Diese Studie wurde durch Zuschüsse der National Natural Science Foundation of China U21A20368 (L. Y.), 82101000 (H. W.) und 82100982 (F. L.) sowie durch das Sichuan Science and Technology Program 2023NSFSC1499 (H. W.) finanziert. Alle Originaldaten und Bilder sind in diesem Artikel enthalten.

Die experimentellen Verfahren in dieser Studie wurden von der Ethikkommission der West China School of Stomatology der Universität Sichuan genehmigt (WCHSIRB-D-2021-125). Adulte C57BL/6-Mäuse wurden von der Gempharmatech Experimental Animals Company, Chengdu, China, gewonnen. Die gesamte Krone des ersten Backenzahns des Oberkiefers bricht 21 Tage nach der Geburt durch. Mäuse für die Operation sollten älter als 21 Tage sein und eine normale Vitalitätaufweisen 11. Hier wurden 6 bis 8 Wochen alte Mäuse für die Modellierung verwendet. Abbildung 1 ist ein Flussdiagramm, das das verwendete Protokoll zeigt.
1. Präoperative Vorbereitung (Abbildung 2)
<ol><li>Besorgen Sie sich folgende Instrumente: Stereoskopisches Mikroskop, Fixierplatte, medizinisches Klebeband, Mundknebel, minimalinvasiver Zahnfräser mit einem Durchmesser von 0,6 mm, zahnärztliches Hochgeschwindigkeits-Zahnhandstück, 8# C+ Feile, Heizkissen, 1 mL Spritze, steriler Wattebausch, Augenzange.</li>
	<li>Besorgen Sie sich die folgenden Medikamente: Anästhesiemischung, Veterinärsalbe.</li>
</ol>2. Vorbereitung des Mundknebels
<ol><li>Wiegen und betäuben Sie die Maus durch intraperitoneale Injektion einer Anästhesie-Mix-Lösung (10 % Ketaminhydrochlorid + 5 % Xylazin + 85 % sterile isotonische Kochsalzlösung) bei 0,007 ml/g Körpergewicht und bestätigen Sie die ordnungsgemäße Anästhesie durch die Zehenkneifmethode. Tragen Sie eine Augenschmiersalbe auf die Augen auf, um Augenverletzungen durch Austrocknung während der Operation zu vermeiden. HINWEIS: Medizinische Hüte, Masken, Handschuhe und Overalls sowie andere grundlegende Schutzmaßnahmen sind erforderlich. Stellen Sie sicher, dass sowohl die Operationsumgebung als auch die Mauskammer sauber und sicher sind. Ein Wärmekissen zur thermischen Unterstützung während des gesamten Eingriffs ist erforderlich.</li>
	<li>Bereiten Sie den Mundknebel wie unten beschrieben vor (Abbildung 3).<ol><li>Beziehen Sie folgende Materialien: Kieferorthopädischer Bogendraht mit einem Durchmesser von 8 μm, eine junge Schlaufenbiegezange, ein schwerer Drahtschneider, ein Markierungsstift, eine Gummikappe mit einer Länge von 3 mm und einem Querschnittsdurchmesser von 1 mm.</li>
		<li>Zuerst richten Sie den Bogendraht mit der linken Hand zur Fixierung aus und Daumen, Zeigefinger der rechten Hand beugen sich leicht gegen den Drahtbogen. Wiederholen Sie diese Aktion mehrmals, um das Biegen auf den richtigen dreidimensionalen Winkel zu erleichtern.</li>
		<li>Biegen Sie mit der Yong-Schlaufenbiegezange die Oberkante (Bild 3G, a-i) des Trapezes (Bild 3C, a-l-k-b) etwa 8 mm lang in der Mitte des Bugdrahtes. Stellen Sie sicher, dass sich Punkt a (Abbildung 3) am Rand des Zangeschnabels befindet.</li>
		<li>Halten Sie die Zange mit der linken Hand fest, klemmen Sie mit dem rechten Daumen und Zeigefinger das freie Ende des Bügeldrahtes fest und biegen Sie den Bügeldraht von Punkt a aus in einen Winkel von etwa 120°. Duplizieren Sie die vorherige Aktion bei Punkt i (Abbildung 3G). Überprüfen Sie, ob sich der Bogen auf einer Ebene befindet, indem Sie ihn ohne Aufhebeln auf einen horizontalen Tisch legen.</li>
		<li>Lassen Sie auf jeder Seite etwa 9 mm Länge (Abbildung 3D, a-b, l-k) und biegen Sie das freie Ende in einen 75°-Winkel, indem Sie die gleiche Vorgehensweise wie in Schritt 2.2.4 anwenden, wobei Sie darauf achten, dass sich jede Kante auf einer Ebene befindet. Biege diesen spitzen Winkel mit der Spitze des Zangeschnabels.</li>
		<li>Finde den Punkt c etwa 5 mm von Punkt b entfernt. Befolgen Sie die gleiche Fähigkeit, um einen 105°-Winkel auf Punkt c zu biegen. Biegen Sie einen weiteren 105°-Winkel an Punkt d 5 mm von Punkt c entfernt. Lassen Sie etwa 4,5 mm von Punkt d entfernt und suchen Sie Punkt e. Biegen Sie das freie Ende an Punkt e so, dass es einen Winkel von etwa 100 -105° bildet (Abbildung 3E). HINWEIS: Die 6-8 Wochen alten C57-Mäuse, die wir verwendet haben, wogen etwa 20 g. Der Abstand von 5 mm könnte nicht nur den Ober- und Unterkiefer der Mäuse einklemmen, ohne sich zu bewegen, sondern würde auch nicht auf die Haut der Mäuse drücken und Beschwerden verursachen. Wenn andere Arten oder Alter von Mäusen verwendet werden, passen Sie bitte die Länge der c-d- und i-h-Teile an die tatsächliche Situation an (Abbildung 3E, G).</li>
		<li>Beugen Sie einen zusätzlichen Zungenspatel für den Unterkieferteil (Abbildung 3G, j-i-h-g).</li>
		<li>Doppelte Biegeschritte des a-b-c-Teils auf dem l-k-j-Teil. Klemmen Sie i-k- und k-j-Teile gleichzeitig und biegen Sie das freie Ende an Punkt j, um es senkrecht zur i-k-j-Ebene zu machen. Klemmpunkt i, der 5 mm von Punkt j entfernt ist, biegen Sie das freie Ende so, dass es sowohl zur i-k-j-Ebene als auch zum c-d-Teil parallel ist (Abbildung 3H).</li>
		<li>Lassen Sie 5 mm Länge von Punkt i, biegen Sie den Bogen an Punkt h vertikal zum i-h-Teil und parallel zur j-i-h-Ebene. Ermitteln Sie Punkt g bei 5 mm von Punkt h. Klemmen Sie die Ebene j-i-h-g und biegen Sie das freie Ende symmetrisch zum k-j-Teil. Dann sollte das freie Ende nach dem Punkt f symmetrisch zum freien Ende des Punktes e sein (Abbildung 3H).</li>
		<li>Setzen Sie Gummikappen auf das freie Ende (Abbildung 3F).</li>
	</ol></li>
</ol>3. Immobilisierung
<ol><li>Fixieren Sie die Maus in Rückenlage auf der Fixierplatte, wobei die Gliedmaßen mit Hautband gesichert sind. Die freien Enden des Mundknebels mit Daumen und Zeigefinger zusammendrücken.</li>
	<li>Fixieren Sie die vorderen Schneidezähne der Maus in der trapezförmigen Rille von zwei Armen. Stellen Sie sicher, dass der Arm mit dem Zungenspatel für den Unterkiefer bestimmt ist. Passen Sie den Mundknebel an, um sicherzustellen, dass die Zunge der Maus immobilisiert, aber nicht ischämisch ist.</li>
</ol>4. Beurteilung der Zähne
<ol><li>Stellen Sie sicher, dass der erste Backenzahn des Oberkiefers für die Operation frei von Karies, Traumata und Odontogenese ist. Stellen Sie sicher, dass sich keine Rötungen, Schwellungen oder Fisteln auf der umgebenden Gingiva befinden. Stellen Sie sicher, dass die gegenüberliegenden Zähne gesund sind und als gesunde Kontrollgruppe zur Verfügung stehen.</li>
</ol>5. Exposition der Pulpa
<ol><li>Bohren Sie mit Zahnfräser an der okklusalen Seite des ersten Molaren des Oberkiefers mit einer Drehzahl von 20.000 U/min. Stellen Sie sicher, dass der Zahnschmelz entfernt wird. Halten Sie die Operation mit dem zahnärztlichen Handstück nur in einer flachen Dentinschicht, um eine übermäßige thermische Stimulation des Zahnpulpagewebeszu vermeiden 12.</li>
	<li>Verhindern Sie gleichzeitig eine Überhitzung, indem Sie während der Operation alle 3 Minuten mit einer Spritze normale Kochsalzlösung auf den Zahn tropfen.</li>
	<li>Legen Sie eine 8# oder 10# C+ Feile auf die unterste Position der Bohrgrube und stechen Sie durch das letzte Dentin, um die Pulpakammer freizulegen. Es wird ein offensichtliches Sturzgefühl sein, wenn das lokale Dentin gründlich entfernt wird. Nicht zu tief bohren, da sonst Zahnpulpagewebe aus der Pulpakammer herausgeholt werden könnte.</li>
	<li>Reinigen Sie die Fragmente um den Zahn herum. Nehmen Sie den Mundknebel ab; Die Operation ist abgeschlossen. Verwenden Sie den gegenüberliegenden ersten Molaren des Oberkiefers als Kontrolle ohne Operation.</li>
</ol>6. Nachsorge
<ol><li>Verabreichen Sie nach der Operation Carprofen (5 mg/kg) subkutan und legen Sie die Maus bis zur Genesung aus der Narkose in Bauchlage auf das chemothermische Heizkissen. Füttern Sie die Mäuse und stellen Sie Trinkwasser zur Verfügung. Der Wiederherstellungsprozess sollte überwacht werden. Keine anderen Tiere sollten sich in derselben Kammer befinden, bis sich die Maus vollständig erholt hat.</li>
</ol>7. Probenentnahme und -lagerung
<ol><li>Euthanasieren Sie die Maus mit zervikaler Luxation unter tiefer Betäubung 24 Stunden nach der Operation oder zu einem anderen Zeitpunkt gemäß Experiment9. Schneiden Sie die Skelettmuskulatur, die am Oberkiefer und am Jochbein befestigt ist, mit einer Augenschere durch. Skelett, Stirnbein und Weichgewebe entfernen und die Lamina gnathostegit mit den Oberkiefermolaren herausnehmen. HINWEIS: Laut He et al. wird empfohlen, dass die Pulpitis-Probe weniger als 72 Stunden nach der Operation entnommen werden sollte, um eine ausgedehnte Nekrose im Zahnpulpagewebe zu vermeiden13.</li>
	<li>Teilen Sie das Gnathostegit sagittal in zwei Hälften und lagern Sie das Gewebe in 4% Paraformaldehyd in PBS, pH 7,4, bei 4 °C für die 24h-Fixierung.</li>
</ol>8. Histologische Analyse
<ol><li>Waschen Sie das Gewebe mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) und entkalken Sie es in täglich gewechselter Entkalkungslösung von 5 % EDTA und 4 % Saccharose in PBS, pH 7,4, bei 4 °C für 2-4 Wochen10.</li>
	<li>Betten Sie den 1/2 Gnathostegit in Paraffin ein und stellen Sie sicher, dass sich das sagittale Gesicht ohne Zähne am unteren Rand der Gewebekassetten befindet.</li>
	<li>Schneiden Sie den Paraffinblock mit einem Paraffinmikrotom in 5 μm dicke Scheiben. Passen Sie den Winkel des Paraffinblocks entsprechend der unter dem Mikroskop beobachteten proximalen, distalen, oberen und unteren Beziehung an, um sicherzustellen, dass die gesamte Kronenpulpa und die Perforation des ersten Molaren durchtrennt werden können.</li>
</ol>

Erstellung eines Mausmodells für eine Pulpaentzündung unter Verwendung eines neuartigen Mundknebels 

<ol>
	<li>Kleinert, A., Kleinert, L., Ozimirska, M., Cha&#322;as, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endodontium+-+together+or+separately.">Endodontium - together or separately.</a> Folia Morphol. 77 (3), 409-415 (2018).</li><li>Dhillon, H., Kaushik, M., Sharma, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regenerative+endodontics-Creating+new+horizons.">Regenerative endodontics-Creating new horizons.</a> J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 104 (4), 676-685 (2016).</li><li>Prati, C., Pirani, C., Zamparini, F., Gatto, M. R., Gandolfi, M. 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F., Zhao, Y. B., Zhang, F. M., Han, P. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+study+of+gene+expression+during+tooth+eruption+and+orthodontic+tooth+movement+in+mice.">Comparative study of gene expression during tooth eruption and orthodontic tooth movement in mice.</a> Oral Dis. 15 (8), 573-579 (2009).</li><li>Kwon, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermal+irritation+of+teeth+during+dental+treatment+procedures.">Thermal irritation of teeth during dental treatment procedures.</a> Restor Dent Endod. 38 (3), 105-112 (2013).</li><li>He, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulpal+tissue+inflammatory+reactions+after+experimental+pulpal+exposure+in+mice.">Pulpal tissue inflammatory reactions after experimental pulpal exposure in mice.</a> J Endod. 43 (1), 90-95 (2017).</li><li>Karrar, R. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+biomarkers+for+objective+assessment+of+symptomatic+pulpitis:+A+systematic+review+and+meta-analysis.">Molecular biomarkers for objective assessment of symptomatic pulpitis: A systematic review and meta-analysis.</a> Int Endod J. 56 (10), 1160-1177 (2023).</li><li>Goldman, E., Reich, E., Abramovitz, I., Klutstein, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inducing+apical+periodontitis+in+mice.">Inducing apical periodontitis in mice.</a> J Vis Exp. (150), e59521 (2019).</li><li>Duncan, H. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Present+status+and+future+directions-Vital+pulp+treatment+and+pulp+preservation+strategies.">Present status and future directions-Vital pulp treatment and pulp preservation strategies.</a> Int Endod J. 55 (Suppl 3), 497-511 (2022).</li><li>Shi, X., Li, Z., He, Y., Jiang, Q., Yang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+different+dental+burs+for+experimental+induction+of+pulpitis+in+mice.">Effect of different dental burs for experimental induction of pulpitis in mice.</a> Arch Oral Biol. 83, 252-257 (2017).</li><li>Du, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Indigenous+microbiota+protects+development+of+medication-related+osteonecrosis+induced+by+periapical+disease+in+mice.">Indigenous microbiota protects development of medication-related osteonecrosis induced by periapical disease in mice.</a> Int J Oral Sci. 14 (1), 16 (2022).</li></ol>

Die Autoren erklären, dass kein Interessenkonflikt besteht.

Als einzelnes Weichgewebe in den Zähnen spielt die Zahnpulpa eine entscheidende Rolle bei der Aufrechterhaltung der Bioaktivität des Zahns, bleibt aber hochempfindlich. Die Erhaltung dieser lebenswichtigen Pulpa hat sich in den letzten endodontischen Behandlungen zum bevorzugten Ansatz entwickelt, was ein umfassendes Verständnis der Entzündungsmechanismen der Zahnpulpa erforderlich macht16. Die räumlich-zeitliche Fluktuation der inflammatorischen Mikroumgebung und die Wechselwirkungen zwische...

Die Zahnpulpa, ein integraler Bestandteil des Zahns, ist für mehrere wesentliche Funktionen wie Nährstoffversorgung, Dentinbildung, sensorische Funktion und Abwehrreaktionen verantwortlich1. Dennoch ist die von Hartgewebe umgebene Zahnpulpa anfällig für Verletzungen und Schäden durch tiefe Karies, Pulpitis, Trauma oder Folgetherapien 2,3. Das Fehlen von funktioneller Zahnpulpa erhöht das Risiko einer Zahnbrüchigkeit4. Darüber hinaus kann der Verlust der Vitalität der Pulpa bei jungen bleibenden Zähnen die Zahnreifung negativ beeinflussen, und die derzeitigen Prothesentechniken können das neuronale Feedback, das eine gesunde Pulpa bietet, nicht wiederherstellen4. Diese Situation hat Forscher dazu veranlasst, alternative Lösungen für den Umgang mit entzündeter Pulpa zu erforschen, die über die bloße Entfernung hinausgehen.
Im Jahr 2007 initiierten Murray et al. die Anwendung von Tissue Engineering in der regenerativen Endodontie und weckten damit ein erhöhtes Interesse an der Erhaltung und Regeneration der Pulpa5. Entzündetes Pulpagewebe stellt jedoch eine Herausforderung dar, da die Zellen Entzündungsfaktoren wie IL-6 freisetzen, die Entzündungszellen rekrutieren und zu Zellnekrose, Verlust der Pulpavitalität und Komplikationen bei der funktionellen Wiederherstellung führen 6,7. Das Verständnis von Entzündungen und dem damit verbundenen Zelltod ist daher entscheidend für Fortschritte bei der Konservierung vitaler Pulpa. Es gibt eine Reihe von Experimenten, die durchgeführt wurden, um die Molekularbiologie der entzündeten Pulpa in vivo oder in vitro zu erforschen 8,9. Obwohl In-vitro-Experimente wie 2D- oder 3D-Zellkulturen seit Jahren entwickelt werden und ausgereift sind und weit verbreitet sind, um Reaktionen von Pulpazellen auf Entzündungsfaktoren zu testen, können diese Experimente die Interaktion zwischen Pulpagewebe und dem systemischen Immunsystem nicht widerspiegeln10. Wenn das untersuchte Phänomen aus Zellen anderer Gewebeherkunft wie Immun-, Gefäß- und Nervensystem stammt, führt die reine Zellkultur in eine Sackgasse. Daher sind In-vivo-Experimente sehr notwendig und referenziell.
Mäuse sind aufgrund ihrer Kosteneffizienz, hohen Fruchtbarkeit und Vitalität zunehmend zu einer häufigen Wahl in der Entzündungsforschung in vivo geworden. Ein umfassendes Protokoll für das Pulpitis-Modell von Mäusen gibt es derzeit jedoch nicht, das als Referenz dienen kann. Die geringe Größe der Mäuse und ihre Empfindlichkeit gegenüber Stimulation stellen eine große Herausforderung bei den experimentellen Verfahren dar. Die Beobachtung der winzigen Zähne, die tief im Mund der Maus verborgen sind, erfordert oft den Einsatz eines Auslegermikroskops, ungeachtet der häufigeren Präsenz von Tischmikroskopen in Laboratorien. Das Fehlen eines Mundöffners erfordert die Hilfe anderer. Um dies zu beheben, hat die Gruppe einen Mundknebel aus leicht verfügbaren Materialien entwickelt, der ein standardisiertes und reproduzierbares Protokoll für die Konstruktion des Pulpitis-Modells von Mäusen bereitstellen soll. In diesem Artikel wird das Verfahren detailliert beschrieben, das die präoperative Vorbereitung, die Immobilisierung, die Pulpafreilegungsoperation und die Probenentnahme an C57-Mäusen umfasst. Dieses Protokoll empfiehlt die Verwendung des Mundknebels und liefert Informationen über seine Struktur, Herstellung und Anwendung, um anderen Forschern die Replikation des Verfahrens zu erleichtern.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Animal</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57/B6J mice</td>
			<td>Gempharmatech Experimental Animals Company</td>
			<td>C57/B6J</td>
			<td>For the establishment of pulp exposure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL syringe</td>
			<td>Chengdu Xinjin Shifeng Medical Apparatus &#38; Instruments Co. LTD.</td>
			<td>SB1-074(IV)</td>
			<td>Apply in drug injection.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8# C+ file</td>
			<td>Readysteel</td>
			<td>0010047</td>
			<td>Apply in exposing the roof of pulp chamber.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia Mix solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>10% ketamine hydrochloride+ 5% xylazine + 85% sterile isotonic saline.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI Staining Solution</td>
			<td>Beyotime</td>
			<td>C1005</td>
			<td>Apply in immunofluorescence staining for counter-staining of nucleus.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental high-speed dental handpiece</td>
			<td>Jing yuan electronic commerce technology</td>
			<td>WJ-422</td>
			<td>Apply in pulp exposure.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heavy wire cutter</td>
			<td>Jirui Medical Instrument Co., Ltd.</td>
			<td>none</td>
			<td>Apply inarc cutting.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hematoxylin and Eosin Stain kit</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BL700B</td>
			<td>For the histological analysis of the slides.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IL-6 antibody</td>
			<td>Novus</td>
			<td>NBP2-89149</td>
			<td>Apply in immunofluorescence staining to detect the inflammation of the dental pulp.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine(Ketamine hydrochloride)</td>
			<td>Vet One, Boise, Idaho, USA</td>
			<td>C3N VT1</td>
			<td>100mg/kg, IP. Apply in nesthetization.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medical tap</td>
			<td>3M</td>
			<td>1530</td>
			<td>Apply in mice immobilization.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Orthodontic arch wire&#160;</td>
			<td>Shanghai Wei Rong Medical Apparatus Co. LTD.</td>
			<td>K417</td>
			<td>Diameter of 8&#181;m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round dental burr (0.6 mm)</td>
			<td>Shofu global</td>
			<td>072208</td>
			<td>Apply in removing enamel and shallow layer of dentin.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Young loop bending plier</td>
			<td>Jirui Medical Instrument Co., Ltd.</td>
			<td>none</td>
			<td>Apply in arc bending.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

establishment of a murine pulp exposure model with a novel mouth-gag for pulpitis research

Pulpitis, eine häufige Ursache für natürlichen Zahnverlust, führt zu Nekrose und Verlust der Bioaktivität in der entzündeten Zahnpulpa. Die Aufklärung der Mechanismen, die der Pulpitis zugrunde liegen, und ihre effiziente Behandlung ist ein ständiger Schwerpunkt der endodontischen Forschung. Daher ist das Verständnis des Entzündungsprozesses in der Zahnpulpa für die Verbesserung der Pulpakonservierung von entscheidender Bedeutung. Im Vergleich zu anderen In-vitro-Experimenten bietet ein murines Pulpitis-Modell einen authentischeren und genetisch vielfältigeren Kontext, um das pathologische Fortschreiten der Pulpitis zu beobachten. Die Verwendung von Mäusen stellt jedoch trotz ihrer Kosteneffizienz und Zugänglichkeit aufgrund ihrer geringen Größe, schlechten Koordination und geringen Verträglichkeit Schwierigkeiten dar, was intraorale und zahnärztliche Eingriffe erschwert. Dieses Protokoll führt ein neuartiges Design und die Anwendung eines Mundknebels ein, um die Pulpa von Mäusen freizulegen und so effizientere intraorale Verfahren zu ermöglichen. Der Mundknebel, der aus einem Zahnbogen besteht, ist den meisten Zahnärzten leicht zugänglich und kann die chirurgische Vorbereitung erheblich beschleunigen, selbst bei erstmaligen Eingriffen. Mikro-CT, Hämatoxylin-Eosin (HE)-Färbung und Immunfluoreszenz-Färbung wurden verwendet, um Veränderungen in der Morphologie und Zellexpression zu identifizieren. Das Ziel dieses Artikels ist es, Forschern dabei zu helfen, ein reproduzierbareres und weniger anspruchsvolles Verfahren zur Erstellung eines Pulpaentzündungsmodells mit diesem neuartigen Mundknebel zu etablieren.

The dental pulp, an integral part of the tooth, is responsible for multiple essential functions such as nutrient supply, dentin formation, sensory function, and defense reactions1. Nevertheless, the dental pulp, surrounded by hard tissue, is susceptible to injuries and damages from deep caries, pulpitis, trauma, or subsequent therapies2,3. The absence of functional dental pulp increases the risk of tooth fragility4. Moreover, the loss of pulp vitality in young permanent teeth can adversely affect tooth maturation, and current denture techniques fail to restore the neural feedback offered by healthy pulp4. This situation has led researchers to explore alternative solutions for managing inflamed pulp beyond mere removal.
In 2007, Murray et al. initiated the application of tissue engineering in regenerative endodontics, thereby sparking increased interest in pulp preservation and regeneration5. However, inflamed pulp tissue poses a challenge as cells release inflammatory factors such as IL-6, which recruit inflammatory cells and results in cell necrosis, loss of pulp vitality, and complications in functional recovery6,7. Understanding inflammation and the associated cell death is, therefore, crucial for advancements in the preservation of vital pulp. There are a number of experiments that have been conducted to explore the molecular biology of the inflame pulp in vivo or in vitro8,9. Though in vitro&#160;experiments like 2D or 3D cell cultures have been developed for years and are becoming mature and widely used to test reactions of pulp cells to inflammatory factors, these experiments cannot reflect the interaction between pulp tissue and the systemic immune system10. If the phenomenon being studied is derived from cells of other tissue origin like immune, vascular and nervous system, then pure pulp cell culture will lead to a dead end. Therefore, in vivo experiments are very necessary and referential.
Mice have increasingly become a common choice in inflammation research in vivo&#160;due to their cost-effectiveness, high fertility, and vitality. However, a comprehensive protocol for mice pulpitis model is currently absent, which can serve as a reference. The small size of mice and their sensitivity to stimulation pose significant challenges during experimental procedures. Observing the minuscule teeth concealed deep within the mouse mouth often necessitates the use of a cantilever microscope, notwithstanding the more common presence of desktop microscopes in laboratories. The absence of a mouth opener requires assistance from others. To address this, the group has devised a mouth-gag using readily available materials which aims to provide a standardized and reproducible protocol for constructing the mice pulpitis model. This article details the procedure, covering preoperative preparation, immobilization, pulp exposure surgery, and sample collection on C57 mice. This protocol recommends the use of the mouth-gag, providing information on its structure, production, and application to facilitate other researchers in replicating the procedure.

Autor im Rampenlicht: Verbesserung der Zahnpulpaforschung mit verbesserten Mausmodellen

Etablierung eines murinen Pulpa-Expositionsmodells mit einem neuartigen Mundknebel für die Pulpitisforschung

Individual experiments like 2D or 3D cell cultures have been widely used to test the reactions of dental pulp cells. These experiments cannot reflect the interaction between pulp tissue and the systemic immune system. Therefore, in vivo experiments are becoming increasingly popular in endodontic research.C57 mice have increasingly become a common choice in inflammation research on dental pulp due to their cost effectiveness, high fertility and vitality. However, the small size of mice and lack of coordination posed significant challenges during experimental procedures. The fixation process is an important factor that higher the technical threshold.We devised a novel mouth gag using readily available materials and simple assemblies to assist researchers in pulp exposure surgery. According to our research, this mouth gag can significantly shorten the time required for beginners to immobilize the mouth and expose the maxillary first molar of mice.

Das oben beschriebene Verfahren wurde an den ersten Molaren des rechten Oberkiefers von 3 6-8 Wochen alten C57BL/6-Mäusen durchgeführt, während die ersten Molaren des linken Oberkiefers als Kontrolle erhalten blieben. Zur Demonstration wurden histologische und immunfluoreszierende Ergebnisse der Blindkontrolle, 12-stündige Pulpitis- und 24-stündige Pulpitis-Proben verwendet.
Nach dem Protokoll der CT-Analyse von Goldman et al.15 wurde die Exposition der Pulpa durch...

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In diesem Artikel wird ein optimiertes Protokoll für die Etablierung eines Pulpitis-Modells bei Mäusen unter Verwendung eines innovativen Mundknebels vorgestellt, gefolgt von einer anschließenden histologischen Analyse.

Pulpitis, a common cause of natural tooth loss, leads to necrosis and loss of bioactivity in the inflamed dental pulp. Unraveling the mechanisms ...

Individuelle Experimente wie 2D- oder 3D-Zellkulturen sind weit verbreitet, um die Reaktionen von Zahnpulpazellen zu testen. Diese Experimente können die Interaktion zwischen Pulpagewebe und dem systemischen Immunsystem nicht widerspiegeln. Daher werden In-vivo-Experimente in der endodontischen Forschung immer beliebter.C57-Mäuse sind aufgrund ihrer Kosteneffizienz, hohen Fruchtbarkeit und Vitalität zunehmend zu einer häufigen Wahl in der Entzündungsforschung an Zahnpulpa geworden. Die geringe Größe der Mäuse und die mangelnde Koordination stellten jedoch eine große Herausforderung bei den experimentellen Verfahren dar. Der Fixierungsprozess ist ein wichtiger Faktor, der die technische Schwelle erhöht.Wir haben einen neuartigen Mundknebel entwickelt, der leicht verfügbare Materialien und einfache Baugruppen verwendet, um Forscher bei der Pulpafreilegungschirurgie zu unterstützen. Unseren Untersuchungen zufolge kann dieser Mundknebel die Zeit, die Anfänger benötigen, um den Mund zu immobilisieren und den ersten Backenzahn des Oberkiefers von Mäusen freizulegen, erheblich verkürzen.

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Research

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Establishment of a Murine Pulp Exposure Model with a Novel Mouth-Gag for Pulpitis Research

657 Aufrufe.  Sichuan University. Individuelle Experimente wie 2D- oder 3D-Zellkulturen sind weit verbreitet, um die Reaktionen von Zahnpulpazellen zu testen. Diese Experimente können die Interaktion zwischen Pulpagewebe und dem systemischen Immunsystem nicht widerspiegeln. Daher werden In-vivo-Experimente in der endodontischen Forschung immer beliebter.C57-Mäuse sind aufgrund ihrer Kosteneffizienz, hohen Fruchtbarkeit und Vitalität zunehmend zu einer häufigen Wahl in der Entzündungsforschung an Zahnpulpa geworden...

Serie: Autor im Rampenlicht: Verbesserung der Zahnpulpaforschung mit verbesserten Mausmodellen

Pulpitis, a common cause of natural tooth loss, leads to necrosis and loss of bioactivity in the inflamed dental pulp. Unraveling the mechanisms underlying pulpitis and its efficient treatment is an ongoing focus of endodontic research. Therefore, understanding the inflammatory process within the dental pulp is vital for improving pulp preservation. Compared to other in vitro experiments, a murine pulpitis model offers a more authentic and genetically diverse context to observe the pathological progression of pulpitis. However, using mice, despite their cost-effectiveness and accessibility, poses difficulties due to their small size, poor coordination, and low tolerance, complicating intraoral and dental procedures. This protocol introduces a novel design and application of a mouth-gag to expose mouse pulp, facilitating more efficient intraoral procedures. The mouth-gag, comprised of a dental arch readily available to most dentists and can significantly expedite surgical preparation, even for first-time procedures. Micro-CT, hematoxylin-eosin (HE) staining, and immunofluorescence staining were used to identify changes in morphology and cell expression. The aim of this article is to help researchers establish a more reproducible and less demanding procedure for creating a pulp inflammation model using this novel mouth-gag.

This article presents a streamlined protocol for establishing a pulpitis model in mice using an innovative mouth-gag, followed by subsequent histological analysis.

Forschung

Medizin

Preparation of the Mouth Gag for a Mouse Pulpitis Model

To begin, straighten an 8 micron thick orthodontic arch wire with your left hand while keeping the right hand slightly bent against the wire arc. Use a Young loop bending plier to bend the top edge of the trapezoid about eight millimeters at the midpoint of the bow wire. Ensure that point A is on the edge of the plier beak.Now hold the plier with the left hand. Clamp the free end of the bow wire with the right thumb and forefinger, then bend the bow wire from point A to make a 120-degree angle. Place the arch wire on a horizontal table to check if it is on a single plane.Leave about nine millimeters on each side of the wire and use pliers to bend the free end to a 75-degree angle. Now locate point C which is about five millimeters from point B.Bend the wire at point C to make a 105-degree angle. Similarly, bend the wire at points D and E.Clamp the IK and KJ parts simultaneously.Duplicate the A, B, C bending at points L, J, and K, then bend the free end at point J to make it vertical to the IKJ plane. Bend an extra tongue depressor for the mandibular part. Clamp point I five millimeters from point J and bend the free end to make it parallel to both the IKJ plane and the CD part.Next, leave a five millimeter gap from point I and at point H, bend the arch vertically to the IH and JIH planes. Locate point G five millimeters from H and clamp the JIHG lane. Then bend the arch at point G.Now bend the free end symmetrical to the KJ plane.The free end after point F should be symmetrical to the free end at point E.Finally, place rubber caps on the free ends.

Vorbereitung des Mundknebels für ein Pulpitis-Modell der Maus

Using A Mouth Gag for Pulpitis Assessment in Mice

To begin, fix an anesthetized mouse in a supine position on a fixation plate. Secure the limbs with skin tape. Compress the free ends of a prepared mouth gag with the thumb and the index finger.Fix the mouse's front incisors in the trapezoidal groove between the two arms of the mouth gag. Ensure the arm with the tongue depressor is placed on the mandibula. Check the maxillary first molar to ensure it is free of dental caries, trauma, and odontogenesis.Assess the surrounding gingiva to ensure absence of redness, swelling, or fistula. Then, check the health of the opposite teeth. Next, with a dental burr, drill the occlusal side of the maxillary first molar at 20, 000 RPM.Remove the enamel. With a syringe, drop normal saline every three minutes over the tooth to prevent overheating. Put a number 8 C+file on the lowest position of the drilled pit and pierce the last dentine to expose the pulp chamber.Clean the fragments around the tooth, then remove the mouth gag. The time taken to fix the mouth with the mouth gag and to find the maxillary first molar was significantly shortened relative to the traditional method. The pulp exposure was confirmed through micro CT and reconstruction modeling.At 24 hours post-surgery, most of the pulp tissue retained its morphology.