Trasplante en la cámara anterior del ojo para Longitudinal, no invasiva<em&gt; En vivo</em&gt; Imagen con una sola célula de resolución en tiempo real

Resumen

Un nuevo enfoque de la combinación de trasplante intraocular y microscopía confocal permite longitudinal, no invasiva imágenes en tiempo real con una sola célula de resolución dentro de los tejidos injertados In vivo. Se demuestra cómo trasplantar islotes pancreáticos en la cámara anterior del ojo del ratón.

Resumen

Intravital de imágenes se ha convertido en una herramienta indispensable en la investigación biológica. En el proceso, muchas técnicas de imagen se han desarrollado para estudiar los diferentes procesos biológicos en los animales no invasiva. Sin embargo, una limitación técnica importante en existentes modalidades de imagen intravital es la incapacidad para combinar la no-invasivo, formación de imágenes longitudinal con capacidades de resolución de una sola célula. Se muestra aquí cómo el trasplante a la cámara anterior del ojo elude esta limitación significativa que ofrece una plataforma versátil experimental que permite no invasiva, la imagen longitudinal con resolución celular in vivo. Se demuestra el procedimiento de trasplante en el ratón y proporcionar resultados representativos usando un modelo con relevancia clínica, es decir, trasplante de islotes pancreáticos. Además de permitir la visualización directa en una variedad de tejidos trasplantados en la cámara anterior del ojo, este enfoque proporciona una plataforma para Screen mediante la realización de las drogas a largo plazo de seguimiento y monitoreo en los tejidos diana. Debido a su versatilidad, el tejido / trasplante de células en la cámara anterior del ojo no sólo terapias de trasplante beneficios, se extiende a otras aplicaciones in vivo para estudiar los procesos fisiológicos y fisiopatológicos tales como la transducción de señales y el cáncer o desarrollo de la enfermedad autoinmune.

Introducción

Los avances en microscopía intravital han revelado fenómenos fisiológicos no predichas por los estudios in vitro ^1. Esto pone de relieve el desafío en la traducción de los resultados obtenidos por los métodos in vitro convencional en el animal vivo. En la última década, la visualización de los tejidos en los animales vivos se mejoró considerablemente por los avances tecnológicos en las modalidades de imagen ^{2, 3, 4, 5, 6.} Esto ha estimulado la necesidad de enfoques en formación de imágenes in vivo con aplicación factible en modelos animales experimentales para permitir la visualización longitudinal de los tejidos diana de manera no invasiva.

Las técnicas de imagen como la resonancia magnética y la tomografía por emisión de positrones o bioluminiscencia han permitido que la imagen no invasiva de órganos / tejidos profundos dentro del cuerpo ^{7-8, 9.} Pero estas técnicas no pueden lograr células únicas resolución debido a señales de fondo elevadas y baja resolución espacial, a pesar del uso of materiales de alto contraste o ⁴ tejidos específicos de luminiscencia. Esto fue tratada con la llegada de dos fotones microscopía de fluorescencia confocal ^10. Dos fotones microscopía intravital permitió estudios de formación de imágenes para visualizar y cuantificar acontecimientos celulares con detalles sin precedentes ^{11, 12.} Esto ha llevado a la caracterización de procesos biológicos esenciales en la salud y la enfermedad ^{13, 14, 15, 16.} Mientras pioneros estudios de imagen han intravital principalmente "imitado" en condiciones in vivo en los tejidos extirpados (ganglios linfáticos, por ejemplo), otros estudios han utilizado métodos invasivos para los tejidos diana de imagen expuestos in situ ^{17, 18, ​​19, 20, 21.} Otros estudios también han utilizado modelos de cámara "ventana" para eludir las limitaciones asociadas con los métodos invasivos y resolución de imágenes limitado en vivo ^{22, 23, 24, 25.} En el modelo de cámara de ventana, una cámara con una ventana transparente se implanta quirúrgicamente en la piel en difeubicaciones de alquiler (piel dorsal o el oído, almohadilla de grasa mamaria, hígado, etc) sobre el animal (por ejemplo, ratón, rata, conejo). Si bien este enfoque claramente permite una alta resolución de imágenes in vivo, se requiere una cirugía invasiva para implantar la cámara y no puede ser capaz de acomodar los estudios longitudinales de imagen durante varias semanas o meses ^22.

Se ha demostrado recientemente que la combinación de alta resolución de la microscopía confocal con un procedimiento mínimamente invasivo, es decir, el trasplante a la cámara anterior del ojo (ACE) proporciona una "ventana cuerpo natural" como un. Potente y versátil en vivo plataforma de imágenes ^{26, 27} El trasplante en el ACE se ha utilizado en las últimas décadas para estudiar aspectos biológicos de una variedad de tejidos ^{28, 29, 30,} y su combinación reciente con imágenes de alta resolución permitió el estudio de la fisiología de los islotes pancreáticos con células únicas resolución no invasiva y longitudinalmente ^{26, 27. Este enfoque se utilizó para estudiar las respuestas autoinmunes durante el desarrollo de la diabetes tipo 1 en modelos animales (datos no publicados). También fue utilizado para estudiar el desarrollo de páncreas, así como, en los estudios de la función renal mediante el trasplante en las yemas de páncreas ECA o individuales glomérulos renales, respectivamente (datos no publicados). Un reciente informe utilizando este enfoque demostró además su solicitud para estudiar la respuesta inmune después de trasplante de islotes pancreáticos 31. Es importante destacar que, este estudio demostró que el trasplante a la cámara anterior del ojo proporciona una ventana natural del cuerpo para llevar a cabo: (1) longitudinal, la imagen no invasiva de tejidos trasplantados in vivo, (2) in vivo cytolabeling para evaluar el fenotipo celular y la viabilidad en situ, (3) seguimiento en tiempo real de la infiltración de células inmunes en el tejido diana, y (4) la intervención local por aplicación tópica o inyección intraocular.}

En este sentido, demonstrate cómo realizar el trasplante en la cámara anterior del ojo utilizando islotes pancreáticos.

Protocolo

El siguiente procedimiento se realiza bajo el estereoscopio en 2 pasos, el primer paso consiste en cargar los islotes en la cánula y el segundo paso es el trasplante real en la ACE. Todos los procedimientos realizados con animales fueron aprobados por el Cuidado de Animales institucional y el empleo Comisión (IACUC) de la Universidad de Miami.

1. Islotes de carga en Cánula para trasplante

1. Centro de los islotes en placa de cultivo al girar el plato en los círculos de estrechamiento.
2. Desconectar la cánula de la "reserva" y colocar la cánula y el tubo de conexión sobre una superficie limpia. El depósito puede ser hecho de una punta desechable 300 l pipeta de plástico sin filtro (Figura 1a).
3. Lavar las burbujas de aire fuera del depósito para asegurar flujo continuo de islotes cuando aspiración en el depósito. Enjuagar el depósito se hace por impulsar el manos libres motorizado jeringa controlador utilizando el pedal(Figura 1b, c). Esto también hará que el espacio en la jeringa para permitir la aspiración de los islotes en el depósito (pre-cargado con una solución estéril, tal como medios de solución salina, PBS o cultivo).
4. Aspirar suavemente cantidad deseada de islotes en el depósito. Islotes tenderá a girar al entrar en el depósito y se mantendrá juntos hacia la parte inferior. La aspiración se realiza por conducción hacia atrás la jeringa motorizada-conductor utilizando el pedal de pie.
5. Vuelva a conectar la cánula al depósito a través de la tubería de conexión.
6. Colocar la punta de la cánula de nuevo en la placa de cultivo y lavar los islotes fuera del depósito en el tubo a continuación, en la cánula. Asegúrese de que los islotes permanecer juntos como hace una copia de llenar el tubo / cánula con cuidado "parpadeo" (pulsar) del tubo (Figura 1d). Detener ya sea antes o después de que todas las burbujas de aire por delante de los islotes son expulsadas de la cánula. Si no está seguro, deje de islotes como entrar en la parte posterior de la cánula como el aire restanteburbujas antes de islotes puede ayudar a prevenir el reflujo (regurgitación) de los islotes de la ACE. Se disipará durante la noche.
7. En este punto, usted está listo para inyectar los islotes en el ACE (por favor, consulte los pasos siguientes).

2. El trasplante de islotes en la cámara anterior del ojo

1. Coloque el ratón anestesiado sobre una almohadilla caliente bajo estereoscopio.
2. Coloque el hocico del ratón en anestesia "máscara" conectado a oxígeno / máquina de anestesia con isoflurano. La máscara está hecha de un plástico desechable de 1 ml punta de la pipeta (sin filtro) y conectado a un tubo de anestesia a través del extremo estrecho (figura 2a, b).
3. Retraer suavemente los párpados del ojo para ser trasplantados con el dedo índice y el pulgar de la mano libre y el "pop" el ojo para una mejor exposición y de fácil acceso (Figura 2c). Esto requerirá un poco de práctica para perfeccionar sin impedir la respiración del ratón por la presión excesiva en elcuello o bloqueando el flujo de sangre a la cabeza.
4. Usando una jeringuilla de insulina desechable (29 - 31 g) como bisturí, cuidadosamente penetrar sólo la punta en la córnea y hacer una incisión lateral única. Hacer la incisión en el punto medio entre el vértice de la córnea y el limbo para minimizar el reflujo de los islotes durante la inyección de la ACE (Figura 2d).
5. Cuidadosamente inserte la cánula (precargado con islotes) a través de la incisión.
6. Lentamente expulsar islotes fuera de la cánula y los depositan en la parte superior del iris. Para evitar el reflujo islote debido a la acumulación de presión excesiva en la ACE, expulsar los islotes en impulsos breves en tan pequeño volumen (s) como sea posible en el cuadrante opuesto a la incisión. Esto puede ser aún más asegurada mediante la compactación de islotes en el tubo durante la carga de la cánula (por favor, véase el paso 1,6).
7. Poco a poco retraer la cánula de la ACE. Este es un paso crítico, especialmente, si un gran volumen de islotes se inyectó como reflujo islote debido a la presenciaque se acumulan dentro de la ACE puede ser inevitable. Para eliminar / minimizar el reflujo islote, gire suavemente la cánula mientras que dentro de la ACE para liberar el exceso de presión a través de la incisión alrededor de la cánula. Busque signos de reflujo en tu intento de retirar la cánula y, si es necesario, espere hasta que desaparezca la presión antes de retraer completamente la cánula de la ACE.
8. Enjuagar el ojo trasplantado con PBS estéril o solución salina.
9. Inyectar buprenorfina para la analgesia postoperatoria (0.05 a 0.1 mg / kg, por vía subcutánea) para el primero 48 hr.
10. Aplique un ungüento antibiótico eritromicina oftálmica al ojo trasplantado inmediatamente después del trasplante.
11. Coloque de nuevo el animal en una jaula caliente para permitir la recuperación de la anestesia.

Resultados

Hay algunos parámetros que definen una "buena" trasplante. Un trasplante de buena es la que procede sin sangrado cuando se hace la incisión como se puede ver en el vídeo. El sangrado se impide / minimiza al penetrar sólo la punta del escalpelo (aguja) en la ACE (Figura 3a). Esto también ayudará a evitar el contacto y la punción del iris. También se asegurará de una pequeña incisión que se curan muy bien sin causar opacidad de la córnea con el tiempo (Figura 3c, d)....

Discusión

Islotes pancreáticos de murino fueron aisladas utilizando digestión con colagenasa seguido por purificación en gradientes de densidad, como se ha descrito previamente ^33. Islotes aislados se cultivaron durante la noche antes del trasplante. Si bien esto puede no ser necesario, se recomienda para permitir que los islotes de recuperarse del procedimiento de aislamiento. Esto es crítico cuando se realiza el trasplante en los receptores diabéticos, ya que garantizará el trasplante de islotes sobrevivientes ...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Nombre de reactivo	Empresa	Número de catálogo	Descripción / Comentarios
IsoTHESIA (isoflurano)	Buttler Animal Health Supply	11695-6775-2	99,9% de isoflurano / ml
Ketaset (Ketamina HCL)	Fort Dodge Animal Health	0856-2013-01	Anestesia inyectable Alternativa
Beprenex (buprenorfina HCL)	Reckitt Benckiser Health Care (UK) Ltd.	12496-075-7-1	0,3 mg / ml
Ophthalmic eritromicina ungüento USP, 0,5%	Akron	17478-070-35	Aplicado preventivamente a ojo trasplantado
0,9% de cloruro sódico (solución salina)	Hospira Inc.	0409-7983-03	Para la inyección iv. Estéril
PBS	Gibco	10010-023	1X. Estéril
CMRL medio 1066	Cellgro	98-304 CV-	Complementado, CIT modificación. Los medios preferidos para islotes