Промывание индуцированных Поверхностно Истощение в Свиней в качестве модели синдрома острой дыхательной недостаточности (ARDS)

Резюме

Повторные легочные промываний под наркозом свиней вызывают повреждение легких, напоминающие основные аспекты острого респираторного дистресс-синдрома (ОРДС человека). Для этого легкие повторно лаваж с 0,9% физиологическом растворе при 37 ° С. Целью протокола является воспроизводимым смягчение газообмена и гемодинамики для проведения исследований в РДСВ.

Аннотация

Различные животные модели поражения легких существуют для изучения сложных pathomechanisms острого респираторного дистресс-синдрома (ОРДС человека) и оценить будущие методы лечения. Тяжелые травмы легких с воспроизводимым ухудшением газообмена в легких и гемодинамику можно вызвать у анестезированных свиней с использованием повторных промываний легкого с подогретым 0,9% физиологический раствор (50 мл / кг массы тела). В том числе стандартные дыхательную и гемодинамический мониторинг с клинически применяемых устройств в этой модели позволяет оценить новых терапевтических стратегий (препараты, современные вентиляторы, экстракорпоральной мембранной оксигенаторов, ЭКМО), а также ликвидирует разрыв между скамейкой и изголовья. Кроме того, индукция повреждения легких с промываний легких не требует инъекции патогенных микроорганизмов / эндотоксинов, которые влияют на измерения про- и противовоспалительных цитокинов. Недостатком модели является высокая recruitability из ателектазированных легочной ткани. Стандартизация модели помогает избежать ошибок, чтобы обеспечить грomparability между экспериментами, и уменьшить количество животных, необходимых.

Введение

Смертность острого респираторного дистресс - синдрома человека (ОРДС) остается на высоком уровне со значениями от 40 до 50% ¹ , несмотря на более чем 4 -х лет интенсивных исследований. Животные модели поражения легких играют важную роль в расследовании сложных pathomechanisms или новые подходы к терапевтическими снижению смертности и ограничить долгосрочные инвалидности.

Различные модели были созданы , чтобы вызвать повреждение легких , которое имитирует аспекты человеческих РДСВ в любом крупных (например , свиней) или мелких животных (например , грызунов). Методы сильно различаются, в том числе и легочной артериальной инфузии олеиновой кислоты, внутривенной (IV) инфузии бактерий и эндотоксинов или слепой кишки перевязки и пункции (CLP) моделей, вызывающих сепсис-индуцированного ОРДС. Кроме того, прямые травмы легких из-за больших объемов приливных и давления на вдохе высокий пик (ИВЛ индуцированных повреждения легких; VILI), дым / травмы или ишемии / реперфузии легких сгореть (I / R) модели часто используются^2. Одним из основных недостатков CLP моделей, а также моделей , работающих с эндотоксинов, является базовым воспаление , которое затрудняет анализ biotrauma , вызванного только повреждением легких. Кроме того, это может занять несколько часов до нескольких дней, чтобы привести к травме легких, как это имеет место для VILI у крупных животных.

Индукция повреждения легких путем вымывания поверхностно -активного вещества при повторных промываний легких, так как она была впервые описана Лахманн и др. у морских свинок ^3, является эффективным методом времени , чтобы вызвать повреждение легких с воспроизводимыми функциональных и механических компромиссов, а также изменения в легочного сосудистого сопротивления. Адаптация этой модели для искусственной вентиляции легких свиней 30-60 кг массы тела поддерживает фундаментальные исследования с клинически используемых механических вентиляторов, катетеров и мониторов, в то время как компромиссные газообмен и гемодинамику высокой воспроизводимостью одновременно ^4. Кроме того, индукция повреждения легких с помощью промываний нетребуют специального оборудования, которое обычно не доступны в дыхательных лабораториях, предназначенных для экспериментов в крупных животных. Модель , представленная в данной статье , подходит для исследований требующих оборудования (например , вентиляторов) , который предназначен для использования в организме человека, и , кроме того , обеспечивает высокую воспроизводимость в происходящих ухудшений в функции легких. Стандартизация данной модели помогает обеспечить сопоставимость между экспериментами и уменьшить количество животных, необходимых. Потенциал recruitability из ателектазированных областей легких с намеренным или неизвестных маневров вербовки является серьезным ограничением этой конкретной модели. В следующей статье мы дадим подробное описание модели промывной для индукции повреждения легких и получения репрезентативных данных для характеристики устойчивости компромиссов функции легких.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

Эксперименты проводились на кафедре экспериментальной медицины Шарите - Universitätsmedizin, Берлин, Германия (Certi фи-е изд в соответствии с EN DIN ISO 9001: 2000), а также были утверждены федеральными органами для исследований на животных в Берлине, Германия до экспериментов. Принципы ухода за лабораторными животными, которые были использованы во всех экспериментах, были в соответствии с руководящими принципами Европейского и Немецкого общества лабораторных животных наук.

1. Обеспечение условий содержания животных и лабораторных животных

1. Все эксперименты проводились в полностью наркозом хряков (немецкий ландрас × Большая белая) 3-4-месячного возраста, весом 30-60 кг.

2. Анестезия, интубации, и механической вентиляции

1. Удерживать пищи в течение 12 ч до начала анестезии, чтобы избежать полного желудка свиньи, но обеспечить свободный доступ к воде, чтобы свести к минимуму нагрузку.
2. Для премедикации вводят совместноеmbination из azaperone (3 мг / кг), атропин (0,03 мг / кг), кетамин (25 мг / кг), и ксилазин (3,5 мг / кг) в горловину мышцы свиньи, пока животное по-прежнему сохраняется в коробке чтобы свести к минимуму стресс.
   1. Поместите животное на носилки и закрывала глаза с тканью для транспортировки, как только адекватный уровень анестезии достигается.
   2. Транспорт свинья хирургическом театра и обеспечить достаточное спонтанное дыхание во все времена, поддерживая морду беспрепятственное.
   3. Поместите кота в лежачем положении и preoxygenate с маской , которая соответствует морду животного , используя высокий поток кислорода (например , 10 л / мин).
3. Начать мониторинг насыщения кислородом периферической (S _р O ₂₎ , прикрепив соответствующий датчик монитора на одном из ушей. Усиление венозного доступа с клинически используемой периферическую вену катетера (обычно 18 или 20 G) помещены в один из вены уха после процедуры вытирать с алкоголем свопы.
   1. Начать вливания со сбалансированным раствором кристаллоидной с 500 мл болюс с последующим непрерывным вливанием приблизительно 4 мл / кг / ч (если это будет сочтено необходимым клинически в зависимости от эксперимента) и обеспечить правильное размещение катетера для последующего инфузии анестетиков.
      Примечание: вливание больших объемов нормального физиологического раствора вместо сбалансированного кристаллоидным раствора может привести к гиперхлоремическому ацидоза, в то время как вливание раствора, содержащего лактат может привести к повышению концентрации в сыворотке крови лактата, и таким образом помешать интерпретации анализа газов крови или результаты последующих экспериментов.
4. После достаточного преоксигенации (Преоксигенация в течение полного времени для периферийного доступа вены, измеренный S _р О ₂ 95-100%) впрыснуть пропофолом (около 5-10 мг / кг массы тела - точная доза зависит от эффекта премедикации и отличается от животного к животному) с использованием катетера периферической вены.
5. Интубировать свинья в лежачем положении с использованием эндотрахеальной трубки для клинического применения (7,5-8,5 ID) и ларингоскопа, предназначенный для крупных животных (прямое лезвие длиной около 25 см).
   1. Ремень два бинты через морды животного (первый следователь). Потяните одну повязку вверх, чтобы переместить голову в правильное положение и выправить ротоглотки структуры, потяните другой повязку вниз, чтобы открыть морду. Вытяните язык в одну сторону (второй следователь).
   2. Нажмите на язычок вниз с лезвием ларингоскопа и продвинуть лезвие к надгортанника. Обратите внимание, что в этом положении надгортанник часто вклинивается позади мягкого неба свиней.
   3. Мобилизовать надгортанник с трубкой, нажмите на нее вниз с лезвием ларингоскопа и визуализировать голосовые связки для интубации.
   4. Advance трубку через голосовые связки, поворачивая трубу вверх и блокировать манжету , как подробно описано Theisen и др. ⁵ .
      Примечание: интубации также может быть возможно в положении лежа на спине, в зависимости от подготовки следователя, а также стандартные процедуры определенного учреждения. Большой диаметр трубы поддерживает вымывание поверхностно-активного вещества за счет более быстрого притока и оттока промывной жидкости.
   5. Проверьте правильность положения трубки с помощью капнографии и аускультации. Для этого, убедитесь, что капнограммы это "нормально" в форме и выслушивать оба легких при равных звуки дыхания, как это сделано в клинике.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Механически проветрить свинью с компрессий грудной клетки в случае неудачного или задержки интубации. Это требует ручной компрессии грудной клетки с обеих сторон во время подачи кислорода с высоким потоком через плотно закрывающейся маску.
6. Запуск в механической вентиляции, установка фракции кислорода во вдыхаемом воздухе (F _I O ₂₎ до 1, частота респиратора на 15-20 об / мин, объем вдоха 8-9 мл / кг массы тела, вдохновение соотношение выдоха (I: Е)1: 1,5, и применить положительный давление в конце выдоха (PEEP) 5 см H ₂ O. Настройте параметры целевой конечный экспираторное парциальное давление углекислого газа (P _ET CO ₂₎ 35-40 мм ртутного столба и S _P O ₂ выше 95%.
   1. Поддержание анестезии с непрерывным вливанием тиопентал натрия (20 мг / кг / час) и фентанила (7 мкг / кг / ч).
      Примечание: Необходимая доза может варьироваться от животного к животному. Не оставляйте животное без присмотра. Обеспечить достаточную анестезию в любое время во время эксперимента по защите животных и научных целей.
   2. Проверьте отсутствие рефлексов роговицы и контролировать животное близко для стресса / болевых реакций во время измерительных приборов. Измерительные приборы должны быть возможным без введения мышечный релаксант, если анестезии достаточно. Администрирование панкуроний бромид (0,15 мг / кг веса тела внутривенно болюсно с последующей непрерывной инфузией 0,15 мг / kgBW / ч) , если мышечной релаксации необходимо для эксперимента (например , Измерения соответствия легких).

3. Инструментальные методы

1. Поместите животное в положении лежа на спине и убрать ноги с помощью бинтов, чтобы растянуть кожу над запланированными сайтов насечек. Стерилизовать рабочие области с использованием дооперационную кожи дезинфицирующим средством вроде / 1% -ным раствором йода спирта.
   Примечание: Мы используем вытирать процедуру для стерилизации рабочей области, но не используют полные aseptical методы, так как это nonsurvival модель. Уровень хирургической асептики зависит от следствия после индукции повреждения легких.
2. Сделать 10 см разрез на линии, соединяющей нижнюю челюсть и грудины (левая или правая сторона возможно) разрезание через кожу с помощью скальпеля для размещения центральной венозной линии и интродьюсер катетера в легочной артерии. Пересмотрите глубину анестезии и при необходимости увеличивать дозу.
3. Отделить подкожные ткани и Platyсма с помощью щипцов ткани и хирургические ножницы. После того, как брахиоцефальный и sternocephalic мышцы видны выполнить тупой вырублены процедуру не отделяя фасции между мышцами до наружной яремной вены видны с помощью таких инструментов, как пинцетом или пальцами.
4. Вводить иглу наружной яремной вены с центральным венозным катетером и интродьюсер с помощью модифицированной методики Seldinger. Сбрасывают все катетеры с нормальным физиологическим раствором перед введением их.
   1. Для этого, заранее соответствующую иглу из набора для введения в вену до венозной крови (темная, не пульсирует) может быть придыханием. Продвиньте направляющую проволоку через канюлю в вену в течение примерно 15 см. Удалите иглу и продвигать интродьюсер в вену. Снимите направляющую проволоку. Повторите ту же процедуру для размещения центрального венозного катетера, если это необходимо для эксперимента.
5. Контроль правильности размещения катетеров стремлением Vтиазом крови. Закройте со стандартными швами.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Не расширяются вены с сосудорасширяющее , как если бы в случае чрескожного подхода, так как это будет разорвать вену (рисунок 1). Под ультразвуковым контролем подход также возможно, если следователь обучается в ультразвуковых наведением методов cannulization у свиней.
6. Определить складку между гасШз и портняжной мышцы задней ноги (левой или правой возможно) для размещения артериального катетера. Это складка, где может быть пальпируется пульсация бедренной артерии.
7. Сделайте 5 см разрез вдоль складки, проходящем через кожу с помощью скальпеля.
8. Отделить подкожную ткань с помощью щипцов ткани и хирургические ножницы. С помощью тупого сократить процедуру разделения фасции между мышцами до уровня бедренной артерии. Обратите внимание, что во избежание сокращения подкожных сосудов, выполняя вырубать процедуру краниально них.
9. Вводить иглу в бедренную артерию с помощьюмодифицированный метод Сельдингера, как описано в разделе 3.2. Лигатура может быть петельные вокруг артерии и закрыты в случае кровотечения в месте прокола. Этот шаг следует избегать, если это возможно, поскольку она ставит под угрозу приток крови к задней ноге. Закройте со стандартными швами.
10. Подключение артериальный катетер и центральной венозной линии к системе преобразователя и калибровки и против атмосферы (ноль) и либо 200 мм ртутного столба (артериальная линия) или 50 мм ртутного столба (центральный венозный линии), чтобы начать мониторинг.
11. Поместите все датчики давления на высоте правого предсердия (у свиней в положении лежа на спине около половины высоты грудной клетки).
12. Выполните небольшой (4-5 см) надрез резки через кожу выше мочевого пузыря с помощью скальпеля для катетеризации мочевого пузыря. Опять же, отделяют подкожную ткань с помощью тупых инструментов.
13. Выполните кошелек-строку шовного материала (1-2 см в диаметре) в стенке мочевого пузыря, когда он визуализируется.
    Примечание: Швы должны пВЗ проникать через все слои стенки мочевого пузыря, так как это может привести к потере мочи через проколы.
14. Сделайте минимальный разрез в середине шва, ввести мочевой катетер, блокировать воздушный шар с 10 мл дистиллированной воды, вытащить катетер назад, пока свет не почувствуете сопротивление, и закрыть кошелек-строку шовного материала вокруг катетера. Закройте кожу с помощью стандартных швов.

4. Введение легочную артерию катетером

1. Вводят 0,5-1 мл воздуха в баллон катетера в легочной артерии (в зависимости от размера катетера) и проверить на предмет возможного повреждения баллона. Дефлятируем шар снова.
2. Подключение катетера в легочной артерии к системе преобразователь давления и калибровки ПКК против атмосферы (ноль) и 100 мм ртутного столба (рисунок 2 и 3).
   1. Введение катетера в легочной артерии через интродьюсер (спущенный баллон) в течение от 10 до 15 см, в зависимости от длины оболочки.
   2. Надуйте воздушный шар (аэростат должен покинул ножны для этого) и продвигать катетер в легочной артерии далее, контролируя давление и типичные формы волны на мониторе гемодинамического.
   3. Advance ПКК в то время как волновые формы, характерные для правого предсердия, правого желудочка и легочной артерии появляются и остановить продвижение , когда кривая легочное капиллярное давление клина (PCWP) появляется (Рисунок 4). Дефлятируем воздушный шар.
      Примечание: После того, как баллон сдувается PCWP-сигнал должен исчезнуть и легочная артериальная кривая давления должна быть видна. В противном случае катетер, скорее всего, вставлен слишком далеко в легочной артерии, что приводит к постоянной окклюзии артерии (автоматическое положение клина). В этом случае вытащить катетер обратно до легочная формы волны артериального давления не появляется снова , чтобы избежать серьезных осложнений (например , разрыв кровеносных сосудов) ^6.
   4. Убедитесь, что воздушный шар сдувается, когда катетер отстранился, чтобы избежать серьезных осложнений.
      ПРИМЕЧАНИЕ: легочные катетеры артерии часто случайно продвинулся в вены печени через нижней полой вены у свиней. Таким образом, оттянуть катетер и начать все сначала, если правый желудочек не достигается примерно через 30 см.

5. легочную артерию термодилюции Техника и Гемодинамические измерения

1. Скопируйте все гемодинамические значения, как частота сердечных сокращений, систолическое, диастолическое и среднее артериальное давление (САД), легочные артериальное давление и центральное венозное давление (ЦВД) от монитора гемодинамического.
2. Измерить ПЦУЖ быстро. Для этого, надуть баллон катетера в легочной артерии и убедиться , что правильная кривая PCWP отображается (рисунок 4). Скопируйте легочное капиллярное давление клина (ПЦУЖ) на конец выдоха от монитора. Немедленно выкачать воздушный шар после этого (см 4.2.4). Deflсъел воздушный шар, вытяните катетер назад и изменить его, если вы не в состоянии увидеть правильную кривую ПЦУЖ, как описано в разделе 4.2.2.
   1. Подключите термистор и соответствующий поток через корпус к центральным просветом венозных катетера в легочной артерии и к монитору для измерения сердечного выброса (СО). Затем соедините дистальный температурный порт катетера (красный колпачок) с монитором.
   2. Запустите монитор и выберите 'СО болюса' , чтобы контролировать кривые температуры от времени и , таким образом измерить сердечный выброс (СО) с легочной артерии термодилюции техники ^7.
   3. Нажмите 'Inj Vol' и выберите объем охлажденного физиологического раствора (5 мл в экспериментах, представленных здесь). Возврат к предыдущему экрану. Нажмите 'Катетер' и выберите размер катетера в легочной артерии, которая используется. Возврат к предыдущему экрану.
   4. Выберите 'Start' болюс и вводят 5 мл физиологического раствора с температурой 4 ° С как можно быстрее, используяпоток через корпус. Подождите, пока измерение не будет завершено, и на мониторе появляется соответствующая кривая времени температуры. Скопируйте значение CO от монитора.
   5. Выполните 5 измерений в быстрой последовательности в случайном порядке в течение дыхательного цикла вентилятора, как описано в 5.3.4. Не обращайте внимания на самую высокую и самую низкую стоимость и использовать оставшиеся три, чтобы вычислить среднее значение сердечного выброса.
      Примечание: Эта настройка мониторинга описана для монитора Edwards Бдительность, модель VGS1. Установка может отличаться в зависимости от монитора. Тем не менее, важно, чтобы выбрать правильный объем впрыска физиологического раствора, а также размер катетера. Некоторые мониторы требуют выбора постоянной вычислений, которая кодирует соответствующее количество физиологического раствора и размера катетера. Константы обычно находятся в листовке внутри упаковки катетера. Хранить физиологическом растворе при той же температуре в течение всего эксперимента (<5 ° C), чтобы обеспечить правильную измерения дЗЛЫ. Используйте 5% растворы глюкозы вместо физиологического раствора для исследований, включающих точные измерения потребления электролита и гомеостаза.
3. Убедитесь, что все параметры были записаны и артериальные и смешанной венозной крови были взяты образцы крови для того, чтобы рассчитать внутри- легочного право налево шунта.
4. Запись все необходимые дыхательные данные быстро, как пик и плато вдохе давление со стороны респиратора, или выполнить дополнительные измерения, как измерения транспульмональной давления для завершения данных в любой момент времени точки эксперимента.

6. легких Промывания к индуцируют повреждение легких

1. Убедитесь в том, что животное вентилируется с F _I O ₂ 1,0 и установить ПДКВ до 2-4 см H ₂ O для процедуры промывания. Отключите животное от респиратора.
2. Заполните легкие с подогреваемой нормальным стерильным физиологическим раствором (37 ° C, 50 мл / кг массы тела). Для этого предварительного заполнения воронки и подключить его кэндотрахеальная трубка с фитингом эластичной трубкой. Поднимите воронку 1 м над животным и влить физиологический раствор в легкие как можно быстрее. Гидростатическое давление будет выделять физиологический раствор во всех легочных участков.
   Примечание: Стерильный изотонический раствор хлорида натрия используется, чтобы избежать легочной мыть в патогенов и возможно, септический декомпенсации животного. Применение 0,9% физиологического раствора имеет решающее значение, так как гипотонические жидкости приведет к немедленному отек легких, электролитный дисбаланс и смерти животного. Не используйте повторно солевой раствор после промывания, чтобы максимизировать поверхностно-активное вещество промывать.
3. Остановка наполнения, когда MAP падает ниже 50 мм рт.
   Примечание: Только гемодинамические параметры и S _р O ₂ могут быть использованы для мониторинга животного для декомпенсации, так как животное отсоединяется от аппарата во время промываний легких.
4. Опустите воронку вручную до уровня земли, слить промывную жидкость пассивно и восстановить животное к вентилятору для оксигенации.
5. Дождитесь, покасезам компенсирует животных (увеличение MAP и S _P O ₂₎ и повторить промывание как можно скорее. Временные рамки для повторного промывания не должна превышать 5 мин.
   Примечание: Стабилизация животного между двумя промываний в случае гемодинамической декомпенсации служит для предотвращения использования вазопрессоров для лечения системной гипотензии, а также для дальнейшего избегать маневров по набору персонала сталкиваются с гипоксемию. Животных вентилируемые с F _I O ₂ 1.0 в течение промываний и последующих экспериментах для поддержания оксигенации , несмотря на сокращение P _A O ₂ / F _I O ₂ отношения. Установка ПДКВ на 2-4 см H ₂ O в течение промываний будет способствовать быстрому формированию ателектазов. Но, ПДКВ должен быть установлен на уровне или выше 5 см H ₂ O после индукции повреждения легких , чтобы выполнить определение РДСВ Берлин. В ходе эксперимента не вербовка маневр или изменение PEEP не допускается, чтобы предотвратить смещение исследователя индуцированные в отношенииs к тяжести поражения легких.
6. Возьмите пробу газов артериальной крови после второго или третьего промывание в зависимости от ухудшения гемодинамики и компромисса в S _P O _2.
7. Повторите орошений до тех пор , P _A O ₂ соотношение / F _I O ₂ (индекс Horowitz) настойчиво измеряется ниже 100 мм ртутного столба в течение не менее 60 мин при F _I O ₂ 1,0 и ПДКВ ≥ 5 КМЗ ₂ O.
8. Регулировка скорости вентилятора в период промываний для поддержания рН артериальной выше 7.25, чтобы предотвратить гемодинамические декомпенсации.
9. Начало эксперимента / лечение , основанное на модели вымывания поверхностно -активного вещества , как только P _A O ₂ / отношение F _I O ₂ (индекс Horowitz) настойчиво измеренным ниже 100 мм рт.ст. в течение 60 мин.
   ПРИМЕЧАНИЕ: После индукции повреждения легких, как описано, изменения в легочной функции будут оставаться стабильными в течение нескольких часов, ухудшаются, или даже улучшить в зависимости от настроек вентилятора.
   Примечание: Эта животная модель основана на поверхностно-активного вымывания и последующее образование ателектазов. Следовательно, любое отклонение от заданных параметров искусственной вентиляции легких, что может привести к вербовке ателектазированных областей легких (увеличение PIP или ПДКВ), будет частично обратить вспять вредное воздействие промывочной жидкости и препятствуют стандартизации этой модели.

7. Конец эксперимента и эвтаназии

1. Убедитесь, что все измерения выполняются и данные защищены до конца эксперимента.
2. Вводят 0,5 мг фентанила дополнительно к непрерывной анестезии и подождите не менее 5 мин. Вводят передозировки тиопентала (по крайней мере, 1000 мг) быстро следуют по меньшей мере, 60 ммоль калия, используя центральную линию.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

Р _а О ₂ / F _I O ₂ -ratio уменьшается во время промываний легких, но точный удар одного промывание трудно предсказать. Мы начинаем принимать артериальные пробы газа в крови от третьего промывание года , чтобы обнаружить снижение P _в O ₂ / F _I

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

В данной статье описывается шаг за шагом инструкции, чтобы вызвать тяжелую травму легких у свиней из-за вымывания поверхностно-активного вещества путем повторных промываний легких. Этот специфический метод позволяет воспроизводимую и сопоставимую ухудшение функции легких и легочно?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

Name	Company	Catalog Number	Comments
Evita Infinity V500	Dräger		intensive care ventilator
Vigilance I	Edwards		monitor
Vasofix Braunüle 20G	B Braun	4268113B	peripheral vein catheter
Mallinckrodt Tracheal Tube Cuffed	Covidien	107-80	8.0 mm ID
MultiCath3	Vygon	157,300	3 lumen central venous catheter, 20 cm length
Leader Cath Set	Vygon	115,805	arterial catheter
Percutaneus Sheath Introducer Set	Arrow	SI-09600	introducer sheath for pulmonary artery catheter of 4-6 Fr., 10 cm length
Swan-Ganz True Size Thermodilution Catheter	Edwards	132F5	pulmonary artery catheter, 75 cm length
Flow through chamber thermistor	Baxter	93-505	for measuring cardiac output
urinary catheter			no specific model requiered