Diese Arbeit wurde unterstützt durch ShanghaiCritical Clinical Specialties ConstructionProject (Fördernummer: Shslczdzk04001); das Segelprogramm der Shanghai Science and Technology Commission (Fördernummer: 22YF1444300); Projekte im Rahmen des Budgets der Shanghai University of Traditional Chinese Medicine (Fördernummer: 2021LK091).

Diese Arbeit wurde im Schmerzlabor des Instituts für Neurobiologie an der Fudan-Universität durchgeführt. Die Versuche wurden genehmigt und strikt an die Richtlinien zum Schutz von Versuchstieren gehalten, die von der International Association for the Study of Pain (LASP) für alle chirurgischen Eingriffe und den Umgang mit Tieren festgelegt wurden. Für die vorliegende Studie wurden reine Sprague-Dawley (SD)-Ratten, bestehend aus 32 Männchen im Alter zwischen 40 und 50 Tagen, mit einem Durchschnittsgewicht von 220 ± 1,38 g verwendet. Diese Ratten stammen aus dem Experimental Animal Center der Shanghai Academy of Life Sciences der Chinesischen Akademie der Wissenschaften. Die Tiere wurden ordnungsgemäß versorgt und in einem speziellen Raum mit unabhängiger Belüftung, regulierter Temperatur (22 ± 1 °C) und Luftfeuchtigkeit (40%-50%) untergebracht. Die Ratten hatten in ihren Käfigen Zugang zu ausreichend Futter und Wasser. Der Versuchstierraum folgte einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus, um die Regelmäßigkeit des zirkadianen Rhythmus der Ratten aufrechtzuerhalten, und das zuständige Personal tauschte die Polsterung regelmäßig aus. Die Röntgenaufnahme wurde in der radiologischen Abteilung des Yueyang Hospital of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine durchgeführt, das der Shanghai University of Traditional Chinese Medicine angegliedert ist.
1. Studienteilnehmer und Gruppierung
<ol><li>Ordnen Sie 32 Ratten vier Gruppen zu: naiv (Kontrolle), Schein-Ratten (Scheinoperation), CCD (chronische Spinalganglienkompression) und CCD + Tuina (8 Ratten/Gruppe). Ratten hatten freien Zugang zu Futter und Wasser in Tierhaltungen. ANMERKUNG: Naive Ratten hatten keine Intervention, während die Scheingruppe den gleichen chirurgischen Eingriff wie die Ratten der CCD-Gruppe durchlief, jedoch ohne einen "L"-förmigen Edelstahlstab im L4- und L5-Zwischenwirbelforamen zu hinterlassen. Die Ratten in der CCD-Gruppe unterzogen sich einer kompletten chronischen Spinalganglien-Kompressionsmodelloperation. Die Ratten in der CCD + Tuina-Gruppe erhielten ab dem vierten Tag nach der CCD-Operation eine Tuina-Therapie.</li>
</ol>2. Etablierung eines Tiermodells
<ol><li>Verabreichen Sie Isofluoran, um Ratten zu betäuben. Sobald die Ratten das Bewusstsein verlieren (kein Schwanz- oder Beinbeugereflex), rasieren Sie die Haare im Operationsbereich mit einem Rasierer. HINWEIS: Analgetika wurden 15 Minuten vor der Operation verabreicht und Ratten wurden subkutan mit Tramadol 20 mg/kg injiziert.</li>
	<li>Befestigen Sie die Ratte auf einer Schaumstoffplatte (siehe Materialtabelle) und verwenden Sie Gummibänder, um ihre Gliedmaßen und Schneidezähne zu sichern. Wischen Sie den vorbereiteten Bereich mindestens 3 Zyklen lang mit einem sterilen Präparat aus Alkohol und Jod ab.</li>
	<li>Setzen Sie die "L"-förmige Sonde ein (siehe Materialtabelle).<ol><li>Machen Sie mit einer Schere Schicht für Schicht einen 2-3 cm langen Schnitt durch die Haut, die oberflächliche Faszie und die tiefen Faszien. Lokalisieren Sie zunächst die vordere obere Darmbeinwirbelsäule, die der fünften Lendenwirbelsäule entspricht. Lokalisieren Sie dann nacheinander den dritten und vierten Dornfortsatz.</li>
		<li>Klemmen Sie den Dornfortsatz mit einer Zahnzange und heben Sie ihn an, damit sich die Schere nahe an der rechten Seite des Dornfortsatzes befindet, und schneiden Sie den Muskel, der an der rechten Seite des Dornfortsatzes befestigt ist.</li>
		<li>Sezieren Sie dann stumpf den Muskel, der an der Außenfläche der Wirbelplatte befestigt ist, bis ein Widerstand auf der rechten Seite vorhanden ist. Bei der Ausstülpung handelt es sich um das Zygapophysialgelenk. In ähnlicher Weise sollten Sie den Muskel und die Faszie am Zygapophysialgelenk stumpf präzieren. HINWEIS: Der Querfortsatz, der in Richtung des Kopfes der Ratte zeigt, wird zuerst an der unteren äußeren Vorderseite des Zygapophysialgelenks berührt. Unterhalb des Querfortsatzes befindet sich das Foramen intervertebralis, das mit Nervenwurzeln und umgebenden Weichteilen gefüllt ist und in der Regel nicht leicht zu finden ist.</li>
		<li>Verwenden Sie zunächst eine "L"-förmige Sonde, um die Position des Zwischenwirbelforamens zu bestimmen, und führen Sie ihn dann mit einem "L"-förmigen Edelstahlstab (der mit einem Durchmesser von 0,4 mm und einer Länge von 4 mm hergestellt werden muss) in das Zwischenwirbelforamen ein.</li>
		<li>Wenn das Spinalganglion erfolgreich komprimiert wird, zeigt die Ratte einen Schwanz- und Beinbeugereflex. Führen Sie den Edelstahlstab in das vierte und fünfte lumbale Zwischenwirbelforamen ein. Dann werden Muskeln, Faszien und Haut Schicht für Schicht vernäht (3-0, siehe Materialtabelle).</li>
	</ol></li>
	<li>Lege die Ratte in eine Thermostatbox, bis sie aufwacht. Beobachten Sie nach dem Aufwachen, ob die Funktion der rechten Hintergliedmaße der Ratte normal ist. Wenn es zieht, bedeutet dies, dass die Operation die motorischen Nerven verletzt hat und die Ratte verworfen werden sollte. Wenn die Funktion der rechten Hintergliedmaße normal ist, kann die Ratte verwendet und zur Fütterung in einen Käfig gesetzt werden.</li>
</ol>3. Tuina-Therapie
<ol><li>Schaffen Sie eine angenehme Umgebung: Bevor Sie mit der Tuina-Therapie beginnen, akklimatisieren Sie die Ratte 30 Minuten lang in der Fixierung, damit sie sich anpassen kann (Abbildung 1). Dieses Gerät kann den Oberschenkel der Ratte vollständig freilegen und immobilisieren, was Tuina-Manöver erleichtert (siehe Materialtabelle). HINWEIS: Die Temperatur im Behandlungsraum sollte zwischen 22-26 °C und die Luftfeuchtigkeit zwischen 40% und 50% liegen.</li>
	<li>Standardisierung von Tuina: Stellen Sie sicher, dass die Therapeuten drahtlose Fingermanschetten tragen, die den Druck und die Frequenz von Tuina überwachen und Echtzeit-Feedback-Daten liefern können. Üben Sie zunächst Tuina mit den Feedback-Daten der Fingerhülsen, stellen Sie die Kraft auf 5 N und die Frequenz auf 2 Hz ein. Führen Sie dann die gleichen Manöver an den Ratten durch und behalten Sie dabei eine konstante Kraft und Frequenz während des gesamten Eingriffs bei (Abbildung 2). HINWEIS: Basierend auf unseren bisherigen Arbeiten beträgt die berechnete optimale Presskraft 5 N (siehe Abschnitt "Diskussion" für Details).</li>
	<li>Identifizieren Sie den Akupunkturpunkt: Wählen Sie den Musculus gastrocnemius der rechten Hintergliedmaße als Tuina-Bereich der Ratte aus, an der Kreuzung der beiden Köpfe des Musculus gastrocnemius, ungefähr an der Stelle von BL5714.</li>
	<li>Führen Sie die Tuina durch: Stellen Sie sicher, dass der Therapeut auf die hintere Seite des Oberschenkels der Ratte gerichtet ist und die rechte Hintergliedmaße der Ratte mit der rechten oberen Extremität hält. Positionieren Sie den Daumen vertikal auf dem BL57-Akupunkturpunkt und stellen Sie sicher, dass der Unterarm und die Finger Kraft ausüben, um rhythmische Drehbewegungen im kleinen Bereich auszuführen, während Sie einen Druck von 5 N ausüben (Abbildung 3).</li>
	<li>Stellen Sie während der Behandlung sicher, dass die Kraft und Frequenz des Manipulationsfeedbacks den voreingestellten Werten entsprechen. Beginnen Sie den Eingriff ab dem vierten Tag nach der Operation, wobei Tuina einmal täglich für 15 Minuten und 18 Tage lang ununterbrochen durchgeführt wird.</li>
</ol>4. Verhaltenstests auf Schmerzen
HINWEIS: Verhaltenstests wurden vor der Modellierung, nach der Modellierung, an Interventionstag 1, Interventionstag 3, Interventionstag 7, Interventionstag 14, Interventionstag 17 und Interventionstag 21 durchgeführt.
<ol><li>Führen Sie die mechanische Stimulationsreaktionsschwelle (Pfotenrücknahmeschwelle, PWT) durch, indem Sie die folgenden Schritte ausführen (Abbildung 4).<ol><li>Mit der von-Frey-Methode testen Sie die Reaktionsschwelle der mechanischen Stimulation in den Füßen der Ratten. Legen Sie die Ratten in ein transparentes Fach aus gehärtetem Glas mit den Maßen 20 cm × 10 cm × 20 cm, das auf einem Metalldrahtgitterständer mit 10 mm × 10 mm Öffnung in einer Höhe von 40 cm platziert wurde. Halten Sie die Raumtemperatur bei 23 ± 2 °C und die Umgebung ruhig.</li>
		<li>Messen Sie die mechanische Entnahmeschwelle mit elektronischen Von-Frey-Fasern (siehe Materialtabelle). Stimulieren Sie die Fußmitte der Ratte, bis sie sich merklich bewegt, z. B. indem Sie das Bein anheben oder ihm ausweichen. Die Maschine erfasst automatisch den maximalen Druckwert (N).</li>
		<li>Warten Sie 15 Sekunden oder länger, bevor Sie dieselbe Ratte erneut stimulieren. Halten Sie jede Stimulation unter 5 s, um eine taktile Sensibilisierung in den Pfoten der Ratte zu verhindern. Wiederholen Sie den Test fünfmal, bis die drei aufeinanderfolgenden Messungen weniger als 10 N voneinander abweichen.</li>
	</ol></li>
	<li>Führen Sie die Pfotenrückzugslatenz (PWL) als Reaktion auf die thermische Stimulation durch (Abbildung 5).<ol><li>Beurteilen Sie die PWL mit der Hargreaves-Methode15,16. Setzen Sie die Ratten in eine kleine Kammer aus transparentem gehärtetem Glas mit den Maßen 20 cm x 10 cm x 20 cm mit einem transparenten Glasdeckel mit einem Entlüftungsloch. Den mittleren Bereich des Glasdeckels mit einer Heizplatte auf 45 °C erhitzen, bis er eine stabile Temperatur erreicht hat.</li>
		<li>Gewöhnen Sie die Ratten während der Verhaltenstestphase jeden Tag für mindestens 2 Stunden an das Verhaltenslabor, um den Einfluss von Umweltfaktoren auf die Testergebnisse zu minimieren.</li>
		<li>Setzen Sie die Ratten vor dem formalen Test für 30 Minuten in das Verhaltenslabor, damit sie sich an die Umgebung anpassen und Störungen reduzieren können.</li>
		<li>Erhitzen Sie die Heizplatte auf 45 °C und legen Sie die Hinterbeine der Ratte auf die Heizplatte.</li>
		<li>Die Pfotenrückzugslatenz (PWL) wurde definiert als die Zeit vom Beginn der Erwärmung bis zum Auftreten des Pfotenrückzugsreflexes als Reaktion auf thermische Stimulation. Testen Sie bei jedem Test dieselbe Hintergliedmaße dreimal hintereinander und den Durchschnittswert, um die Antwortlatenz dieser Hintergliedmaße zu erhalten. Bringen Sie die Ratten nach dem Test zur Fütterung in ihre Käfige zurück.</li>
	</ol></li>
</ol>5. Durchblutung
<ol><li>Zubereitung: Bereiten Sie im Voraus eine 0,9%ige Kochsalzlösung und eine 4%ige Paraformaldehydlösung vor. Die Kochsalzlösung in einen Ofen geben, der auf eine konstante Temperatur von 37 °C eingestellt ist, und die Paraformaldehydlösung für die spätere Verwendung im Kühlschrank bei 4 °C aufbewahren.</li>
	<li>Führen Sie eine Anästhesie durch und stellen Sie den Zugang her.<ol><li>Beginnen Sie mit der Injektion von 25 % Urethan (0,6 ml/100 g, siehe Materialtabelle) in die Bauchhöhle der Ratte, um eine tiefe Anästhesie einzuleiten. Warten Sie, bis kein Zehen-, Hornhaut- oder Drehreflex beobachtet wird. Befestigen Sie die Ratte auf einer Schaumstoffplatte.</li>
		<li>Schneiden Sie das Brustbein mit einer Schere ab und öffnen Sie Haut und Faszien Schicht für Schicht. Schneiden Sie das Zwerchfell ab und schneiden Sie die Rippen auf beiden Seiten ab, um das Herz vollständig freizulegen. Trennen Sie den Herzbeutel vorsichtig ab. Trenne die Lunge vom Herzen.</li>
		<li>Verwende eine Pinzette, um an der Aorta zu ziehen und sie freizulegen, indem du das Herz zu dir ziehst. Richten Sie die Nadel, die linke Herzkammer und die Aorta in einer geraden Linie und auf derselben horizontalen Ebene aus. Dann führen Sie die Nadel von der linken Herzkammer in die Aorta ein, bis die Nadel in der Aorta sichtbar ist.</li>
		<li>Klemmen Sie die Aorta und die Nadel mit einer Pinzette in die Aorta und schneiden Sie dann den linken Vorhof mit einer Schere auf. Zu diesem Zeitpunkt spritzt eine große Menge Blut aus dem linken Vorhof. Öffnen Sie das Ventil für die Kochsalzlösung und schließen Sie die Kochsalzinjektion an, um eine 37 °C heiße Kochsalzlösung für insgesamt etwa 150-200 ml zu perfundieren.</li>
	</ol></li>
	<li>Nach Beendigung der Kochsalzperfusion auf die 4%ige Paraformaldehydlösung umstellen und mit 4%iger Paraformaldehydlösung insgesamt ca. 400 ml bei 4 °C perfundieren. Wenn Sie mit der Paraformaldehydperfusion beginnen, halten Sie die Vorderzähne der Ratte mit einer Pinzette fest und ziehen Sie sie nach vorne, während Sie den Schwanz mit einer Hand festhalten und nach hinten ziehen, was vorteilhaft ist, um die Wirbelsäule vollständig zu strecken und das Zwischenwirbelforamen zu vergrößern, um die DRG-Probenentnahme zu erleichtern.</li>
	<li>Während der Perfusion werden die Leber, das Mesenterium und das große Omentum der Ratte allmählich blass, bis die Leber steif wird. Verlangsamen Sie dann die Durchflussrate und stellen Sie sie auf etwa 2 Tropfen pro Sekunde ein, bis das gesamte Paraformaldehyd durchblutet ist.</li>
</ol>6. Entnahme von Spinalganglien
HINWEIS: Nach der Perfusion wird der Lendenwirbelsäule der Ratte schnell abgeschnitten. Lokalisieren Sie das Foramen intervertebralis L5 und L4, indem Sie die höchsten Punkte des Beckenkamms auf beiden Seiten mit dem Lendendornfortsatz L5 mit dieser Positionierungsmethode verbinden, und entfernen Sie das Spinalganglion aus dem Foramen intervertebralis. Die spezifische Erfassungsmethode lautet wie folgt:
<ol><li>Vom Eingang des Spinalkanals (thorakaler Spinalkanal) aus führen Sie die Schere in den Wirbelkanal ein und schneiden die Lamina auf beiden Seiten ab, bis alle Lamellen vollständig entfernt werden können, wobei der gesamte Wirbelkanal freigelegt wird. HINWEIS: Achten Sie darauf, das Rückenmark und die Nervenwurzeln außerhalb des Wirbelkanals nicht zu beschädigen, wenn Sie die Laminae durchtrennen.</li>
	<li>Entfernen Sie vorsichtig das Rückenmark und das hintere Längsband. Trennen Sie die Dura mater, die am inneren Loch des Foramen intervertebralis befestigt ist.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Augenpinzette, um das dorsale Wurzelganglion, das wie eine Perle geformt und leicht gelblich ist, abzuklemmen und herauszuziehen. HINWEIS: Aufgrund der Zerbrechlichkeit und der geringen Zähigkeit des Nervengewebes ist es notwendig, die Kraft und Zugrichtung beim Herausziehen des Spinalganglions zu erfassen und keine rohe Gewalt anzuwenden.</li>
	<li>Achten Sie beim Herausziehen des Spinalganglions darauf, die umliegenden Weichteile, einschließlich der Dura mater und der Arachnoide, im Voraus zu reinigen, um das reibungslose Ziehen des Spinalganglions zu erleichtern.</li>
	<li>Legen Sie das Spinalganglion auf saugfähiges Papier, schneiden Sie das Axon mit einer Klinge ab und reinigen Sie die Blutgefäße auf der Oberfläche des Spinalganglions.</li>
	<li>Nach dem Trimmen wird das Spinalganglion gewogen und für eine ausreichende Zeit, in der Regel ca. 2-4 h, in eine 4%ige Paraformaldehydlösung mit einer Konzentration von 4 % und einer Temperatur von 4 °C getaucht, dann wird das Spinalganglion in 10 %, 20 % und 30 % PB-Saccharoselösung (4 °C) überführt, die im Voraus für eine schrittweise Dehydratisierung vorbereitet wurde.</li>
</ol>7. Kryoschnitt
<ol><li>Beginnen Sie damit, das Spinalganglion in eine 0,01 M PBS-Lösung zu legen. Schütteln Sie sie 10 Minuten lang und waschen Sie dann die Saccharoselösung ab. Schneiden Sie die Axonfasern beider Segmente der Spinalganglien vorsichtig ab. Reinigen Sie den Gefrierkopf der Kryosektionsmaschine und geben Sie die OCT-Mischung (Optimal Cutting Temperature) hinzu (siehe Materialtabelle).</li>
	<li>Legen Sie den Gefrierkopf auf die Oberfläche einer Metallhülle, die flüssigen Stickstoff enthält, warten Sie, bis das Gewebe gefroren ist, entfernen Sie ihn und schneiden Sie ihn flach. Danach setzen Sie den Gefrierkopf auf den Boden des Schneidemaschiners. Die Dicke der Spinalganglienscheiben sollte 15 mm betragen. Ordnen Sie die geschnittenen Dünnschnitte in einer Holzkiste der Reihe nach an und lagern Sie sie lichtgeschützt im Kühlschrank bei -20 °C.</li>
</ol>8. Hämatoxylin- und Eosin-Färbung
<ol><li>Legen Sie die Abschnitte 2 Minuten in Xylol und dehydrieren Sie sie in einer Reihe von Alkoholen, einschließlich 100 %, 95 %, 80 % und 70 % für jeweils 2 Minuten. Dann legen Sie die Abschnitte 2 Minuten in destilliertes Wasser, 1 Minute in Hämatoxylin, spülen Sie 5 Minuten mit Leitungswasser und führen Sie eine Differenzierung in 1%iger Kochsalzalkohollösung für 30 s durch, gefolgt von 30 s in gesättigtem Lithiumcarbonat.</li>
	<li>Als nächstes legen Sie die Scheiben jeweils 2 Minuten in destilliertes Wasser und Leitungswasser, 5 Minuten in Eosinlösung (0,5 %), eine 1-minütige schnelle Spülung in destilliertem Wasser, zwei Runden von je 2 Minuten in 95 % und 100 % Alkohol, 30 Sekunden in 100 % Xylol mit zugesetztem Natriumbicarbonat, drei Runden von je 3 Minuten in Xylol und schließlich, mit neutralem Balsam versiegeln (siehe Werkstofftabelle).</li>
</ol>

Standardisiertes Tuina-Protokoll für das Ratten-DRG-Kompressionsmodell

<ol>
	<li>Vos, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=national+incidence,+prevalence,+and+years+lived+with+disability+for+328+diseases+and+injuries+for+195+countries,+1990-2016:+a+systematic+analysis+for+the+Global+Burden+of+Disease+Study+2016.">national incidence, prevalence, and years lived with disability for 328 diseases and injuries for 195 countries, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016.</a> The Lancet. 390 (10100), 1211-1259 (2017).</li><li>Amin, R. M., Andrade, N. S., Neuman, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lumbar+Disc+Herniation.">Lumbar Disc Herniation.</a> Current Reviews in Musculoskeletal Medicine. 10 (4), 507-516 (2017).</li><li>Stochkendahl, M. 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Die Autoren haben nichts zu verraten.

Unsere Forschungsgruppe hat einschlägige Studien zu den Parametern der Tuina-Manipulation in einem frühen Stadium durchgeführt. Zunächst ist es wichtig, die Kraftintensität für die Tuina-Manipulation einzustellen. In der klinischen Tuina passen die Behandler die Kraftintensität entsprechend ihrer Erfahrung und dem subjektiven Empfinden der Patienten an, um durch Kommunikation den besten Tuina-Effekt zu erzielen. Im Tierversuch ist dies jedoch nicht umsetzbar. Im Tierversuch wird eine "Antwortschwelle" verwendet, u...

Im klinischen Umfeld ist es üblich, neurologische pathologische Schmerzen zu beobachten, die durch eine Nervenwurzelkompression aus verschiedenen Gründen verursacht werden. Die typischste Form dieser neuropathischen Schmerzen ist der lumbale Bandscheibenvorfall (LDH), der oft anhaltend, wiederkehrend und schwer zu heilen ist. Etwa 9 % der Weltbevölkerung sind von LDH betroffen, was zu erheblichen sozialen und wirtschaftlichen Belastungen führt1. Die Häufigkeit dieser Art von neuropathischen Schmerzen nimmt von Jahr zu Jahr zu, mit einem Trend zu jüngeren Patienten, was auf Veränderungen in der menschlichen Produktion und im Lebensstil zurückzuführenist 2. Trotz des Einsatzes von nichtsteroidalen Schmerzmitteln können die Beschwerden der Patienten nicht vollständig gelindert werden. Infolgedessen haben alternative Therapien, wie z. B. Tuina, zur Behandlung von Schmerzen, die durch LDH verursacht werden, zunehmend an Aufmerksamkeit gewonnen.
Die Tuina-Therapie, eine Form der konservativen Behandlung von LDH, wird weltweit in verschiedenen Leitlinien der klinischen Praxis zur Vorbeugung und Behandlung von Rückenschmerzen empfohlen 3,4. Untersuchungen haben gezeigt, dass Tuina Entzündungsfaktoren wie IL-6 im Serum und Tumornekrosefaktor-alpha (TNF-α) bei LDH-Patienten signifikant senken und gleichzeitig die Schmerzen und die Beeinträchtigung der Lendenwirbelfunktion der Patienten verbessernkann 5. Der spezifische Mechanismus hinter der schmerzlindernden Wirkung der Tuina-Therapie ist jedoch noch unklar.
Tiermodelle sind ein wertvolles Werkzeug zur Untersuchung neuropathischer Schmerzen, die durch LDH6 verursacht werden. Sie ermöglichen Verhaltensmessungen, um die Wirksamkeit der Tuina-Therapie zu bewerten und Proben der pathologischen Physiologie von LDH zu liefern. So können beispielsweise Proben aus den Spinalganglien im Oberschenkel entnommen werden, um Veränderungen der Spinalganglienzellen nachzuweisen. Die chronische Kompression des Modells des Spinalganglions (CCD) wird häufig verwendet, um die pathologische Physiologie der LDH zu bewerten, da sie Schäden an der Morphologie der Spinalganglienzellen verursacht, die mit den pathologischen Veränderungen übereinstimmen, die in klinischen Fällen von Nervenkompression durch Bandscheibenvorfall beobachtet werden7.
Viele Wissenschaftler haben mehrere Tierversuche zur Akupressur-Analgesie durchgeführt 8,9,10. Bei der Durchführung von Akupressuroperationen an Tiermodellen imitieren sie jedoch häufig die menschliche Akupressur. Die therapeutische Wirkung der Akupressur wird von Faktoren wie der Größe, der Häufigkeit und der Richtung der ausgeübten Kraft beeinflusst11,12,13. Wenn dem Experiment ein einheitlicher Akupressurstandard fehlt, wie z. B. Kraft, Häufigkeit und Dauer der Operation, kann dies zu einer Abweichung der Versuchsergebnisse führen. Dieser Artikel stellt eine Reihe von Akupressur-Behandlungsplänen vor, die auf den Merkmalen von CCD-Ratten basieren, und fördert die Entwicklung standardisierter Akupressuroperationen in Tiermodellen.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>&#34;L&#34; stainless steel rod (4 mm long and 0.4 mm in diameter)</td>
			<td>hand-made</td>
			<td>/</td>
			<td>For CCD models making</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ALMEMO admeasuring apparatus</td>
			<td>ahlborn</td>
			<td>2450-1</td>
			<td>Mechanical Withdrawal Threshold test</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Constant temperature slicer CM-1900</td>
			<td>Leica</td>
			<td>1491950C1US</td>
			<td>For specimen production</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disinfectant (iodine) 100 mL/bottle</td>
			<td>LIRCON/Shandong Lilkang</td>
			<td>/</td>
			<td>For disinfection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable sterile syringe 5 mL</td>
			<td>Shanghai Misha Wa Medical Industry</td>
			<td>/</td>
			<td>For injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electron microscope CX-31</td>
			<td>Olympus, Japan</td>
			<td>BJ002318</td>
			<td>For specimen observation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Finger pressure recordings</td>
			<td>Suzhou Changxian Optoelectronic Technology</td>
			<td>CX1003w</td>
			<td>For Tuina manipulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foam board (35 cm x 20 cm)</td>
			<td>hand-made</td>
			<td>/</td>
			<td>It is our homemade apparatus for fixing rats</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MERSILK W2512</td>
			<td>Johnson &#38; Johnson</td>
			<td>/</td>
			<td>For tissue suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neutral balsam</td>
			<td>Sinopharm Chemical Reagent</td>
			<td>10004160</td>
			<td>For specimen production</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>paraformaldehyde</td>
			<td>China National Chemical Reagent</td>
			<td>/</td>
			<td>For specimen production</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pentobarbital sodium</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P3761</td>
			<td>For anesthesia of rat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plantar Test Apparatus (Hargreaves Method) for Mice and Rats</td>
			<td>IITC Life Science</td>
			<td>/</td>
			<td>Paw Withdrawal Latency</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Precision electronic scale for experiment JY3002</td>
			<td>Shanghai Precision Scientific Instrument</td>
			<td>/</td>
			<td>Weighing of rat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rat hair clipper</td>
			<td>Philips</td>
			<td>HP6341/00</td>
			<td>Shaving of rat fur</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Restrainer for rats</td>
			<td>Tongji University (self-made)</td>
			<td>/</td>
			<td>It is a homemade apparatus made by Tongji University, which can effectively immobilize the rats and fully expose their hind limbs.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue-Tek&#160;O.C.T. Compound</td>
			<td>SAKURA</td>
			<td>4583</td>
			<td>For specimen production</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Uratan</td>
			<td>China National Chemical Reagent</td>
			<td>/</td>
			<td>For anesthesia of rat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>X-ray detector XR-600</td>
			<td>Dongguan Kaso Electronic Technology</td>
			<td>/</td>
			<td>Examination of CCD models</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>xylene</td>
			<td>Shanghai Sinopharm Group</td>
			<td>100092</td>
			<td>For specimen production</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

analgesic effect of tuina on rat models with compression of the dorsal root ganglion pain

Neuropathische Schmerzen sind eine weit verbreitete Erkrankung, die 6,9 % bis 10 % der Bevölkerung betrifft und auf Nervenschäden aufgrund verschiedener Ätiologien zurückzuführen ist, wie z. B. lumbaler Bandscheibenvorfall, Spinalkanalstenose und Foramenstenose zwischen den Wirbeln. Obwohl Tuina, eine traditionelle chinesische manuelle Therapie, in der klinischen Praxis analgetische Wirkungen zur Behandlung neuropathischer Schmerzen gezeigt hat, sind die zugrunde liegenden neurobiologischen Mechanismen noch unklar. Tiermodelle sind essentiell für die Aufklärung der Grundprinzipien von Tuina. In dieser Studie schlagen wir ein standardisiertes Tuina-Protokoll für Ratten mit Kompression des Spinalganglions (DRG) vor, das die Induktion einer DRG-Kompression durch Einführen eines Edelstahlstabs in das Zwischenwirbelforamen beinhaltet, die Durchführung einer Tuina-Manipulation mit spezifischen Parametern der Lokalisation, Intensität und Häufigkeit in einer kontrollierten Umgebung und die Bewertung der verhaltensbezogenen und histopathologischen Ergebnisse der Tuina-Behandlung. Dieser Artikel diskutiert auch die möglichen klinischen Implikationen und Grenzen der Studie und schlägt Richtungen für die zukünftige Forschung an Tuina vor.

In clinical settings, it is common to observe neurological pathological pain caused by nerve root compression due to various reasons. The most typical form of this neuropathic pain is lumbar disc herniation (LDH), which is often persistent, recurrent, and difficult to cure. Approximately 9% of the global population is affected by LDH, leading to significant social and economic burdens1. The incidence of this type of neuropathic pain is increasing yearly, with a trend toward younger patients, due to changes in human production and lifestyle2. Despite the use of non-steroidal painkillers, patients&#39; symptoms cannot be completely alleviated. As a result, alternative therapies, such as Tuina, for treating pain caused by LDH have gained increasing attention.
Tuina therapy, a form of conservative treatment for LDH, is widely recommended in various clinical practice guidelines worldwide for preventing and treating lower back pain3,4. Research has shown that Tuina can significantly lower inflammatory factors such as serum IL-6 and tumor necrosis factor-alpha (TNF-&#945;) levels in LDH patients while improving patients&#39; pain and lumbar function impairment5. However, the specific mechanism behind Tuina therapy&#39;s pain-relieving effects remains unclear.
Animal models are a valuable tool for studying neuropathic pain caused by LDH6. They allow for behavioral measurements to evaluate the effectiveness of Tuina therapy and provide samples of the pathological physiology of LDH. For example, samples from the dorsal root ganglia in the thigh can be taken to verify changes in dorsal root ganglion cells. The chronic compression of the Dorsal Root Ganglion (CCD) model is commonly used to evaluate the pathological physiology of LDH, as it causes damage to the morphology of dorsal root ganglion cells that are consistent with the pathological changes seen in clinical cases of nerve compression caused by disc herniation7.
Many scholars have conducted several animal experiments on acupressure analgesia8,9,10. However, when implementing acupressure operations on animal models, they often imitate human acupressure. The therapeutic effect of acupressure is affected by factors such as the size, frequency, and the direction of the applied force11,12,13. If the experiment lacks a unified acupressure standard, such as the force, frequency, and duration of the operation, this may cause some deviation in the experimental results. This article introduces a set of acupressure treatment plans based on the characteristics of CCD rats, and promotes the development of standardized acupressure operations in animal models.

Autor im Rampenlicht: Analgetische Wirkung von Tuina auf Rattenmodelle mit Kompression des Schmerzes des Spinalwurzelganglions  

Analgetische Wirkung von Tuina auf Rattenmodelle mit Kompression der Spinalganglienschmerzen

Tuina analgesia is widely used in clinical practice. Our research focuses on the mechanism of action of Tuina analgesia, and investigate how Tuina achieve its analgesic effect. Achieving standardization in Tuina is currently the most significant obstacle.The effectiveness of Tuina is influenced by several factors such as treatment, area type, intensity, and frequency. The current protocol is optimized in two aspect based on the earlier research. Firstly, the force and frequency of pushing and holding operations were standardized and controlled by force-measuring gloves.Secondly, the results of imaging and animal behavior test were integrated to assess the results of modeling.

Die Tuina-Therapie kann dazu beitragen, die durch die CCD-Modellierung verursachten mechanischen und thermischen Stimulationsschwellen von Ratten zu senken Nach 17 Tagen Tuina-Therapie wurde ein signifikanter Unterschied in den PWT-Schwellenwerten zwischen den CCD-Ratten, die eine Tuina-Therapie erhielten, und der unbehandelten CCD-Gruppe beobachtet (p = 0,021, <0,05) (Abbildung 6 und Tabelle 1).
Die Ratten in der CCD-...

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In diesem Artikel wird eine Manipulation zur Behandlung der chronischen Kompression des Spinalganglions bei Ratten mit der Tuina-Therapie vorgestellt, zusammen mit einer Methode zur Bewertung ihrer Wirksamkeit auf der Grundlage des Schmerzverhaltens und der histopathologischen Ergebnisse.

Neuropathic pain is a prevalent condition that affects 6.9%-10% of the population and results from nerve damage due to various etiologies, such as lumbar ...

Die Tuina-Analgesie ist in der klinischen Praxis weit verbreitet. Unsere Forschung konzentriert sich auf den Wirkmechanismus der Tuina-Analgesie und untersucht, wie Tuina ihre analgetische Wirkung erzielt. Das Erreichen der Standardisierung in Tuina ist derzeit das größte Hindernis.Die Wirksamkeit von Tuina wird von mehreren Faktoren beeinflusst, wie z. B. der Behandlung, der Art des Bereichs, der Intensität und der Häufigkeit. Das derzeitige Protokoll ist in zweierlei Hinsicht optimiert, basierend auf früheren Forschungsergebnissen. Zunächst wurden die Kraft und die Häufigkeit von Schiebe- und Haltevorgängen standardisiert und durch kraftmessende Handschuhe kontrolliert.Zweitens wurden die Ergebnisse der Bildgebung und des Tierverhaltenstests integriert, um die Ergebnisse der Modellierung zu bewerten.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Analgesic Effect of Tuina on Rat Models with Compression of the Dorsal Root Ganglion Pain

922 Aufrufe.  Yueyang Hospital of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine Affiliated to Shanghai University of Traditional  Chinese Medicine. Die Tuina-Analgesie ist in der klinischen Praxis weit verbreitet. Unsere Forschung konzentriert sich auf den Wirkmechanismus der Tuina-Analgesie und untersucht, wie Tuina ihre analgetische Wirkung erzielt. Das Erreichen der Standardisierung in Tuina ist derzeit das größte Hindernis.Die Wirksamkeit von Tuina wird von mehreren Faktoren beeinflusst, wie z. B. der Behandlung, der Art des Bereichs, der Intensität und der Häufigkeit. Das derzeitige Protokoll ist in zweierlei Hinsicht opt...

Serie: Autor im Rampenlicht: Analgetische Wirkung von Tuina auf Rattenmodelle mit Kompression des Schmerzes des Spinalwurzelganglions  

Neuropathic pain is a prevalent condition that affects 6.9%-10% of the population and results from nerve damage due to various etiologies, such as lumbar disc herniation, spinal canal stenosis, and intervertebral foramen stenosis. Although Tuina, a traditional Chinese manual therapy, has shown analgesic effects in clinical practice for the treatment of neuropathic pain, its underlying neurobiological mechanisms remain unclear. Animal models are essential for elucidating the basic principles of Tuina. In this study, we propose a standardized Tuina protocol for rats with compression of the dorsal root ganglion (DRG), which involves inducing DRG compression by inserting a stainless steel rod into the intervertebral foramen, performing Tuina manipulation with specific parameters of location, intensity, and frequency in a controlled environment, and assessing the behavioral and histopathological outcomes of Tuina treatment. This article also discusses the potential clinical implications and limitations of the study and suggests directions for future research on Tuina.

This article presents a manipulation for treating chronic compression of the dorsal root ganglion in rats using Tuina therapy, along with a method for evaluating its effectiveness based on pain behavior and histopathological results.

Forschung

Medizin

Establishment of Murine Chronic Root Ganglion Compression Model

To establish the animal model, start by securing an anesthetized rat on a foam board, fastening its limbs and incisors using rubber bands. Wipe the prepared area with a 75%alcohol swab. Next, use scissors to make a two to three centimeter incision through the skin, superficial fascia, and deep fascia layer by layer.Locate the anterior superior iliac spine, followed by the third and fourth spinous processes. Clamp the spinous process with toothed forceps and lift it to allow the scissors to be close to the right side of the spinous process. Cut the muscle attached to the right side of the spinous process.Then bluntly dissect the muscle attached to the outer surface of the vertebral plate until resistance is felt. Similarly, bluntly dissect the muscle and fascia on the zygapophysial joint. Use an L-shaped probe to locate the intervertebral foramen.Next, insert an L-shaped stainless steel rod into the fourth and fifth lumbar intervertebral foramen. Proceed to suture the muscle, fascia, and skin layer by layer using 3-0 sutures. Place the rat in a thermostatic box until it wakes up and observe the function of the rat's right hind limb to ensure normalcy.

Etablierung eines Kompressionsmodells für chronische Wurzelganglien in der Maus

Tuina Therapy Administration to Murine Root Ganglion Compression Model

To standardize the tuina therapy, first, practice tuina using the finger sleeves feedback data, adjusting force to 5 newtons and frequency to 2 hertz. Next, perform tuina on immobilized rats, maintaining consistent force and frequency. Identify the acupoint by selecting the gastrocnemius muscle of the right hind limb at the junction of its two heads, approximately at BL 57.Perform the tuina by positioning the thumb vertically on the BL 57 acupoint and moving in rhythmic, small-range rotary motions exerting 5 newtons of pressure. After 17 days of tuina therapy, a significant difference was observed in paw withdrawal thresholds between the CCD rats receiving tuina therapy and the untreated CCD group. The rats in the CCD group receiving tuina therapy showed improvement in pain threshold from the beginning of treatment.Thermal pain thresholds differed significantly between the CCD group and the tuina group from day 14.

Verabreichung der Tuina-Therapie an das Kompressionsmodell des murinen Wurzelganglions

Murine Pain Behavioral Testing to Study the Effect of Tuina Therapy

To conduct the Von Fray test, begin by placing the rats in a transparent tempered glass compartment on a metal wire grid stand at a height of 40 centimeters. Next, measure the mechanical withdrawal threshold with Von Frey electronic fibers. Stimulate the rat's foot until it reacts noticeably, such as by lifting the leg or avoiding it.To assess the paw withdrawal latency, or PWL using the Hargreaves method, focus the spotlight on the center of the rat's foot and press the start button. Monitor the rat for behaviors such as foot retraction or paw licking, and press the start button again to record the time. Perform the test on the same hind limb three consecutive times.After 17 days of Tuina therapy, a significant difference was observed in paw withdrawal thresholds between the CCD rats receiving Tuina therapy and the untreated CCD group. The rats in the CCD group receiving Tuina therapy showed improvement in pain threshold from the beginning of treatment. Thermal pain thresholds differed significantly between the CCD group and the Tuina group from day 14.