La transfección, selección y Colonia-cosecha de células madre humanas pluripotentes inducidas TALEN dirigidos con un gen GFP en el puerto seguro AAVS1

Resumen

TALEN-mediated gene editing at the safe harbor AAVS1 locus enables high-efficiency transgene addition in human iPSCs. This protocol describes the procedures for preparing iPSCs for TALEN and donor vector delivery, transfecting iPSCs, and selecting and isolating iPSC clones to achieve targeted integration of a GFP gene to generate reporter lines.

Resumen

Targeted transgene addition can provide persistent gene expression while circumventing the gene silencing and insertional mutagenesis caused by viral vector mediated random integration. This protocol describes a universal and efficient transgene targeted addition platform in human iPSCs based on utilization of validated open-source TALENs and a gene-trap-like donor to deliver transgenes into a safe harbor locus. Importantly, effective gene editing is rate-limited by the delivery efficiency of gene editing vectors. Therefore, this protocol first focuses on preparation of iPSCs for transfection to achieve high nuclear delivery efficiency. When iPSCs are dissociated into single cells using a gentle-cell dissociation reagent and transfected using an optimized program, >50% cells can be induced to take up the large gene editing vectors. Because the AAVS1 locus is located in the intron of an active gene (PPP1R12C), a splicing acceptor (SA)-linked puromycin resistant gene (PAC) was used to select targeted iPSCs while excluding random integration-only and untransfected cells. This strategy greatly increases the chance of obtaining targeted clones, and can be used in other active gene targeting experiments as well. Two weeks after puromycin selection at the dose adjusted for the specific iPSC line, clones are ready to be picked by manual dissection of large, isolated colonies into smaller pieces that are transferred to fresh medium in a smaller well for further expansion and genetic and functional screening. One can follow this protocol to readily obtain multiple GFP reporter iPSC lines that are useful for in vivo and in vitro imaging and cell isolation.

Introducción

La capacidad de reprogramar células somáticas humanas en células madre pluripotentes inducidas similares a células madre embrionarias (células iPS) fue descubierto por primera vez por Takahashi et al. En 2007 ^1. Fibroblastos dérmicos humanos transducidas con retrovirus que expresa cuatro factores de transcripción (El Yamanaka así apodado-Factores Oct3 / 4, Sox2, se muestra c-Myc, y Klf4) para ser muy similares a las células madre embrionarias humanas (hESCs) basándose en la morfología, proliferación, expresión génica, y el estado epigenética; crucialmente, iPSCs también son capaces de diferenciarse en células de las tres capas germinales ^1. La capacidad potencial y la diferenciación de proliferación de células iPS los hace herramientas muy atractivos; mediante la reprogramación de células de pacientes que sufren de enfermedades específicas, iPSCs se pueden utilizar tanto como sistemas modelo in vitro de la enfermedad y como agentes terapéuticos potenciales.

Para este último propósito, varios asuntos deben ser abordados antes de que el pleno potencial de iPSCsen un entorno clínico puede realizarse; el potencial tumorigénico de hESCs cultivadas in vitro y CMPI, el uso de derivados xenogénicos durante la reprogramación celular y el mantenimiento, y la necesidad de realizar un seguimiento de las células trasplantadas in vivo son todos los obstáculos cruciales para la aplicación clínica de células madre pluripotentes (Revisado por Hentze et al. ^2). Una solución ideal a la necesidad para el seguimiento de las células diferenciadas post-trasplante implicaría un marcador visualmente detectable que se resiste a silenciar y variegación independientemente de la aplicación. Expresión robusta y sostenida de transgenes integrados es más fácilmente alcanzable cuando se introduce ADN exógeno en loci puerto seguro; es decir, sitios genómicos que permiten la transcripción suficiente de un vector integrado, mientras que al mismo tiempo mitigar perturbaciones de expresión en genes vecinos ^3. Uno de esos sitios que ha sido muy bien caracterizado desde su descubrimiento es la integr virus adeno-asociadoEl sitio ación 1 (AAVS1), en el primer intrón de la 1 12C subunidad reguladora de genes (PPP1R12C) la proteína fosfatasa. Este locus ha sido demostrado no sólo para permitir la expresión robusta de transgenes integrados a través del tiempo extendido en la cultura y en la diferenciación in vitro sostenido y ^3, sino también para proteger rodea genes de perturbación transcripcional ^4; ambas características se cree que es debido a la presencia de elementos aislantes de la cromatina endógenos que flanquean el sitio AAVS1 ^5.

Los avances en las herramientas de ingeniería del genoma más sólo la última década han facilitado en gran medida la facilidad y eficiencia con que las manipulaciones genéticas en cualquier tipo de célula se puede lograr. Mientras que los experimentos exitosos primeros basaron en extremadamente bajos niveles de recombinación homóloga endógena (HR) con un donante introducido para lograr la orientación de genes en los CES ^6,7, el uso de nucleasas específicas de sitio, tales como nucleasas de dedos de zinc (ZFNs), que signinificativamente inducir la recombinación homóloga a través de la generación de una rotura del DNA de doble cadena ha aumentado en gran medida la eficiencia de tales experimentos ^8,9. La reutilización de ambos tipo activador de transcripción efectores (cuentos) de planta patógeno Xanthomonas géneros y los agrupados interspaced regularmente repeticiones palindrómicas cortas procariotas (CRISPR) / sistema Cas9 en nucleasas de diseño específicos del sitio eficientes ha hecho la orientación de genes en células madre pluripotentes un accesible y metodología practicable ^10-13.

Un reciente documento describe un método eficaz para la integración estable de un reportero de cassette verde fluorescente en el AAVS1 locus puerto seguro en iPS humanas utilizando nucleasas TALE (Talens) ^14. Estos iPSCs dirigidos mantuvieron su fluorescencia incluso después de la diferenciación dirigida a cardiomiocitos y trasplante en un modelo de ratón de infarto de miocardio (MI), proporcionando una fuerte evidencia de la utilidad de talesestablemente células madre pluripotentes fluorescente ^14. Para obtener colonias específicas, se utilizó un método para atrapar genes en el que un corte y empalme-aceptor (SA), secuencia de péptido autoescindible 2A coloca el puromicina N-acetil-transferasa gen (PAC) bajo el control del promotor endógeno PPP1R12C; Por lo tanto, sólo iPSCs que han incorporado el donante de ADN en el locus AAVS1 expresan PAC, haciéndolos seleccionable basado en puromicina-resistencia; (Figura 1, ^15). Este protocolo detalla los procedimientos de generación de AAVS1-GFP iPSCs informó en el documento reciente ^14, incluido el proceso de transfección de células iPS con Talens y un donante de 9,8 kb para integrar un fragmento de ADN de 4,2 kb en el locus AAVS1 puerto seguro, la selección de iPSCs basados ​​en puromicina-resistencia, y las colonias de la cosecha por la expansión clonal. Las técnicas descritas en el presente documento pueden aplicarse a muchos experimentos de ingeniería del genoma.

Protocolo

1. Preparación del Sótano matriz de la membrana y de revestimiento de Material de plástico

1. Coloque la matriz de la membrana basal madre congelada de -20 ° C en hielo y descongelar la noche a 4 ° C.
2. Después de la descongelación, la pipeta 2 mg alícuotas de matriz de membrana basal en tubos Eppendorf pre-refrigerados. Almacenar estos en -20 ° C hasta que se necesite.
3. Para preparar las placas de matriz recubierto de la membrana basal, descongelar una alícuota sobre hielo hasta el último trozo de hielo en la que desaparezca tubo Eppendorf (normalmente dentro de ~ 2 h).
4. Después de la descongelación, añadir matriz de membrana basal a 12 ml de frío (4 ° C) DMEM / F12 para obtener una solución de revestimiento de matriz de la membrana basal.
5. Añadir solución de matriz de membrana basal al recipiente de cultivo apropiado. Para una placa de 6 pocillos, prescindir de 1 ml por pocillo. Agite la placa para asegurarse de que la solución de la matriz de la membrana basal cubre completamente cada pocillo.
6. Parafilm sellar la membrana basal de la matriz recubierta de placa / placa, y se incuba a Room temperatura durante 1 hora antes de su uso. Alternativamente, las placas de matriz recubiertos tienda membrana basal / platos a 4 ° C y utilizar dentro de 2 semanas de recubrimiento.
   NOTA: Añadir DMEM extra / F12 a la membrana basal de la matriz recubierta de placa / placa para evitar el secado. Antes de usar 4 ° C membrana basal almacenado matriz recubiertos plato / plato, colóquelo en una cabina de seguridad biológica y deje que llegue a temperatura ambiente durante al menos 30 minutos.
7. Aspirar matriz de membrana basal completamente antes de la adición de células y medio.

2. Preparación del medio E8

1. Preparar medio de cultivo E8 descongelando suplemento E8 la noche a 4 ° C.
2. Extraiga 10 ml de medio basal E8 de la población de 500 ml y desechar.
3. Pipetear todo el vial de 10 ml de suplemento E8 directamente en 490 ml de medio basal E8. No entibie medio completo E8 en un baño de agua a 37 ° C, como las fluctuaciones de temperatura repetidos pueden degradar el bFGF en el complemedio te E8.
4. Utilice un medio completo E8 dentro de 2 semanas de la adición del suplemento.

3. La descongelación de iPSCs

1. Retirar un vial de iPSCs congelados de nitrógeno líquido y colocar en hielo seco.
2. Rápidamente descongelar el vial en un baño de agua a 37 ° C; agitar el vial en el baño de agua hasta que sólo un pequeño fragmento de los restos de hielo.
3. Rocíe el vial con etanol y la transferencia del 70% de una cabina de seguridad biológica.
4. Añadir 1 ml de la temperatura ambiente E8 medio gota a gota directamente al vial.
5. Usando una pipeta de 2 ml, transferir la suspensión celular en gota a gota 9 ml de medio de E8 en un tubo cónico de 15 ml. Agitar el tubo de frecuencia para asegurarse de que las células y el medio se mezclan bien rápidamente.
6. Centrifugar las células a 200 xg durante 5 min.
7. Aspirar el sobrenadante y resuspender el sedimento celular en un volumen apropiado de E8 suplementado con 10 mM Y-27632.
8. Añadir las células a un número adecuado de sótano membrane matriz recubiertos pozos, y colóquelo en un 37 ° C, 5% de _CO2 durante la noche. Se recomienda a la placa al menos 0,2 x 10 ⁶ IPSC por pocillo de una placa de 6 pocillos para permitir una rápida recuperación después de la descongelación.

4. Mantenimiento y pases de rutina de iPSCs

1. Actualizar medio E8 diaria.
2. Monitorear la morfología y la confluencia de las células con un microscopio invertido. iPSCs de alta calidad crecen en colonias planas con bordes bien definidos; colonias individuales poseen una apariencia "empedrado".
3. Passage las células iPSCs cuando llegan a ~ 70% de confluencia.
4. Preparar una solución pases EDTA mediante la adición de 0,9 g de NaCl y 500 l 0,5 M EDTA a 500 ml de DPBS. Mezclar bien para disolver NaCl, y el filtro de vacío para esterilizar. Calentar una parte alícuota de la solución de los pases en un 37 ° C baño de agua antes de pases.
5. Para pasaje, aspirado pasó medio de cultivo y lavar las células una vez con un volumen igual de pas calientessaging solución. Aspirar, y pipetear suficiente de solución EDTA pases para recubrir las células (1 ml por pocillo de una placa de 6 pocillos).
6. Coloque las células bajo un microscopio invertido y observar las colonias de IPSC. La aparición de agujeros dentro de las colonias y bordes elevados debe ser evidentes dentro de 2 a 5 min.
7. Aspirar con cuidado la solución passaging EDTA.
8. Usando una pipeta de 10 ml, dispensar 4 ml de medio E8 (si se utiliza una placa de 6 pocillos) a alta presión directamente en cada pocillo para ser pasado.
9. Recoge los grupos IPSC, y dividido en un número apropiado de pocillos en función de la relación de división de 1: 8 a 1:12. No sobre-pipeta, como desagregación de los grupos de células que puede reducirse el viabilidad.
10. Colocar la placa en una incubadora, y el rock de la placa posterior y hacia adelante y de lado a lado varias veces para dispersar las células.

5. Preparación de MEFs y iPSCs para Tansfection

1. 48 horas antes de la transfection, iPSCs paso a ~ 1: 6 en cuatro o más pocillos de una placa de 6 pocillos de la membrana basal de la matriz recubiertos, por lo que serán 70% confluentes aquí a dos días.
2. El día siguiente, se descongele DR4 MEFs en el medio de MEF que consiste en DMEM (alta glucosa) suplementado con 10% de FBS y 1x MEM-NEAA.
3. Placa DR4 MEFs en dos placas de 10 cm a ~ 2 x 10 ⁴ células / cm ² y se incuba durante la noche a 37 ° C.
4. En el día de la transfección, cambio de medio MEF a E8 suplementado con 10 mM Y-27632 30 min antes de realizar la transfección en células iPS.
5. Opcional: Si se desea análisis de citometría de flujo de iPSCs después de la transfección, quitar una placa de matriz recubiertos con membrana basal de 4 ° C y el lugar a temperatura ambiente.
6. Opcional: 4 h antes de la transfección, suplemento pre-transfección cultura IPSC con Y-27632 en la concentración final de 10 mM.

6.-La disociación celular Gentle reactivo de tratamiento unand La transfección de células iPS usando un sistema de electroporación

1. Retire la solución de transfección de células primarias P3 de 4 ° C y deje que llegue a temperatura ambiente durante ~ 30 min. Añadir todo el suplemento de 100 l a la solución de transfección antes de su uso.
2. Calentamiento celular suave reactivo de disociación en un baño a 37 ° C.
3. Obtener AAVS1 Talens (pZT-AAVS1-L1 y pZT-AAVS1-R1) y AAVS1-CAG-EGFP donante de -20 ° C.
4. Retire iPSCs del incubador y lavar una vez con DPBS.
5. Añadir 1 ml de reactivo de disociación de células suave por pocillo, y se incuba iPSCs a 37 ° C durante 5 min, o hasta mayor que 50% de las células se han disociado del recipiente de cultivo.
6. Pipetear las células arriba y abajo un par de veces con una pipeta p1000 disociar las células restantes del recipiente de cultivo, y para romper los grumos IPSC.
7. Añadir 2 ml de medio E8 a cada pocillo, y pipeta hacia arriba y abajo varias veces con una pipeta de 10 ml a Fürther deshacer los agregados celulares en células individuales
   NOTA: La eficacia de transfección disminuye significativamente si los agregados celulares no son suficientemente desagregada.
8. Recoger iPSCs en un tubo cónico de 15 ml y centrifugar a 100 xg durante 3 min.
9. Aspirar el sobrenadante y volver a suspender las células en una cantidad mínima de medio de E8.
10. Contar las células utilizando un hemocitómetro después de la aplicación de un colorante vital, tales como 0,4% de azul de tripano. Asegúrese de que las células están suficientemente disociados mientras cuenta (1-3 células por "grupo").
11. Prescindir de 3 x 10 ⁶ células en cada uno de dos tubos de 15 ml cónicos, y girar de nuevo a 100 g durante 3 min.
    NOTA: centrifugación a baja velocidad reduce el estrés celular y permite un fácil resuspensión de iPSCs antes de la electroporación.
12. Ajuste el sistema de electroporación para el programa específico de tipo celular de la línea de células madre embrionarias humanas H9 (Programa CB-150).
13. Después de la centrifugación, aspirar el sobrenadante de la cell pellets. Para una pastilla, añadir 10 g de la donante de recursos humanos como muestra de control. Para el otro pellet añadir 10 g de la donante HR, junto con 5 g de cada uno TALEN (PZT-AAVS1-L1 y PZT-AAVS1-R1) como muestra experimental.
14. Resuspender cada sedimento celular en 100 l de solución de transfección de células primarias P3, y transferir a una cubeta.
15. Realice la transfección y añadir inmediatamente 500 l de medio E8 temperatura ambiente a cada cubeta.
16. Transferir el iPSCs gota a gota transfectadas a uno de 10 cm de plato que contiene MEFs DR4 preparados en la etapa 5.4.
17. Opcional: Añadir varias gotas de cada experimento en un pocillo de una placa de 6 pocillos de la membrana basal de la matriz recubierto si se desea citometría de flujo anaylsis de la eficiencia de la transfección.
18. Repita los pasos 06.15 a 06.17 para terminar ambas muestras. El día siguiente, lavar las células con DPBS dos veces y cambiar el medio de cultivo a NutriStem, que parece apoyar la cultura IPSC en alimentadores mejor que E8.
19. Trpicos de expresión EGFP ansient en de 48 a 72 horas después de la transfección; evaluar la eficiencia de transfección como se desee.

7. Puromicina Selección de iPSCs Targeted

1. Comience selección puromicina 72 horas después de la transfección cuando las iPSCs alcanzan el 70% de confluencia.
2. Para NCRM5 iPSCs, comenzará la selección puromicina a 0,5 mg / ml de puromicina (1/2 de la dosis completa) diluido en medio de cultivo NutriStem. La concentración óptima puromicina puede variar desde 0,25 hasta 1 mg / mIL para algunas líneas de IPSC.
3. IPSCs Cultura en NutriStem + 0,5 mg / ml de puromicina durante 3 días, refrescantes del medio día.
4. Después de 3 días, aumentar la concentración de puromicina a 1 mg / ml.
5. IPSCs Cultura menores de 1 mg / ml puromycin selección durante otros 7 a 8 días, o hasta que las colonias distintas parecen lo suficientemente grande para picking colonia.

8. Colonia Picking y ampliación de iPS específicas

1. Uso de la membrana basalmatriz para recubrir una placa de 96 pocillos mediante la supresión de 50 l de solución de revestimiento de matriz de la membrana basal (2 mg matriz de membrana basal diluido en 12 ml de DMEM / F12) en cada pocillo. Guarde la placa a 4 ° C durante la noche antes de su uso.
2. Después de permitir que la placa de matriz recubiertos con membrana basal para llegar a la temperatura ambiente, aspirar la matriz de la membrana basal y dispensar 100 l E8 suplementado con 10 mM Y-27632 en cada pocillo.
3. Publicar un microscopio invertido en una cabina de seguridad biológica, y rociar ligeramente con EtOH al 70% para esterilizar.
4. Saque una pipeta Pasteur de vidrio sobre un mechero Bunsen para obtener una herramienta de colonias de picking ideal que tiene un "gancho" minúscula en la punta. Esterilizar con EtOH al 70%, y el lugar en la campana para secar.
5. Retirar la cápsula que contiene colonias IPSC dirigidos de la incubadora, y colocar en el capó bajo el microscopio.
6. Escoja iPSCs trazando un círculo alrededor de la frontera colonia con la herramienta de colonias de picking.
7. Use el "gancho" de la herramienta de colonias de picking para raspar suavemente y quitar la colonia IPSC de la superficie de la placa. Para las colonias más grandes, dibujando una X con la herramienta de colonias de recoger a trimestre la colonia facilitará el crecimiento celular después de la re-enchapado.
8. Una vez que grupos de células se separan y libremente flotante, utilice una pipeta p200 ajustado a ~ 30 l para recoger las células iPS. Células de la placa directamente en la placa de 96 pocillos.
9. Opcional: utilizar una pipeta p20 ajustado a ~ 5 l para recoger las células iPS en un tubo Eppendorf, a continuación, añadir 50 l de reactivo de disociación de células suave de digerir durante 5 minutos a 37 ° C. Después de la digestión, añadir 500 l medio E8 en el tubo eppendorf para diluir el reactivo de disociación de células suave y centrifugar las células a 200 xg en una microcentrífuga de sobremesa estándar para 5 min. Entonces aspirar la mayor parte del medio y dejar ~ 30 l de volver a suspender y transferir las células en la placa de 96 pocillos.
   NOTA: Esteenfoque facilitará la disociación del grupo celular y la rápida expansión de la colonia recogido.
10. Continuar picking colonia hasta que se hayan recogido un número suficiente de colonias IPSC (más o menos se recomienda 20 a 30 colonias por experimento).
11. Después de la recolección de colonias, coloque la placa de 96 pocillos en una incubadora durante la noche. Actualizar con medio completo E8 el día siguiente, y la cultura hasta ~ 70% de confluencia.
12. Células pasaje de los 96 pozos en un 24 y, a continuación, en un 6 pocillos, como se describe en los pasos 04.05 a 04.10.
    NOTA: los volúmenes de solución de EDTA y medio E8 deben reducirse proporcionalmente cuando se utiliza pozos más pequeños que una placa de 6 pocillos.
13. Evaluar la orientación éxito por la unión de PCR y análisis de transferencia de Southern para confirmar la integración casete específica y ausencia de vectores insertados al azar ^16.

Resultados

Una visualización del protocolo se proporciona en la Figura 2, con períodos durante los cuales iPSCs se cultivan en medio diferente puesto de manifiesto por cualquiera de verde para E8 o azul para NutriStem. Es importante para transfectar sólo iPSCs de alta calidad; examinar placas de cultivo de todo el mantenimiento de rutina y verificar que las culturas IPSC contienen colonias principalmente distintas que llevan una morfología de adoquines como (Figura 3A); células diferenciadas ...

Discusión

The most critical steps for the successful generation of AAVS1 safe-harbor targeted human iPSCs are: (1) efficiently delivering TALEN and donor plasmids into iPSCs by transfection; (2) optimizing dissociation of iPSCs into single cells before transfection and plating density after transfection; (3) optimizing dose and time of drug-selection based on the growth of iPSC line; (4) carefully dissecting and picking targeted colonies and transferring to new plate/well. Compared to similar methods used in Hockemeyer’s pap...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
NAME OF MATERIAL/EQUIPMENT	COMPANY	CATALOG #	COMMENTS/DESCRIPTION
Matrigel Growth Factor Reduced (GFR) Basement Membrane Matrix, *LDEV-Free, 10mL	Corning	354230	Store at -20°C.
DMEM/F-12	Life Technologies	11320-033	Store at 4°C.
Costar 6 Well Clear TC-Treated Multiple Well Plates	Corning	3506
Essential 8 Medium	Life Technologies	A1517001	Store basal medium at 4°C. Store supplement at -20°C.
Y-27632 dihydrochloride	Tocris	1254	Store at room temp. Once dissolved in H2O, store at -20°C.
Sodium Chloride	Sigma	S5886-500G
UltraPure 0.5M EDTA, pH 8.0	Life Technologies	15575-020
DPBS, no calcium, no magnesium	Life Technologies	14190-250
100mm TC-Treated Culture Dish	Corning	430167
DR4 MEF 2M IRR - Academic	GlobalStem	GSC-6204G	Store in liquid Nitrogen.
DMEM, high glucose, pyruvate	Life Technologies	11995-040	Store at 4°C.
Defined Fetal Bovine Serum, US Origin	HyClone	SH30070.03	Store at -20°C. Thaw at 4°C overnight and aliquot. Store aliquots at -20°C until needed.
MEM Non-Essential Amino Acids Solution (100X)	Life Technologies	11140-050	Store at 4°C.
4D-Nucleofector Core unit	Lonza	AAF-1001B	part of the electroporation system
4D-Nucleofector X unit	Lonza	AAF-1001X	part of the electroporation system
P3 Primary Cell 4D-Nucleofector X Kit L (24 RCT)	Lonza	V4XP-3024	Upon arrival, remove Primary Cell Solution and supplement and store at 4°C.
StemPro Accutase Cell Dissociation Reagent	Life Technologies	A1110501	Store at -20°C. Thaw overnight at 4°C and warm an aliquot in a 37°C water bath before use.
NutriStem XF/FF Culture Medium	Stemgent	01-0005	Store at -20°C. Thaw overnight at 4°C
AAVS1 TALENs (pZT-AAVS1-L1 and pZT-AAVS1-R1)	Addgene	52637 and 52638
AAVS1-CAG-EGFP Homologous Recombination donor	Addgene	22212
Puromycin Dihydrochloride	Life Technologies	A11138-03	Store at -20°C. Prepare working aliquots of 1 mg/mL in ddH2O.
Disposable Borosilicate Glass Pasteur Pipets	Fisher Scientific	13-678-20A
Sorvall Legend XTR (Refrigerated), 120V 60Hz	Thermo Scientific	75-004-521
TX-750 4 × 750mL Swinging Bucket Rotor	Thermo Scientific	75003607
Trypan Blue Solution, 0.4%	Life Technologies	15250-061