induzida por lavagem de surfactante Esgotamento em porcos como modelo da Síndrome da Angústia Respiratória Aguda (SARA)

Resumo

lavagens pulmonares repetidas em porcos anestesiados induzir lesão pulmonar que assemelha-se os principais aspectos da síndrome da angústia respiratória aguda humana (ARDS). Para este efeito, os pulmões são repetidamente lavados com solução salina a 0,9% a 37 ° C. O objetivo do protocolo é uma atenuação reprodutível de trocas gasosas e hemodinâmica para a investigação em ARDS.

Resumo

Vários modelos animais de lesão pulmonar existem para estudar os complexos patomecanismos de síndrome da angústia respiratória aguda humana (SDRA) e avaliar as terapias futuras. lesão pulmonar grave, com uma deterioração reprodutível de troca gasosa pulmonar e hemodinâmica pode ser induzida em porcos anestesiados usando lavagens repetidas pulmonares com aqueceu 0,9% de solução salina (50 ml / kg de peso corporal). Incluindo respiratória padrão e monitorização hemodinâmica com dispositivos clinicamente aplicados neste modelo permite a avaliação de novas estratégias terapêuticas (drogas, ventiladores modernos, oxigenadores de membrana extracorpórea, ECMO), e preenche a lacuna entre banco e cabeceira. Além disso, a indução da lesão do pulmão com lavagens pulmonares não exige a injecção de agentes patogénicos / endotoxinas que têm impacto sobre as medições de citoquinas pró-inflamatórias e anti. Uma desvantagem do modelo é a alta recruitability de tecido pulmonar atelectásico. Padronização do modelo ajuda a evitar as armadilhas, para garantir comparability entre experiências, e para reduzir o número de animais necessários.

Introdução

A mortalidade de síndrome da angústia respiratória aguda humana (SDRA) continua a ser elevada com valores entre 40 e 50%, apesar de mais de ¹ 4 décadas de intensa investigação. Os modelos animais de lesão pulmonar desempenhar um papel importante na investigação dos patomecanismos complexos ou novas abordagens terapêuticas para reduzir a mortalidade e limitar incapacidade a longo prazo.

Vários modelos foram criados para induzir a lesão pulmonar que simula aspectos da ARDS humanos, nem em grandes (por exemplo, porcos) ou pequenos animais (por exemplo roedores). Métodos diferem fortemente, incluindo a infusão arterial pulmonar de ácido oleico, intravenosa (iv) a infusão de bactérias e endotoxinas ou ligadura cecal e modelos de perfuração (CLP) causando SDRA induzida por sepse. Além disso, as lesões pulmonares directos devido a grandes volumes correntes e da pressão inspiratória alta de pico (de lesão pulmonar induzida pelo ventilador; VILI), fumo / queimaduras ou isquemia pulmonar / reperfusão modelos (I / R) são frequentemente utilizados^2. Uma grande desvantagem de modelos CRE, bem como modelos de trabalho com endotoxinas, é uma inflamação subjacente o que dificulta a análise de biotrauma causada por lesão pulmonar sozinho. Além disso, pode demorar horas ou dias para resultar em dano pulmonar, como é o caso para LPIV em animais de grande porte.

A indução de lesão pulmonar por lavagem com surfactante lavagens pulmonares repetidas, tal como foi descrito pela primeira vez por Lachmann et ai. em cobaias ^3, é um método eficiente de tempo para induzir lesão pulmonar com compromissos funcionais e reprodutíveis mecânicas, bem como alterações na resistência vascular pulmonar. A adaptação deste modelo para ventilação mecânica porcos de cerca de 30-60 kg de peso corporal apoia a investigação básica com utilizados clinicamente mecânicos ventiladores, cateteres e monitores, enquanto os compromissos na troca gasosa e hemodinâmica são altamente reprodutível, ao mesmo tempo ^4. Além disso, a indução de lesão pulmonar por lavagens não fazrequerem equipamento específico que não é comumente disponível em laboratórios respiratórias projetados para experimentos em animais de grande porte. O modelo apresentado neste artigo é adequado para equipamentos de investigação exigentes (por exemplo ventiladores) que é projetado para uso em seres humanos, e, além disso, garante uma alta reprodutibilidade nas deteriorações que ocorrem na função pulmonar. Padronização de este modelo ajuda a garantir a comparabilidade entre experimentos e reduzir o número de animais necessários. O recruitability potencial das regiões pulmonares atelectáticos com deliberadas ou desconhecidos manobras de recrutamento é uma grave limitação deste modelo específico. No artigo seguinte, damos uma descrição pormenorizada do modelo de lavagem para a indução da lesão do pulmão e proporcionar dados representativos para caracterizar a estabilidade dos compromissos na função pulmonar.

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Protocolo

Os experimentos foram realizados no Departamento de Medicina Experimental, Charité - Universitätsmedizin, Berlim, Alemanha (certi fi cado de acordo com a EN DIN ISO 9001: 2000), e foram aprovados pelas autoridades federais para pesquisas com animais em Berlim, Alemanha antes dos experimentos. Os princípios de cuidados com animais de laboratório, que foram utilizados em todos os experimentos, estavam em conformidade com as diretrizes da Sociedade Europeia e alemão de Ciências Animais de Laboratório.

1. Bem-estar e Animais de Laboratório de Animais

1. Todos os experimentos foram realizados em suínos machos totalmente anestesiados (Landrace alemão × Large White) de 3-4 meses de idade, pesando 30-60 kg.

2. A anestesia, intubação e ventilação mecânica

1. Reter o alimento durante 12 horas antes da anestesia, para evitar um estômago cheio do porco, mas permitir o livre acesso a água para minimizar o stress.
2. Para a pré-medicação, injetar um combination de azaperona (3 mg / kg), atropina (0,03 mg / kg), cetamina (25 mg / kg) e xilazina (3,5 mg / kg) para os músculos do pescoço do porco, enquanto o animal ainda é mantido na sua caixa para minimizar o stress.
   1. Colocar o animal em uma maca e cobrir os olhos com um pano para o transporte uma vez que um nível adequado de anestesia é alcançado.
   2. Transportar o porco para o centro cirúrgico e garantir a respiração espontânea suficiente em todos os momentos, mantendo o focinho desobstruídas.
   3. Coloque o porco em decúbito ventral e preoxygenate com uma máscara que se encaixa o focinho do animal utilizando um alto fluxo de oxigênio (por exemplo, 10 L / min).
3. Inicie o controlo da saturação do oxigénio periférico (S _P S ₂₎ por encaixe do respectivo sensor do monitor para uma das orelhas. Ganhar acesso venoso com cateter de veia periférica clinicamente utilizados (normalmente 18 ou 20 G) colocado em uma das veias da orelha após um procedimento limpe com swaps de álcool.
   1. Iniciar uma infusão com uma solução cristalóide equilibrada com um bolus de 500 ml, seguido de infusão contínua de cerca de 4 ml / kg / h (como considerada clinicamente necessário, dependendo do ensaio) e assegurar a colocação correcta do cateter para a infusão subsequente de anestésicos.
      NOTA: A infusão de grandes volumes de solução salina normal em vez de uma solução cristalóide equilibrada pode resultar em acidose hiperclorêmica, ao passo que a infusão de uma solução contendo lactato pode resultar no aumento das concentrações de lactato no soro, e, portanto, interferir com a interpretação da análise dos gases no sangue ou o resultados de experiências subsequentes.
4. Após a pré-oxigenação suficiente (pré-oxigenação durante o tempo completo de acesso da veia periférica, medido S _P S ₂ de 95-100%) injectar propofol (cerca de 5-10 mg / kg de peso corporal - A dose exacta depende do efeito da pré-medicação e difere de animal para animal) usando o cateter da veia periférica.
5. Entubar o porco na posição prona usando um tubo endotraqueal para aplicação clínica (7,5-8,5 ID) e um laringoscópio projetado para grandes animais (lâmina reta de comprimento cerca de 25 cm).
   1. Cinta duas ataduras através do focinho do animal (primeiro investigador). Puxe uma bandagem para cima para mover a cabeça para a posição correta e endireitar as estruturas da orofaringe, puxe a outra bandagem para baixo para abrir o focinho. Puxe a língua para um lado (segunda investigador).
   2. Pressione a língua para baixo com a lâmina do laringoscópio e fazer avançar a lâmina na direção da epiglote. Note-se, nesta posição, a epiglote é muitas vezes encravado por trás do palato mole dos porcos.
   3. Mobilizar a epiglote com o tubo, pressione-o para baixo com a lâmina do laringoscópio e visualizar as cordas vocais para a intubação.
   4. Avançar o tubo através das cordas vocais, enquanto rodando o tubo para cima e para bloquear a manga, tal como descrito em detalhe por Theisen et al., ⁵ .
      NOTA: intubação Também pode ser possível na posição supina, dependendo da formação do investigador, bem como os procedimentos padrão de uma determinada instituição. Uma grande diâmetro do tubo apoia o washout surfactante devido ao influxo mais rápido e saída do fluido de lavagem.
   5. Verifique a colocação correta do tubo usando capnografia e ausculta. Para isso, garantir a capnograma é «normalmente» em forma e auscultar ambos os pulmões para a igualdade de sons respiratórios como é feito na clínica.
      NOTA: Mecanicamente ventilar o porco com compressões torácicas em caso de intubação falhada ou demorada. Isto requer compressão manual da caixa torácica a partir de ambos os lados enquanto o fornecimento de oxigénio com um elevado fluxo através de uma máscara facial de ajuste apertado.
6. Iniciar a ventilação mecânica, definindo a fracção de oxigénio inspirada (F _I O ₂₎ para 1, a frequência respiratória de 15-20 / min, volume corrente de 8-9 ml / kg de peso corporal, a razão inspiração de expiração (I: E) de1: 1,5, e aplicar uma pressão expiratória final positiva (PEEP) de 5 cm H ₂ O. Ajuste as configurações para visar uma pressão expiratória final parcial de dióxido de carbono (P _ET CO ₂₎ de 35-40 mmHg e uma S _p O ₂ acima de 95%.
   1. Manter a anestesia com infusão contínua iv de tiopental (20 mg / kg / h) e fentanil (7 ug / kg / h).
      NOTA: A dose necessária pode variar de animal para animal. Não deixe o animal sem supervisão. Certifique-se de uma anestesia suficiente em todos os momentos durante o experimento bem-estar animal e razões científicas.
   2. Verifique se há ausência de reflexos da córnea e monitorar o animal de perto por reações de estresse / dor durante a instrumentação. Instrumentação deve ser possível sem a administração de um relaxante muscular, se a anestesia é suficiente. Administrar o brometo de pancurónio (0,15 mg / kg de peso corporal de bolus IV seguido de uma infusão contínua de 0,15 mg / kgPV / h) Se o relaxamento muscular é necessário para a experiência (por exemplo, Medições complacência pulmonar).

3. técnicas de instrumentação

1. Colocar o animal em decúbito dorsal e retrair as pernas usando ataduras para esticar a pele acima dos locais de incisão planejadas. Esterilizar as áreas operacionais usando um desinfetante pré-operatório pele como uma solução de álcool / 1% de iodo.
   NOTA: Nós usamos um procedimento de limpar para baixo para esterilizar a área operacional, mas não use técnicas assépticas completos, uma vez que este é um modelo não-sobrevivência. O nível de assepsia cirúrgica depende da investigação após a indução da lesão pulmonar.
2. Faça um 10 centímetros incisão na linha que liga a mandíbula eo esterno (esquerda ou direita colateral possível) cortar através da pele utilizando um bisturi para a colocação do cateter venoso central e da bainha do introdutor do cateter de artéria pulmonar. Reavaliar a profundidade da anestesia e aumentar a dose se necessário.
3. Separar o tecido subcutâneo e do platysma usando uma pinça e tesouras cirúrgicas. Uma vez que o inominada e os músculos são visíveis sternocephalic executar um procedimento romba cortada separando a fáscia entre os músculos até que a veia jugular externa é visível usando instrumentos como fórceps ou os dedos.
4. Canular a veia jugular externa com o cateter venoso central e a bainha por meio de uma técnica de Seldinger modificada. Lave todos os cateteres com solução salina normal antes de apresentá-los.
   1. Para isso, o avanço da respectiva agulha do conjunto introdutor na veia até que o sangue venoso (escuro, não pulsante) pode ser aspirado. Avançar o fio-guia através da cânula na veia por cerca de 15 cm. Remova a agulha e fazer avançar a bainha do introdutor na veia. Remover o fio de guia. Repetir o mesmo procedimento para a colocação de um cateter venoso central, se necessário, para a experiência.
5. Controlar o correto posicionamento dos cateteres por aspiração de vsangue indí-. Feche com suturas convencionais.
   NOTA: Não dilatar a veia com um vasodilatador como faria no caso de uma abordagem percutânea, porque isso vai rasgar a veia (Figura 1). Uma abordagem guiada por ultra-som também é possível se o investigador é treinado em técnicas de canulação guiada por ultra-som em suínos.
6. Identificar a dobra entre o gracilis e músculo sartório da perna (esquerda ou direita é possível) para a colocação do cateter arterial. Esta é a dobra onde a pulsação da artéria femoral pode ser palpados.
7. Adicione 5 cm de incisão ao longo da dobra de corte através da pele usando um bisturi.
8. Separar o tecido subcutâneo utilizando uma pinça e tesouras cirúrgicas. Utilizar um procedimento romba cortada separando a fáscia entre os músculos ao nível da artéria femoral. Note-se, evitar o corte dos vasos safena realizando a reduzir cranial procedimento deles.
9. Canular a artéria femoral por meio deuma técnica Seldinger modificada conforme descrito no ponto 3.2. A ligadura pode ser enrolada ao redor da artéria e fechada em caso de hemorragia no local de punção. Esta etapa deve ser evitada, se possível, uma vez que compromete o fluxo sanguíneo para a perna traseira. Feche com suturas convencionais.
10. Conectar o cateter arterial e venoso central para o sistema transdutor e calibrar tanto contra a atmosfera (zero) e ou 200 mmHg (linha arterial) ou 50 mmHg (cateter venoso central) para iniciar o monitoramento.
11. Coloque todos os transdutores de pressão na altura do átrio direito (em porcos na posição supina sobre a metade da altura do tórax).
12. Executar uma pequena incisão (4-5 cm) de corte através da pele acima da bexiga usando um bisturi para cateterização da bexiga urinária. Mais uma vez, separar o tecido subcutâneo utilizando instrumentos contundentes.
13. Executar uma sutura em bolsa (1-2 cm de diâmetro) na parede da bexiga, uma vez que é visualizada.
    NOTA: As suturas devem nOT penetrar através de todas as camadas da parede da bexiga, uma vez que isso resulta na perda de urina através dos furos.
14. Fazer uma incisão mínima no meio da sutura, introduzir o cateter urinário, bloquear o balão com 10 ml de água destilada, puxar o cateter para trás até que uma resistência à luz é sentida, e fechar a sutura em bolsa em torno do cateter. Feche a pele usando suturas convencionais.

4. A introdução do cateter de artéria pulmonar

1. Injectar 0,5-1 ml de ar para dentro do balão do cateter de artéria pulmonar (dependendo do tamanho do cateter) e verificar a existência de possíveis danos do balão. Desinflar o balão novamente.
2. Ligue o cateter na artéria pulmonar para o sistema de transdutor de pressão e calibrar o PAC contra a atmosfera (zero) e 100 mmHg (Figura 2 e 3).
   1. Introduzir o cateter de artéria pulmonar através da bainha do introdutor (balão deflacionado) por 10 a 15 cm, dependendo do comprimento do invólucro.
   2. Inflar o balão (o balão tem de ter deixado a bainha para isso) e avançar o cateter de artéria pulmonar ainda mais enquanto monitora a pressão e as formas de onda típicas no monitor hemodinâmico.
   3. Avançar o PAC, enquanto as formas de onda que são típicos para o átrio direito, ventrículo direito e artéria pulmonar aparecer e parar de avançar quando a curva de pressão capilar pulmonar (PCP) é exibida (Figura 4). Desinflar o balão.
      NOTA: Uma vez que o balão é esvaziado do PCP-forma de onda deve desaparecer ea forma de onda pulmonar por pressão arterial deve ser visível. Caso contrário, o cateter é inserido mais provavelmente demasiado para dentro de uma artéria pulmonar que resulta em oclusão permanente da artéria (posição auto cunha). Neste caso, puxar o cateter para trás até que a forma de onda da pressão arterial pulmonar reaparece para evitar complicações graves (por exemplo, rotura do vaso sanguíneo) ^6.
   4. Verifique se o balão é esvaziado sempre que o cateter é puxado para trás para evitar complicações graves.
      NOTA: cateteres arteriais pulmonares são frequentemente acidentalmente avançado para as veias do fígado através da veia cava inferior de suínos. Assim, puxar para trás o cateter e começar tudo de novo, se o ventrículo direito não for alcançado após cerca de 30 cm.

5. artéria pulmonar Termodiluição Técnica e medidas hemodinâmicas

1. Copiar todos os valores hemodinâmicos como frequência cardíaca, pressão arterial sistólica, diastólica e pressão arterial média (PAM), pressão arterial pulmonar e pressão venosa central (PVC) a partir do monitor hemodinâmico.
2. Medir o PCP prontamente. Para isto, inflar o balão do cateter de artéria pulmonar e assegurar que uma curva de PCP correcta é exibida (Figura 4). Copie a pressão capilar pulmonar (PCP) no final da expiração do monitor. desinflar o balão imediatamente depois (ver 4.2.4). deflcomeu o balão, puxe o cateter para trás e reposicioná-lo, se você é incapaz de ver uma curva PCP correta como descrito em 4.2.2.
   1. Conecte o termistor e um fluxo adequado através de habitação para o lúmen venoso central do cateter de artéria pulmonar e ao monitor para medir o débito cardíaco (CO). Em seguida, ligar a porta temperatura distal do cateter (tampão vermelho) com o monitor.
   2. Iniciar o monitor e selecione 'CO bolus "para monitorar as curvas de tempo e temperatura e, assim, medir o débito cardíaco (CO) com a técnica de termodiluição da artéria pulmonar ^7.
   3. Pressione 'Inj Vol' e selecione o volume de solução salina fria (5 ml nos experimentos apresentados aqui). Retornar à tela anterior. Pressione 'cateter' e selecione o tamanho do cateter de artéria pulmonar, que é usado. Retornar à tela anterior.
   4. Escolha 'começar bolus' e injectar 5 ml de solução salina normal a uma temperatura de 4 ° C, tão rapidamente quanto possível, utilizandoo fluxo através da habitação. Espere até que a medição está concluída ea respectiva curva tempo-temperatura é exibida no monitor. Copie o valor de CO a partir do monitor.
   5. Execute 5 medições em rápida sucessão em uma ordem aleatória ao longo do ciclo respiratório do ventilador conforme descrito em 5.3.4. Ignorar o maior e o menor valor e usar os três restantes para calcular o valor médio do débito cardíaco.
      NOTA: Esta configuração de monitoramento é descrito para um monitor Edwards Vigilância, modelo VGS1. A configuração pode ser diferente, dependendo do monitor. No entanto, é essencial para seleccionar o volume de injecção de solução salina correcta, bem como o tamanho do cateter. Alguns monitores exige a selecção de uma constante de computação que codifica a respectiva quantidade de solução salina e tamanho do cateter. As constantes são geralmente encontrados em um folheto no interior da embalagem do cateter. Manter a solução salina à mesma temperatura ao longo da experiência (<5 ° C) para assegurar a correcta MEASURements. Use 5% soluções de glicose em vez de soro fisiológico para estudos envolvendo medidas exatas de ingestão de electrólito e homeostase.
3. Certifique-se de que todos os parâmetros foram registrados e que arterial e amostras de sangue venoso misto foram levados para permitir o cálculo do intra-pulmonar direita para a esquerda shunt.
4. Recorde de todos os dados necessários respiratórias prontamente como pico e do platô de pressão inspiratória do respirador, ou realizar medições adicionais, como medir a pressão transpulmonar para completar os dados em qualquer ponto do tempo do experimento.

6. Lung lavagens para induzir lesão pulmonar

1. Certifique-se de que o animal é ventilado com um F _I O ₂ de 1,0 e definir o PEEP para 2-4 cm H ₂ O para o processo de lavagem. Desligue o animal do respirador.
2. Encher os pulmões com soro fisiológico estéril normais aquecido (37 ° C, 50 ml / kg de peso corporal). Para isso, prefill um funil e conecte-odo tubo endotraqueal com um tubo elástico apropriado. Elevar o funil de 1 m acima do animal e verter a solução salina para dentro dos pulmões, o mais rapidamente possível. A pressão hidrostática irá alocar a solução salina em todas as secções pulmonares.
   NOTA: soro fisiológico estéril é usada para evitar a lavagem pulmonar em de patógenos e possível descompensação, séptica do animal. A utilização de 0,9% de solução salina é crucial, uma vez que os fluidos hipotónicas irá resultar em edema pulmonar imediato, desequilíbrio electrólito e a morte do animal. Não reutilize a solução salina depois de uma lavagem para maximizar surfactante lavar.
3. Pare de encher quando MAP cai abaixo de 50 mmHg.
   NOTA: Somente os parâmetros hemodinâmicos e S _p O ₂ pode ser utilizado para monitorizar o animal por descompensação, uma vez que o animal é desconectado do ventilador durante a lavagem pulmonar.
4. Abaixe o funil manualmente ao nível do solo, drenar o fluido de lavagem passiva e volte a ligar o animal para o ventilador para a oxigenação.
5. espere until compensa os animais (aumento da MAP e S _P S ₂₎ e repetir a lavagem o mais rapidamente possível. O prazo para re-lavagem não deve exceder 5 min.
   NOTA: Estabilização do animal entre duas lavagens, no caso de descompensação hemodinâmica serve para evitar o uso de vasoconstritores para tratar hipotensão sistémica, e para evitar mais manobras de recrutamento para encontrar hipoxemia. Os animais são ventilados com um F _I O ₂ de 1,0 durante as lavagens e os seguintes experimentos para manter oxigenação apesar P reduzida _a O ₂ / F _I O ₂ rácios. Definir a PEEP a 2-4 cm H ₂ O durante as lavagens irá promover a rápida formação de atelectasia. Mas, a PEEP tem de ser fixado em ou acima de H ₂ O 5 cm após a indução da lesão pulmonar para corresponder à definição Berlim da SDRA. Durante o experimento sem manobra de recrutamento ou mudança na PEEP é permitido, para evitar qualquer viés induzido pelo investigador no que diz respeitos com a gravidade da lesão pulmonar.
6. Tome uma amostra de gás no sangue arterial após a segunda ou terceira lavagem, dependendo da deterioração hemodinâmica e comprometimento no S _p O _2.
7. Lavagens Repita até que o P _a O ₂ / F _I rácio de O ₂ (índice Horowitz) é persistentemente medida abaixo de 100 mmHg por pelo menos 60 minutos a F _I O ₂ de 1,0 e PEEP ≥ 5 cm H ₂ O.
8. Ajustar a velocidade do ventilador durante o período de lavagens para manter o pH acima de 7,25 arterial, a fim de evitar a descompensação hemodinâmica.
9. Iniciar a experiência / tratamento com base no modelo de lavagem de agente tensioactivo uma vez que a P _a O ₂ / rácio F _I O ₂ (índice Horowitz) é persistentemente medido abaixo de 100 mmHg, durante 60 min.
   NOTA: Após a indução da lesão pulmonar, como descrito, as alterações na função pulmonar permanece estável durante horas, deteriorar-se, ou mesmo melhorar, dependendo das configurações do ventilador.
   NOTA: Este modelo animal é baseado em washout surfactante e consequente formação de atelectasia. Assim, qualquer desvio das configurações do ventilador especificadas, que podem levar ao recrutamento de regiões pulmonares atelectáticos (aumento da PIP ou PEEP), irá reverter parcialmente o efeito deletério das lavagens e dificultar a normalização deste modelo.

7. Fim da Experiência e Eutanásia

1. Certifique-se de que todas as medições são efectuadas e os dados são protegidos antes do final da experiência.
2. Injectar 0,5 mg de fentanil, adicionalmente à anestesia contínua e aguarde pelo menos 5 min. Injectar uma sobredose de tiopental (pelo menos 1,000 mg) rapidamente seguido por, pelo menos, 60 mmol de potássio utilizando a linha central.

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Resultados

P _a O ₂ / F _I O ₂ -ratio diminui durante a lavagem pulmonar, mas o impacto exato de uma única lavagem é difícil de prever. Começamos a recolher amostras arteriais de gases no sangue a partir do terceiro lavagem em diante para detectar uma diminuição no P _a O ₂ / F _I O ₂ -ratio abaixo de 100 mmHg. Uma vez que um decréscimo na P _a O ₂ / F _I O ₂ -ratio a...

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Discussão

Este artigo descreve uma instrução passo a passo para induzir a lesão pulmonar grave em suínos devido à lavagem de surfactante por lavagem pulmonar repetidas. Este método específico permite uma deterioração reprodutível e comparável da função pulmonar e da resistência vascular pulmonar. É imperativo para a lavagem dos porcos até que o P _a O ₂ / F _I O ₂ rácio diminuiu abaixo de 100 mmHg e permanece abaixo de 100 mmHg, durante uma hora. Uma vez, isso é consegui...

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Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Evita Infinity V500	Dräger		intensive care ventilator
Vigilance I	Edwards		monitor
Vasofix Braunüle 20G	B Braun	4268113B	peripheral vein catheter
Mallinckrodt Tracheal Tube Cuffed	Covidien	107-80	8.0 mm ID
MultiCath3	Vygon	157,300	3 lumen central venous catheter, 20 cm length
Leader Cath Set	Vygon	115,805	arterial catheter
Percutaneus Sheath Introducer Set	Arrow	SI-09600	introducer sheath for pulmonary artery catheter of 4-6 Fr., 10 cm length
Swan-Ganz True Size Thermodilution Catheter	Edwards	132F5	pulmonary artery catheter, 75 cm length
Flow through chamber thermistor	Baxter	93-505	for measuring cardiac output
urinary catheter			no specific model requiered