Lavado inducida por agotamiento de surfactante en los cerdos como modelo del síndrome de distrés respiratorio agudo (SDRA)

Resumen

Los lavados pulmonares repetidas en cerdos anestesiados inducen lesión pulmonar se asemeja a los principales aspectos del síndrome de dificultad respiratoria aguda humana (SDRA). Para ello, los pulmones se lavan repetidamente con 0,9% de solución salina a 37 ° C. El objetivo del protocolo es una mitigación reproducible de intercambio de gases y la hemodinámica para la investigación en el SDRA.

Resumen

Existen diversos modelos animales de lesión pulmonar para estudiar los complejos mecanismos patológicos de síndrome de dificultad respiratoria aguda humana (SDRA) y evaluar terapias futuras. lesión pulmonar grave con un deterioro reproducible de intercambio pulmonar de gases y la hemodinámica puede ser inducida en cerdos anestesiados mediante lavados repetidos con pulmonares calentado solución salina 0,9% (50 ml / kg de peso corporal). Incluyendo respiratoria estándar y monitorización hemodinámica con dispositivos aplicados clínicamente en este modelo permite la evaluación de estrategias terapéuticas novedosas (drogas, ventiladores modernos, oxigenadores de membrana extracorpórea, ECMO), y sirve de puente entre el banco y de noche. Además, la inducción de la lesión pulmonar con lavados pulmonares no requiere la inyección de patógenos / endotoxinas que tienen un impacto en las mediciones de citoquinas pro- y anti-inflamatorias. Una desventaja de este modelo es el alto recruitability del tejido pulmonar atelectásico. Normalización del modelo ayuda a evitar los errores, para asegurar la cprecisión, comparabilidad entre los experimentos, y para reducir el número de animales necesarios.

Introducción

La mortalidad del síndrome de dificultad respiratoria aguda humana (SDRA) sigue siendo alta con valores entre 40 y 50% ¹ a pesar de más de 4 décadas de intensa investigación. Los modelos animales de lesión pulmonar desempeñan un papel importante en la investigación de los mecanismos patógenos complejos y de nuevos enfoques terapéuticos para reducir la mortalidad y limitar discapacidad a largo plazo.

Varios modelos han sido establecidas para inducir la lesión pulmonar que simula aspectos de SDRA humanos, ya sea en grandes (por ejemplo, cerdos) y animales pequeños (por ejemplo, roedores). Los métodos difieren fuertemente, incluyendo la infusión arterial pulmonar de ácido oleico, intravenosa (iv) de infusión de bacterias y endotoxinas o ligadura cecal y punción modelos (CLP) que causan sepsis inducida por SDRA. Además, las lesiones pulmonares directas debido a grandes volúmenes de flujo y la presión inspiratoria máxima (pico de lesión pulmonar inducida por el ventilador; IVL), el humo / lesiones por quemaduras o la isquemia pulmonar / reperfusión modelos (I / R) se utilizan a menudo^2. Una desventaja importante de los modelos de CLP, así como modelos de trabajo con endotoxinas, es la inflamación subyacente que dificulta el análisis de biotrauma causada por la lesión pulmonar solo. Por otra parte, pueden pasar horas o días para dar lugar a la lesión pulmonar, como es el caso de la IVL en animales grandes.

La inducción de la lesión pulmonar por lavado con surfactante lavados pulmonares repetidas, tal como fue descrito por primera vez por Lachmann y col. en cobayas ^3, es un método eficaz de tiempo para inducir la lesión pulmonar con compromisos funcionales y mecánicas reproducibles, así como cambios en la resistencia vascular pulmonar. La adaptación de este modelo a ventilación mecánica cerdos de aproximadamente 30 a 60 kg de peso corporal apoya la investigación básica con usados ​​clínicamente mecánicas ventiladores, catéteres y monitores, mientras que los compromisos en el intercambio de gases y la hemodinámica son altamente reproducible, al mismo tiempo ^4. Además, la inducción de la lesión pulmonar por lavados no lo hacerequiere equipo específico que no está comúnmente disponible en los laboratorios respiratorias diseñados para los experimentos en animales grandes. El modelo presentado en este artículo es adecuado para la investigación exigentes equipo (por ejemplo ventiladores) que está diseñado para su uso en seres humanos, y además asegura una alta reproducibilidad en los deterioros que se producen en la función pulmonar. La estandarización de este modelo ayuda a asegurar la comparabilidad entre los experimentos y reducir el número de animales necesarios. El recruitability potencial de las regiones pulmonares atelectásicos con maniobras de reclutamiento deliberadas o desconocidos es una limitación grave de este modelo específico. En el siguiente artículo se da una descripción detallada del modelo de lavado para la inducción de la lesión pulmonar y proporcionar datos representativos para caracterizar la estabilidad de los compromisos de la función pulmonar.

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Protocolo

Los experimentos se llevaron a cabo en el Departamento de Medicina Experimental, Charité - Universitätsmedizin, Berlín, Alemania (ed fi cado según la norma DIN ISO 9001: 2000), y fueron aprobadas por las autoridades federales para la investigación con animales en Berlín, Alemania antes de los experimentos. Los principios del cuidado de animales de laboratorio, que se utilizaron en todos los experimentos, estaban de acuerdo con las directrices de la Sociedad Europea y la alemana de Ciencias Animales de Laboratorio.

1. Bienestar animal y animales de laboratorio

1. Todos los experimentos se llevaron a cabo en cerdos machos completamente anestesiados (Landrace alemán × Large White) de 3-4 meses de edad, con un peso de 30-60 kg.

2. La anestesia, intubación y ventilación mecánica

1. Abstenerse de ingerir alimentos durante 12 horas antes de la anestesia para evitar el estómago lleno del cerdo, pero permitir el acceso libre al agua para minimizar el estrés.
2. Para la premedicación, inyectar un combination de azaperona (3 mg / kg), atropina (0,03 mg / kg), ketamina (25 mg / kg), y xilazina (3,5 mg / kg) en los músculos del cuello del cerdo mientras el animal aún se conserva en su caja para minimizar el estrés.
   1. Colocar el animal en una camilla y cubrir los ojos con un paño para el transporte una vez que se logra un nivel adecuado de anestesia.
   2. Transporte el cerdo al teatro quirúrgico y asegurar suficiente respiración espontánea en todo momento, manteniendo el hocico sin obstrucciones.
   3. Coloque el cerdo en la posición prona y oxigenación previa con una máscara que se ajusta el hocico del animal usando un alto flujo de oxígeno (por ejemplo, 10 l / min).
3. Iniciar el control de la saturación de oxígeno periférico (S _p O ₂₎ por el recorte del sensor correspondiente de la pantalla en una de las orejas. Tenga acceso venoso con un catéter de vena periférica utilizado clínicamente (por lo general 18 o 20 G) situado en una de las venas de la oreja después de un procedimiento de limpiar con intercambios de alcohol.
   1. Iniciar una infusión con una solución cristaloide equilibrada con un bolo de 500 ml seguido de una infusión continua de aproximadamente 4 ml / kg / hr (como se considere clínicamente necesario dependiendo del experimento) y asegurar la correcta colocación del catéter para la infusión posterior de anestésicos.
      NOTA: La infusión de grandes volúmenes de solución salina normal en lugar de una solución cristaloide equilibrada puede resultar en acidosis hiperclorémica, mientras que la infusión de una solución que contiene lactato puede resultar en el aumento de las concentraciones de lactato en suero, y por lo tanto interferir con la interpretación de los análisis de gases en sangre o la resultados de los experimentos subsiguientes.
4. Después de pre-oxigenación suficiente (pre-oxigenación durante el tiempo completo para el acceso vena periférica, medida S _M O ₂ de 95-100%) inyectar propofol (aproximadamente 5-10 mg / kg de peso corporal - la dosis exacta depende del efecto de la premedicación y difiere de animal a animal) utilizando el catéter de la vena periférica.
5. Intubate el cerdo en la posición prona usando un tubo endotraqueal para la aplicación clínica (7.5 a 8.5 ID) y un laringoscopio diseñado para animales grandes (hoja recta de longitud aproximadamente 25 cm).
   1. Correa dos vendas a través del hocico del animal (primera investigador). Tire de una venda hacia arriba para mover la cabeza en la posición correcta y enderezar las estructuras orofaríngeas, tire del otro vendaje abajo para abrir el hocico. Tirar de la lengua a un lado (segundo investigador).
   2. Presione la lengua hacia abajo con la hoja del laringoscopio y hacer avanzar la hoja hacia la epiglotis. Tenga en cuenta, en esta posición la epiglotis es a menudo encajado detrás del paladar blando de los cerdos.
   3. Movilizar la epiglotis con el tubo, se hace presión con la hoja del laringoscopio y visualizar las cuerdas vocales para la intubación.
   4. Avanzar el tubo a través de las cuerdas vocales mientras gira el tubo hacia arriba y bloquear el manguito tal como se describe en detalle por Theisen et al. ⁵ .
      NOTA: La intubación puede ser también posible en la posición supina, en función de la formación del investigador, así como los procedimientos estándar de una determinada institución. Un gran diámetro de tubo soporta el lavado surfactante debido a la afluencia más rápida y flujo de salida del líquido de lavado.
   5. Comprobar la correcta colocación del tubo mediante la capnografía y la auscultación. Para ello, garantizar la capnograma es "normalmente" en forma y auscultar ambos pulmones para los sonidos de la respiración igual como se hace en la clínica.
      NOTA: Mecánicamente ventilar el cerdo con las compresiones torácicas en caso de intubación fallida o tardía. Esto requiere la compresión manual de la caja torácica desde ambos lados mientras que el suministro de oxígeno con un elevado flujo a través de una máscara de la cara de ajuste apretado.
6. Iniciar la ventilación mecánica, el establecimiento de la fracción de oxígeno inspirado (F _I O ₂₎ a 1, la frecuencia de respiración a 15-20 / min, volumen corriente de 8-9 ml / kg de peso, la inspiración a la proporción de la espiración (I: E) de1: 1,5, y aplicar una presión positiva al final de la espiración (PEEP) de 5 cm H ₂ O. Ajustar los ajustes para enfocar final una presión de espiración parcial de dióxido de carbono (P _ET CO ₂₎ de 35-40 mmHg y una S _P O ₂ por encima del 95%.
   1. Mantener la anestesia con infusión continua intravenosa de tiopental (20 mg / kg / h) y fentanilo (7 mg / kg / h).
      NOTA: La dosis necesaria puede variar de animal a animal. No dejar al animal sin vigilancia. Asegurar una anestesia suficiente en todo momento durante el experimento para el bienestar de los animales y las razones científicas.
   2. De comprobar la ausencia de los reflejos corneales y vigilar estrechamente el animal para las reacciones de estrés / dolor durante la instrumentación. Instrumentación debería ser posible sin la administración de un relajante muscular si la anestesia es suficiente. Administrar bromuro de pancuronio (0,15 mg / kg BW bolo iv seguido de una infusión continua de 0,15 mg / kgbw / hr) si la relajación muscular es necesario para el experimento (por ejemplo, Medidas de distensibilidad pulmonar).

3. Técnicas de instrumentación

1. Colocar el animal en posición supina y retraer las piernas usando vendajes para estirar la piel por encima de los sitios de incisión planificadas. Esterilizar las áreas que operan usando un desinfectante de la piel antes de la operación como una solución de yodo / 1% de alcohol.
   NOTA: Utilizamos un procedimiento para esterilizar limpie la zona de operaciones, pero no utilizamos técnicas asépticas completas, ya que este es un modelo no supervivencia. El nivel de asepsia quirúrgica depende de la investigación a raíz de la inducción de la lesión pulmonar.
2. Hacer una incisión de 10 cm en la línea que conecta la mandíbula y el esternón (lado izquierdo o derecho es posible) cortando a través de la piel con un bisturí para la colocación de la vía venosa central y la funda de introducción del catéter en la arteria pulmonar. Vuelva a evaluar la profundidad de la anestesia y aumentar la dosis si es necesario.
3. Separar el tejido subcutáneo y la forma de placassma utilizando pinzas y tijeras quirúrgicas de tejidos. Una vez que el tronco braquiocefálico y los músculos son visibles sternocephalic realizar una contundente cortado procedimiento de separación de la fascia entre los músculos hasta la vena yugular externa es visible usando instrumentos como pinzas o los dedos.
4. Canular la vena yugular externa con el catéter venoso central y de la funda de introducción por medio de una técnica de Seldinger modificado. Enjuague todos los catéteres con solución salina normal antes de introducirlos.
   1. Para ello, avanzar en la respectiva aguja del conjunto introductor en la vena hasta que (oscuro, no pulsante) se puede aspirar la sangre venosa. Avanzar el alambre guía a través de la cánula en la vena durante unos 15 cm. Retire la aguja y hacer avanzar el introductor en la vena. Retire el alambre guía. Repetir el mismo procedimiento para la colocación de un catéter venoso central, si es necesario para el experimento.
5. Control de la correcta colocación de los catéteres por aspiración de vla sangre endógeno. Cierre con suturas convencionales.
   NOTA: No dilatar la vena con un vasodilatador como lo haría en caso de un abordaje percutáneo, ya que este se rompa la vena (Figura 1). Una aproximación guiada por ultrasonido también es posible si el investigador está entrenado en técnicas cannulization guiadas por ultrasonido en cerdos.
6. Identificar el pliegue entre el recto interno y el músculo sartorio de la pierna trasera (izquierda o derecha es posible) para la colocación del catéter arterial. Este es el pliegue, donde la pulsación de la arteria femoral se puede palpar.
7. Haga una incisión 5 cm a lo largo del corte de plegado a través de la piel usando un escalpelo.
8. Separar el tejido subcutáneo de tejido utilizando pinzas y tijeras quirúrgicas. Usar un objeto contundente cortado procedimiento de separación de la fascia entre los músculos hasta el nivel de la arteria femoral. Tenga en cuenta, evitar cortar los vasos safena realizando el procedimiento de reducir craneal de ellos.
9. Canular la arteria femoral por medio deuna técnica de Seldinger modificada como se describe en 3.2. Una ligadura se puede conectar alrededor de la arteria y se cierra en caso de hemorragia en el sitio de la punción. Este paso se debe evitar, si es posible, ya que compromete el flujo de sangre a la pata trasera. Cierre con suturas convencionales.
10. Conectar el catéter arterial y la vía venosa central al sistema transductor y calibrar tanto en contra de la atmósfera (cero) y, o bien 200 mm de Hg (línea arterial) o 50 mm Hg (línea venosa central) para iniciar la supervisión.
11. Coloque todos los transductores de presión a la altura de la aurícula derecha (en cerdos en la posición supina sobre la mitad de la altura del tórax).
12. Realizar una pequeña incisión (4-5 cm) de corte a través de la piel por encima de la vejiga usando un escalpelo para el cateterismo de la vejiga urinaria. Una vez más, separar el tejido subcutáneo utilizando instrumentos contundentes.
13. Realizar una sutura en bolsa de tabaco (1-2 cm de diámetro) en la pared de la vejiga una vez que se visualiza.
    NOTA: Las suturas N debenot penetrar a través de todas las capas de la pared de la vejiga ya que esto daría lugar a la pérdida de orina a través de los pinchazos.
14. Hacer una incisión mínima en el medio de la sutura, introducir el catéter urinario, bloquear el globo con 10 ml de agua destilada, tire del catéter hacia atrás hasta que se sienta una resistencia a la luz y cerrar la sutura en bolsa de tabaco alrededor del catéter. Cierre la piel con suturas convencionales.

4. Introducción del catéter de arteria pulmonar

1. Inyectar 0,5-1 ml de aire en el globo del catéter de la arteria pulmonar (dependiendo del tamaño del catéter) y comprobar los posibles daños del globo. Desinflar el globo de nuevo.
2. Conectar el catéter en la arteria pulmonar al sistema transductor de presión y calibrar el PAC contra la atmósfera (cero) y 100 mmHg (Figura 2 y 3).
   1. Introducir el catéter en la arteria pulmonar a través de la vaina de introducción (balón desinflado) de 10 a 15 cm, dependiendo de la longitud de la vaina.
   2. Inflar el globo (globo tiene que haber dejado la funda para esto) y avanzar el catéter de arteria pulmonar aún más mientras se controla la presión y las formas de onda típicas en el monitor hemodinámico.
   3. Avanzar en el PAC, mientras que las formas de onda que son típicas de la aurícula derecha, ventrículo derecho y la arteria pulmonar aparecen y detener el avance cuando la curva de la presión capilar pulmonar (PCP) (Figura 4). Desinflar el globo.
      NOTA: Una vez que el globo se desinfla el PCP-forma de onda debe desaparecer y la forma de onda de presión arterial pulmonar debe ser visible. De lo contrario el catéter es más probable insertado demasiado lejos en una arteria pulmonar resulta en la oclusión permanente de la arteria (posición de cuña automático). En este caso, saque el catéter hacia atrás hasta que la onda de presión arterial pulmonar reaparece para evitar complicaciones graves (por ejemplo, la ruptura del vaso sanguíneo) ^6.
   4. Asegúrese de que el globo se desinfla cada vez que el catéter se retiró para evitar complicaciones graves.
      NOTA: catéteres en la arteria pulmonar a menudo se avanzó accidentalmente en las venas hepáticas a través de la vena cava inferior en los cerdos. Por lo tanto, retire el catéter y empezar todo de nuevo, si no se alcanza el ventrículo derecho después de unos 30 cm.

5. Arteria Pulmonar técnica de termodilución y las mediciones hemodinámicas

1. Copiar todos los valores hemodinámicos como la frecuencia cardíaca, la presión sistólica, diastólica y la presión arterial media (PAM), presión arterial pulmonar y la presión venosa central (PVC) desde el monitor hemodinámico.
2. Medir la PCP con prontitud. Para esto, inflar el globo del catéter de la arteria pulmonar y asegurarse de que una curva PCWP correcta se muestra (Figura 4). Copiar la presión capilar pulmonar (PCP) al final de la espiración del monitor. Inmediatamente después desinflar el globo (véase 4.2.4). dEFLcomió el balón, tirar del catéter hacia atrás y cambiar su posición si no puede ver una curva PCWP correcta como se describe en el punto 4.2.2.
   1. Conectar el termistor y el flujo a través del alojamiento de la luz venosa central del catéter de arteria pulmonar y al monitor para medir el gasto cardíaco (GC). A continuación, conecte el puerto de la temperatura distal del catéter (tapa roja) con el monitor.
   2. Iniciar el monitor y seleccione 'CO bolo' para controlar las curvas de tiempo-temperatura y por lo tanto medir el gasto cardíaco (CO) con la técnica de termodilución arterial pulmonar ^7.
   3. Pulse 'Vol Iny' y seleccionar el volumen de solución salina enfriada (5 ml en los experimentos presentados aquí). Volver a la pantalla anterior. Pulse 'catéter' y seleccionar el tamaño del catéter de la arteria pulmonar que se utiliza. Volver a la pantalla anterior.
   4. Seleccione 'Start bolo' e inyectar 5 ml de solución salina normal de una temperatura de 4 ° C lo más rápidamente posible el usoel flujo a través del alojamiento. Espere hasta que se complete la medición y la curva de tiempo-temperatura correspondiente aparece en el monitor. Copiar el valor de CO desde el monitor.
   5. Realizar 5 mediciones en rápida sucesión en un orden aleatorio durante el ciclo respiratorio del ventilador como se describe en 5.3.4. Ignorar el y el menor valor más alto y el uso de los tres restantes para calcular el valor medio de la salida cardíaca.
      NOTA: Esta configuración de monitorización se describe para un monitor de Vigilancia Edwards, modelo VGS1. La configuración puede variar en función del monitor. Sin embargo, es esencial para seleccionar el volumen de inyección correcta de solución salina, así como el tamaño del catéter. Algunos monitores requieren la selección de una constante de cálculo que los códigos de la cantidad correspondiente de solución salina y las dimensiones del catéter. Las constantes se encuentran generalmente en un folleto en el interior del envase del catéter. Mantener la solución salina a la misma temperatura durante todo el experimento (<5 ° C) para asegurar la correcta measurelemen-. Utilice soluciones de glucosa al 5% en lugar de solución salina para estudios con medidas exactas de la ingesta de electrolitos y la homeostasis.
3. Asegúrese de que todos los parámetros se han registrado y que arterial y muestras de sangre venosa mixta fueron llevados a permitir el cálculo de la intra-pulmonar derivación de derecha a izquierda.
4. Registrar todos los datos necesarios con prontitud respiratorias como el pico y la meseta de presión inspiratoria del respirador, o realizar mediciones adicionales, como la medición de la presión transpulmonar para completar los datos en cualquier momento determinado punto del experimento.

6. Los lavados pulmonares para inducir la lesión pulmonar

1. Asegúrese de que el animal se ventiló con una _{FIO 2} de 1,0 y establece la PEEP a 2-4 cm H ₂ O para el procedimiento de lavado. Desconectar el animal de la mascarilla de respiración.
2. Llenar los pulmones con solución salina estéril normal tibia (37 ° C, 50 ml / kg de peso corporal). Para ello, llenar previamente un embudo y conectarlo ael tubo endotraqueal con un tubo elástico de ajuste. Elevar el embudo de 1 m por encima del animal y se vierte la solución salina en los pulmones lo más rápido posible. La presión hidrostática asignará la solución salina en todas las secciones pulmonares.
   NOTA: solución salina normal estéril se utiliza para evitar el lavado pulmonar en los patógenos y la posible descompensación, séptica del animal. El uso de 0,9% de solución salina es crucial, ya que los fluidos hipotónicos resultarán en edema pulmonar inmediata, desequilibrio electrolítico y muerte del animal. No vuelva a utilizar la solución salina después de un lavado para maximizar surfactante lavar.
3. Deje de llenar cuando MAPA cae por debajo de 50 mmHg.
   NOTA: Los parámetros hemodinámicos y Sólo S _p O ₂ se puede utilizar para monitorear el animal de descompensación, ya que el animal está desconectado del ventilador durante lavados pulmonares.
4. Bajar el embudo de forma manual a nivel del suelo, drenar el líquido de lavado de forma pasiva y volver a conectar el animal al ventilador para la oxigenación.
5. espere ONUhasta que las compensa animales (aumento de la PAM y S _P O ₂₎ y repita el lavado tan pronto como sea posible. El marco de tiempo para re-lavado no debe exceder de 5 minutos.
   NOTA: La estabilización del animal entre dos lavados en el caso de descompensación hemodinámica sirve para evitar el uso de vasopresores para tratar la hipotensión sistémica, y para evitar más maniobras de reclutamiento para encontrarse con hipoxemia. Los animales se ventilaron con una F _I O ₂ de 1,0 durante los lavados y los siguientes experimentos para mantener la oxigenación a pesar de P reducida _a O ₂ / F _I O ₂ ratios. Ajuste de la PEEP a 2-4 cm H ₂ O durante los lavados promoverá la rápida formación de atelectasia. Pero, PEEP tiene que ser fijado en o por encima de H ₂ O 5 cm después de la inducción de la lesión pulmonar de cumplir la definición de Berlín de SDRA. Durante el experimento no se permite ninguna maniobra de reclutamiento o el cambio de la PEEP, para evitar cualquier sesgo del investigador inducida con respectos con la gravedad de la lesión pulmonar.
6. Tomar una muestra de sangre arterial después del segundo o tercer lavado en función del deterioro hemodinámico y el compromiso de S _P O _2.
7. Repita los lavados hasta la P _una relación O ₂ / _{FIO 2} (índice Horowitz) se mide persistente por debajo de 100 mmHg durante al menos 60 minutos a _{FIO 2} 1.0 y PEEP ≥ 5 cm H ₂ O.
8. Ajustar la velocidad de ventilador durante el período de lavados para mantener el pH arterial por encima de 7,25 a fin de evitar la descompensación hemodinámica.
9. Iniciar el experimento / tratamiento basado en el modelo de lavado una vez que el surfactante P _a O ₂ / razón F _I O ₂ (índice Horowitz) se mide persistente por debajo de 100 mmHg durante 60 minutos.
   NOTA: Después de la inducción de la lesión pulmonar como se ha descrito, los cambios en la función pulmonar se mantendrán estables durante horas, deteriorar, o incluso mejorar en función de los parámetros del ventilador.
   NOTA: Este modelo animal se basa en el lavado de surfactante y la consiguiente formación de atelectasia. Por lo tanto, cualquier desviación de los parámetros del respirador especificadas, que pueden conducir a la contratación de las regiones pulmonares atelectásicos (aumento de PIP o PEEP), vayan a revertir en parte el efecto nocivo de los lavados y dificultar la normalización de este modelo.

7. Fin del experimento y la eutanasia

1. Asegúrese de que todas las mediciones se realizan y los datos son asegurados antes del final del experimento.
2. Inyectar 0,5 mg de fentanilo, además, a la anestesia continua y espere al menos 5 minutos. Inyectar una sobredosis de tiopental (al menos 1000 mg) seguido rápidamente por al menos 60 mmol de potasio utilizando la línea central.

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Resultados

P _a O ₂ / _{FIO 2-ratio} disminuye durante lavados pulmonares, pero el impacto exacto de un solo lavado es difícil de predecir. Empezamos a tomar muestras de gases en sangre arterial a partir del tercer lavado en adelante para detectar una disminución de la P _a O ₂ / _{FIO 2-ratio} debajo de 100 mmHg. Una vez que una disminución de la P _a O se consigue ₂ / _{FIO 2-rati...}

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Discusión

En este artículo se describe una instrucción paso a paso para inducir la lesión pulmonar severa en cerdos debido al lavado con surfactante mediante lavados pulmonares repetidas. Este método específico permite a un deterioro reproducible y comparable en la función pulmonar y la resistencia vascular pulmonar. Es imprescindible para un lavado de cerdos hasta que la P _a O ₂ / _{FIO 2} ratio se redujo por debajo de 100 mm Hg y se mantiene por debajo de 100 mm Hg durante una hora...

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Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Evita Infinity V500	Dräger		intensive care ventilator
Vigilance I	Edwards		monitor
Vasofix Braunüle 20G	B Braun	4268113B	peripheral vein catheter
Mallinckrodt Tracheal Tube Cuffed	Covidien	107-80	8.0 mm ID
MultiCath3	Vygon	157,300	3 lumen central venous catheter, 20 cm length
Leader Cath Set	Vygon	115,805	arterial catheter
Percutaneus Sheath Introducer Set	Arrow	SI-09600	introducer sheath for pulmonary artery catheter of 4-6 Fr., 10 cm length
Swan-Ganz True Size Thermodilution Catheter	Edwards	132F5	pulmonary artery catheter, 75 cm length
Flow through chamber thermistor	Baxter	93-505	for measuring cardiac output
urinary catheter			no specific model requiered