Nuclear espectroscopía de resonancia magnética para la identificación de múltiples fosforilaciones de proteínas intrínsecamente desordenadas

Resumen

We describe here a method to identify multiple phosphorylations of an intrinsically disordered protein by Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy (NMR), using Tau protein as a case study. Recombinant Tau is isotopically enriched and modified in vitro by a kinase prior to data acquisition and analysis.

Resumen

Aggregates of the neuronal Tau protein are found inside neurons of Alzheimer's disease patients. Development of the disease is accompanied by increased, abnormal phosphorylation of Tau. In the course of the molecular investigation of Tau functions and dysfunctions in the disease, nuclear magnetic resonance (NMR) spectroscopy is used to identify the multiple phosphorylations of Tau. We present here detailed protocols of recombinant production of Tau in bacteria, with isotopic enrichment for NMR studies. Purification steps that take advantage of Tau's heat stability and high isoelectric point are described. The protocol for in vitro phosphorylation of Tau by recombinant activated ERK2 allows for generating multiple phosphorylations. The protein sample is ready for data acquisition at the issue of these steps. The parameter setup to start recording on the spectrometer is considered next. Finally, the strategy to identify phosphorylation sites of modified Tau, based on NMR data, is explained. The benefit of this methodology compared to other techniques used to identify phosphorylation sites, such as immuno-detection or mass spectrometry (MS), is discussed.

Introducción

Uno de los principales retos de la atención sanitaria en el siglo ²¹ son enfermedades neurodegenerativas como la enfermedad de Alzheimer (EA). Tau es una proteína asociada a los microtúbulos que estimula la formación de microtúbulos (MT). Tau está igualmente implicado en varias enfermedades neurodegenerativas, llamados tauopatías, de los cuales el más conocido es AD. En estos trastornos, auto-tau agregados en filamentos helicoidales emparejados (PHFs) y se encuentra modificada por muchos residuos de acuerdo con las modificaciones posteriores a la traducción (PTMs) como la fosforilación ^1. La fosforilación de la proteína tau está implicada tanto en la regulación de su función fisiológica de estabilización MT y la pérdida patológica de función que caracteriza las neuronas AD.

Además, la proteína Tau, cuando se integra en PHFs en las neuronas enfermas, es invariablemente hyperphosphorylated ^2. A diferencia de tau normal que contiene 2-3 grupos fosfato, la Tau hiperfosforilada en PHFs contiene 5-9 Phosphatgrupos e ^3. Hiperfosforilación de Tau corresponde tanto a un aumento de la estequiometría en algunos sitios y a la fosforilación de los sitios adicionales que se denominan sitios patológicos de fosforilación. Sin embargo, existe superposición entre los patrones normales de un adulto de la fosforilación de AD y, a pesar de las diferencias cuantitativas en el nivel ^4. Cómo algunos eventos de fosforilación función de influencia y la disfunción del Tau sigue siendo desconocida. Nuestro objetivo es descifrar la regulación Tau por PTM a nivel molecular.

Para profundizar en la comprensión de los aspectos moleculares de Tau, tenemos que hacer frente a los desafíos técnicos. En primer lugar, Tau es una proteína intrínsecamente desordenados (IDP) cuando se aíslan en solución. Tales proteínas carecen de estructura tridimensional bien definido en condiciones fisiológicas particulares y requieren métodos biofísicos para estudiar su función (s) y las propiedades estructurales. Tau es un paradigma para la clase creciente de desplazados internos, a menudo se encuentran asociados conpatologías tales como enfermedades neurodegenerativas, por lo tanto aumentando el interés de comprender los parámetros moleculares que subyacen a sus funciones. En segundo lugar, la caracterización de la fosforilación de Tau es un reto analítico, con 80 sitios de fosforilación potenciales a lo largo de la secuencia de la isoforma más larga de Tau 441 amino-ácido. Un número de anticuerpos Se han desarrollado contra epítopos fosforilados de Tau y se utilizan para la detección de Tau patológico en neuronas o tejido cerebral. fosforilación eventos pueden tener lugar en al menos 20 lugares elegidos por las quinasas dirigidas por prolina, la mayoría de ellos en las proximidades de la región rica en prolina. El cualitativa (qué sitios?) Y cuantitativo (lo estequiometría?) La caracterización es difícil, incluso por las más recientes técnicas MS ^5.

espectroscopía de RMN se puede utilizar para investigar proteínas desordenadas que son altamente sistemas dinámicos constituidos de conjuntos de confórmeros. espectroscopía de RMN de alta resolución fue aplied para investigar la estructura y función de la proteína Tau. Además, la complejidad del perfil de fosforilación de Tau condujo al desarrollo de herramientas moleculares y nuevos métodos de análisis utilizando RMN para la identificación de sitios de fosforilación de ^{6 - 8.} NMR como un método de análisis permite la identificación de sitios de fosforilación de tau de una manera global, la visualización de todas las modificaciones de sitio único en un único experimento, y la cuantificación de la extensión de la incorporación de fosfato. Este punto es esencial, ya que aunque los estudios de fosforilación de Tau abundan en la literatura, la mayoría de ellos se han realizado con anticuerpos, dejando un alto grado de incertidumbre sobre el perfil completo de fosforilación y por lo tanto el verdadero impacto de los eventos de fosforilación individuales. quinasas recombinantes incluyendo PKA, 3β-glucógeno sintasa quinasa (GSK3), dependiente de ciclina quinasa 2 / ciclina A (CDK2 / CycA), la quinasa dependiente de ciclina 5 (CDK5) / p25 actoproteína ivator, quinasa 2 extracelular de señal regulada (ERK2) y microtúbulos afinidad de regulación de quinasa (MARK), que muestran actividad de fosforilación hacia Tau, se pueden preparar en una forma activa. Además, los mutantes Tau que permiten la generación de isoformas específicas de la proteína Tau con patrones de fosforilación bien caracterizados se utilizan para descifrar el código de la fosforilación de Tau. Espectroscopía de RMN se utiliza entonces para caracterizar muestras de Tau enzimáticamente modificados ^{6 - 8.} Aunque la fosforilación in vitro de Tau es más difícil que pseudo-fosforilación como por mutación de seleccionado Ser / Thr en residuos de ácido glutámico (Glu), este enfoque tiene sus méritos. De hecho, ni los de impacto ni de interacción parámetros estructurales de la fosforilación siempre se pueden imitar por los ácidos glutámico. Un ejemplo es el motivo a su vez observado alrededor de fosfoserina 202 (pSer202) / phosphothreonine 205 (pThr205), que no se reproduce con mutaciones Glu ^9.

Aquí, la preparación de Tau marcado isotópicamente para las investigaciones de RMN se describirá primero. proteína tau fosforilada por ERK2 se modifica en numerosos sitios descritos como sitios de fosforilación patológicos, y por lo tanto representa un modelo interesante de tau hiperfosforilada. Se presenta un protocolo detallado de Tau en la fosforilación in vitro por ERK2 quinasa recombinante. ERK2 se activa por la fosforilación por la proteína quinasa activada por mitógeno / ERK quinasa (MEK) ^10-12. Además de la preparación de proteína modificada, marcado isotópicamente Tau, la estrategia NMR utilizado para la identificación de la PTM se describe.

Protocolo

1. Producción de ¹⁵ N, ¹³ C-Tau (Figura 1)

1. Transformar pET15b-Tau T7 recombinante plásmido de expresión de ^13,14 en BL21 (DE3) células bacterianas competentes de Escherichia coli ^15.
   NOTA: el ADNc que codifica para la más larga (441 residuos de aminoácidos) isoforma Tau se clona entre los sitios de restricción NcoI y XhoI en el plásmido pET15b.
   1. Mezclar suavemente 50 l de BL21 competente (DE3), formando 1-5 x 10 ⁷ colonias por g de ADN plásmido, con 100 ng de ADN plasmídico en un tubo de plástico 1,5 ml.
      NOTA: codón de uso optimizado cepas bacterianas para la expresión de ADNc eucariota no son esenciales para producir Tau humano.
   2. Colocar la mezcla de células en hielo durante 30 min y después de choque térmico de 10 segundos a 42 ° C. Coloque el tubo de nuevo en hielo durante 5 minutos y añadir 1 ml de la temperatura ambiente LB (Luria-Bertani). Incubar la suspensión bacteriana a 37 ° C durante 30 min bajo suaveagitación.
2. Extender el uso de un asa de siembra de 100 l de suspensión de células uniformemente sobre una placa de agar de medio LB que contiene 100 mg / ml de antibiótico ampicilina.
3. Incubar la placa de selección durante 15 horas a 37 ° C.
4. Mantenga la placa de selección a 4 ° C hasta que proceder a la etapa de cultivo, para un máximo de 2 semanas aproximadamente.
   NOTA: un stock de glicerol de cultivo bacteriano (50% de glicerol), almacenados a -80 ° C, se puede preparar para iniciar el cultivo en una etapa posterior.
5. Añadir 1 ml 1 M MgSO _4, 1 ml mM CaCl ₂ 100, 10 ml 100x MEM vitamina complemento, 1 ml 100 mg / ml de ampicilina a 1 L de sales M9 autoclave (6 g Na ₂ HPO _4, 3 g KH ₂ PO ₄ , 0,5 g de NaCl).
   NOTA: Un precipitado blanco se forma después de la adición de la solución de CaCl ₂ a las sales M9 que se disipa rápidamente.
6. Solubilizar 300 mg de N ^{15, C-13} medio completo, 1 g de ¹⁵NH ₄ Cl y 2 g de ¹³ C ₆ -glucosa en 10 ml de medio M9. Filtros de esterilizar la solución isótopo usando un filtro de 0,2 micras, directamente en el medio M9.
7. Suspender el uso de una inoculación de bucle una colonia de pET15b-Tau transformado bacterias de la placa de selección en 20 ml de medio LB suplementado con 100 mg / ml de ampicilina.
8. Incubar el medio inoculado a 37 ° C durante aproximadamente 6 horas.
9. Medir la densidad óptica a 600 nm (OD ₆₀₀₎ en 1 ml de una dilución de diez veces de cultivo bacteriano en una cubeta de espectrómetro de plástico.
   NOTA: La turbidez del cultivo bacteriano correspondiente a OD ₆₀₀ de 3,0 a 4,0 indica que se alcanza la fase de crecimiento de saturación.
10. Añadir 20 ml del cultivo LB saturado a 1 L de medio de crecimiento M9 suplementado con ampicilina (100 mg concentración final / ml), en 2 de plástico L matraz Erlenmeyer de cultura desconcertado.
11. Colocar el frasco de cultivo en una incubadora programable ajustado a 10 °C y 50 rpm. Programar la incubadora para cambiar a 200 rpm y 37 ° C temprano en la mañana del día siguiente.
12. Medida OD ₆₀₀ en 1 ml de cultivo bacteriano en una cubeta de espectrómetro de plástico. Añadir 400 l de 1 M de IPTG (isopropil β-D-1-tiogalactopiranósido) solución madre (mantenido a -20 ° C) cuando OD ₆₀₀ alcanza un valor de aproximadamente 1,0 para inducir la expresión de la proteína tau recombinante.
13. Continuar la incubación a 37 ° C durante un 3 horas más. Recoger las células bacterianas por centrifugación a 5000 xg durante 20 min.
14. Congelar el sedimento bacteriano a -20 ° C. Mantener congelado hasta la etapa de purificación, por un período prolongado si es necesario.

2. Purificación de ¹⁵ N, ¹³ C-Tau (Figura 2)

1. Autoclave de intercambio catiónico (CEX) amortiguadores de purificación a 121 ° C bajo 15 psi durante 20 min. tampones se almacenan a 4 ° C.
2. Descongelar el pellet de células bacterianas y resuspender a fondo en 45 mlde extracción CEX Un tampón (50 mM de tampón NaPi pH 6,5, EDTA 1 mM) recién suplementado con 1x de cóctel inhibidor de la proteasa (1 comprimido) y DNAseI (2.000 unidades).
3. Romper las células bacterianas usando un homogeneizador de alta presión a 20.000 psi. 3-4 pases son necesarios. Centrifugar a 20.000 xg durante 40 min para eliminar el material insoluble.
4. Calentar el extracto de células bacterianas durante 15 minutos a 75 ° C usando un baño de agua.
   NOTA: se observa un precipitado blanco después de unos pocos minutos.
5. Centrifugar a 15.000 xg durante 20 min y mantener el sobrenadante que contiene la proteína Tau estable al calor.
6. Almacenar a -20 ° C hasta la siguiente etapa de purificación, si es necesario.
7. Realizar una cromatografía de intercambio catiónico sobre una resina CEX fuerte embalado como una columna de 5 ml cama usando una cromatografía líquida rápida de proteínas del sistema (FPLC) (Figura 3 A).
   1. Ajuste del caudal de 2,5 ml / min.
   2. Equilibrar la columna en tampón A CEX
   3. Cargar el climatizada- 60-70 mlextracto que contiene Tau usando una bomba de muestra, o, alternativamente, la bomba A, en función del sistema. Recoger el flujo a través de análisis para verificar que la proteína Tau es vinculante de manera eficiente a la resina (ver 2.8).
   4. Lavar la resina con CEX Un tampón hasta que la absorbancia a 280 nm es de nuevo a valor de línea base.
   5. Eluir Tau de la columna usando un gradiente de NaCl de tres pasos obtenido por aumento gradual de tampón CEX B (CEX un tampón con 1 M NaCl). Programa de la FPLC de la siguiente manera: primero el paso del gradiente a un tampón de 25% CEX B en 10 volúmenes de columna (CV) para llegar a NaCl 250 mM, segundo paso a un tampón de 50% CEX B en 5 CV para llegar a NaCl 500 mM, y tercera etapa al 100% de tampón B en CEX 2 CV para llegar a 1 M de NaCl. Recoger fracciones de 1,5 ml durante los pasos de elución.
8. Analizar 10 l de las fracciones recogidas durante la etapa de elución mediante SDS-PAGE (12% de gel de SDS-acrilamida) y tinción con Coomassie (Figura 3 A) ^16. Compruebe la etapa de carga en la columna a su vez por Analyzing 10 l de el flujo a través.
9. Elija las fracciones que contienen Tau y agrupar estas fracciones para el siguiente paso.
10. Realizar un intercambio de tampón en fracciones que contienen Tau agrupados (Figura 3 B).
    1. Equilibrar una columna de desalación de 53 ml G25 resina de lecho compacto (26 x 10 cm) en mM de bicarbonato de amonio 50 (tampón volátil) utilizando un sistema de FPLC.
    2. Set velocidad de flujo a 5 ml / min. Se inyecta la muestra de Tau en la columna a través de un bucle de inyección de 5 ml. Recoger fracciones correspondientes al pico de absorción a 280 nm.
    3. Repetir la inyección 3-4 veces, dependiendo del volumen de la piscina inicial CEX.
11. Calcular la cantidad de proteína Tau purificada utilizando el área del pico del cromatograma a 280 nm (1 mg de Tau corresponde a 140 mUA * ml).
    NOTA: El coeficiente de extinción de la proteína Tau a 280 nm es 7,550 M ^-1 cm ^-1. Tau no contiene residuos de Trp.
12. La piscina todas las fracciones Tau.
13. aliquot la muestra en tubos que contenían el equivalente de 1 a 5 mg de Tau. Elija estos tubos de modo que el volumen de la solución es pequeño comparado con el volumen del tubo (por ejemplo, 5 ml de la solución en un tubo de 50 ml).
14. Perforar agujeros en las tapas de los tubos utilizando una aguja. Tau congelar las muestras a -80 ° C.
15. muestras Liofilizar Tau. proteína liofilizada Tau puede mantenerse a -20 ° C durante largos períodos de tiempo.

3. En Vitro La fosforilación de ¹⁵ N-Tau

1. Disolver 5 mg de Tau liofilizado en 500 l de tampón de fosforilación (Hepes 50 mM · KOH, pH 8,0, 12,5 mM _MgCl2, 1 mM EDTA, NaCl 50 mM).
2. Añadir ATP 2,5 mM (25 l de solución madre 100 mM mantuvieron a -20 ° C), DTT 1 mM (1 l de solución madre de M 1 se mantuvieron a -20 ° C), mM EGTA 1 (2 l de una acción 0,5 M solución), 1x cóctel inhibidor de proteasa (25 l de una acción 40x obtenida disolviendo 1 comprimido en tampón de 1 ml fosforilación) y 181; M activado su-ERK2 (250 l en tampón de conservación de 10 mM Hepes, pH 7,3, DTT 1 mM, 5 mM _MgCl2, NaCl 100 mM y glicerol al 10%, almacenado a -80 ° C) en un volumen total de la muestra de 1 ml.
   NOTA: El activado su-ERK2 se puede preparar en la casa ^5,8 por fosforilación con la quinasa MEK.
3. Incubar 3 horas a 37 ° C.
4. Calentar la muestra a 75 ° C durante 15 min para inactivar ERK quinasa.
5. Centrifugar a 20.000 xg durante 15 min. Recoger y guardar el sobrenadante.
6. Desalar la muestra de proteína en 50 mM de bicarbonato de amonio usando una columna de 3,45 ml G25 resina de lecho empaquetado (1,3 x 2,6 cm), que es adecuado para una muestra de 1 ml.
7. Ejecutar un 12% SDS-PAGE ¹⁶ con 2,5 l de la muestra de proteína para comprobar tanto su integridad y la fosforilación eficiente (Figura 4).
8. Liofilizar la muestra Tau fosforilada. Guarde el polvo a -20 ° C.

4. La adquisición de espectros de RMN (Figura 5)

1. Solubilizar 4 mg de liofilizado ¹⁵ N, ¹³ C ERK fosforilada-Tau en 400 l de tampón RMN (NaPi 50 mM o 50 mM Tris- deuterados d11 .CL, pH 6,5, NaCl 30 mM, EDTA 2,5 mM y DTT 1 mM).
2. Añadir 5% D ₂ O para el bloqueo de campo del espectrómetro de RMN y TMSP 1 mM (3- (trimetilsilil) sal de sodio ₄ ácido propiónico-2,2,3,3-d)) como referencia de señal de RMN interna. Añadir 10 l de una solución social de 40x completo cóctel inhibidor de proteasa.
3. Transferir la muestra en un tubo de RMN de 5 mm usando una jeringa electrónica con una aguja larga o una pipeta Pasteur. Cerrar el tubo de RMN utilizando el émbolo. Eliminar cualquier burbuja de aire atrapada entre el émbolo y el líquido por los movimientos de émbolo.
4. Se coloca el tubo de RMN en una ruleta. Ajuste su posición vertical en la ruleta con el calibre adecuado para la cabeza de la sonda de RMN utilizado, de tal manera que la mayor parte de la solución de muestra habrá dentro de la bobina RMN.
5. Iniciar el flujo de aire: haga clic en Levanton la ventana de sistema de control de imán. Colocar con cuidado el spinner con el tubo en el flujo de aire en la parte superior de la cavidad del imán. Detener el flujo de aire (click ascensor) y dejar que el tubo de descender en su lugar dentro de la cabeza de la sonda en el imán.
6. Ajuste la temperatura a 25 ° C (298 K).
7. Utilizar la sintonización semiautomático y la congruencia de la cabeza de la sonda para optimizar la transmisión de energía. Escriba ATMM en la línea de comandos.
8. Bloquear la frecuencia del espectrómetro utilizando la señal de _D2O de la muestra, en el canal de deuterio. Haga clic en la ventana de bloqueo de sistema de control de imán.
9. Iniciar el procedimiento de calce para optimizar la homogeneidad del campo magnético en la posición de la muestra. Escriba topshim interfaz gráfica de usuario en la línea de comando para abrir la ventana de cuña. Haga clic en Inicio en la ventana de cuña. Comprobar el valor de la variación estándar B0 residual para verificar que las cuñas son óptimas (menos de 2 Hz es bueno).
10. Calibrar el parámetro p1 (longitud de un protónpulso de radiofrecuencia en microsegundos), que es necesario para obtener una rotación de giros de protones 90 °. Objetivo para el impulso de 360 ° utilizando un espectro 1D de protones del agua (Figura 6).
11. Ajustar la frecuencia de desplazamiento estableciendo el parámetro o1 (en Hz) a la frecuencia de protones del agua en el espectro 1D (Figura 6).
12. Iniciar la adquisición de un espectro de protón 1D (secuencia de impulsos con la secuencia de esclusa para la supresión de la señal de agua, por ejemplo zggpw5) para verificar las señales de la muestra (Figura 7). Adaptar el número de exploraciones a la concentración relativa de proteínas. Zg escriba en la línea de comandos para iniciar la adquisición.
13. Configurar parámetros adicionales para la adquisición de un 2D ^[1 H, ¹⁵ N] espectro HSQC (pulso secuencia hsqcetfpf3gpsi, las Figuras 8-9).
    1. Para un ¹⁵ N, ¹³ C etiquetado de la muestra, desacoplar ¹³ C durante la evolución indirecta ^15N.
    2. Establecer el número de puntos y el ancho espectral (ppm) en el ^1H (F2) y ¹⁵ N dimensiones (F1).
       NOTA: Adaptar el número de puntos de datos de adquisición al campo espectrómetro para mantener un número similar de Hz por punto y limitar los tiempos de desacoplamiento: utilizar 3.072 puntos a 900 MHz y 2.048 puntos a 600 MHz, en la dimensión ^1H.
    3. Optimizar los parámetros adicionales en las secuencias de pulsos, lo que corresponde a los retrasos, longitudes de pulso, que se compensan las frecuencias, niveles de potencia. Tipo obre la base de la línea de comandos para visualizar todos los parámetros relevantes para el experimento.
14. Establecer parámetros para la adquisición de un 3D ^[1 H, ¹⁵ N, ¹³ C] espectro HNCACB (secuencia de pulsos hncacbgpwg3d, Figura 10A) a 600 MHz.
15. Establecer parámetros para un 3D ^[1 H, ¹⁵ N, ¹⁵ N] experimento HNCANNH (pulso secuencia hncannhgpwg3d) a 600 MHz. Establecer el número de puntos de 2048 en el ¹ y H, 64y 128 puntos en las dos ¹⁵ N dimensiones. Definir las anchuras espectrales como 14, 25, 25 partes por millón (ppm) centrado en el 4.7, 119, 119 ppm en el ¹ H, ¹⁵ N y ¹⁵ N dimensiones. Duración de adquisición con 16 exploraciones es de 1 día y 22 hr.

5. Identificación de los sitios de fosforilación

1. Los espectros de proceso utilizando software de adquisición y procesamiento de RMN.
   1. Realizar una transformación de Fourier de los datos (Figura 7). Tipo de pies para un espectro 1D, XFB para un espectro 2D o ft3d para un espectro 3D, en la línea de comandos.
   2. Fase y la referencia de todos los espectros (Figura 7C) usando las ventanas interactivas.
2. Identificar las resonancias de interés en el HSQC 2D potencialmente correspondiente a los residuos fosforilados Ser y Thr (Figura 9, la caja roja).
3. Planos del extracto (es decir, 2D ¹ H- ¹³ C espectros) a partir deel espectro C 3D ^{1 H-15} N ¹³ N ¹⁵ utilizando los desplazamientos químicos de las resonancias de interés en el 2D. Utilice el cursor de dimensión 2 (W2) para elegir la frecuencia de ¹⁵ N correspondiente al plano (W1-W3) para ser visualizado (Figura 10B).
4. Recoger las frecuencias de resonancia de 'CA' y ¹³ núcleos 'CB' C de la 'i' y residuos 'i-1' (conjunto más débil de las señales en comparación con los del residuo i) para cada ^[1 H, ¹⁵ N] resonancia de interés en el espectro HNCACB 3D haciendo clic en la resonancia, en el menú del modo de puntero encontrar / agregar pico, para añadir el valor del desplazamiento químico en un archivo de lista de pico.
   1. Identificar el tipo de residuo IR, pSer o pThr, mediante la comparación de los desplazamientos químicos en el pico de la lista de valores conocidos de CA y CB desplazamientos químicos de pSer y pThr ^17.
   2. Identificar la presencia de un residuo Pro en la posición 1 + i por una característica adicional de 2 ppm de desplazamiento of el valor del desplazamiento químico CA ^18.
   3. Comparación de los valores de desplazamiento químico de las resonancias de CA y CB que corresponde al residuo i-1 a una tabla de los desplazamientos químicos previstos para Tau residuos de aminoácidos ¹⁹ para identificar la naturaleza del residuo en la posición i-1.
5. Recoger las frecuencias de resonancia de ¹⁵ N núcleos de la "i" y residuos 'I-1' para cada una de resonancia ^[1 H, ¹⁵ N] de interés en el espectro HNCANNH.
6. Compara los ¹⁵ N valores de desplazamiento químico a la asignación de desplazamiento químico de la proteína Tau ^{20 - 23.}
7. Comparación de los dipéptidos identificados con la secuencia de Tau para definir la asignación específica de la secuencia.

Resultados

La figura 3A muestra un pico de absorción principal a 280 nm observados durante el gradiente de elución. Este pico corresponde a la proteína Tau purificada como se ve en el gel de acrilamida por encima del cromatograma. La Figura 3B muestra un pico de absorción bien separados a 280 nm y un pico de conductividad, asegurándose de que el desalado de la proteína es eficiente. La Figura 4 muestra la proteína gel de cambio observado por análisis de SDS-PAGE ¹⁶ característico d...

Discusión

Hemos utilizado la espectroscopía de RMN para caracterizar muestras de Tau enzimáticamente modificados. La expresión recombinante y la purificación se describe aquí para la proteína tau humana de longitud completa de manera similar se pueden utilizar para producir mutantes Tau o Tau dominios. Isotópicamente la proteína es necesaria enriquecido para espectroscopía de RMN, lo que exige de expresión recombinante. La identificación de sitios de fosforilación requiere la asignación de resonancia y una proteína ...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
pET15B recombinant T7 expression plasmid	Novagen	69257	Keep at -20 °C
BL21(DE3) transformation competent E. coli bacteria	New England Biolabs	C2527I	Keep at -80 °C
Autoclaved LB Broth, Lennox	DIFCO	240210	Bacterial Growth Medium
MEM vitamin complements 100x	Sigma	58970C	Bacterial Growth Medium Supplement
15N, 13C-ISOGRO complete medium powder	Sigma	608297	Bacterial Growth Medium Supplement
15NH4Cl	Sigma	299251	Isotope
13C6-Glucose	Sigma	389374	Isotope
Protease inhibitor tablets	Roche	5056489001	Keep at 4 °C
1 tablet in 1 ml is 40x solution that can be kept at -20 °C
DNaseI	EUROMEDEX	1307	Keep at -20 °C
Homogenizer (EmulsiFlex-C3)	AVESTIN		Lysis is realized at 4 °C
Pierce™ Unstained Protein MW Marker	Pierce	266109
Active human MEK1 kinase, GST Tagged	Sigma	M8822	Keep at -80 °C
AKTÄ Pure chromatography system	GE Healthcare		FPLC
HiTrap SP Sepharose FF (5 ml column)	GE Healthcare	17-5156-01	Cation exchange chromatography columns
HiPrep 26/10 Desalting	GE Healthcare	17-5087-01	Protein Desalting column
PD MidiTrap G-25	GE Healthcare	28-9180-08	Protein Desalting column
Tris D11, 97% D	Cortecnet	CD4035P5	Deuterated NMR buffer
5 mm Symmetrical Microtube SHIGEMI D2O (set of 5 inner & outerpipe)	Euriso-top	BMS-005B	NMR Shigemi Tubes
eVol kit-electronic syringe starter kit	Cortecnet	2910000	Pipetting
Bruker 900 MHz AvanceIII with a triple resonance cryogenic probehead	Bruker		NMR spectrometer for data acquisition
Bruker 600 MHz Avance with a triple resonance cryogenic probehead	Bruker		NMR spectrometer for data acquisition
TopSpin 3.1	Bruker		Acquisition and Processing software for NMR experiments
Sparky 3.114	UCSF (T. D. Goddard and D. G. Kneller)		NMR data Analysis software