Aşağıdaki finansman kaynaklarını kabul ediyoruz: NIH NINDS – K08NS101122 (JB), R01NS040337 (JK), R01NS044370 (JK), Virginia Üniversitesi Tıp Fakültesi (JB).

Tüm hayvan çalışmaları Virginia Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) tarafından onaylandı.
1. Elektrot bina / kablo binası
<ol><li>Dişi bir soket konnektörüne bağlı bir elektrot yapmak için tek kutuplu yalıtımlı paslanmaz çelik tel (0,005" çıplak çap, 0,008" kaplamalı) kullanın (dişi kap konnektörü 0,079).</li>
	<li>Hayvanları amplifikatöre bağlamak için özel yapım bir kablo kullanın.<ol>
<li>4 kanallı bir birliğe erkek 4 pinli konnektör (Erkek konnektör 0,079") takın, operasyonel amplifikatörle (op-amp) eşleşen 4 kanallı birlik kazanç empedansı. 9 V bataryaya bağlanan kablolara 10K direnç takın. Op-amp'ye bağlı olmayan bir topraklama teli pilin orta noktası olarak işlev görür.</li>
		<li>Kablonun bir ucunun (AWG, 0,012" OD) op-amp'ye ve kablonun diğer ucunun amplifikatöre bağlanması.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Elektrot implantasyon ameliyatı
<ol><li>Aşağı doğru bir akış başlığında% 4-5 izofluran ile yavruyu (doğum sonrası gün 9) uyuşturun. İşlemin başlamasından önce, yavrulara bupivacaine enjekte edin (0.02-0.05 mL, % 0.25 deri altı lokal infiltrasyon).</li>
	<li>Hayvan hareketsiz hale geldikten sonra, burun konisi ile stereotaktik bir aşamaya aktarın. Başı sabit tutmak yumuşak olduğu için kulak çubuğunun ters tarafını kullanın. Bu yaşta, yavrular kulak çubuğunun sivri ucını kullanmak için tam olarak gelişmiş bir kulağa sahip değildir.</li>
	<li>Izofluran akışını kısın ve% 2.5-3'te koruyun. Ameliyat prosedürü boyunca yavrunun sabit nefes alışını takip edin. Ağrı yanıtını kontrol etmek için kuyruğu kıstırın ve sonra kesi devam edin.</li>
	<li>Kafatasındaki kesi alanını betadin ve alkolle sterilize edin (3 döngü alternatif iyot ve% 70 etanol). Kesi bölgesinin görülebilecek şekilde çevredeki vücut kısmını örtün.</li>
	<li>Kafa derisini gözlerin biraz üstünden ön-arka açın ve yaklaşık 0,5 cm deriyi geri çek. Fare kafasını stereotaksik sahnede yeniden konumlandırın, böylece cilt açıkta kalan kafatasını dışarı doğru çeker.</li>
	<li>Pamuklu çubuk kullanarak kafatasına hidrojen peroksit uygulayın ve kafatasını neşter bıçağı kullanarak kazıyın. Kafatası çok yumuşaktır; kazıma yaparken dikkatli olun.</li>
	<li>Bir damla (yaklaşık 50 μL) yapıştırıcı uygulayın ve aplikatörünü kullanarak açıkta kalan kafatası bölgesine yayın. Yapıştırıcıyı ayarlamak için 40 sn UV ışığına maruz bırak.</li>
	<li>Referans olarak maruz kalan bregmayı kullanarak koordinatları ölçün. Hipokampus 'un CA1 bölgesinde [-3,5 mm Dorsal-Ventral (DV), ±2 mm Medial-Lateral (ML), -1,75 mm Derin (D)] ve parietal kortekste iki taraflı implant elektrotları [-1,22 mm DV, ±0,5 mm ML, -1 mm D] ve beyincikte bir referans elektrot17. İşaretli bölgede bir delik oluşturmak için 32 G iğne kullanın.</li>
	<li>Kafatasının yüzeyindeki kanı temizleyin. Kadın soket konektörüne stereotaksik kol yardımıyla takılan daha düşük elektrotlar beyne ve diş akrilik ile yerine sabitlenin. Elektrotları beyne yerleştir. Soket konnektör kulaklığı, diş akrilik ile birbirine yapışmış kafatasının üzerine oturur.</li>
	<li>Elektrot sabitlendikten sonra interskapular bölgeye ketoprofen (5 mg / kg) deri altından enjekte edin. Yavruları annenin arkasına koy. NOT: Çöplerin yarısını teker teker tanıtmak yerine anneye aynı anda kulaklıkla tanıtın. Bu, annenin yavrunun kulaklığını zarar vermesini önleyecektir.</li>
</ol>3. EEG kurulumu ve kaydı (temel/yaralanma öncesi)
<ol><li>Elektrot implantasyonundan sonra 24 saat iyileşmeden sonra, her hayvanı EEG kaydı için ısıtılmış (37 °C) özel yapım pleksiglas bir odaya yerleştirin. Bu oda aynı zamanda bir hipoksi odası olarak da hizmet verecektir.</li>
	<li>Odadaki yavruları esnek bir kablo (özel yapım op-amp kablosu) ile bir video-EEG izleme sistemine bağlayın. NOT: Kulaklık yerindeyken, fareler serbestçe hareket halindedir ve davranışlarda herhangi bir fark sergilemez. Elektrot tellerine bağlandıktan sonra, yavrunun oda boyunca serbestçe hareket edebilmesi için doğru miktarda gevşeklik sağlamak için teller oda bağı içinde ayarlanmalıdır.</li>
	<li>EEG verilerini 1000 Hz'de bir çim amplifikatörü kullanarak 1K kazançla dijitalleştirin. Daha sonra yazılımı (örneğin LabChart Pro) kullanarak EEG sinyalini (3-70 Hz arasında bant geçiş filtresi) gözden geçirin.</li>
	<li>Şahdamar ligasyon prosedürü için hayvanların bağlantısını kesmeden önce 30 dakika boyunca yaralanma öncesi temel EEG kaydedin.</li>
</ol>4. Sol şahdamar ligasyonu
<ol><li>Yavruyu (doğum sonrası gün 10) aşağı doğru bir akış başlığında% 4-5 izofluran ile uyuşturun ve bir su banyosu pedinde özel olarak düzenlenmiş kuruluma yerleştirin. Hayvan supine yerleştirin ve ön ayakları kağıt bantla sabitleyin.<ol>
<li>Izofluran akışını% 2-3'e düşürün. Ağrı tepkisi için kuyruğu kıstırın ve işlem boyunca nefes almayı izleyin.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Boynun sol tarafındaki kesi alanını (mandibula ve köprücük kemiği arasında) betadin ve alkol (3 döngü alternatif iyot ve% 70 etanol) ile sterilize edin.</li>
	<li>Mikros makas kullanarak boynun sol tarafında yaklaşık 1 cm uzunluğunda bir kesi yapın. Bir diseksiyon mikroskobu kullanarak, şahdamarını açığa çıkarmak için deri altı dokusunu ve cildi dikkatlice geri çekin. Vagus sinirini (artere yanal çalışan) tanımlamaya ve hassas bir şekilde ayırmaya ve arterden geri çekmeye özen edin.</li>
	<li>Mikroforceps kullanarak arterin altına 5 cm uzunluğunda steril ipek dikiş iplik. Tıkanmış akışa arterin etrafına çift düğümlü bir dikiş bağlayın.</li>
	<li>Fazla dikişi kesin ve deri altı dokusunu ve cildini geri çekerek maruz kalan arteri kapatın. Kesiği kapatmak için veteriner bağını kullanın.</li>
	<li>Hayvanı, ısınan bir şilteye yerleştirilen oda sıcaklığında bir odaya sürekli EEG izlemeye geri yerleştirin. Hazneyi açmamak için yavru çekirdek sıcaklığının nokta kızılötesi sıcaklık kontrollerini alın. Hayvanın hipoksiden önce 1 saat boyunca iyileşmesine izin verin.</li>
</ol>5. EEG ve hipoksi
<ol><li>FiO2'i (ilham alan oksijenin fraksiyonu) bir oksijen monitörü aracılığıyla oda içinde sürekli olarak izleyin.</li>
	<li>Hazneyi % 100 N2 için 60 L / dk N2 ve% 100 O2 için 0.415 L / dk ile yıkayın. Haznedeki oksijen doygunluğu %12'ye ulaştığında, O2 akışını değiştirmeden tutarken N2 akışını 10 L/dk'ya düşürin. Küçük ayarlamalarla FiO2'yi 45 dakika boyunca %8'de koruyun.</li>
	<li>45 dakikalık hipoksi maruziyetinin ardından FiO2'yi %21'e döndürün.</li>
	<li>Yavruların odada iyileşmesini ve hipoksi sonrası 2 saat boyunca EEG'de izlenmesini sağla.</li>
	<li>Kayıt süresi tamamlandıktan sonra, fareleri EEG kaydından çıkarın ve anneye geri dönün.</li>
</ol>6. EEG analizi
<ol><li>EEG dosyasını LabChart Pro'da video ile analiz edin. Kör bir araştırmacının EEG'yi nöbetler ve arka plan desenleri için işaretlemesini söyle17. Nöbetler, net evrim ile yüksek frekanslı ritmik keskin dalga deşarjları (≥3x taban çizgisi) ile 10 saniyeden fazla süren elekrografik bir olay olarak tanımlanır17.</li>
	<li>İkinci bir kör araştırmacı incelemesinin anlaşma için rastgele işaretlenmiş olayları geçirmesini haline geçirin.</li>
	<li>İşaretli her elektrografik olay için ilişkili videoyu gözden geçirin ve yenidoğan kemirgen davranışsal nöbet skoruna göre analiz edin16. Kısaca, bu puan 0-6 arasında değişmektedir (hareketsizlik şiddetli tonik-klonik davranış). Nöbet semiyolojisini daha da karakterize etmek için, yanallık için davranışı analiz edin (multifokal/bilateral hareketler ve odak/tek taraflı vs. karışık).</li>
	<li>Bir güç spektrogramı oluşturun. 1024 veri noktası boyutuna sahip Cosine-Bell veri penceresine sahip hızlı fourier dönüşümü kullanın. %87,5'lik bir pencere çakışması yardımıyla spektrogramda düzgün bir x ekseni oluşturun. Gücü μV218 olarak ifade edin.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Vasudevan, C., Levene, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epidemiology+and+aetiology+of+neonatal+seizures.">Epidemiology and aetiology of neonatal seizures.</a> Seminars in Fetal &amp; Neonatal Medicine. , (2013).</li><li>Volpe, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neonatal+Seizures.">Neonatal Seizures.</a> Volpe's Neurology of the Newborn. , 275-321 (2018).</li><li>Shankaran, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Network+EKSNNR.+Childhood+outcomes+after+hypothermia+for+neonatal+encephalopathy.">Network EKSNNR. Childhood outcomes after hypothermia for neonatal encephalopathy.</a> New England Journal of Medicine. 366 (22), 2085-2092 (2012).</li><li>Pappas, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cognitive+outcomes+after+neonatal+encephalopathy.">Cognitive outcomes after neonatal encephalopathy.</a> Pediatrics. 135 (3), 624-634 (2015).</li><li>van Schie, P. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+motor+and+behavioral+outcome+after+perinatal+hypoxic-ischemic+encephalopathy.">Long-term motor and behavioral outcome after perinatal hypoxic-ischemic encephalopathy.</a> European Journal of Paediatric Neurology. 19 (3), 354-359 (2015).</li><li>Rensing, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Longitudinal+analysis+of+developmental+changes+in+electroencephalography+patterns+and+sleep-wake+states+of+the+neonatal+mouse.">Longitudinal analysis of developmental changes in electroencephalography patterns and sleep-wake states of the neonatal mouse.</a> PLoS One. 13 (11), 1-17 (2018).</li><li>Rice, J. E., Vannucci, R. C., Brierley, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+influence+of+immaturity+on+hypoxic-ischemic+brain+damage+in+the+rat.">The influence of immaturity on hypoxic-ischemic brain damage in the rat.</a> Annals of Neurology. 9 (2), 131-141 (1981).</li><li>Burnsed, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypoxia-ischemia+and+therapeutic+hypothermia+in+the+neonatal+mouse+brain--a+longitudinal+study.">Hypoxia-ischemia and therapeutic hypothermia in the neonatal mouse brain--a longitudinal study.</a> PLoS One. 10 (3), 0118889 (2015).</li><li>Semple, B. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+development+in+rodents+and+humans:+Identifying+benchmarks+of+maturation+and+vulnerability+to+injury+across+species.">Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species.</a> Progress in Neurobiology. , 1-16 (2013).</li><li>Comi, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gabapentin+neuroprotection+and+seizure+suppression+in+immature+mouse+brain+ischemia.">Gabapentin neuroprotection and seizure suppression in immature mouse brain ischemia.</a> Pediatric Research. 64 (1), 81-85 (2008).</li><li>Comi, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+model+of+stroke+and+ischemic+seizures+in+the+immature+mouse.">A new model of stroke and ischemic seizures in the immature mouse.</a> Pediatric Neurology. 31 (4), 254-257 (2004).</li><li>Kadam, S. D., White, A. M., Staley, K. J., Dudek, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+Electroencephalographic+Monitoring+with+Radio-Telemetry+in+a+Rat+Model+of+Perinatal+Hypoxia-Ischemia+Reveals+Progressive+Post-Stroke+Epilepsy.">Continuous Electroencephalographic Monitoring with Radio-Telemetry in a Rat Model of Perinatal Hypoxia-Ischemia Reveals Progressive Post-Stroke Epilepsy.</a> Journal of Neuroscience. 30 (1), 404-415 (2010).</li><li>Burnsed, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+Circuit+Activity+during+Neonatal+Hypoxic+-+Ischemic+Seizures+in+Mice.">Neuronal Circuit Activity during Neonatal Hypoxic - Ischemic Seizures in Mice.</a> Annals of Neurology. 86, 927-938 (2019).</li><li>Sampath, D., White, A. M., Raol, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+neonatal+seizures+in+an+animal+model+of+hypoxic-ischemic+encephalopathy.">Characterization of neonatal seizures in an animal model of hypoxic-ischemic encephalopathy.</a> Epilepsia. 55 (7), 985-993 (2014).</li><li>Sampath, D., Valdez, R., White, A. M., Raol, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anticonvulsant+effect+of+flupirtine+in+an+animal+model+of+neonatal+hypoxic-ischemic+encephalopathy.">Anticonvulsant effect of flupirtine in an animal model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy.</a> Neuropharmacology. 123, 126-135 (2017).</li><li>Kang, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=and+sex-dependent+susceptibility+to+phenobarbital-resistant+neonatal+seizures:+role+of+chloride+co-transporters.">and sex-dependent susceptibility to phenobarbital-resistant neonatal seizures: role of chloride co-transporters.</a> Frontiers in Cellular Neuroscience. 9, 1-16 (2015).</li><li>Zanelli, S., Goodkin, H. P., Kowalski, S., Kapur, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+transient+acute+hypoxia+on+the+developing+mouse+EEG.">Impact of transient acute hypoxia on the developing mouse EEG.</a> Neurobiology of Disease. 68, 37-46 (2014).</li><li>Lewczuk, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=EEG+and+behavior+patterns+during+experimental+status+epilepticus.">EEG and behavior patterns during experimental status epilepticus.</a> Epilepsia. 59 (2), 369-380 (2017).</li><li>Wu, D., Martin, L. J., Northington, F. J., Zhang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oscillating+gradient+diffusion+MRI+reveals+unique+microstructural+information+in+normal+and+hypoxia-ischemia+injured+mouse+brains.">Oscillating gradient diffusion MRI reveals unique microstructural information in normal and hypoxia-ischemia injured mouse brains.</a> Magnetic Resonance in Medicine. 72 (5), 1366-1374 (2014).</li></ol>

Hipoksik-iskemik nöbetler sırasında yenidoğan farelerde sürekli video-EEG izleme için bir model sunduk. EEG ile birlikte video analizi, nöbet semiyolojisinin karakterizasyonuna izin verir. EEG analizi, güç spektrogramlarının çıkarılmasına ve arka plan genlik analizine izin verir.
Elektrotların doğru ve dikkatli yerleştirilmesi bu protokolde çok önemlidir, çünkü elektrot yerleştirme veya yanlış yerleştirme sırasında yaralanma sonuçları önemli ölçüde etkileyebi...

Hipoksik iskemik ensefalopati (HIE) yılda 1000 yenidoğanda 1,5'ini etkileyen ve yenidoğan nöbetlerinin en sık nedeni olan bir durumdur1,2. Hayatta kalan bebekler serebral palsi, zihinsel engellilik ve epilepsi gibi çeşitli nörolojik engelliler için risk altındadır3,4,5.
Hayvan modelleri hipoksi iskemi ve yenidoğan nöbetlerinin patofizyolojisini anlamada ve araştırmada kritik bir rol oynar6,7. Modifiye vannucci modeli, doğum sonrası 10 (p10)7,8'de hipoksi iskemisini (HI) indük etmek için kullanılır. Bu yaştaki fare yavruları nörolojik olarak kabaca tam insan yenidoğanı terimine çevirir9.
Bu yaralanma modeli ile birlikte kullanılan sürekli video elektroensefalografi (EEG) izleme, yenidoğan hipoksik iskemik nöbetlerin daha iyi anlaşılmasına ve karakterizasyonuna olanak tanır. Önceki çalışmalar kemirgenlerdeki yenidoğan nöbetlerini analiz etmek için video kayıtları, sınırlı EEG kayıtları ve telemetri EEG kayıtları dahil olmak üzere çeşitli yöntemler kullanmıştır10,11,12,13,14,15,16. Aşağıdaki yazıda, hipoksi-iskemi sırasında fare yavrularında sürekli video EEG kaydetme sürecini derinlemesine ele alıyoruz. Yenidoğan fare yavrularında sürekli video EEG izleme için bu teknik çeşitli hastalık ve nöbet modellerine uygulanabilir.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>SURGERY</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ball Point Applicator</td>
			<td>Metrex Research</td>
			<td>8300-F</td>
			<td>i-bond applicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cranioplast (Powder/Resin)</td>
			<td>Coltene</td>
			<td>H00383</td>
			<td>Perm Reline/Power</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>I-Bond</td>
			<td>Kulzer GmbH, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LOOK Silk Suture</td>
			<td>Surgical Specialities Corporation</td>
			<td>SP115</td>
			<td>LOOK SP115 Black Braided Silk Non absorbable surgical suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RS-5168 Botvin Forceps</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument</td>
			<td>RS5168</td>
			<td>Forcep for surgery/ligation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RS-5138 Graefe Forceps</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument</td>
			<td>RS5138</td>
			<td>Forcep for surgery/ligation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV light for I-Bond</td>
			<td>Blast Lite By First Media</td>
			<td>BL778</td>
			<td>UV ligth for I-bond</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas Microdissecting Scissor</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument</td>
			<td>RS5618</td>
			<td>Scissor for ligation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vet Bond</td>
			<td>3M Vetbond</td>
			<td>1469SB</td>
			<td>Vet Glue</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HYPOXIA</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hypoxidial</td>
			<td>Starr Life Science</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen sensor</td>
			<td>Medical Products</td>
			<td></td>
			<td>MiniOxI- oxygen analyzer/sensor for hypoxia rig</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EEG RECORDING</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Female receptacle connector 0.079&#34;</td>
			<td>Mill-Max Manufacturing Corp</td>
			<td>832-10-024-10-001000</td>
			<td>Ordered from Digikey</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grass Amplifier</td>
			<td>Natus Neurology Incorporated</td>
			<td></td>
			<td>Grass Product</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabChart Pro</td>
			<td>ADI Instruments</td>
			<td></td>
			<td>Software to run the system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Male Socket Connector 0.079&#34;</td>
			<td>Mill-Max Manufacturing Corp</td>
			<td>833-43-024-20-001000</td>
			<td>Ordered from Digikey</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operational Amplifier</td>
			<td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td>
			<td>TLC2274CD</td>
			<td>TLC2274 Quad Low&#8208;Noise Rail&#8208;to Rail Operational Amplifier</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operational Amplifier</td>
			<td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td>
			<td>TLC2272ACDR</td>
			<td>TLC2274 Quad Low&#8208;Noise Rail&#8208;to Rail Operational Amplifier</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steel wire</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>791400</td>
			<td>0.005&#34; Bare/0.008&#34; Coated 100 ft</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra-Flexible Wire</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>9564T1</td>
			<td>36 Gauze wire of various color</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

continuous video electroencephalogram during hypoxia-ischemia in neonatal mice

Hipoksi iskemi yenidoğan nöbetlerinin en sık nedenidir. Hayvan modelleri, yenidoğan nöbetleri ve hipoksi iskemisinin altında kalan mekanizmaları ve fizyolojiyi anlamak için çok önemlidir. Bu makalede, hipoksi iskemisi sırasında nöbetleri tespit etmek ve EEG arka planını analiz etmek için yenidoğan farelerinde sürekli video elektroensefalogram (EEG) izleme yöntemi açıklanmaktadır. Video ve EEG'nin birlikte kullanılması, nöbet semiyolojisinin tanımlanmasına ve nöbetlerin onaylanmasına izin verir. Bu yöntem ayrıca deneysel zaman dilimi boyunca güç spektrogramlarının ve EEG arka plan desen eğilimlerinin analizine izin verir. Bu hipoksi iskemi modelinde yöntem, yaralanmadan önce EEG kaydının normatif bir taban çizgisi elde etmesine ve yaralanma ve iyileşme sırasında iyileşmesine izin verir. Toplam izleme süresi, yavruların anneden dört saatten uzun süre ayrılamaması ile sınırlıdır. Bu yazıda hipoksik-iskemik nöbetlerin bir modelini kullanmış olsak da, yenidoğan video EEG izleme için bu yöntem kemirgenlerde çeşitli hastalık ve nöbet modellerine uygulanabilir.

Nöbet semiyolojisi
Yenidoğan hipoksi-iskemi maruziyeti farelerde hem genelleştirilmiş hem de odak nöbetleriyle sonuçlanır (Şekil 1A-C). Video EEG kayıtları, elekrografik bulguların videodaki davranışla ilişkilendirilmesini sağlar. Bu davranışlar daha önce yayınlanan yenidoğan kemirgen davranışsal nöbet skoru (BSS)16 kullanılarak puanlanmıştır. BSS'ye ek olarak, olayları odak/tek taraflı...

Watch this Scientific Journal Video about Continuous Video Electroencephalogram during Hypoxia-Ischemia in Neonatal Mice at JoVE.com

Continuous Video Electroencephalogram during Hypoxia-Ischemia in Neonatal Mice

Bu makalede hipoksi-iskemi geçiren yenidoğan farelerde birden fazla derinlik elektrodu kullanılarak sürekli video EEG kayıtları için bir yöntem açıklanmaktadır.

Yenidoğan Farelerde Hipoksi-İskemi Sırasında Sürekli Video Elektroensefalogram

Hypoxia ischemia is the most common cause of neonatal seizures. Animal models are crucial for understanding the mechanisms and physiology underlying ...

continuous-video-electroencephalogram-during-hypoxia-ischemia

Research

JoVE Journal

Neuroscience

3.3K Görüntüleme.  University of Virginia. Bu makalede hipoksi-iskemi geçiren yenidoğan farelerde birden fazla derinlik elektrodu kullanılarak sürekli video EEG kayıtları için bir yöntem açıklanmaktadır.

Video: Continuous Video Electroencephalogram during Hypoxia-Ischemia in Neonatal Mice

Video-oculography in Mice

Eye movements are very important in order to track an object or to stabilize an image on the retina during movement. Animals without a fovea, such as the mouse, have a limited capacity to lock their eyes onto a target. In contrast to these target directed eye movements, compensatory ocular eye movements are easily elicited in afoveate animals1,2,3,4. Compensatory ocular movements are generated by processing vestibular and optokinetic information into a command signal that will drive the eye muscles. The processing of the vestibular and optokinetic information can be investigated separately and together, allowing the specification of a deficit in the oculomotor system. The oculomotor system can be tested by evoking an optokinetic reflex (OKR), vestibulo-ocular reflex (VOR) or a visually-enhanced vestibulo-ocular reflex (VVOR). The OKR is a reflex movement that compensates for "full-field" image movements on the retina, whereas the VOR is a reflex eye movement that compensates head movements. The VVOR is a reflex eye movement that uses both vestibular as well as optokinetic information to make the appropriate compensation. The cerebellum monitors and is able to adjust these compensatory eye movements. Therefore, oculography is a very powerful tool to investigate brain-behavior relationship under normal as well as under pathological conditions (f.e. of vestibular, ocular and/or cerebellar origin).
Testing the oculomotor system, as a behavioral paradigm, is interesting for several reasons. First, the oculomotor system is a well understood neural system5. Second, the oculomotor system is relative simple6; the amount of possible eye movement is limited by its ball-in-socket architecture ("single joint") and the three pairs of extra-ocular muscles7. Third, the behavioral output and sensory input can easily be measured, which makes this a highly accessible system for quantitative analysis8. Many behavioral tests lack this high level of quantitative power. And finally, both performance as well as plasticity of the oculomotor system can be tested, allowing research on learning and memory processes9.
Genetically modified mice are nowadays widely available and they form an important source for the exploration of brain functions at various levels10. In addition, they can be used as models to mimic human diseases. Applying oculography on normal, pharmacologically-treated or genetically modified mice is a powerful research tool to explore the underlying physiology of motor behaviors under normal and pathological conditions. Here, we describe how to measure video-oculography in mice8.

Video-oculography is a very quantitative method to investigate ocular motor performance as well as motor learning. Here, we describe how to measure video-oculography in mice. Applying this technique on normal, pharmacologically-treated or genetically modified mice is a powerful research tool to explore the underlying physiology of motor behaviors.

Farelerde Video-oculography

Eye movements are very important in order to track an object or to stabilize an image on the retina during movement. Animals without a fovea, such as the ...

Nörobilim

Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene expression in the mouse brain. Here we describe a technique first introduced by Passini and Wolfe for direct intracranial delivery of virally-encoded transgenes into the neonatal mouse brain. In its most basic form, the procedure requires only an ice bucket and a microliter syringe. However, the protocol can also be adapted for use with stereotaxic frames to improve consistency for researchers new to the technique. The method relies on the ability of adeno-associated virus (AAV) to move freely from the cerebral ventricles into the brain parenchyma while the ependymal lining is still immature during the first 12-24 hr after birth. Intraventricular injection of AAV at this age results in widespread transduction of neurons throughout the brain. Expression begins within days of injection and persists for the lifetime of the animal. Viral titer can be adjusted to control the density of transduced neurons, while co-expression of a fluorescent protein provides a vital label of transduced cells. With the rising availability of viral core facilities to provide both off-the-shelf, pre-packaged reagents and custom viral preparation, this approach offers a timely method for manipulating gene expression in the mouse brain that is fast, easy, and far less expensive than traditional germline engineering.

Here we demonstrate a technique for widespread neuronal transduction by intraventricular injection of adeno-associated virus into the neonatal mouse brain. This method provides a rapid and easy way to attain lifelong expression of virally-delivered transgenes.

Kalıcı ve yaygın Nöronal İletim için Yenidoğan Fare Beyin intraserooroventriküler Viral Enjeksiyon

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene ...

Video Imaging and Spatiotemporal Maps to Analyze Gastrointestinal Motility in Mice

The enteric nervous system (ENS) plays an important role in regulating gastrointestinal (GI) motility and can function independently of the central nervous system. Changes in ENS function are a major cause of GI symptoms and disease and may contribute to GI symptoms reported in neuropsychiatric disorders including autism. It is well established that isolated colon segments generate spontaneous, rhythmic contractions known as Colonic Migrating Motor Complexes (CMMCs). A procedure to analyze the enteric neural regulation of CMMCs in ex vivo preparations of mouse colon is described. The colon is dissected from the animal and flushed to remove fecal content prior to being cannulated in an organ bath. Data is acquired via a video camera positioned above the organ bath and converted to high-resolution spatiotemporal maps via an in-house software package. Using this technique, baseline contractile patterns and pharmacological effects on ENS function in colon segments can be compared over 3-4 hr. In addition, propagation length and speed of CMMCs can be recorded as well as changes in gut diameter and contraction frequency. This technique is useful for characterizing gastrointestinal motility patterns in transgenic mouse models (and in other species including rat and guinea pig). In this way, pharmacologically induced changes in CMMCs are recorded in wild type mice and in the Neuroligin-3R451C mouse model of autism. Furthermore, this technique can be applied to other regions of the GI tract including the duodenum, jejunum and ileum and at different developmental ages in mice.

This article describes a video imaging technique and high-resolution spatiotemporal mapping to identify changes in the neural regulation of colonic motility in adult mice. Subtle effects on gastrointestinal (GI) function can be detected using this approach in isolated tissue preparations to advance our understanding of GI disease.

Video Görüntüleme ve Spatiotemporal Haritalar Fare Gastrointestinal Motilite Analiz

The enteric nervous system (ENS) plays an important role in regulating gastrointestinal (GI) motility and can function independently of the central ...

Spinal Cord Neurons Isolation and Culture from Neonatal Mice

We present a protocol for the isolation and culture of spinal cord neurons. The neurons are obtained from neonatal C57BL/6 mice and are isolated on postnatal day 1-3. A mouse litter, usually 4-10 pups born from one breeding pair, is gathered for one experiment, and spinal cords are collected individually from each mouse after euthanasia with isoflurane. The spinal column is dissected out and then the spinal cord is released from the column. The spinal cords are then minced to increase the surface area of delivery for an enzymatic protease that allows for the neurons and other cells to be released from the tissue. Trituration is then used to release the cells into solution. This solution is subsequently fractionated in a density gradient to separate the various cells in solution, allowing for neurons to be isolated. Approximately 1-2.5 x 106 neurons can be isolated from one litter group. The neurons are then seeded onto wells coated with adhesive factors that allow for proper growth and maturation. The neurons take approximately 7 days to reach maturity in the growth and culture medium and can be used thereafter for treatment and analysis.

This study presents a technique for the isolation of neurons from WT neonatal mice. It requires the careful dissection of the spinal cord from the neonatal mouse, followed by the separation of neurons from the spinal cord tissue through mechanical and enzymatic cleavage.

Yenidoğan Faresinden İzole Edilen Spinal Kord Nöronları İzolasyonu ve Kültürü

We present a protocol for the isolation and culture of spinal cord neurons. The neurons are obtained from neonatal C57BL/6 mice and are isolated on ...

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging methods exist for examining the brain tissue of live newborn mammals. Herein we summarize a protocol for imaging individual cortical neurons in living neonatal mice. This protocol includes the following two methodologies: (1) the Supernova system for sparse and bright labeling of cortical neurons in the developing brain, and (2) a surgical procedure for the fragile neonatal skull. This protocol allows the observation of temporal changes of individual cortical neurites during neonatal stages with a high signal-to-noise ratio. Labeled cell-specific gene silencing and knockout can also be achieved by combining the Supernova with RNA interference and CRISPR/Cas9 gene editing systems. This protocol can, thus, be used for analyzing the developmental dynamics of cortical neurons, molecular mechanisms that control the neuronal dynamics, and changes in neuronal dynamics in disease models.

In Vivo Two-photon Imaging of Cortical Neurons in Neonatal Mice

We present an in vivo two-photon imaging protocol for imaging the cerebral cortex of neonatal mice. This method is suitable for analyzing the developmental dynamics of cortical neurons, the molecular mechanisms that control the neuronal dynamics, and the changes in neuronal dynamics in disease models.

Vivo Yenidoğan farelerde kortikal nöronların iki fotonlu görüntüleme

Two-photon imaging is a powerful tool for the in vivo analysis of neuronal circuits in the mammalian brain. However, a limited number of in vivo imaging ...

Optogenetic Manipulation of Neural Circuits During Monitoring Sleep/wakefulness States in Mice

In recent years, optogenetics has been widely used in many fields of neuroscientific research. In many cases, an opsin, such as channel rhodopsin 2 (ChR2), is expressed by a virus vector in a particular type of neuronal cells in various Cre-driver mice. Activation of these opsins is triggered by application of light pulses which are delivered by laser or LED through optic cables, and the effect of activation is observed with very high time resolution. Experimenters are able to acutely stimulate neurons while monitoring behavior or another physiological outcome in mice. Optogenetics can enable useful strategies to evaluate function of neuronal circuits in the regulation of sleep/wakefulness states in mice. Here we describe a technique for examining the effect of optogenetic manipulation of neurons with a specific chemical identity during electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) monitoring to evaluate the sleep stage of mice. As an example, we describe manipulation of GABAergic neurons in the bed nucleus of the stria terminalis (BNST). Acute optogenetic excitation of these neurons triggers a rapid transition to wakefulness when applied during NREM sleep. Optogenetic manipulation along with EEG/EMG recording can be applied to decipher the neuronal circuits that regulate sleep/wakefulness states.

Here, we describe methods of optogenetic manipulation of particular types of neurons during monitoring of sleep/wakefulness states in mice, presenting our recent work on the bed nucleus of the stria terminalis as an example.

Farelerde uyku/uyanıklık durumları Izleme sırasında nöral devrelerin optogenetik manipülasyon

In recent years, optogenetics has been widely used in many fields of neuroscientific research. In many cases, an opsin, such as channel rhodopsin 2 ...

Modeling Neonatal Intraventricular Hemorrhage Through Intraventricular Injection of Hemoglobin

Neonatal intraventricular hemorrhage (IVH) is a common consequence of premature birth and leads to brain injury, posthemorrhagic hydrocephalus (PHH), and lifelong neurological deficits. While PHH can be treated by temporary and permanent cerebrospinal fluid (CSF) diversion procedures (ventricular reservoir and ventriculoperitoneal shunt, respectively), there are no pharmacological strategies to prevent or treat IVH-induced brain injury and hydrocephalus. Animal models are needed to better understand the pathophysiology of IVH and test pharmacological treatments. While there are existing models of neonatal IVH, those that reliably result in hydrocephalus are often limited by the necessity for large-volume injections, which may complicate modeling of the pathology or introduce variability in the clinical phenotype observed.
Recent clinical studies have implicated hemoglobin and ferritin in causing ventricular enlargement after IVH. Here, we develop a straightforward animal model that mimics the clinical phenotype of PHH utilizing small-volume intraventricular injections of the blood breakdown product hemoglobin. In addition to reliably inducing ventricular enlargement and hydrocephalus, this model results in white matter injury, inflammation, and immune cell infiltration in periventricular and white matter regions. This paper describes this clinically relevant, simple method for modeling IVH-PHH in neonatal rats using intraventricular injection and presents methods for quantifying ventricle size post injection.

We present a model of neonatal intraventricular hemorrhage using rat pups that mimics the pathology seen in humans.

İntraventriküler Hemoglobin Enjeksiyonu ile Yenidoğan İntraventriküler Kanamasının Modellenmesi

Neonatal intraventricular hemorrhage (IVH) is a common consequence of premature birth and leads to brain injury, posthemorrhagic hydrocephalus (PHH), and ...

<meta charset="utf8"></head><body>Fare Duyusal Korteks Geliştirmede Nöronal Aktivite Haritalaması

In Vivo Visualization of Spontaneous Activity in Neonatal Mouse Sensory Cortex at a Single-Neuron Resolution

The mammalian brain undergoes dynamic developmental changes at both the cellular and circuit levels throughout prenatal and postnatal periods. Following the discovery of numerous genes contributing to these developmental changes, it is now known that neuronal activity also substantially modulates these processes. In the developing cerebral cortex, neurons exhibit synchronized activity patterns that are specialized to each primary sensory area. These patterns markedly differ from those observed in the mature cortex, emphasizing their role in regulating area-specific developmental processes. Deficiencies in neuronal activity during development can lead to various brain diseases. These findings highlight the need to examine the regulatory mechanisms underlying activity patterns in neuronal development. This paper summarizes a series of protocols to visualize primary sensory areas and neuronal activity in neonatal mice, to image the activity of individual neurons within the cortical subfields using two-photon microscopy in vivo, and to analyze subfield-related activity correlations. We show representative results of patchwork-like synchronous activity within individual barrels in the somatosensory cortex. We also discuss various potential applications and some limitations of this protocol.

<meta charset="utf8"></head><body>Yazar Spotlight: İki Foton Mikroskobu ve Tek Nöron Görüntülemeden Nöral Devre Oluşumunun Deşifre Edilmesi

Primary sensory areas in the neocortex exhibit unique spontaneous activities during development. This article describes how to visualize individual neuron activities and primary sensory areas to analyze area-specific synchronous activities in neonatal mice in vivo.

Yenidoğan Fare Duyusal Korteksinde Tek Nöron Çözünürlükte Spontan Aktivitenin İn vivo Görselleştirilmesi

The mammalian brain undergoes dynamic developmental changes at both the cellular and circuit levels throughout prenatal and postnatal periods. Following ...