Dirigirse a los medicamentos a los macrófagos de peces cebra sellos larvarios mediante la inyección de liposomas con drogas

Resumen

Aquí, describimos la síntesis de liposomas cargados de drogas y su microinyección en peces cebra larvales con el propósito de dirigir la administración de fármacos a células de linaje de macrófagos.

Resumen

Las larvas de pez cebra (Danio rerio) se han convertido en un modelo popular para investigar las interacciones huésped-patógeno y la contribución de las células inmunitarias innatas a la enfermedad inflamatoria debido a su sistema inmunitario innato funcionalmente conservado. También se utilizan ampliamente para examinar cómo las células inmunitarias innatas ayudan a guiar los procesos de desarrollo. Al aprovechar la transparencia óptica y la tractabilidad genética del pez cebra larvaria, estos estudios a menudo se centran en enfoques de imágenes en vivo para caracterizar funcionalmente a los macrófagos y neutrófilos marcados fluorescentemente dentro de los animales intactos. Debido a su diversa heterogeneidad funcional y a su papel en constante expansión en la patogénesis de la enfermedad, los macrófagos han recibido una atención significativa. Además de las manipulaciones genéticas, las intervenciones químicas se utilizan ahora de forma rutinaria para manipular y examinar el comportamiento de los macrófagos en el pez cebra larvario. La administración de estos medicamentos se limita típicamente a la orientación pasiva de drogas libres a través de la inmersión directa o microinyección. Estos enfoques se basan en la suposición de que cualquier cambio en el comportamiento de los macrófagos es el resultado de un efecto directo de la droga en los propios macrófagos, y no una consecuencia posterior de un efecto directo sobre otro tipo de célula. Aquí, presentamos nuestros protocolos para apuntar a medicamentos específicamente a los macrófagos de peces cebra larvarios mediante liposomas fluorescentes cargados de drogas por microinyección. Revelamos que los liposomas fluorescentes azules cargados con drogas modificados por poloxámero s 188 son fácilmente tomados por los macrófagos, y no por los neutrófilos. También proporcionamos evidencia de que los medicamentos entregados de esta manera pueden afectar la actividad de los macrófagos de una manera consistente con el mecanismo de acción de la droga. Esta técnica será de valor para los investigadores que deseen garantizar la orientación de fármacos a los macrófagos y cuando los fármacos son demasiado tóxicos para ser suministrados por métodos tradicionales como la inmersión.

Introducción

El sistema de fagocitos mononucleares proporciona una primera línea de defensa contra los patógenos invasores. Este sistema consiste en monocitos, células dendríticas derivadas de monocitos y macrófagos, que profanan activamente patógenos extraños, limitando así la propagación de patógenos. Además de estas funciones de efector fagocítico y microbicida, las células dendríticas y los macrófagos también son capaces de producir citoquinas y antígeno-presentación para activar el sistema inmune adaptativo¹. De estas células, los macrófagos han recibido especial atención debido a su diversa heterogeneidad funcional y su implicación en múltiples enfermedades inflamatorias, desde la autoinmunidad y las enfermedades infecciosas hasta el cáncer^2,3,4,5,6,7. La plasticidad de los macrófagos y su capacidad para adaptarse funcionalmente a las necesidades de su entorno tisular requieren enfoques experimentales para observar e interrogar directamente estas células in vivo.

Los peces cebra larvaria son un organismo modelo ideal para estudiar la función y plasticidad de los macrófagos in vivo^8. La transparencia óptica del pez cebra larval proporciona una ventana para observar directamente el comportamiento de los macrófagos, especialmente cuando se combina con líneas de reporterotransgénicos que marcan los macrófagos. La explotación del potencial de imagen en vivo y la tractabilidad experimental del pez cebra larval ha dado lugar a muchos conocimientos significativos sobre la función de los macrófagos que tienen relevancia directa para la enfermedad humana^{9,10,11,12,13,14,15}. Muchos de estos estudios también han aprovechado la alta conservación de la actividad farmacológica en el pez cebra (un atributo que sustenta su uso como plataforma entera de descubrimiento de fármacos animales^16,17,18), mediante la utilización de intervenciones químicas para manipular farmacológicamente la función de los macrófagos. Hasta la fecha, estos tratamientos farmacológicos se han suministrado en su mayoría ya sea a través de la inmersión, que requiere que el fármaco sea soluble en agua, o mediante la microinyección directa de fármaco libre(Figura 1A). Las limitaciones de estas estrategias de entrega pasiva incluyen efectos fuera del objetivo y toxicidad general que pueden impedir evaluar cualquier impacto en la función de los macrófagos. Además, al investigar los efectos farmacológicos en los macrófagos se desconoce si los fármacos están actuando sobre los propios macrófagos o a través de mecanismos más indirectos. Al realizar estudios de intervención química similares para investigar la función de los macrófagos, reconocimos que había una necesidad insatisfecha de desarrollar un método de administración económico y sencillo para dirigir fármacos específicamente a los macrófagos.

Los liposomas son vesículas bicapas microscópicas, biocompatibles y lipídicas que pueden encapsular proteínas, nucleótidos y carga de fármacos^19. La estructura bicapa de lípidos unilamellar o multilamellar de liposomas forma un lumen interno acuoso donde se pueden incorporar fármacos solubles en agua, mientras que los fármacos hidrófobos se pueden integrar en las membranas lipídicas. Además, las propiedades fisicoquímicas de los liposomas, incluyendo el tamaño, la carga y las modificaciones de la superficie se pueden manipular para adaptar su orientación a células específicas^20,21. Estas características de los liposomas los han convertido en un vehículo atractivo para suministrar drogas y mejorar la precisión de los regímenes de tratamiento actuales^20. Como los liposomas son naturalmente fagocitos por macrófagos (una característica explotada por su uso rutinario en la entrega de clodronato específicamente a macrófagos para experimentos de ablación²²), se presentan como una opción atractiva para la administración de fármacos específicos de macrófagos(Figura 1B).

Este protocolo describe la formulación de fármacos en liposomas fluorescentes azules recubiertos con el poloxámero de polímero hidrófilo 188, que forma una capa protectora en la superficie del liposomas y se ha demostrado que mejora la retención de fármacos y tiene una biocompatibilidad superior^23. Poloxámero fue elegido para el recubrimiento superficial de liposomas como nuestra investigación anterior había demostrado que, en comparación con los liposomas modificados de polietilenglicol, liposomas modificados de poloxámero mostraron una mejor biocompatibilidad después de la inyección subcutánea de patas de rata y farmacocinética similar en conejos después de la perfusión intravenosa²³. También se describen protocolos para su microinyección en peces cebra larvales e imágenes en vivo para evaluar su capacidad de selección de macrófagos y su localización en compartimentos intracelulares necesarios para la degradación de los liposomas y la administración de fármacos citoplasmáticos. Como prueba de concepto hemos utilizado previamente esta técnica para apuntar dos fármacos a los macrófagos para suprimir su activación en un modelo larvario de pez cebra de inflamación aguda de gota^24. Esta técnica de administración de fármacos amplía el "kit de herramientas" químico disponible para los investigadores de peces cebra que desean garantizar la meta de los macrófagos de sus fármacos de interés.

Protocolo

1. Preparación de liposomas con etiqueta azul Marina con carga farmacológica

NOTA: Los liposomas que llevan el tinte fluorescente azul, Marina Blue y el medicamento se preparan utilizando un método de hidratación de película delgada con la inserción posterior del poloxámero 188. Todos los procedimientos se realizan a temperatura ambiente a menos que se especifique lo contrario. Los liposomas de control solo llevan marina azul y PBS. El ejemplo aquí describe la carga de liposomas con un fármaco antioxidante dirigido a las mitocondrias²⁵ que se utiliza en los resultados representativos como prueba de concepto.

1. Para preparar liposomas, disolver 16,4 mg (22,2 émol) de los fosfolípidos 1,2-dipalmitoyl-sn-glicero-3-fosfocolina (ver Tabla de Materiales),4.3 colesterol mg (11,1 émol) (ver Tabla de Materiales) y 2,8 mg (3,7 omol) 1,2-diseteroyl-sn-glicero-3-fosfocolina (ver Tabla de Materiales, en 3 ml de cloroformo:metanol (3:1 v/v) en un matraz de fondo redondo de 25 ml.
2. A la mezcla anterior, añadir 31 nmol de Marina Blue 1,2-dihexadecanoyl-sn-glycero-fosfoethanolamine (ver Tabla de Materiales)y 300 nmol de un fármaco inhibidor de mROS (ver Tabla de Materiales)y sonicar brevemente para disolver completamente. Para los liposomas de control, sólo añadir Marina Blue 1,2-dihexadecanoyl-sn-glycero-fosfoetanolamina.
   NOTA: Para evitar el fotoblanqueo del colorfluorescente sensible Marina Blue, proteja todos los procedimientos de la luz, siempre que sea posible. Esto también es importante si el medicamento a cargar es sensible a la luz.
3. Retire el disolvente lentamente sobre un evaporador rotatorio (ver Tabla de Materiales)sobre un baño de agua con temperatura controlada ajustado a 45 oC girando a 75 rpm bajo presión de vacío (200 mbar durante 15 min y luego 0 mbar durante 20 min). Esto forma una película lipídica delgada seca dentro de las paredes de vidrio del matraz que se seca aún más durante 45 minutos bajo N₂ para facilitar la eliminación completa del disolvente orgánico.
4. Después de la formación de la película delgada, ajuste la presión de vacío a 40 mbar durante 15 minutos, luego purgue con gas nitrógeno durante 30 minutos para asegurar la eliminación del disolvente residuo.
5. Hidratar la película delgada usando 1 ml de solución salina con fosfato (PBS, pH 7.4) y sellar con parafilm antes de agitar el matraz usando un evaporador rotativo sobre un baño de agua de 60 oC durante 20 minutos para formar vesículas.
6. Sujeto la suspensión hidratada a 7 ciclos de congelación y descongelación por congelación en líquido N₂ durante 3 min seguido de inmersión en un baño de agua de 45oC durante 7 min.
7. Extruir liposomas a través de una membrana utilizando un mini-extrusor (ver Tabla de Materiales)y membranas de policarbonato grabado en pista de 1,0 m (ver Tabla de Materiales)para 2-6 ciclos con el fin de obtener grandes vesículas unilamelares.
   NOTA: Con el fin de lograr una orientación más favorable hacia los macrófagos, manipule los ciclos de extrusión hasta que el diámetro de los liposomas sea de aproximadamente 1 m^26,27,28.
8. Condensar los liposomas frescos en un pellet por ultracentrifugación a 186.000 x g e incubar con 1 ml de 1% de poloxámero 188 (ver Tabla de Materiales) solución (10 mg/ml en PBS) a 45 oC y 750 rpm durante 30 min utilizando un termomezclador con un tubo de microcentrúgila de 2 ml (ver Tabla de Materiales).
9. Ultracentrifur la mezcla a 186.000 x g durante 1 h a 4 oC y retirar el sobrenadante para eliminar cualquier polímero o medicamento no unido. Almacenar los gránulos liposomas a 4oC, protegidos de la luz.

2. Caracterización del tamaño del liposoma y el potencial Zeta

1. Diluir la formulación de liposomas con agua ultrapura (1:100) y medir el tamaño de partícula, el índice de polidispersidad (PDI) y el potencial zeta de los liposomas utilizando un analizador dinámico de dispersión de luz (ver Tabla de Materiales),en triplicado a 25oC.
   NOTA: El PDI es una medida de la distribución del tamaño de la población de nanopartículas. Los valores PDI < 0.05 indican una distribución más uniforme, mientras que los valores más cercanos a 1 indican una distribución de mayor tamaño. El potencial zeta es la carga general de la superficie.

3. Cálculo de la eficiencia del atrapamiento y la carga de fármacos en liposomas

NOTA: Para determinar la eficiencia de atrapamiento de fármacos en liposomas, se mide el contenido de fármacos contenidos en el pellet sobrenadante y liposoma.

1. Resuspenda el pellet de liposomas en 1 ml de PBS.
2. Retire el sobrenadante, diluya 10 x con agua ultrapura y analice mediante cromatografía líquida de alto rendimiento (HPLC).
3. Para determinar la concentración de fármacos dentro de los liposomas, añadir 100 l de suspensión de liposomas a 900 l de solución de 10% triton-X100 (para destruir la membrana lipídica, liberar el fármaco atrapado y prevenir la acumulación de lípidos dentro de la columna HPLC) y vórtice durante 3 minutos antes del análisis.
4. Inyectar 20 ml de muestra en un sistema HPLC que consiste en una bomba cuaternaria, un termomuestreador automático de termostato y una columna de 3 mm de 250 x 4,6 mm. Ajuste la velocidad de flujo de fase móvil (10 mM PBS pH 2.5, acetonitrilo y metanol (30:40:30, v/v/v)) a 0,9 ml/min y obtenga perfiles espectrales utilizando un detector de matriz de diodos de 230 mM.
5. Calcule la eficiencia de atrapamiento (EE) y la carga de fármacos (DL) utilizando las siguientes ecuaciones:
   EE (%) á [Yo / Mt] x 100
   DL (%) á [Me / Mlip] x 100
   Donde Me es la masa de fármaco encapsulado, Mt es la masa total de la droga utilizada durante la formulación y Mlip es la masa total de los lípidos (incluyendo el colesterol) y la droga encapsulada.

4. Preparación e inyección de liposomas

1. Preparar agujas de microinyección de borosilicato insertando un capilar de vidrio de borosilicato de pared delgada (1 mm D.O. x 0,78 mm I.D. x 10 cm de longitud) en un dispositivo de extracción de micropipeta (ver Tabla de materiales)con los siguientes ajustes genéricos de extracción (calor 680, tire 75, velocidad 40, tiempo 55 y presión 530) para producir una aguja de microinyección cónica.
2. Coloque las agujas en una placa Petri sobre la arcilla de modelado y coloque de una manera que el extremo tirado no toque la parte inferior del plato. Mantenga la tapa del plato Petri cerrada para evitar la contaminación por polvo hasta que esté lista para su uso.
3. Diluir las formulaciones de liposomas recién preparados 1:1 en PBS estéril (pH 7.4) y brevemente vórtice (2-3 s) para mezclar.
   NOTA: Proteja los liposomas de la luz hasta que las larvas estén listas para la microinyección.
4. Establecer parejas adultas de cría de peces cebra la noche anterior y recoger embriones como se describió anteriormente por Rosen et al.²⁹.
5. Transfiera los embriones a una placa Petri (estilo 100 mm x 20 mm con aproximadamente 60 embriones por plato) que contenga un medio E3 (5 mM NaCl, 0,17 mM KCl, 0,33 mM CaCl_2,0,33 mM MgSO₄₎complementado con 0,1% de azul de metileno para inhibir el crecimiento de hongos. Retirar todos los embriones muertos o no fecundados e incubar durante la noche a 28,5 oC.
6. Para facilitar la toma de imágenes en vivo, añada 0.003% N-Phenylthiourea (PTU) al medio E3 cuando los embriones alcancen las 24 horas de desarrollo para prevenir la formación de pigmentos (melanización).
7. Decorionar manualmente los embriones a aproximadamente 30 h después de la fertilización (hpf) utilizando fórceps de punta fina.
   NOTA: No utilice tratamiento enzimático para desicoquinizar embriones, ya que esto puede causar daño epitelial e inflamación local, lo que influye en los estudios inmunológicos
8. Dejar que los embriones se desarrollen a 28,5 oC hasta los 2 días posteriores a la fertilización (dpf).
9. Preparar una placa de inyección vertiendo suficiente 3% de celulosa metil (en soporte E3) en la tapa de un pequeño plato de cultivo de 35 mm para formar una película delgada que cubra toda la superficie.
   NOTA: Al preparar 3% de celulosa metilenente en medios E3, la celulosa metilo tarda varios días en disolverse con agitación suave en un agitador orbital.
10. Anestetiza las larvas incubando en medios E3 complementado con 200 g/ml de Tricaína.
11. Recoger un grupo de aproximadamente 20-25 larvas utilizando una pipeta de transferencia de plástico y permitir que los embriones se concentren en la punta de la pipeta por gravedad. Teniendo cuidado de transferir las larvas con un líquido mínimo, colóquelas en el medio de la tapa del plato de cultivo de 35 mm.
12. Usando un cargador microcapilar, organizar las larvas de las siguientes maneras: anterior hacia la parte superior de la placa de inyección con la superficie dorsal mirando hacia la aguja de microinyección, para inyectar en el ventrículo del cerebro trasero(Figura 2A-D); o, anterior a la izquierda de la placa de inyección (cuando se inyecta desde la derecha) con la superficie ventral mirando hacia la aguja de microinyección para inyectar en el venoso sinusal(Figura 2I).
    NOTA: Cuando se inyecta de esta manera, se pueden apuntar a los macrófagos residentes en ventrículos hindbrain(Figura 2E)y tejido hematopoyético caudal (CHT)(Figura 2J),respectivamente. La región CHT de pez cebra larvario es un sitio hematopoyético análogo al hígado fetal de los mamíferos. Preste especial atención a no dañar los embriones durante la organización, ya que esto puede causar inflamación local que influye así en los estudios inmunológicos.
13. Tomar liposomas recién preparados (del paso 4.3) y llenar una aguja de inyección con aproximadamente 5 ol de la mezcla de inyección de liposomas utilizando un cargador microcapilar (ver Tabla de Materiales).
    NOTA: Al evaluar la localización de liposomas en los compartimentos fagolysososomal de los macrófagos(Figura 2H),complementar esta mezcla de inyección con 200 g/ml de un marcador fluorescente rojo de fagosomas (ver Tabla de Materiales)y 100 nM de un marcador fluorescente de color rojo lejano de los lisosomas (ver Tabla de Materiales)para marcar los fagosomas^30,31 y los sisomas^32,respectivamente.
14. Monte la aguja en un micromanipulador (ver Tabla de Materiales)conectado a un soporte magnético y a un inyector de presión (ver Tabla de Materiales). Coloque bajo un estereomicroscopio y ajuste el inyector a una duración de pulso de aproximadamente 50 ms y una presión de inyección de aproximadamente 40 psi.
15. Corte la punta de la aguja de microinyección con fórceps limpios de punta fina para generar una abertura de aproximadamente 5 m de diámetro.
16. Calibre el volumen a inyectar inyectando un bolo en una gota de aceite mineral colocada sobre las líneas de la rejilla de un hemocitómetro. Ajuste la duración del pulso y/o la presión de inyección hasta que el diámetro del bolo cubra 2,5 de las líneas de rejilla más pequeñas (esto corresponde a un volumen de aproximadamente 1 nL).
17. Inyectar cuidadosamente 1 nL de la mezcla de inyección de liposoma en el ventrículo trasero de cada larva.
    NOTA: Al inyectar en el ventrículo del cerebro trasero, tenga cuidado de no penetrar demasiado ventralmente (más allá del cerebro trasero) ya que esto puede interrumpir la vasculatura subyacente que conduce a hemorragias. Al inyectar en el venoso sinusal, se debe tener cuidado para asegurarse de que la punta de la aguja está justo dentro del pericardio y no penetrar la yema.
18. Después de la inyección, transfiera inmediatamente las larvas inyectadas de nuevo a los medios E3 añadiendo medios E3 a la placa de inyección y agitando suavemente las larvas fuera de la celulosa de metilo utilizando una pipeta de transferencia de plástico.
19. Incubar las larvas a 28,5 oC (protegidas de la luz) hasta el análisis por imágenes confocales vivas.

5. Imágenes confocales y análisis de imágenes para confirmar la segmentación de macrófagos de liposomas

1. Calentar un baño de agua a 50 oC.
2. Las larvas inyectadas con liposomas anestetizas mediante la transferencia a una nueva placa Perti que contiene medios E3 complementados con 0,003% de PTU y 200 g/ml de tricaína.
3. Preparar el medio de montaje de imágenes en vivo disolviendo 1% de agarosa de bajo punto de fusión en medios E3, complementado con 0.003% PTU, en un microondas. Colocar en el baño de agua y una vez que la solución se haya enfriado a 50 oC, añadir 200 g/ml de tricaína.
4. Conservar el medio de montaje en el baño de agua de 50oC para evitar la polimerización prematura de la agarosa.
5. Para tomar una imagen de la superficie dorsal del cerebro trasero en un microscopio confocal equipado con una lente de inmersión en agua(Figura 2E),incruste las larvas de la siguiente manera: Llene un plato de cultivo de 35 mm con el medio de montaje (a una profundidad de aproximadamente 5 mm) y déjelo polimerizar. Excava rinde una pequeña zanja en la agarosa que es de tamaño suficiente para acomodar el saco de yema.
6. Llene una pipeta de transferencia de plástico con un medio de montaje fundido, expulse una pequeña cantidad y utilícela para recoger las larvas anestesiadas. Transfiera inmediatamente las larvas al plato de cultivo y oriente los sacos de yema, lado ventral hacia abajo, en los agujeros excavados, utilizando un cargador microcapilar. Manténgalos periódicamente en esta posición hasta que la agarosa se polimerice. Superposición con medios E3 complementados con 200 g/ml de tricaína.
   NOTA: Al transferir y colocar larvas, tenga cuidado de no causar daño epitelial e inflamación local que puede influir en los estudios inmunológicos. Para el posicionamiento de las larvas a la imagen viva de la región CHT(Figura 2J), montar como se describió anteriormente, pero colocar las larvas dentro del agujero excavado lateralmente.
7. Al tomar imágenes en un microscopio confocal invertido, incruste las larvas, sin el lecho de agarosa, directamente en la parte inferior de un plato inferior de vidrio. Colóquelos en la superficie dorsal hacia abajo (o lateralmente) y después de la polimerización, cubra toda la superficie del plato con una capa uniforme de medio de montaje. Una vez polimerizado, añadir una capa delgada de medios E3 complementado con 200 g/ml de tricaína.
8. Para ver en vivo el ventrículo hindbrain en un microscopio confocal, utilice los siguientes ajustes: 512 x 512 píxeles; 40 x 3 ám de z-pilas (que se extienden desde la superficie dorsal más dorsal del cerebro trasero); Objetivo 20x; Zoom de 2.5x.
   NOTA: Al comparar las intensidades de la señal entre muestras (por ejemplo, al tomar imágenes de la adopción de liposomas con etiqueta Marina Blue inyectados dentro de líneas de reportero que marcan macrófagos [Tg(mpeg1:EGFP)³³] o neutrófilos [Tg(lyz:EGFP)^34]),es esencial que la configuración del láser se mantenga igual (por ejemplo, diámetro del agujero, voltaje láser, desplazamiento y ganancia) para ayudar a asegurar que las diferencias no son un artefacto de ajustes alterados de adquisición de imágenes.
9. Utilice el software de análisis de imágenes 3D para cuantificar la captura de macrófagos o neutrófilos de liposomas etiquetados por Marina Blue. Para cuantificar el número de células que contienen liposomas(Figura 2F) dentro de una pila Z, desplácese por las secciones Z individuales y cuente el número de células individuales que contienen liposomas etiquetados en azul marina. Para cuantificar la intensidad de fluorescencia de los liposomas dentro de las células(Figura 2G),dibuje una región de interés alrededor de cada célula (en las dimensiones X, Y y Z) para cuantificar la intensidad total o media de fluorescencia del azul marina intracelular.

Resultados

El enfoque de hidratación de película delgada descrito aquí para la preparación de liposomas fluorescentes que encierran fármacos es un método simple y rentable. Con el protocolo utilizado en este estudio, se espera que los liposomas sean unilamellar^23,24. El tamaño, el potencial zeta, la carga de fármacos y la eficiencia de atrapamiento de los liposomas producidos se resumen en la Tabla 1. El tamaño de partícula de los liposomas (antes...

Discusión

Aquí, hemos proporcionado un protocolo detallado para formular liposomas cargados con fármacos para apuntar específicamente a los macrófagos en peces cebra larvales. Este método se puede utilizar para diseccionar el papel de los macrófagos en ciertos modelos de enfermedades garantizando la administración directa dirigida de medicamentos específicamente a los macrófagos. Además, se puede utilizar cuando la toxicidad general de los medicamentos limita su uso cuando se administra por rutas más convencionales, com...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
1,2-dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DPPC)	Avanti Polar Lipids, Inc.	850355P
1,2-diseteroyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DSPE)	Avanti Polar Lipids, Inc.	850367P
1.0 µm Whatman Nuclepore Track-Etched polycarbonate membranes	GE Healthcare Life Sciences	110610
25 mL round-bottom flask	Sigma-Aldrich	Z278262
35 mm culture dish	Thermo Scientific	150460
Acetonitrile	Sigma-Aldrich	34998
Agilent 1260 Infinity Diode Array Detector	Agilent Technologies	G4212B
Agilent 1260 Infinity Quaternary Pump	Agilent Technologies	G1311B
Agilent 1290 Infinity Series Thermostat	Agilent Technologies	G1330B
Avanti mini-extruder Avanti Polar Lipids Inc.	Avanti Polar Lipids Inc.
borosilicate microinjection needles	Warner Instruments	203-776-0664
CaCl2	Sigma-Aldrich	C4901-100G
cholesterol	Sigma-Aldrich	C8667
Dumont No.5 fine tip forceps	Fine Science Tools	11251-10
Eppendorf Microloader pipette tip	Eppendorf	5242956003
Eppendorf SmartBlock 1.5 mL, thermoblock for 24 reaction vessels	Eppendorf	4053-6038
eyelash manipulator	Ted Pella Inc.	113
hemocytometer	Hawksley	BS.748
HEPES	BDH Chemicals	441474J
HPLC system	Agilent Technologies	1260 series HPLC system
KCl	Sigma-Aldrich	P9541-1KG
low melting point agarose	Invitrogen	16520-100
LysoTracker Deep Red	Invitrogen	L12492	1 mM stock solution in DMSO, keep at -20 °C and protect from light.
LysoTracker Deep Red	Thermo Scientific	L12492
magnetic stand	Narishige	GJ-1
Marina Blue 1,2-dihexadecanoyl-sn-glycero-phosphoethanolamine (Marina Blue DHPE)	Invitrogen	M12652	Keep at -20 °C and protect from light.
Methanol	Sigma-Aldrich	34860
methyl cellulose	Sigma-Aldrich	M0387-500G
methylene blue	Alfa Aesar	42771
MgSO4	Sigma-Aldrich	230391-500G
micromanipulator	Narishige	M-152
mineral oil	Sigma-Aldrich	M-3516
Mitochondria-targeting antioxidant MitoTEMPO	Sigma-Aldrich	SML0737
MitoSOX Red Mitochondrial Superoxide Indicator	Thermo Scientific	M36008
MitoTEMPO	Sigma-Aldrich	SML0737	Keep at -20 °C and protect from light.
N-Phenylthiourea (PTU)	Sigma-Aldrich	P7629-10G	Take care when handling, toxic.
NaCl	BDH Chemicals	27810.295
PBS (pH 7.4)	Gibco	10010-023
Petri dish (100 mm x 20 mm)	Corning Inc.	430167
Phenomenex C18 Gemini-NZ 3 mm 250 mm x 4.6 mm column	Phenomenex	00G-4439-E0
pHrodo Red Escherichia coli BioParticles Conjugate	Thermo Scientific	P35361
pHrodo Red Escherichia coli BioParticles Conjugate	Invitrogen	P35361	Keep at -20 °C and protect from light. Make 1 mg/mL stock solution by dissolving 2 mg lyophilized product in 2 mL of PBS supplemented with 20 mM HEPES, pH 7.4.
plastic transfer pipette	Medi'Ray	RL200C
poloxamer 188	BASF Corporation
pressure injector	Applied Scientific Instruments	MPPI-2
rotary evaporator	Büchi, Flawil, Switzerland	Büchi R-215 Rotavapor
Scanning confocal microscope	Olympus	Olympus FV1000 FluoView
Sorvall WX+ Ultracentrifuge	Thermo Scientific	75000090
stereomicroscope	Leica	MZ12
Tricaine	Sigma-Aldrich	A5040-25G	Make 4 mg/mL stock solution (in deionzed H2O) and keep at -20 °C.
triton-X100	Sigma-Aldrich	X100-100ML
Ultrasonic bath	Thermo Scientific	FB-11205
Volocity Image Analysis Software	PerkinElmer	version 6.3
water bath
Zetasizer Nano	Malvern Instruments Ltd	Zetasizer Nano ZS ZEN 3600