La confirmación de la isquemia miocárdica y reperfusión en ratones utilizando electrocardiografía de superficie del cojín

Resumen

During murine myocardial ischemia/reperfusion surgery, correct placement of the occluding ligature is typically confirmed by visible observation of myocardial pallor. Herein, a method of electrocardiographically confirming ischemia and reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, is demonstrated in male C57Bl/6 mice.

Resumen

Many animal models have been established for the study of myocardial remodeling and heart failure due to its status as the number one cause of mortality worldwide. In humans, a pathologic occlusion forms in a coronary artery and reperfusion of that occluded artery is considered essential to maintain viability of the myocardium at risk. Although essential for myocardial recovery, reperfusion of the ischemic myocardium creates its own tissue injury. The physiologic response and healing of an ischemia/reperfusion injury is different from a chronic occlusion injury. Myocardial ischemia/reperfusion injury is gaining recognition as a clinically relevant model for myocardial infarction studies. For this reason, parallel animal models of ischemia/reperfusion are vital in advancing the knowledge base regarding myocardial injury. Typically, ischemia of the mouse heart after left anterior descending (LAD) coronary artery occlusion is confirmed by visible pallor of the myocardium below the occlusion (ligature). However, this offers only a subjective way of confirming correct or consistent ligature placement, as there are multiple major arteries that could cause pallor in different myocardial regions. A method of recording electrocardiographic changes to assess correct ligature placement and resultant ischemia as well as reperfusion, to supplement observed myocardial pallor, would help yield consistent infarct sizes in mouse models. In turn, this would help decrease the number of mice used. Additionally, electrocardiographic changes can continue to be recorded non-invasively in a time-dependent fashion after the surgery. This article will demonstrate a method of electrocardiographically confirming myocardial ischemia and reperfusion in real time.

Introducción

Las enfermedades del corazón siguen siendo la causa principal de muerte en todo el mundo ^1,2. No sólo es el ventrículo izquierdo (LV) de la cámara de más muscular, responsable de bombear sangre desde el corazón a todo el cuerpo ^3, es un sitio común la lesión cardiaca post-infarto de miocardio ^4. la muerte del tejido del ventrículo izquierdo a menudo resulta en insuficiencia cardíaca sistólica. Los modelos animales de enfermedades del corazón son imprescindibles para el avance de la investigación biomédica cardiovascular. La cepa C57BL / 6 ratones de haber sido una opción popular para los modelos animales debido a su tiempo de reproducción rápida, de bajo costo y facilidad de alteraciones genéticas. La mayoría de los modelos murinos quirúrgicos para el estudio de las enfermedades del corazón implican la oclusión de la rama LAD de la arteria coronaria izquierda. El LAD a veces se llama la izquierda obtusa marginal ^5,6. El LAD suministra sangre a la cara anterior del ventrículo izquierdo y paredes anterolateral. Los estudios de oclusión LAD están dirigidas a inducir infartos anteriores, a veces se extiende into las zonas de la pared inferior y lateral ^7.

Dos modelos que se utilizan con frecuencia para estudios de infarto de miocardio incluyen infarto de miocardio oclusión crónica y daño por isquemia / reperfusión miocárdica. La oclusión crónica se crea mediante sutura quirúrgica alrededor y bloquear permanentemente el flujo de sangre a través de la LAD. La lesión de isquemia / reperfusión se crea mucho de la misma manera solamente con un transitorio, por lo general 30 a 60 min, período de isquemia. Para lograr la isquemia transitoria, los lazos de oclusión de sutura alrededor de la LAD y un pequeño tubo de PE-10 que se coloca paralela a la LAD sobre la superficie epicárdica del corazón, seguido de un período de reperfusión, donde se retira el tubo y sutura oclusiva y la sangre es dejó fluir una vez más a través de la arteria y en el miocardio. La cirugía de isquemia / reperfusión se ha considerado que sea clínicamente relevante debido a la naturaleza de la lesión por reperfusión en paralelo el tratamiento de infartos de humanos que incluye promangioplastia y colocación de stent coronario pt de la arteria, o cirugía de revascularización coronaria. Típicamente, durante estas cirugías, isquemia del VI en un corazón de ratón se confirma por la palidez visible de la pared miocárdica. Sin embargo, simplemente realizando las cirugías en una almohadilla de electrocardiograma (ECG) en condiciones de control constantes, cambios visibles se pueden observar en la forma de onda ECG, lo que confirma la isquemia y reperfusión del miocardio ratón.

Aunque el corazón murino es similar al corazón humano, en muchos aspectos, incluyendo su estructura de cuatro cámaras, los corazones también tienen diferencias. Una diferencia obvia es la frecuencia cardíaca en reposo promedio de ratones adultos es de 600 - 700 latidos por minuto (lpm), mientras que la de los humanos adultos se muestran ~ 60-100 lpm ^8,9. Además, en los ratones las olas de la repolarización, J y T, a menudo se confunden con las ondas QRS despolarización hacer un segmento ST clara difícil discernir ^10. Para complicar el proceso de electrocardiographically confirmando la isquemia miocárdica, es la elevación de la onda T y del segmento ST que se utilizan como marcadores para el diagnóstico de la isquemia y lesión por infarto de miocardio en los seres humanos, en lo clínicamente como ST e levation m yocardial i nfarction o STEMI. Una de las principales diferencias entre las formas de onda humanos y murinos es que la onda S es seguida inmediatamente ser una onda J que transfiere directamente a una onda T negativa. Durante la isquemia miocárdica aguda en ratones disminuye la amplitud de la onda S y es seguido directamente por un J-onda anormal y una onda T invertida ^11. La onda T no parece representar una parte significativa de la repolarización en ratones ^11. A pesar de la nomenclatura y de ratón frente a las diferencias humanas, la confirmación ECG de la isquemia miocárdica y la reperfusión murino es todavía viable y relativamente simple. En aras de la simplificación de interpretación de forma de onda, el segmento entre el SJT se conoce como ST-SEGMnt en este documento.

Directrices STEMI publicados en 2013 recomiendan un tiempo de paciente-puerta-balón de menos de 90 min ¹² .Este significa que el marco de tiempo de la identificación de oclusión de la arteria coronaria del paciente hasta que la arteria se vuelva a abrir debe ser inferior a 90 min. El corazón que late está trabajando constantemente y por lo tanto, tiene un alto metabolismo oxidativo y un alto nivel de consumo de oxígeno ^3. Para prever esto, en una red de capilares está disponible para cada uno de los miocitos ^3. Sólo se necesita un corazón un par de compases para agotar su oxígeno y nutrientes. En una ventana de 90 minutos, una región isquémica del corazón en un ser humano habrá sido bloqueado para recibir entre 5.400 y 9.000 corazón late valor de la sangre rica en oxígeno. En esa misma ventana de 90 minutos, un ratón tendría 54.000 a 63.000 latidos del corazón. puntos de tiempo experimentales para la lesión por isquemia / reperfusión murino son típicamente entre 30 y 60 min.

La importancia de desarrollaring un método suplementario de confirmar la isquemia miocárdica y la reperfusión en un modelo murino tiene profundas implicaciones en la consistencia y reproducibilidad de los datos en los estudios de isquemia / reperfusión miocárdica. La práctica actual de observar visualmente el corazón de un cambio de color de los tejidos no es adecuada como independiente de diagnóstico. Además, la reperfusión después de la eliminación de la tubería y la sutura no está garantizada. A pesar de la arteria ya no se liga, la arteria puede tener daño sostenido durante el procedimiento y puede llegar a ser imposible reperfundir. Sería beneficioso tener un registro de los cambios electrocardiográficos para confirmar la reperfusión en lugar de confiar en las observaciones de la palidez del miocardio y rubor (color rojo). Corazones que no muestran los marcadores de lesión por isquemia / reperfusión pueden ser marcados a continuación, de forma rápida y una decisión sobre la forma de proceder se pueden hacer por los investigadores.

Por último, el establecimiento de un registro de ECG cambios desde el inicio en toda THe períodos de isquemia y reperfusión permite a los investigadores continúan vigilando el corazón después de la cirugía inicial. Los investigadores actualmente pierden de vista el corazón tan pronto como se haya completado la operación. El ECG es una forma sencilla de obtener una perspectiva de los cambios que ocurren en las horas de miocardio días después de la cirugía. ECG grabado en los puntos de tiempo después de la cirugía podría revelar ondas Q de desarrollo tardío que indica continuaron o empeoramiento de la muerte del tejido. Sin embargo, para calibrar de manera efectiva marcadores nuevos o que empeoran electrocardiográficos, un ECG basal debe estar disponible para la comparación.

Este protocolo demostrará cómo preparar, obtener e interpretar el ECG para confirmar la isquemia y reperfusión del corazón de ratón usando 8 - 12 semanas de edad de sexo masculino C57BL / 6 ratones.

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Protocolo

Todos los procedimientos quirúrgicos realizados en animales deben llevarse a cabo de conformidad con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio ¹³ u otras directrices éticas apropiadas. Los protocolos deben ser aprobados por el comité de bienestar de los animales en la institución apropiada antes de continuar.

1. Preparación para el ECG

NOTA: Antes de comenzar, se pongan el equipo de protección personal, incluyendo guantes, gafas y bata de laboratorio limpia o bata desechable.

1. Limpie la almohadilla de ECG utilizando un no-alcohol y solución de descontaminación no basado en lejía. utilizar suavemente una tarea delicada limpie para secar el exceso de solución para garantizar que la almohadilla de electrodo no se dañe.
2. Si la almohadilla de ECG tiene una función de calefacción, lo utilizan. ratones anestesiados tienden a perder calor corporal rápidamente. Calentar la almohadilla a 40-42 ° C para mantener la temperatura corporal normotérmica de 37 ° C durante toda la cirugía ^14. Monitorear los estribos cuerpoATURALEZA usando un termómetro rectal. Ajustar la temperatura de la almohadilla como sea necesario para mantener la temperatura del cuerpo ~ 37 ° C.
3. Como la mayoría de las toracotomías se realizan con el ratón está acostado boca arriba (decúbito supino), asegúrese de que la palanca se gira al ajuste "supina". Muchas almohadillas de ECG tienen una función para alternar entre las posiciones prona y supina. Si no se selecciona la orientación adecuada puede dar lugar a la tergiversación de eventos electrocardiográficos.
4. Anestesie ratón usando 5% de isoflurano inhalado y 1 L / min de oxígeno. Una vez se anestesia el ratón, la transferencia de ratón para la almohadilla de ECG equipado con una anestesia nariz de cono y reducir isoflurano al 2% y 1 L / min de oxígeno. Confirmar la anestesia adecuada, garantizando ratón no reacciona cuando el pie del ratón se pellizca con unas pinzas.
5. Aplicar una capa fina de pomada de la lubricación del ojo sobre los ojos del ratón para evitar la sequedad y el daño de la córnea, mientras anestesiado.
6. Limpiar las patas del ratón con un paño húmedo para eliminar todas las camas visiblesque pudieran estar pegadas a las patas o pueden interferir con la transmisión de los impulsos eléctricos de las patas a la almohadilla de ECG. patas secas con una toallita.
7. Aplicar una pequeña cantidad (un poco más pequeña que una moneda de diez centavos USD) de gel de electrolito altamente conductor a cada uno de los cuatro electrodos metálicos sobre la almohadilla de ECG.
   Nota: Asegúrese de que sólo se aplican una pequeña cantidad de gel como demasiado gel hace que sea difícil de frenar las patas a la plataforma usando cinta. Además, las patas son propensos a deslizarse fuera del dispositivo de sujeción durante la cirugía si fueran húmedo antes de aplicar la cinta.
8. Con el ratón en la posición supina, usar cinta médica clara para contener cada pata a su correspondiente electrodo (Figura 1). Primero pulse cada pata a su pedazo de cinta adhesiva y luego se adhieren a la cinta de la almohadilla de ECG. Asegúrese de que cada pata contenida está en contacto con el gel de electrolito y el electrodo.

2. La adquisición del ECG

1. Dependiendo del equipo utilizado para la adquisición del ECG, confIGURA la máquina de modo que la forma de onda de ECG se puede visualizar en tiempo real. Para los registros de ECG utilizando los ajustes de monitorización fisiológica en una máquina de ecocardiografía, una imagen en modo B en vivo tendrá la forma de onda de ECG corriendo a lo largo de la parte inferior de la pantalla.
   Nota: Consulte las guías de usuario de la máquina individuales para determinar la mejor manera de configurar ese equipo.
2. Permitir la visualización en tiempo real de forma de onda de ECG pulsando la tecla en modo B en una máquina de ecocardiografía o el equivalente en otros dispositivos de grabación de ECG.
   1. Ajustar la resolución para dar cuenta de las diferencias en amplitud. Si el pico de la onda R o la cubeta (valle) de la onda Q están fuera del marco visual, ajustar la resolución hasta que se puede observar toda la altura de la forma de onda.
      Nota: Esto se puede hacer bajo la pestaña de configuración fisiológicas en una máquina de ecocardiografía. Haga clic en el aumento o disminución de las flechas hasta que toda la forma de onda es visible.
3. En cualquier momento en que una imagen es ser obtained, limpiar la almohadilla de ECG de herramientas. Tocar el ratón durante la grabación de ECG con unas pinzas o los dedos se perturbe la forma de onda. Asegúrese de que el ratón está todavía intacta y en la plataforma de ECG antes de grabar ECG.
4. Use "registro" de la máquina o característica "tienda" antes de hacer ninguna incisión quirúrgica en el ratón. Esta imagen se utilizará como base de referencia para la comparación más adelante.

3. Procedimiento Quirúrgico y grabación de ECG

1. Inyectar ratón anestesiado con analgésicos (buprenorfina, 1,5 mg, por vía intraperitoneal) antes de comenzar. Los detalles de la isquemia / reperfusión procedimiento quirúrgico también se pueden encontrar en otro lugar ^5.
2. Eliminar el vello alrededor del sitio quirúrgico química o mecánicamente y desinfectar la zona con una solución de betadine. Utilice un bisturí para realizar una incisión vertical paralelo al esófago y la tráquea. mover suavemente los ganglios linfáticos a cada lado de la incisión hasta que el tejido delgada que cubre la tráquea esexpuesto. Con unas pinzas, separar suavemente el tejido hasta que los anillos de cartílago blancas de la tráquea son visibles.
   Nota: Generalmente usamos loción Nair eliminación del vello. La loción se aplica en el sitio quirúrgico para ~ 1 min. a continuación, Nair se lava a fondo fuera utilizando solución salina o agua. Este método se prefiere en nuestro laboratorio porque alta resolución ecocardiografía (que puede detectar los folículos pilosos) se realiza antes y después de la cirugía. Sin embargo, se debe tener cuidado para evitar las zonas sensibles, como los genitales, y luego lavar a fondo el Nair fuera para evitar posibles quemaduras en la piel.
3. eliminar rápidamente la nariz del ratón de la nariz de cono e insertar los tubos de ventilación en la boca del ratón y hacia la garganta. Cuando la punta de la tubería de ventilación es visible a través de la zona del cuello expuesta, alinear el tubo con el inicio de la tráquea. Suavemente mueva el lado del tubo a lado mientras se aplica presión al alza hasta los toboganes de tubo en la tráquea que se puede confirmar visualmente tediante la tráquea translúcido.
4. Asegúrese de que el ratón permanece anestesiado durante el procedimiento de intubación. Pausa de la intubación y devolver el ratón a la ojiva si comienza a moverse.
5. El uso de un lazo de cuerda, enganchar dos dientes delanteros del ratón a través del lazo y la cinta de la cadena termina a la plataforma de ECG para estabilizar la cabeza del ratón y para asegurar el tubo de ventilación no se mueve durante la cirugía. adjuntar rápidamente tubos de ventilación para ventilador de roedores y ajustar la configuración de ventilación de acuerdo con el peso del ratón. Cinta de la tubería de ventilación en su lugar.
6. Cubrir la tráquea expuesta del ratón con una gasa empapada en solución salina caliente para mantener el tejido de la desecación.
7. Hacer una incisión vertical utilizando un bisturí a lo largo del lado izquierdo del esternón.
8. El uso de pinzas, suavemente separar la capa de fascia de la capa muscular. Corte con cuidado las capas musculares subyacentes sin cortar vasos sanguíneos visibles.
9. Con unas pinzas, tomar la tercera costilla y tirarhacia arriba con suavidad. Mantener el agarre en la costilla con una mano y usar tijeras quirúrgicas para cortar cuidadosamente el tejido intercostal entre la tercera y la cuarta costilla. Asegúrese de que los pulmones no están dañados.
   Nota: Los pulmones se retraerán profundamente en la cavidad del pecho casi inmediatamente después de la cavidad del pecho se perfora por la incisión quirúrgica debido a la pérdida del gradiente de presión. Espere hasta que los pulmones se han retraído antes de continuar.
10. El uso de fórceps para agarrar y suavemente separar la capa delgada de pericardio que rodea el corazón.
11. Inserte retractores o utilizar manualmente fórceps como retractores de costilla para mover las costillas en una posición en la que el corazón es visible entre las costillas.
    Nota: Es una práctica común para mover la pata inferior izquierda del ratón para que se coloque por encima de la pata inferior derecha durante la colocación de la ligadura. Esto ayuda a posicionar el corazón para que el apéndice auricular izquierdo, o aurícula, es fácilmente visible durante la colocación de la ligadura. Tenga en cuenta que el ECG válida waveforms no se obtendrán mientras que la pata inferior izquierda está fuera del electrodo. Por esta razón, es aconsejable volver la pata a su electrodo después de la ligadura de sutura se pasa a través del tejido miocárdico pero antes de un nudo se aprieta.
12. Busque la LAD visualmente, por debajo de la aurícula izquierda. Rápidamente insertar una aguja de sutura de seda 7-0 cónico en el miocardio lo suficiente como para pasar por debajo de la DA, pero no tan profundo como para penetrar en la cavidad del ventrículo izquierdo. Tire de la ligadura de sutura a través hasta que hay unos 4 cm de seda de sutura a la izquierda en el extremo libre (no agujas) de la ligadura de sutura.
13. Comenzar a atar un nudo simple sutura. Una vez que el extremo libre de la seda de sutura se ha tirado a través de los bucles para formar el nudo, pausa.
14. La celebración de los dos extremos libres y agujas de sutura de seda con unas pinzas, inserte una sección ~ 1 cm de PE-10 tubos por debajo del nudo y la formación de la cima de la superficie del epicardio.
15. Si se cruza la pata izquierda del ratón, devolver la pata a su favorpor electrodo. Apretar el nudo para que el tubo de PE-10 se sutura al corazón. Liberar todo contacto físico con el ratón para permitir ECG que desea grabar.
16. Permitir que la forma de onda de ECG para desplazarse a través de ~ 10 seg. Compruebe visualmente la forma de onda de ECG y registro de forma de onda como "Tiempo de oclusión". Si la onda T no aumenta en amplitud dentro de 1 min, reevaluar colocación de ligadura.
    1. Si la amplitud de la onda T no aumenta, o bien descartar el animal del estudio o el intento de corregir la colocación ligadura.
17. comprobar visualmente el color del miocardio isquémico confirmar palidez de la LV.
18. Si los cambios en el ECG y los cambios de color de miocardio indican isquemia, doble nudo de la sutura alrededor del tubo de PE-10.
19. Cubra la cavidad del pecho abierto con una gasa salina caliente.
20. Registro de ECG cada 5-10 min para la duración del período de isquemia.

4. Confirmación de la reperfusión Uso de ECG

1. Retire solución salina cala de gasaanillo de la cavidad torácica y visualizar el corazón.
2. Use una cuchilla para cortar la sutura de seda encima de la tubería de PE-10. Una vez que se corta la ligadura, eliminar la sección de tubo de PE-10 y retire con cuidado la ligadura de sutura del miocardio.
3. Liberar todo contacto físico con el ratón y permitir que la forma de onda de ECG ~ 10 segundos para recorrer. forma de onda de registro como "momento de la reperfusión." Continuar registrando las ondas de ECG cada 5-10 minutos hasta que se alcance el punto deseado de tiempo experimental.
4. Ajustar resolución de los cambios en la amplitud, según sea necesario. Si la onda T no cambia después de la retirada del tubo de PE-10 y la ligadura, la reperfusión no se confirma.
   1. Si la onda T no cambia tras la retirada del tubo, o bien descartar el animal del estudio o el intento de corregir la colocación ligadura.
5. Realice una inspección visual para confirmar miocardio, además de reperfusión por el retorno al color rojo.
6. Cerrar pecho cavidad suturando el espacio intercostal con un 5-0sutura de seda mientras se aplica una presión suave al pecho del ratón para expulsar el exceso de aire que ha entrado durante la cirugía. A continuación, la sutura de las capas musculares y finalmente, la piel. Nota: La aplicación de presión a la cavidad del pecho puede no ser suficiente para evacuar la cavidad del pecho de aire en todos los ratones. Por lo tanto, el método de la jeringa y la aguja de evacuación debe ser empleado para asegurar que todo el aire ha sido expulsado.
7. Grabar el último ECG antes de girar la anestesia inhalada apagado y la eliminación de las patas del ratón de los electrodos. Aumentar el oxígeno a 2 L / min y mantener la ventilación hasta que el ratón de recuperar la consciencia.
8. Permitir ratón para recuperar en un ambiente controlado de temperatura constante, por ejemplo, resistencia de calentamiento o incubadora caliente, para evitar la variabilidad del infarto. Tratar ratón con buprenorfina 24 horas después de la cirugía y después, según sea necesario, como se indica por la escala mueca ratón.
   Nota: Procedimiento para la reperfusión también se discute en detalle por Xu et al ^5.

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Resultados

Un ECG normal de murino se muestra en la Figura 2 con los marcadores alfabéticos para eventos eléctricos P, Q, R, S, T. J y P es la despolarización auricular inicial. QRS es la onda de despolarización en los ventrículos. J es la repolarización temprana y T representa la repolarización heterogénea también conocida como la recuperación ^11. Cabe señalar que muchos laboratorios no utilizan la nomenclatura de onda J y en lugar de referirse a la SJT-segme...

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Discusión

El uso de cambios en el ECG como un método complementario para la confirmación de la isquemia miocárdica y la reperfusión asegura la colocación precisa de la ligadura de oclusión. La exactitud de la colocación de ligadura es fundamental para reducir la variabilidad de los datos entre los animales. El LAD en un corazón de ratón es una arteria difícil de visualizar. Por lo tanto, que complementa palidez visual con cambios electrocardiográficos ayudará a asegurar la colocación correcta del daño a los tejidos ...

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Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Vevo 1100	Fujifilm Visual Sonics		Echocardiography Machine
Mouse Handling Plate	Fujifilm Visual Sonics		Heated ECG plate
Signa-Gel			Highly Conductive Multi-
Electrode Gel	Parker	15-25	Purpose Electrolyte
Transpore Medical Tape	3M	1527-0
PI-Spray II	Pharmaceutical Innovations	NDC 36-2013-25	Cleaning agent for ECG plate
C57Bl6 Mice	The Jackson Laboratory	000664	Male, 8 - 12 wk
IsoThesia-Isoflurane	Henry Schein	NDC 1169-0500-1
Excel	Microsoft
Systane Nighttime Lubricant Eye Ointment	Alcon	65050935
7-0 Perma-Hand Silk Sutures	Ethicon	640.O32
5-0 Perma-Hand Silk Sutures	Ethicon	K809.O32
Surgical Scissors	ROBOZ	RS-5881
Forceps	Fine Science Tools	11052-10
Gauze	Bio Nuclear Diagnostics Inc	DIS-022B
Needle Holder	Fine Science Tools	12565-14
Buprenex CIII	Patterson Veterinary	0-891-9756	Buprenorphine Hydrochloride Analgesic
Betadine	Purdue Products	67618-150-08
Nair	Church and Dwight Co.	NRSL-22339-05