
			<td>36 Gauze wire of various color</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

continuous video electroencephalogram during hypoxia-ischemia in neonatal mice

L’hypoxie ischémique est la cause la plus fréquente de crises néonatales. Les modèles animaux sont essentiels pour comprendre les mécanismes et la physiologie sous-jacents aux crises néonatales et à l’ischémie de l’hypoxie. Ce manuscrit décrit une méthode de surveillance continue de l’électroencéphalogramme vidéo (EEG) chez des souris néonatales pour détecter les crises et analyser le fond de l’EEG pendant l’ischémie d’hypoxie. L’utilisation de la vidéo et de l’EEG en conjonction permet de décrire la sémiologie des crises et de confirmer les crises. Cette méthode permet également d’analyser les spectrogrammes de puissance et les tendances des modèles de fond EEG au cours de la période expérimentale. Dans ce modèle d’ischémie d’hypoxie, la méthode permet l’enregistrement EEG avant la blessure pour obtenir une base de référence normative et pendant la blessure et la récupération. Le temps total de surveillance est limité par l’incapacité de séparer les petits de la mère pendant plus de quatre heures. Bien que nous ayons utilisé un modèle de crises hypoxiques-ischémiques dans ce manuscrit, cette méthode de surveillance EEG vidéo néonatale pourrait être appliquée à divers modèles de maladies et de crises chez les rongeurs.

Sémiologie des crises
L’exposition à l’hypoxie-ischémie néonatale entraîne des crises généralisées et focales chez la souris (figure 1A-C). Les enregistrements EEG vidéo permettent de corréler les résultats électrographiques au comportement sur vidéo. Ces comportements ont été notés à l’aide d’un score de crise comportementale néonatale de rongeurs (BSS)16 publié précédemment. En plus d...

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Continuous Video Electroencephalogram during Hypoxia-Ischemia in Neonatal Mice

Ce manuscrit décrit une méthode d’enregistrement EEG vidéo continu utilisant plusieurs électrodes de profondeur chez des souris néonatales subissant une hypoxie-ischémie.

Électroencéphalogramme vidéo continu pendant l’hypoxie-ischémie chez les souris néonatales

Hypoxia ischemia is the most common cause of neonatal seizures. Animal models are crucial for understanding the mechanisms and physiology underlying ...

continuous-video-electroencephalogram-during-hypoxia-ischemia

Research

JoVE Journal

Neuroscience

3.3K vues.  University of Virginia. Ce manuscrit décrit une méthode d’enregistrement EEG vidéo continu utilisant plusieurs électrodes de profondeur chez des souris néonatales subissant une hypoxie-ischémie.

Vidéo: Continuous Video Electroencephalogram during Hypoxia-Ischemia in Neonatal Mice

Video-oculography in Mice

Eye movements are very important in order to track an object or to stabilize an image on the retina during movement. Animals without a fovea, such as the mouse, have a limited capacity to lock their eyes onto a target. In contrast to these target directed eye movements, compensatory ocular eye movements are easily elicited in afoveate animals1,2,3,4. Compensatory ocular movements are generated by processing vestibular and optokinetic information into a command signal that will drive the eye muscles. The processing of the vestibular and optokinetic information can be investigated separately and together, allowing the specification of a deficit in the oculomotor system. The oculomotor system can be tested by evoking an optokinetic reflex (OKR), vestibulo-ocular reflex (VOR) or a visually-enhanced vestibulo-ocular reflex (VVOR). The OKR is a reflex movement that compensates for "full-field" image movements on the retina, whereas the VOR is a reflex eye movement that compensates head movements. The VVOR is a reflex eye movement that uses both vestibular as well as optokinetic information to make the appropriate compensation. The cerebellum monitors and is able to adjust these compensatory eye movements. Therefore, oculography is a very powerful tool to investigate brain-behavior relationship under normal as well as under pathological conditions (f.e. of vestibular, ocular and/or cerebellar origin).
Testing the oculomotor system, as a behavioral paradigm, is interesting for several reasons. First, the oculomotor system is a well understood neural system5. Second, the oculomotor system is relative simple6; the amount of possible eye movement is limited by its ball-in-socket architecture ("single joint") and the three pairs of extra-ocular muscles7. Third, the behavioral output and sensory input can easily be measured, which makes this a highly accessible system for quantitative analysis8. Many behavioral tests lack this high level of quantitative power. And finally, both performance as well as plasticity of the oculomotor system can be tested, allowing research on learning and memory processes9.
Genetically modified mice are nowadays widely available and they form an important source for the exploration of brain functions at various levels10. In addition, they can be used as models to mimic human diseases. Applying oculography on normal, pharmacologically-treated or genetically modified mice is a powerful research tool to explore the underlying physiology of motor behaviors under normal and pathological conditions. Here, we describe how to measure video-oculography in mice8.

Video-oculography is a very quantitative method to investigate ocular motor performance as well as motor learning. Here, we describe how to measure video-oculography in mice. Applying this technique on normal, pharmacologically-treated or genetically modified mice is a powerful research tool to explore the underlying physiology of motor behaviors.

Vidéo-oculographie chez la souris

Eye movements are very important in order to track an object or to stabilize an image on the retina during movement. Animals without a fovea, such as the ...

Recherche

Neurosciences

Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene expression in the mouse brain. Here we describe a technique first introduced by Passini and Wolfe for direct intracranial delivery of virally-encoded transgenes into the neonatal mouse brain. In its most basic form, the procedure requires only an ice bucket and a microliter syringe. However, the protocol can also be adapted for use with stereotaxic frames to improve consistency for researchers new to the technique. The method relies on the ability of adeno-associated virus (AAV) to move freely from the cerebral ventricles into the brain parenchyma while the ependymal lining is still immature during the first 12-24 hr after birth. Intraventricular injection of AAV at this age results in widespread transduction of neurons throughout the brain. Expression begins within days of injection and persists for the lifetime of the animal. Viral titer can be adjusted to control the density of transduced neurons, while co-expression of a fluorescent protein provides a vital label of transduced cells. With the rising availability of viral core facilities to provide both off-the-shelf, pre-packaged reagents and custom viral preparation, this approach offers a timely method for manipulating gene expression in the mouse brain that is fast, easy, and far less expensive than traditional germline engineering.

Here we demonstrate a technique for widespread neuronal transduction by intraventricular injection of adeno-associated virus into the neonatal mouse brain. This method provides a rapid and easy way to attain lifelong expression of virally-delivered transgenes.

Injection virale intracérébro du cerveau de souris nouveau-né pour la transduction neuronale persistante et généralisée

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene ...

Video Imaging and Spatiotemporal Maps to Analyze Gastrointestinal Motility in Mice

The enteric nervous system (ENS) plays an important role in regulating gastrointestinal (GI) motility and can function independently of the central nervous system. Changes in ENS function are a major cause of GI symptoms and disease and may contribute to GI symptoms reported in neuropsychiatric disorders including autism. It is well established that isolated colon segments generate spontaneous, rhythmic contractions known as Colonic Migrating Motor Complexes (CMMCs). A procedure to analyze the enteric neural regulation of CMMCs in ex vivo preparations of mouse colon is described. The colon is dissected from the animal and flushed to remove fecal content prior to being cannulated in an organ bath. Data is acquired via a video camera positioned above the organ bath and converted to high-resolution spatiotemporal maps via an in-house software package. Using this technique, baseline contractile patterns and pharmacological effects on ENS function in colon segments can be compared over 3-4 hr. In addition, propagation length and speed of CMMCs can be recorded as well as changes in gut diameter and contraction frequency. This technique is useful for characterizing gastrointestinal motility patterns in transgenic mouse models (and in other species including rat and guinea pig). In this way, pharmacologically induced changes in CMMCs are recorded in wild type mice and in the Neuroligin-3R451C mouse model of autism. Furthermore, this technique can be applied to other regions of the GI tract including the duodenum, jejunum and ileum and at different developmental ages in mice.

This article describes a video imaging technique and high-resolution spatiotemporal mapping to identify changes in the neural regulation of colonic motility in adult mice. Subtle effects on gastrointestinal (GI) function can be detected using this approach in isolated tissue preparations to advance our understanding of GI disease.

Imagerie de la vidéo et cartes spatiotemporelles d&#39;analyser motilité gastro-intestinale chez la souris

The enteric nervous system (ENS) plays an important role in regulating gastrointestinal (GI) motility and can function independently of the central ...

Spinal Cord Neurons Isolation and Culture from Neonatal Mice

We present a protocol for the isolation and culture of spinal cord neurons. The neurons are obtained from neonatal C57BL/6 mice and are isolated on postnatal day 1-3. A mouse litter, usually 4-10 pups born from one breeding pair, is gathered for one experiment, and spinal cords are collected individually from each mouse after euthanasia with isoflurane. The spinal column is dissected out and then the spinal cord is released from the column. The spinal cords are then minced to increase the surface area of delivery for an enzymatic protease that allows for the neurons and other cells to be released from the tissue. Trituration is then used to release the cells into solution. This solution is subsequently fractionated in a density gradient to separate the various cells in solution, allowing for neurons to be isolated. Approximately 1-2.5 x 106 neurons can be isolated from one litter group. The neurons are then seeded onto wells coated with adhesive factors that allow for proper growth and maturation. The neurons take approximately 7 days to reach maturity in the growth and culture medium and can be used thereafter for treatment and analysis.

This study presents a technique for the isolation of neurons from WT neonatal mice. It requires the careful dissection of the spinal cord from the neonatal mouse, followed by the separation of neurons from the spinal cord tissue through mechanical and enzymatic cleavage.

L&#39;isolement et la culture des neurones de la moelle épinière chez les souris néonatales

We present a protocol for the isolation and culture of spinal cord neurons. The neurons are obtained from neonatal C57BL/6 mice and are isolated on ...

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging methods exist for examining the brain tissue of live newborn mammals. Herein we summarize a protocol for imaging individual cortical neurons in living neonatal mice. This protocol includes the following two methodologies: (1) the Supernova system for sparse and bright labeling of cortical neurons in the developing brain, and (2) a surgical procedure for the fragile neonatal skull. This protocol allows the observation of temporal changes of individual cortical neurites during neonatal stages with a high signal-to-noise ratio. Labeled cell-specific gene silencing and knockout can also be achieved by combining the Supernova with RNA interference and CRISPR/Cas9 gene editing systems. This protocol can, thus, be used for analyzing the developmental dynamics of cortical neurons, molecular mechanisms that control the neuronal dynamics, and changes in neuronal dynamics in disease models.

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

We present an in vivo two-photon imaging protocol for imaging the cerebral cortex of neonatal mice. This method is suitable for analyzing the developmental dynamics of cortical neurons, the molecular mechanisms that control the neuronal dynamics, and the changes in neuronal dynamics in disease models.

In Vivo Two-photon Imaging de neurones corticaux en souris néonatales

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging ...

Optogenetic Manipulation of Neural Circuits During Monitoring Sleep/wakefulness States in Mice

In recent years, optogenetics has been widely used in many fields of neuroscientific research. In many cases, an opsin, such as channel rhodopsin 2 (ChR2), is expressed by a virus vector in a particular type of neuronal cells in various Cre-driver mice. Activation of these opsins is triggered by application of light pulses which are delivered by laser or LED through optic cables, and the effect of activation is observed with very high time resolution. Experimenters are able to acutely stimulate neurons while monitoring behavior or another physiological outcome in mice. Optogenetics can enable useful strategies to evaluate function of neuronal circuits in the regulation of sleep/wakefulness states in mice. Here we describe a technique for examining the effect of optogenetic manipulation of neurons with a specific chemical identity during electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) monitoring to evaluate the sleep stage of mice. As an example, we describe manipulation of GABAergic neurons in the bed nucleus of the stria terminalis (BNST). Acute optogenetic excitation of these neurons triggers a rapid transition to wakefulness when applied during NREM sleep. Optogenetic manipulation along with EEG/EMG recording can be applied to decipher the neuronal circuits that regulate sleep/wakefulness states.

Here, we describe methods of optogenetic manipulation of particular types of neurons during monitoring of sleep/wakefulness states in mice, presenting our recent work on the bed nucleus of the stria terminalis as an example.

Manipulation optogénétique des circuits neuronaux pendant la surveillance des états de sommeil/éveil chez les souris

In recent years, optogenetics has been widely used in many fields of neuroscientific research. In many cases, an opsin, such as channel rhodopsin 2 ...

Modeling Neonatal Intraventricular Hemorrhage Through Intraventricular Injection of Hemoglobin

Neonatal intraventricular hemorrhage (IVH) is a common consequence of premature birth and leads to brain injury, posthemorrhagic hydrocephalus (PHH), and lifelong neurological deficits. While PHH can be treated by temporary and permanent cerebrospinal fluid (CSF) diversion procedures (ventricular reservoir and ventriculoperitoneal shunt, respectively), there are no pharmacological strategies to prevent or treat IVH-induced brain injury and hydrocephalus. Animal models are needed to better understand the pathophysiology of IVH and test pharmacological treatments. While there are existing models of neonatal IVH, those that reliably result in hydrocephalus are often limited by the necessity for large-volume injections, which may complicate modeling of the pathology or introduce variability in the clinical phenotype observed.
Recent clinical studies have implicated hemoglobin and ferritin in causing ventricular enlargement after IVH. Here, we develop a straightforward animal model that mimics the clinical phenotype of PHH utilizing small-volume intraventricular injections of the blood breakdown product hemoglobin. In addition to reliably inducing ventricular enlargement and hydrocephalus, this model results in white matter injury, inflammation, and immune cell infiltration in periventricular and white matter regions. This paper describes this clinically relevant, simple method for modeling IVH-PHH in neonatal rats using intraventricular injection and presents methods for quantifying ventricle size post injection.

We present a model of neonatal intraventricular hemorrhage using rat pups that mimics the pathology seen in humans.

Modélisation de l’hémorragie intraventriculaire néonatale par injection intraventriculaire d’hémoglobine

Neonatal intraventricular hemorrhage (IVH) is a common consequence of premature birth and leads to brain injury, posthemorrhagic hydrocephalus (PHH), and ...

<meta charset="utf8"></head><body>Cartographie de l’activité neuronale dans le développement du cortex sensoriel de la souris

In Vivo Visualization of Spontaneous Activity in Neonatal Mouse Sensory Cortex at a Single-Neuron Resolution

The mammalian brain undergoes dynamic developmental changes at both the cellular and circuit levels throughout prenatal and postnatal periods. Following the discovery of numerous genes contributing to these developmental changes, it is now known that neuronal activity also substantially modulates these processes. In the developing cerebral cortex, neurons exhibit synchronized activity patterns that are specialized to each primary sensory area. These patterns markedly differ from those observed in the mature cortex, emphasizing their role in regulating area-specific developmental processes. Deficiencies in neuronal activity during development can lead to various brain diseases. These findings highlight the need to examine the regulatory mechanisms underlying activity patterns in neuronal development. This paper summarizes a series of protocols to visualize primary sensory areas and neuronal activity in neonatal mice, to image the activity of individual neurons within the cortical subfields using two-photon microscopy in vivo, and to analyze subfield-related activity correlations. We show representative results of patchwork-like synchronous activity within individual barrels in the somatosensory cortex. We also discuss various potential applications and some limitations of this protocol.

<meta charset="utf8"></head><body>Pleins feux sur l’auteur : Déchiffrer la formation des circuits neuronaux à partir de la microscopie à deux photons et de l’imagerie des neurones uniques

Primary sensory areas in the neocortex exhibit unique spontaneous activities during development. This article describes how to visualize individual neuron activities and primary sensory areas to analyze area-specific synchronous activities in neonatal mice in vivo.

Visualisation in vivo de l’activité spontanée dans le cortex sensoriel d’une souris néonatale à une résolution d’un seul neurone

The mammalian brain undergoes dynamic developmental changes at both the cellular and circuit levels throughout prenatal and postnatal periods. Following ...