AR, XH und PE wurden durch den NIH-Zuschuss R01HL140398 und ein Gilson Longenbaugh Foundation-Stipendium unterstützt. DEMM und KK wurden durch die NIH-Stipendien R01HL136333 und R01HL134880 (KYK) sowie ein Stipendium der Helis Medical Research Foundation unterstützt. DEMM wird auch vom Howard Hughes Medical Institute (HHMI) Gilliam Fellowship for Advanced Study unterstützt. PE wird auch durch Training in Precision Environmental Health Sciences NIEHS T32 ES027801 Fellowship Program unterstützt. JC und MF werden von Tobacco Research Funds vom Department of Epigenetics and Molecular Carcinogenesis und vom Center for Epigenetics (Scholar Award to MF) bei MD Anderson unterstützt. FK und YZ werden durch die NIH-Zuschüsse R01 ES029442-01 und R01 AI135803-01 sowie das VA Merit-Stipendium CX000104 unterstützt. Dieses Projekt wurde vom Cytometry and Cell Sorting Core am Baylor College of Medicine mit Mitteln des CPRIT Core Facility Support Award (CPRIT-RP180672), des NIH (CA125123 und RR024574) und der Unterstützung von Joel M. Sederstrom unterstützt.

Alle an den Experimenten und der Entwicklung dieser Technik beteiligten Tiere wurden unter unser Tieranwendungsprotokoll gestellt, das vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) und unter den Institutionen Baylor College of Medicine und MD Anderson genehmigt wurde, die von der Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care (AAALAC) akkreditiert sind.
1. Bau des Geräts
<ol><li>Montage des Luftkompressors mit dem Ventilsystem.
	<ol>
<li>Schließen Sie die Durchflussmesser (zwei 15 L/min mit Y-Bar und 2 Power-Starts) mit einem 1/8 Zoll Gewinde-Stecker-Nippel-Fitting an den Miniatur-Druckregler an. Stellen Sie sicher, dass Sie das Gewindedichtungsband in allen Gewindeenden verwenden.</li>
		<li>Schließen Sie den montierten Druckregler mit dem Durchflussmesser mit dem medizinischen Luftkompressorinstrument an: eine 1/8 Zoll Hex-Nippel am Kompressor-Luftauslass, eine 1/8 Zoll Gewindekupplung simpere und eine 1/8 Zoll Gewinde-Stecker-Adapter-Nippel-Fitting, die mit dem Druckregler verbunden ist.</li>
		<li>Installieren Sie den Sauerstoffschwenk-Barbeinanschluss an jedem (4) Durchflussmesser.</li>
		<li>Installieren Sie einen steckerigen Adapter am oberen Luftauslass des Luftkompressors (Teil im Lieferumfang des medizinischen Luftkompressors).</li>
	</ol></li>
	<li>Montage von Belichtungskammern (ca. 4 Einheiten)
	<ol>
<li>Schneiden Sie ein 3/4 Zoll chloriertes Polyvinylchlorid (CPVC) Rohr in acht 4-Zoll-Segmente.</li>
		<li>Legen Sie jedes Segment auf eine 3/4 Zoll 90° Ellenbogen CPVC-Befestigung und befestigen Sie die passende Seite des Ellenbogens an einem 3/4 Zoll Durchmesser CPVC Stecker Adapter. Es sollten acht CPVC-Segmente vorhanden sein, die jeweils an einem CPVC-Ellbogenarmatur und einem CPVC-Steckeradapter befestigt sind.</li>
		<li>Bohren Sie zwei Löcher (1 1/4 Zoll Durchmesser) auf gegenüberliegenden Seiten, die am weitesten voneinander entfernt sind, eines luftdichten 8,5-L-Behälters (11,25 x 7,75 x 6 Zoll) mit deckel (siehe Abbildung 1 Belichtungskammer). Die Positionierung der Löcher ist von oben nach unten und von links nach rechts zu zentrieren.</li>
		<li>Legen Sie die Gewindeseiten des zuvor montierten CPVC-Steckeradapters in jedes Loch in den Behältern ein.</li>
		<li>Befestigen Sie von der Innenseite des Behälters eine 3/4 Zoll CPVC-Kappe auf der anderen Seite (Kammerraucheingang) und einen 3/4 Zoll CPVC-Drip-Drip-Buchsenadapter auf einer Seite (Kammerrauchausgang).</li>
		<li>Bohren Sie fünf 3 mm Löcher auf der Oberseite der CPVC-Kappe der Kammerrauchausgabe in einem quincunx (Duschenkopf) Muster. Dadurch kann der Zigarettenrauch mit höherer Geschwindigkeit in die Kammer gelangen und sorgt dafür, dass er sich gleichmäßig in die Kammer in alle Richtungen ausbreitet.</li>
	</ol></li>
	<li>Montage von Zigarettenkammern (macht bis zu 4 murine Belichtungseinheiten)
	<ol>
<li>Nehmen Sie einen Ein-Loch-Gummistopfen (Herstellergröße 8,5) und legen Sie einen 1/4 Zoll Barbett Y-Stecker auf der breiteren Seite und eine gerade Stachelbefestigung (8 mm Öffnung) auf der schmaleren Seite ein. Die Zigarette wird hier während des Rauchens platziert (Zigarettensockel).</li>
		<li>Schließen Sie ein Ende eines 12 Zoll langen medizinischen Vinylrohrs an einen der Stachelverbinder am Y-Stecker an, der am Gummistopfen befestigt ist, und das andere Ende an eine 1/4 Zoll-Befestigung und legen Sie die gegenüberliegende Seite dieses Fittings auf einen Ein-Loch-Gummistopfen (Herstellergröße 1) ein.</li>
		<li>Legen Sie auf einem anderen Gummistopfen (Herstellergröße 8,5) einen 1/4 Zoll geraden Schlauchstecker an der breiteren Seite des Stopfens ein und verbinden Sie das äußere Ende des Fittings mit einem 7 ft medizinischen Vinylrohr.</li>
		<li>Verbinden Sie die beiden zuvor in den Schritten 1.3.1–1.3.3 montierten Gummistopfenstrukturen mit einem 8-Zoll x 1,75-Zoll-Glaszylinder aus einem Laborglas-Abflussrohr.</li>
	</ol></li>
	<li>Ventilsteuerung
	<ol>
<li>Das System wird durch ein rhythmisches Öffnen und Schließen von Magnetventilen gesteuert, die das Einatmen (Puffen) von Zigarettenrauch und sauberer Luft simulieren. Das System, das die Magnetventile steuert, wurde kommerziell entwickelt (siehe Materialtabelle).</li>
	</ol></li>
	<li>Zusammensetzen aller Komponenten (siehe Abbildung 1)
	<ol>
<li>Montieren Sie vier Magnetventile an den Seiten der Ventilsteuerung mit 1-Zoll-Befestigungen.</li>
		<li>Schließen Sie die Magnetventile gemäß den Anweisungen des Herstellers an die Ventilsteuerung an.</li>
		<li>Befestigen Sie einen 10–32 (M) Gewindeanschluss am Auspuffanschluss ("EXH") am Magnetventil und einen Gewindeanschlussadapter an den Anschlüssen "IN" und "OUT" desselben Magnetventils.</li>
		<li>Schließen Sie das am Kompressor angeschlossene Durchflussmessgerät über den "OUT"-Anschluss über einen 7 ft medizinischen Vinylschlauch an das Magnetventil an.</li>
		<li>Verbinden Sie das 7 ft Vinylrohr, das mit dem Gummistopfen in Schritt 1.3.3 montiert ist. am "IN"-Stecker am Magnetventil.</li>
		<li>Setzen Sie den kleinen Gummistopfen der Zigarettenkammer auf den Kammerraucheingang.</li>
		<li>Schließen Sie das Magnetventil an den zweiten Anschluss des Barbett-Y-Steckers an dem in Schritt 1.3.1 montierten Zigarettensockel an.</li>
	</ol></li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61793/61793fig01.jpg"> Abbildung 1: Schemadier der Verbindungen unseres WBIS zur Exposition gegenüber CS. Diese Abbildung zeigt, wie alle Komponenten zu einem Arbeitsgerät zusammengesetzt werden. Die Abbildung zeigt nur eine montierte Rauchkammer der vier, die die Maschine betriebsfähig ist. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61793/61793fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
2. Zigarettenrauchexposition
VORSICHT: Vermeiden Sie die Exposition aus zweiter und dritter Hand gegenüber Zigarettenrauch. Zigaretten- und Expositionskammern sollten innerhalb eines Typ S.II Laminar Flow Biological Safety Cabinets verwendet werden. Bei der Durchführung der Rauchexpositionsexperimente (z. B. Masken, Handschuhe, Haarnetz, Kleid) sollte die richtige PSA getragen werden.
<ol><li>
Einstellen von Druck und Luftstrom
	<ol>
<li>Sobald alle Komponenten montiert sind, wie in Abbildung 1dargestellt, schalten Sie den Luftkompressor ein und warten Sie, bis sich der Sicherheitsalarm selbst ausschaltet.</li>
		<li>Stellen Sie den Druck des Luftkompressors auf 40–50 psi ein, indem Sie den Knopf am Druckregler drehen.</li>
		<li>Stellen Sie den Luftstrom vom Luftkompressor mit dem Durchflussmesser auf 5 L ein.</li>
		<li>Schalten Sie den Ventilregler ein.</li>
		<li>Stellen Sie den digitalen Timer am Ventilregler an den PULS-C (im Display als "Pu-c") Betriebsmodus angezeigt, indem Sie die SET/LOCK-Taste drücken, während Sie die UP-Taste an der ersten Ziffer des Timers gedrückt halten. Drücken Sie dann die UP-Taste, bis der Pu-c-Modus erreicht ist. Drücken Sie die RESET-Taste, um den angezeigten Betriebsmodus (d. h. Pu-C) als Arbeitsmodus festzulegen.</li>
		<li>Drücken Sie den SET/LOCK, um den Timer 1 zu ändern (im Display als "T1" angezeigt).</li>
		<li>Drücken Sie die UP- oder DOWN-Tasten, um T1 auf 20 s einzustellen.</li>
		<li>Drücken Sie den SET/LOCK, um den Timer 2 zu ändern (im Display als "T2" angezeigt).</li>
		<li>Drücken Sie die UP- oder DOWN-Tasten, um T2 auf 3 s einzustellen. HINWEIS: Die Schritte 2.1.5 bis 2.1.9 sind auf die Verwendung mit dem jeweiligen Timer zugeschnitten (siehe Materialtabelle). Weitere Anweisungen zu anderen Verwendungszwecken für dieses Produkt finden Sie in der entsprechenden Bedienungsanleitung.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Zigarettenrauchbehandlung HINWEIS: Dieses System ermöglicht die gleichzeitige Verwendung von 1–4 murinen Expositionskammern.<ol>
<li>Schalten Sie den Luftkompressor ein und warten Sie, bis sich der Sicherheitsalarm selbst ausschaltet.</li>
		<li>Schalten Sie den Ventilregler ein.</li>
		<li>Übertragen Sie 5 Mäuse in jede der vier Belichtungskammern mit luftdichten abnehmbaren Deckeln mit einem Volumen von 8,5 l. Platzieren Sie die vier Belichtungskammern mit Mäusen in einem Laminar Flow Biological Safety Cabinets der Klasse II Typ B2.</li>
		<li>Im inneren des laminaren Strömungbiologischen Sicherheitsschranks, zünden Sie eine Zigarette an und legen Sie die Zigarette in die Zigarettenkammer ein. Verwenden Sie handelsübliche Zigaretten, die 15 mg/Cig-Teer und 1,1 mg/Cig-Nikotin8 im Vergleich zu Kentucky 3RF4-Forschungszigaretten (9,5 mg/Cig-Teer und 0,73 mg/Cig-Nikotin)enthalten 9.</li>
		<li>Schalten Sie die Ventile am Ventilregler ein, die den derzeit in Gebrauch befindlichen Kammern entsprechen. Die Belichtung ist in 2 Phasen unterteilt: (T1) saubere Luft wird für 20 s in die Belichtungskammer gepumpt und (T2) Luftstrom bewirkt, dass die Zigarette brennt und Rauch aus der Zigarettenkammer für 3 s in die Belichtungskammer gepumpt wird. Lassen Sie die Zigarette vollständig ausbrennen, bis sie den Filter erreicht.<ol>
<li>Passen Sie die Timereinstellungen an, um über einen Zeitraum von 4 Min. durchschnittlich 10 Puffs/Zigarette auszuführen. Beachten Sie, dass der Timer und das System leicht anpassbar sind, um die CS-Dosiertherapie entsprechend den Forschungsbedürfnissen der Forscher zu verbessern oder zu senken.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Entfernen Sie den Zigarettenfilter und entsorgen Sie ihn, indem Sie den Zigarettenstummel in einen Glasbecher mit Wasser legen, um die Flamme zu löschen und den Geruch zu dämpfen.</li>
		<li>Stellen Sie sicher, dass die Zigarettenkammer wieder geschlossen ist und ohne Zigarette. Lassen Sie die Maschine saubere Luft für 10 min. Es ist von größter Bedeutung, die Wirbeltiere, die CS ausgesetzt sind, ständig zu überwachen. Dieses Belichtungsschema ist für 5 weibliche Mäuse optimiert, die über 9 Wochen alt sind, pro Expositionskammer.</li>
		<li>Wiederholen Sie die Schritte 2.3.4 bis 2.3.7 dreimal für insgesamt 4 Zigaretten pro Kammer pro Tag. Dieses Verfahren wird 5 Tage die Woche so lange wiederholt, wie der Forscher für seine Experimente benötigt.</li>
		<li>Entfernen Sie die Mäuse aus den Belichtungskammern zurück in ihre entsprechenden Käfige.</li>
		<li>Schalten Sie den Ventilregler und den Luftkompressor aus.</li>
		<li>Entfernen Sie die Belichtungs- und Zigarettenkammern und waschen Sie sie mit Wasser und Seife, um eventuelle Teerrückstände zu entfernen.</li>
		<li>Lassen Sie die Kammern vollständig trocknen, bevor Sie sie wieder verwenden.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Current Cigarette Smoking Among Adults in the United States. Center for Disease Control and Prevention Available from: <a target="_blank" href="https://www.cdc.gov/tobacco/data_statistics/fact_sheets/adult_data/cig_smoking/index.htm">https://www.cdc.gov/tobacco/data_statistics/fact_sheets/adult_data/cig_smoking/index.htm</a> (2018)</li><li>Salvi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tobacco+smoking+and+evironmental+risk+factors+for+chronic+obstructive+pulmonary+disease.">Tobacco smoking and evironmental risk factors for chronic obstructive pulmonary disease.</a> Clinics in Chest Medicine. 35, 17-27 (2014).</li><li>Sunyer, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Longitudinal+relation+between+smoking+and+white+blood+cells.">Longitudinal relation between smoking and white blood cells.</a> American Journal of Epidemiology. 144, 734-741 (1996).</li><li>Freedman, D. S., Flanders, D., Barboriak, J. J., Malarcher, A. M., Gates, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cigarette+smoking+and+leukocyte+subpopulations+in+men.">Cigarette smoking and leukocyte subpopulations in men.</a> Annals of Epidemiology. 6, 299-306 (1996).</li><li>Chronic Obstructive Pulmonary Disease (COPD). Center for Disease Control and Prevention Available from: <a target="_blank" href="https://www.cdc.gov/copd/basics-about.html">https://www.cdc.gov/copd/basics-about.html</a> (2019)</li><li>Genovese, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clonal+hematopoiesis+and+blood-cancer+risk+inferred+from+blood+DNA+sequence.">Clonal hematopoiesis and blood-cancer risk inferred from blood DNA sequence.</a> New England Journal of Medicine. , (2014).</li><li>Steensma, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+implications+of+clonal+hematopoiesis.">Clinical implications of clonal hematopoiesis.</a> Mayo Clinic Proceedings. 93, 1122-1130 (2018).</li><li>Tobacco. Federal Trade Comission Available from: <a target="_blank" href="https://www.ftc.gov/tips-advice/business-center/selected-industries/tobacco">https://www.ftc.gov/tips-advice/business-center/selected-industries/tobacco</a> (2020)</li><li>3R4F Cigarettes. University of Kentucky - College of Agriculture Food and Environment Available from: <a target="_blank" href="https://ctrp.uky.edu/products/gallery/Reference">https://ctrp.uky.edu/products/gallery/Reference</a> (2020)</li><li>Shan, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cigarette+smoke+induction+of+osteopontin+(SPP1)+mediates+T+H+17+inflammation+in+human+and+experimental+emphysema.">Cigarette smoke induction of osteopontin (SPP1) mediates T H 17 inflammation in human and experimental emphysema.</a> Science Translational Medicine. 4, 1-10 (2012).</li><li>Yuan, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+C3a+receptor+is+required+in+cigarette+smoke-mediated+emphysema.">Activation of C3a receptor is required in cigarette smoke-mediated emphysema.</a> Nature Mucosal Immunology. 8, 874-885 (2014).</li><li>Yuan, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cigarette+smoke+-+induced+reduction+of+C1q+promotes+emphysema.">Cigarette smoke - induced reduction of C1q promotes emphysema.</a> JCI Insight. 4, 1-17 (2019).</li><li>Shan, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Agonistic+induction+of+PPAR+g+reverses+cigarette+smoke+-+induced+emphysema+Find+the+latest+version:+Agonistic+induction+of+PPAR+&#947;+reverses+cigarette+smoke+-+induced+emphysema.">Agonistic induction of PPAR g reverses cigarette smoke - induced emphysema Find the latest version: Agonistic induction of PPAR &#947; reverses cigarette smoke - induced emphysema.</a> Journal of Clinical Investigation. 124, 1371-1381 (2014).</li><li>Hong, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protective+role+of+gd+T+cells+in+cigarette+smoke+and+influenza+infection.">Protective role of gd T cells in cigarette smoke and influenza infection.</a> Nature Mucosal Immunology. 11, 834-908 (2018).</li><li>Kim, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cigarette+smoke+induces+intestinal+inflammation+via+a+Th17+cell-neutrophil+axis.">Cigarette smoke induces intestinal inflammation via a Th17 cell-neutrophil axis.</a> Frontiers in Immunology. 10, 1-11 (2019).</li><li>Lu, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+microRNA+miR-22+inhibits+the+histone+deacetylase+HDAC4+to+promote+T+H+17+cell+-+dependent+emphysema.">The microRNA miR-22 inhibits the histone deacetylase HDAC4 to promote T H 17 cell - dependent emphysema.</a> Nature Immunology. 16, 1185-1194 (2015).</li><li>Hendrix, A. Y., Kheradmand, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Role of Matrix Metalloproteinases in Development, Repair, and Destruction of the Lungs. Progress in Molecular Biology and Translational Science. 148, (2017).</li><li>Siggins, R. W., Hossain, F., Rehman, T., Melvan, J. N., Welsh, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cigarette+smoke+alters+the+hematopoietic+stem+cell+niche.">Cigarette smoke alters the hematopoietic stem cell niche.</a> Med Sci. 2, 37-50 (2014).</li><li>Kheradmand, F., You, R., Gu, B. H., Corry, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cigarette+smoke+and+DNA+cleavage+promote+lung+inflammation+and+emphysema.">Cigarette smoke and DNA cleavage promote lung inflammation and emphysema.</a> Transactions of the American Clinical and Climatological Association. 128, 222-233 (2017).</li><li>Ha, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Menthol+attenuates+respiratory+irritation+and+elevates+blood+cotinine+in+cigarette+smoke+exposed+mice.">Menthol attenuates respiratory irritation and elevates blood cotinine in cigarette smoke exposed mice.</a> PLoS ONE. , 1-16 (2015).</li><li>Moreno-Gonzalez, I., Estrada, L. D., Sanchez-Mejias, E., Soto, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Smoking+exacerbates+amyloid+pathology+in+a+mouse+model+of+Alzheimer's+disease.">Smoking exacerbates amyloid pathology in a mouse model of Alzheimer's disease.</a> Nature Communications. 4, 1-10 (2013).</li><li>Madison, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electronic+cigarettes+disrupt+lung+lipid+homeostasis+and+innate+immunity+independent+of+nicotine.">Electronic cigarettes disrupt lung lipid homeostasis and innate immunity independent of nicotine.</a> Journal of Clinical Investigation. 129, 4290-4304 (2019).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Hier stellen wir CS die für den Bau eines WBIS-Geräts erforderlichen Informationen zur Verfügung. Nach der Installation des Systems ist es von entscheidender Bedeutung, dass die Prüfer das System auf der Grundlage der gelieferten Dosis von Nikotin oder Cotinin bei Tieren kalibrieren. Das Gerät enthält einen Timer und Druckmessgeräte, die verwendet werden können, um Das Volumen der Zigarettenpuffe, die Pufffrequenz, die kombinierte Rauchexpositionsdauer und die Ruheintervalle anzupassen, die Tiere zwischen jeder Z...

Zigarettenrauchen ist nach wie vor eine der Hauptursachen für vermeidbare Krankheiten in den USA, trotz des stetigen Rückgangs der Zahl der zigarettenrauchenden Erwachsenen in den letzten 50-60 Jahren1. Es ist allgemein bekannt, dass Rauchen mit mehreren Erkrankungen der Lunge und des Blutes verbunden ist, einschließlich chronisch obstruktiver Lungenerkrankung (COPD), einer Gruppe von Krankheiten, die Emphysem und chronische Bronchitis2,3,4umfasst. Nach Angaben des Center for Disease Control (CDC), im Jahr 2014, COPD war die dritthäufigste Todesursache in den Vereinigten Staaten mit über 15 Millionen Amerikaner n.H.
CS wurde auch vor kurzem mit einem höheren Risiko der Entwicklung klonaler Hämatopoese (CH)6,7verbunden, ein Zustand, in dem eine einzelne hämatopoetische Stammzelle überproportional einen großen Prozentsatz des peripheren Blutes einer Person produziert. Dieser Befund deutet auf einen möglichen Zusammenhang zwischen Rauchen und Knochenmarkfunktion hin. Angesichts der weitverbreiteten und sehr signifikanten gesundheitlichen Auswirkungen von CS und angesichts der Tatsache, dass murine Modelle von Krankheiten ein Eckpfeiler des Fortschritts in der biomedizinischen Forschung sind, ist es nützlich, effiziente und erschwingliche Systeme zu entwickeln, um CS bei Mäusen zu modellieren.
Hier bieten wir eine Schritt-für-Schritt-Anleitung für den Aufbau eines erschwinglichen Systems zur Behandlung und Untersuchung der In-vivo-Effekte von CS auf Lungenemphysem und Knochenmarkhomöostase. Die Montage dieser Geräte erfordert nicht, dass der Benutzer spezielle Kenntnisse hat und ermöglicht somit die DIY-Montage.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>1 in fastener</td>
			<td>Lowes</td>
			<td>756990</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4 in Barbed Y connector</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89093-282</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4 in straight tubing connector</td>
			<td>VWR</td>
			<td>62866-378</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/8 hex nipple</td>
			<td>Lowes</td>
			<td>877221</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/8 in threaded coupling fitting</td>
			<td>Lowes</td>
			<td>877208</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/8 in threaded male adapter nipple fitting</td>
			<td>Lowes</td>
			<td>877243</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10/32 (M) threaded straight connector</td>
			<td>Bimba</td>
			<td>EB60</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/4 in 90-degree elbow CPVC fitting</td>
			<td>Lowes</td>
			<td>22643</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/4 in chlorinated polyvinyl chloride (CPVC) pipe</td>
			<td>Lowes</td>
			<td>23814</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/4 in CPVC cap</td>
			<td>Lowes</td>
			<td>23773</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/4 in CPVC Drip irrigation female adapter</td>
			<td>Lowes</td>
			<td>194629</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/4 in diameter CPVC male adapter</td>
			<td>Lowes</td>
			<td>23766</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8.5 L airtight container with lid (11.25in x 7.75in x 6 in)</td>
			<td>Komax</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Listed as &#34;Komax Biokips Large Bread Box | (280-oz) Large Storage Container&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass drain tube (1.75 in diameter x 8 in length)</td>
			<td>KIMAX</td>
			<td>6500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isonic Solenoid Valves</td>
			<td>Bimba</td>
			<td>V2A02-AW1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Marlboro Red 100&#39;s</td>
			<td>Marlboro</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen swivel barbed connector</td>
			<td>Global Medical Solutions</td>
			<td>RES002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Panasonic Timer LT4H-W</td>
			<td>Panasonic</td>
			<td>LT4HW</td>
			<td>Item was built-in the valve controller by Shepherd Controls &#38; Associates</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure regulator</td>
			<td>Allied Electronics and Automation</td>
			<td>70600552</td>
			<td>Also listed as &#34;Norgren R07-100-RGKA&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rubber stopper # 1 (one hole)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>59581-163</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rubber stopper # 8.5 (one hole)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>59581-389</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scireq inExpose system</td>
			<td>Scireq and Emka Technologies</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Commercial system used for comparison with our DIY WBIS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight barbed fitting (8mm opening)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10028-872</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thread Sealant tape</td>
			<td>Lowes</td>
			<td>1184243</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Threaded port adaptor</td>
			<td>Bimba</td>
			<td>P1SA1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timeter Aridyne 2000 Medical Air Compressor</td>
			<td>MFI Medical</td>
			<td>AHC-TE20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timeter flowmeter</td>
			<td>Allied Healthcare Products</td>
			<td>15006-03YP2</td>
			<td>Also listed as &#34;Puritan Air Meter&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Valve Control system</td>
			<td>Shepherd Controls and Associates</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Company custom designed the valve control system for this model.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vinyl pipes</td>
			<td>Vitality Medical</td>
			<td>RES3007</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

cigarette smoke exposure in mice using a whole-body inhalation system

Im Jahr 2018 sollen fast 14 % der Erwachsenen in den Vereinigten Staaten Zigaretten geraucht haben. Die Auswirkungen von Zigarettenrauch (CS) auf Lungen und Herz-Kreislauf-Erkrankungen wurden weithin untersucht, jedoch bleiben die Auswirkungen von CS in anderen Geweben und Organen wie Blut und Knochenmark unvollständig definiert. Die Suche nach dem geeigneten System zur Untersuchung der Auswirkungen von CS bei Nagetieren kann unerschwinglich teuer sein und den Kauf kommerziell erhältlicher Systeme erfordern. So haben wir uns vorgenommen, ein erschwingliches, zuverlässiges und vielseitiges System zu entwickeln, um die pathologischen Wirkungen von CS bei Mäusen zu untersuchen. Diese Ganzkörper-Inhalations-Expositions-System (WBIS) Setup imitiert das Atmen und Puffen von Zigaretten durch abwechselnde Exposition gegenüber CS und saubere Luft. Hier zeigen wir, dass dieses Do-it-yourself (DIY) System nach 4 Monaten Zigarettenrauch-Exposition Atemwegsentzündungen und Lungenemphysem bei Mäusen induziert. Die Auswirkungen der Ganzkörperinhalation (WBI) von CS auf hämatopoetische Stamm- und Vorläuferzellen (HSPCs) im Knochenmark mit diesem Gerät werden ebenfalls gezeigt.

Eines der Hauptmerkmale der CS-Exposition ist Emphysem, das durch die Beschädigung und Zerstörung von Luftsäcken (Alveolen) in der Lunge gekennzeichnet ist. So konzentrierten sich erste Experimente auf die Fähigkeit des DIY-Systems, emphysematous Veränderungen in der Lunge weiblicher Mäuse bei wiederholter Ganzkörperexposition gegenüber CS zu provozieren. Das CS-Dosierschema wurde auf der Grundlage unserer früheren Veröffentlichungen ausgewählt, in denen wir das hier beschriebene DIY-System nutzten, um Mäuse ...

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Cigarette Smoke Exposure in Mice using a Whole-Body Inhalation System

Dieses Protokoll zeigt die Untersuchung der pathophysiologischen Wirkungen von Zigarettenrauch (CS) mit einem ganzheitigen Inhalationssystem (WBI) im eigenen Haus gebaut. Dieses System kann Tiere UNTER kontrollierten wiederholbaren Bedingungen CS aussetzen, um CS-vermittelte Wirkungen auf Lungenemphysem und Hämatopoese zu erforschen.

Zigarettenrauchexposition bei Mäusen mit einem Ganzkörper-Inhalationssystem

Close to 14% of adults in the United States were reported to smoke cigarettes in 2018. The effects of cigarette smoke (CS) on lungs and cardiovascular ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

6.1K Aufrufe.  Baylor College of Medicine. Dieses Protokoll zeigt die Untersuchung der pathophysiologischen Wirkungen von Zigarettenrauch (CS) mit einem ganzheitigen Inhalationssystem (WBI) im eigenen Haus gebaut. Dieses System kann Tiere UNTER kontrollierten wiederholbaren Bedingungen CS aussetzen, um CS-vermittelte Wirkungen auf Lungenemphysem und Hämatopoese zu erforschen.

Serie: Cigarette Smoke Exposure in Mice using a Whole-Body Inhalation System

Using Bioluminescent Imaging to Investigate Synergism Between Streptococcus pneumoniae and Influenza A Virus in Infant Mice

During the 1918 influenza virus pandemic, which killed approximately 50 million people worldwide, the majority of fatalities were not the result of infection with influenza virus alone. Instead, most individuals are thought to have succumbed to a secondary bacterial infection, predominately caused by the bacterium Streptococcus pneumoniae (the pneumococcus). The synergistic relationship between infections caused by influenza virus and the pneumococcus has subsequently been observed during the 1957 Asian influenza virus pandemic, as well as during seasonal outbreaks of the virus (reviewed in 1, 2). Here, we describe a protocol used to investigate the mechanism(s) that may be involved in increased morbidity as a result of concurrent influenza A virus and S. pneumoniae infection. We have developed an infant murine model to reliably and reproducibly demonstrate the effects of influenza virus infection of mice colonised with S. pneumoniae. Using this protocol, we have provided the first insight into the kinetics of pneumococcal transmission between co-housed, neonatal mice using in vivo imaging 3.

Using Bioluminescent Imaging to Investigate Synergism Between Streptococcus pneumoniae and Influenza A Virus in Infant Mice

A concurrent infection with influenza A virus is one of the factors implicated in the induction of invasive pneumococcal disease during asymptomatic Streptococcus pneumoniae carriage. Here we describe a mixed infection method using infant mice to investigate the synergism between these two respiratory pathogens.

Mit Bioluminescent Imaging, um Synergie von Untersuchen Streptococcus pneumoniae Und Influenza A Virus in Infant Mäuse

During the 1918 influenza virus pandemic, which killed approximately 50 million people worldwide, the majority of fatalities were not the result of ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Development of a Negative Selectable Marker for Entamoeba histolytica

Entamoeba histolytica is the causative agent of amebiasis and infects up to 10% of the world's population. The molecular techniques that have enabled the up- and down-regulation of gene expression rely on the transfection of stably maintained plasmids. While these have increased our understanding of Entamoeba virulence factors, the capacity to integrate exogenous DNA into genome, which would allow reverse genetics experiments, would be a significant advantage in the study of this parasite. The challenges presented by this organism include inability to select for homologous recombination events and difficulty to cure episomal plasmid DNA from transfected trophozoites. The later results in a high background of exogenous DNA, a major problem in the identification of trophozoites in which a bona fide genomic integration event has occurred. We report the development of a negative selection system based upon transgenic expression of a yeast cytosine deaminase and uracil phosphoribosyl transferase chimera (FCU1) and selection with prodrug 5-fluorocytosine (5-FC). The FCU1 enzyme converts non-toxic 5-FC into toxic 5-fluorouracil and 5-fluorouridine-5'-monophosphate. E. histolytica lines expressing FCU1 were found to be 30 fold more sensitive to the prodrug compared to the control strain.

Development of a Negative Selectable Marker for Entamoeba histolytica

We report development of a negative selection system in E. histolytica based upon transgenic expression of a chimeric protein (FCU1) and selection with the prodrug 5-fluorocytosine. The FCU1 protein is a fusion of yeast cytosine deaminase and uracil phosphoribosyltransferase. Expression of FCU1 resulted in increased E. histolytica sensitivity towards 5-fluorocytosine.

Entwicklung eines Negativ Selektionsmarker für Entamoeba histolytica</em

Entamoeba histolytica is the causative agent of amebiasis and infects up to 10% of the world's population. The molecular techniques that have enabled the ...

Genotypic Inference of HIV-1 Tropism Using Population-based Sequencing of V3

Background: Prior to receiving a drug from CCR5-antagonist class in HIV therapy, a patient must undergo an HIV tropism test to confirm that his or her viral population uses the CCR5 coreceptor for cellular entry, and not an alternative coreceptor. One approach to tropism testing is to examine the sequence of the V3 region of the HIV envelope, which interacts with the coreceptor.
Methods: Viral RNA is extracted from blood plasma. The V3 region is amplified in triplicate with nested reverse transcriptase-PCR. The amplifications are then sequenced and analyzed using the software, RE_Call. Sequences are then submitted to a bioinformatic algorithm such as geno2pheno to infer viral tropism from the V3 region. Sequences are inferred to be non-R5 if their geno2pheno false positive rate falls below 5.75%. If any one of the three sequences from a sample is inferred to be non-R5, the patient is unlikely to respond to a CCR5-antagonist.

HIV tropism can be inferred from the V3 region of the viral envelope. V3 is PCR amplified in triplicate using nested RT-PCR, sequenced, and interpreted using bioinformatic software. Samples with with 1 or more sequence(s) with low g2P scores are classified as non-R5 virus.

Genotypische Inference von HIV-1 Tropismus mit Populations-basierte Sequenzierung von V3

Background: Prior to receiving a drug from CCR5-antagonist class in HIV therapy, a patient must undergo an HIV tropism test to confirm that his or her ...

Using Luciferase to Image Bacterial Infections in Mice

Imaging is a valuable technique that can be used to monitor biological processes. In particular, the presence of cancer cells, stem cells, specific immune cell types, viral pathogens, parasites and bacteria can be followed in real-time within living animals 1-2. Application of bioluminescence imaging to the study of pathogens has advantages as compared to conventional strategies for analysis of infections in animal models3-4. Infections can be visualized within individual animals over time, without requiring euthanasia to determine the location and quantity of the pathogen. Optical imaging allows comprehensive examination of all tissues and organs, rather than sampling of sites previously known to be infected. In addition, the accuracy of inoculation into specific tissues can be directly determined prior to carrying forward animals that were unsuccessfully inoculated throughout the entire experiment. Variability between animals can be controlled for, since imaging allows each animal to be followed individually. Imaging has the potential to greatly reduce animal numbers needed because of the ability to obtain data from numerous time points without having to sample tissues to determine pathogen load3-4.
This protocol describes methods to visualize infections in live animals using bioluminescence imaging for recombinant strains of bacteria expressing luciferase. The click beetle (CBRLuc) and firefly luciferases (FFluc) utilize luciferin as a substrate5-6. The light produced by both CBRluc and FFluc has a broad wavelength from 500 nm to 700 nm, making these luciferases excellent reporters for the optical imaging in living animal models7-9. This is primarily because wavelengths of light greater than 600 nm are required to avoid absorption by hemoglobin and, thus, travel through mammalian tissue efficiently. Luciferase is genetically introduced into the bacteria to produce light signal10. Mice are pulmonary inoculated with bioluminescent bacteria intratracheally to allow monitoring of infections in real time. After luciferin injection, images are acquired using the IVIS Imaging System. During imaging, mice are anesthetized with isoflurane using an XGI-8 Gas Anethesia System. Images can be analyzed to localize and quantify the signal source, which represents the bacterial infection site(s) and number, respectively. After imaging, CFU determination is carried out on homogenized tissue to confirm the presence of bacteria. Several doses of bacteria are used to correlate bacterial numbers with luminescence. Imaging can be applied to study of pathogenesis and evaluation of the efficacy of antibacterial compounds and vaccines.

Methods for bioluminescence imaging of bacterial infections in living animals are decribed. Pathogens are modified to express luciferase allowing optical whole body imaging of infections in live animals. Animal models can be infected with luciferase expressing pathogens and the resulting course of disease visualized in real-time by bioluminescence imaging.

Mit Luciferase to Image Bakterielle Infektionen bei Mäusen

Imaging is a valuable technique that can be used to monitor biological processes.  In particular, the presence of cancer cells, stem cells, specific ...

Culturing Microglia from the Neonatal and Adult Central Nervous System

Microglia are the resident macrophage-like cells of the central nervous system (CNS) and, as such, have critically important roles in physiological and pathological processes such as CNS maturation in development, multiple sclerosis, and spinal cord injury. Microglia can be activated and recruited to action by neuronal injury or stimulation, such as axonal damage seen in MS or ischemic brain trauma resulting from stroke. These immunocompetent members of the CNS are also thought to have roles in synaptic plasticity under non-pathological conditions. We employ protocols for culturing microglia from the neonatal and adult tissues that are aimed to maximize the viable cell numbers while minimizing confounding variables, such as the presence of other CNS cell types and cell culture debris. We utilize large and easily discernable CNS components (e.g. cortex, spinal cord segments), which makes the entire process feasible and reproducible. The use of adult cells is a suitable alternative to the use of neonatal brain microglia, as many pathologies studied mainly affect the postnatal spinal cord. These culture systems are also useful for directly testing the effect of compounds that may either inhibit or promote microglial activation. Since microglial activation can shape the outcomes of disease in the adult CNS, there is a need for in vitro systems in which neonatal and adult microglia can be cultured and studied.

We outline methods for the efficient and quick isolation/culture of viable microglia from the neonatal cerebral cortex and adult spinal cord. The dissection and plating of cortical microglia can be accomplished within 90 minutes, with the subsequent microglial harvest taking place ~ 10 days following the initial dissection.

Kultivierung Mikroglia aus dem Neugeborenen und Erwachsenen Central Nervous System

Microglia are the resident macrophage-like cells of the central nervous system (CNS) and, as such, have critically important roles in physiological and ...

Visualization of IL-22-expressing Lymphocytes Using Reporter Mice

Reporter mice have been widely used to observe the localization of expression of targeted genes. This protocol focuses on a strategy to establish a new transgenic reporter mouse model. We chose to visualize interleukin (IL) 22 gene expression because this cytokine has important activities in the intestine, where it contributes to repair tissues damaged by inflammation. Reporter systems offer considerable advantages over other methods of identifying products in vivo. In the case of IL-22, other studies had first isolated cells from tissues and then re-stimulated the cells in vitro. IL-22, which is normally secreted, was trapped inside cells using a drug, and intracellular staining was used to visualize it. This method identifies cells capable of producing IL-22, but it does not determine whether they were doing so in vivo. The reporter design includes inserting a gene for a fluorescent protein (tdTomato) into the IL-22 gene in such a way that the fluorescent protein cannot be secreted and therefore remains trapped inside the producing cells in vivo. Fluorescent producers can then be visualized in tissue sections or by ex vivo analysis through flow cytometry. The actual construction process for the reporter included recombineering a bacterial artificial chromosome that contained the IL-22 gene. This engineered chromosome was then introduced into the mouse genome. Homeostatic IL-22 reporter expression was observed in different mouse tissues, including the spleen, thymus, lymph nodes, Peyer&#39;s patch, and intestine, by flow cytometry analysis. Colitis was induced by T-cell (CD4+CD45RBhigh) transfer, and reporter expression was visualized. Positive T cells were first present in the mesenteric lymph nodes, and then they accumulated inside the lamina propria of the distal small intestine and colon tissues. The strategy using BACs gave good-fidelity reporter expression compared to IL-22 expression, and it is simpler than knock-in procedures.

We describe here a transgenic reporter mouse model to visualize the IL-22-producing cells inside different mouse tissues. This method can be used to track the location of other cytokines or secretary proteins in the mouse.

Visualisierung von IL-22-exprimierenden Lymphozyten unter Verwendung Reporter Mäuse

Reporter mice have been widely used to observe the localization of expression of targeted genes. This protocol focuses on a strategy to establish a new ...

Induction of Paralysis and Visual System Injury in Mice by T Cells Specific for Neuromyelitis Optica Autoantigen Aquaporin-4

While it is recognized that aquaporin-4 (AQP4)-specific T cells and antibodies participate in the pathogenesis of neuromyelitis optica (NMO), a human central nervous system (CNS) autoimmune demyelinating disease, creation of an AQP4-targeted model with both clinical and histologic manifestations of CNS autoimmunity has proven challenging. Immunization of wild-type (WT) mice with AQP4 peptides elicited T cell proliferation, although those T cells could not transfer disease to na&#239;ve recipient mice. Recently, two novel AQP4 T cell epitopes, peptide (p) 135-153 and p201-220, were identified when studying immune responses to AQP4 in AQP4-deficient (AQP4-/-) mice, suggesting T cell reactivity to these epitopes is normally controlled by thymic negative selection. AQP4-/- Th17 polarized T cells primed to either p135-153 or p201-220 induced paralysis in recipient WT mice, that was associated with predominantly leptomeningeal inflammation of the spinal cord and optic nerves. Inflammation surrounding optic nerves and involvement of the inner retinal layers (IRL) were manifested by changes in serial optical coherence tomography (OCT). Here, we illustrate the approaches used to create this new in vivo model of AQP4-targeted CNS autoimmunity (ATCA), which can now be employed to study mechanisms that permit development of pathogenic AQP4-specific T cells and how they may cooperate with B cells in NMO pathogenesis.

Here, we present a protocol to induce paralysis and opticospinal inflammation by transfer of aquaporin-4 (AQP4)-specific T cells from AQP4-/- mice into WT mice. In addition, we demonstrate how to use serial optical coherence tomography to monitor visual system dysfunction.

Induktion von Lähmung und visuelles System Verletzungen bei Mäusen durch T-Zellen spezifisch für Neuromyelitis Optica Autoantigen Aquaporin-4

While it is recognized that aquaporin-4 (AQP4)-specific T cells and antibodies participate in the pathogenesis of neuromyelitis optica (NMO), a human ...

Humanized NOG Mice for Intravaginal HIV Exposure and Treatment of HIV Infection

Humanized mice provide a sophisticated platform to study human immunodeficiency virus (HIV) virology and to test antiviral drugs. This protocol describes the establishment of a human immune system in adult NOG mice. Here, we explain all the practical steps from isolation of umbilical cord blood derived human CD34+ cells and their subsequent intravenous transplantation into the mice, to the manipulation of the model through HIV infection, combination antiretroviral therapy (cART), and blood sampling. Approximately 75,000 hCD34+ cells are injected intravenously into the mice and the level of human chimerism, also known as humanization, in the peripheral blood is estimated longitudinally for months by flow cytometry. A total of 75,000 hCD34+ cells yields 20%&#8211;50% human CD45+ cells in the peripheral blood. The mice are susceptible to intravaginal infection with HIV and blood can be sampled once weekly for analysis, and twice monthly for extended periods. This protocol describes an assay for quantification of plasma viral load using droplet digital PCR (ddPCR). We show how the mice can be effectively treated with a standard-of-care cART regimen in the diet. The delivery of cART in the form of regular mouse chow is a significant refinement of the experimental model. This model can be used for preclinical analysis of both systemic and topical pre-exposure prophylaxis compounds as well as for testing of novel treatments and HIV cure strategies.

We have developed a protocol for the generation and evaluation of a humanized and human immunodeficiency virus-infected NOG mouse model based on stem cell transplant, intravaginal human immunodeficiency virus exposure, and droplet digital PCR RNA quantification.

Humanisierte NOG-Mäuse für intravaginale HIV-Exposition und Behandlung von HIV-Infektionen

Humanized mice provide a sophisticated platform to study human immunodeficiency virus (HIV) virology and to test antiviral drugs. This protocol describes ...

Studying Effects of Cigarette Smoke on Pseudomonas Infection in Lung Epithelial Cells

Cigarette smoking is the major etiological cause for lung emphysema and chronic obstructive pulmonary disease (COPD). Cigarette smoking also promotes susceptibility to bacterial infections in the respiratory system. However, the effects of cigarette smoking on bacterial infections in human lung epithelial cells have yet to be thoroughly studied. Described here is a detailed protocol for the preparation of cigarette smoking extracts (CSE), treatment of human lung epithelial cells with CSE, and bacterial infection and infection determination. CSE was prepared with a conventional method. Lung epithelial cells were treated with 4% CSE for 3 h. CSE-treated cells were, then, infected with Pseudomonas at a multiplicity of infection (MOI) of 10. Bacterial loads of the cells were determined by three different methods. The results showed that CSE increased Pseudomonas load in lung epithelial cells. This protocol, therefore, provides a simple and reproducible approach to study the effect of cigarette smoke on bacterial infections in lung epithelial cells.

Studying Effects of Cigarette Smoke on Pseudomonas Infection in Lung Epithelial Cells

Described here is a protocol to study how cigarette smoke extract affects bacterial colonization in lung epithelial cells.

Studium der Auswirkungen von Zigarettenrauch auf Pseudomonas-Infektion in Lungenepithelzellen

Cigarette smoking is the major etiological cause for lung emphysema and chronic obstructive pulmonary disease (COPD). Cigarette smoking also promotes ...

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of UTI in male and female mice have illustrated the procedures for bacterial inoculation and enumeration in urine and tissues. During an initial bladder infection in C57BL/6 mice, UPEC establish latent reservoirs inside bladder epithelial cells that persist following clearance of UPEC bacteriuria. This model builds on these studies to examine rUTI caused by the emergence of UPEC from within latent bladder reservoirs. The urogenital bacterium Gardnerella vaginalis is used as the trigger of rUTI in this model because it is frequently present in the urogenital tracts of women, especially in the context of vaginal dysbiosis that has been associated with UTI. In addition, a method for in situ bladder fixation followed by scanning electron microscopy (SEM) analysis of bladder tissue is also described, with potential application to other studies involving the bladder.

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

A mouse model of uropathogenic E. coli (UPEC) transurethral inoculation to establish latent intracellular bladder reservoirs and subsequent bladder exposure to G. vaginalis to induce recurrent UPEC UTI is demonstrated. Also demonstrated are the enumeration of bacteria, urine cytology, and in situ bladder fixation and processing for scanning electron microscopy.

Rezidivierende Escherichia coli Harnwegsinfektion, ausgelöst durch Gardnerella vaginalis Blasenexposition bei Mäusen

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of ...