Manejo avanzado del ritmo cardíaco mediante la aplicación de fotoestimulación optogenética multisitio en corazones murinos

Resumen

Este trabajo informa un método para controlar el ritmo cardíaco de corazones murinos intactos de ratones transgénicos con canalrodopsina-2 (ChR2) utilizando fotoestimulación local con una matriz de micro-LED y mapeo óptico simultáneo del potencial de la membrana epicárdica.

Resumen

Las taquiarritmias ventriculares son una causa importante de mortalidad y morbilidad en todo el mundo. La desfibrilación eléctrica mediante descargas eléctricas de alta energía es actualmente el único tratamiento para la fibrilación ventricular potencialmente mortal. Sin embargo, la desfibrilación puede tener efectos secundarios, como dolor intolerable, daño tisular y empeoramiento del pronóstico, lo que indica una necesidad médica significativa para el desarrollo de estrategias de manejo del ritmo cardíaco más suaves. Además de los enfoques eléctricos reductores de energía, la optogenética cardíaca se introdujo como una herramienta poderosa para influir en la actividad cardíaca utilizando canales iónicos de membrana sensibles a la luz y pulsos de luz. En el presente estudio, se describirá un método robusto y válido para la fotoestimulación exitosa de corazones murinos intactos perfundidos por Langendorff basado en la estimulación multisitio aplicando una matriz de 3 x 3 de micro diodos emisores de luz (micro-LED). El mapeo óptico simultáneo de las ondas de voltaje de la membrana epicárdica permite la investigación de los efectos de la estimulación específica de la región y evalúa la actividad cardíaca recién inducida directamente en el sitio. Los resultados obtenidos muestran que la eficacia de la desfibrilación depende en gran medida de los parámetros elegidos para la fotoestimulación durante una arritmia cardíaca. Se demostrará que el área iluminada del corazón juega un papel crucial para el éxito de la terminación, así como cómo se puede lograr el control específico de la actividad cardíaca durante la iluminación para modificar los patrones de arritmia. En resumen, esta técnica ofrece la posibilidad de optimizar la manipulación del mecanismo in situ en el camino hacia el control de retroalimentación en tiempo real del ritmo cardíaco y, con respecto a la especificidad de la región, nuevos enfoques para reducir el daño potencial al sistema cardíaco en comparación con el uso de aplicaciones de descargas eléctricas no específicas.

Introducción

Las primeras investigaciones de la dinámica espacio-temporal durante la arritmia revelaron que los complejos patrones eléctricos durante la fibrilación cardíaca son impulsados por ondas de excitación giratorias similares a vórtices¹. Este hallazgo proporcionó nuevos conocimientos sobre los mecanismos subyacentes de las arritmias, que luego condujeron al desarrollo de nuevas terapias de terminación eléctrica basadas en la excitación multisitio del miocardio ^2,3,4. Sin embargo, los tratamientos que utilizan estimulación del campo eléctrico no son locales y pueden inervar todas las células excitables circundantes, incluido el tejido muscular, causando daño celular y tisular, así como dolor intolerable. A diferencia de las terapias eléctricas, los enfoques optogenéticos proporcionan una técnica específica y protectora de tejidos para evocar potenciales de acción de cardiomiocitos con alta precisión espacial y temporal. Por lo tanto, la estimulación optogenética tiene el potencial de un control mínimamente invasivo de los patrones de activación caótica durante la fibrilación cardíaca.

La introducción del canal iónico sensible a la luz canalrodopsina-2 (ChR2) en células excitables mediante manipulación genética ^5,6,7, permitió la despolarización del potencial de membrana de las células excitables mediante fotoestimulación. Se han desarrollado varias aplicaciones médicas, incluyendo la activación de redes neuronales, el control de la actividad cardíaca, la restauración de la visión y la audición, el tratamiento de lesiones medulares, y otras 8,9,10,11,12,13,14. La aplicación de ChR2 en cardiología tiene un potencial significativo debido a su tiempo de respuesta de milisegundos¹⁵, lo que lo hace muy adecuado para el control dirigido de la dinámica cardíaca arrítmica.

En este estudio, se muestra la fotoestimulación multisitio de corazones intactos de un modelo de ratón transgénico. En resumen, se estableció una línea de ratones alfa-MHC-ChR2 transgénicos en el ámbito del Séptimo Programa Marco FP7/2007-2013 de la Comunidad Europea (HEALTH-F2-2009-241526) y amablemente proporcionada por el Prof. S. E. Lehnart. En general, los machos adultos transgénicos C57/B6/J, que expresaban Cre-recombinasa bajo control de alfa-MHC se emparejaron para aparearse con hembras B6.Cg-Gt(ROSA)26Sortm27.1(CAG-COP4*H134R/tdTomato)Hye/J. Dado que el casete STOP cardíaco se eliminó en la segunda generación, la descendencia mostró una expresión estable de MHC-ChR2 y se utilizó para mantener colonias fotosensibles cardíacas. Todos los experimentos se realizaron con ratones adultos de ambos sexos a una edad de 36 a 48 semanas. La iluminación se logra utilizando una matriz de micro-LED de 3 x 3, fabricada como se describe en^16,17, excepto que la carcasa a base de silicio y las fibras cortas de vidrio óptico no están implementadas. Su primer uso en una aplicación cardíaca se encuentra en¹⁸. Se ha aplicado una matriz lineal de micro-LED basada en una tecnología de fabricación similar como sonda penetrante para la estimulación cardíaca¹⁹. Los micro-LED están dispuestos en una matriz de 3 x 3 a un paso de 550 μm, proporcionando una alta resolución espacial y una alta potencia radiante en un área muy pequeña. Los autores demuestran en este trabajo una fotoestimulación multisitio local versátil que puede abrir el camino para desarrollar nuevos métodos de terapia antiarrítmica.

El siguiente protocolo experimental implica una perfusión de Langendorff retrógrada ex vivo, para la cual la aorta canulada funciona como entrada de perfusión. Debido a la presión de perfusión aplicada y la contracción cardíaca, el perfusión fluye a través de las arterias coronarias, que se ramifican de la aorta. En el trabajo presentado, el corazón se perfunde utilizando una configuración de presión constante lograda elevando los reservorios de perfusión a 1 m de altura, equivalente a 73.2 mmHg, lo que produce un caudal de 2.633 ± 0.583 mL / min. Dos tipos de solución de Tyrode se utilizan como perfusión durante el experimento. La solución regular de Tyrode apoya un ritmo sinusal estable, mientras que la solución de Low-K⁺ Tyrode se mezcla con Pinacidil para permitir la inducción de arritmia en corazones murinos. El uso de un baño de agua hexagonal permite la observación del corazón a través de seis ventanas planas diferentes, lo que permite el acoplamiento de varios componentes ópticos con menos distorsión por refracción.

Protocolo

Todos los experimentos siguieron estrictamente la regulación de bienestar animal, de acuerdo con la legislación alemana, las estipulaciones locales y de acuerdo con las recomendaciones de la Federación Europea de Asociaciones de Ciencia de Animales de Laboratorio (FELASA). La solicitud de aprobación de experimentos con animales ha sido aprobada por la autoridad responsable de bienestar animal, y todos los experimentos fueron reportados a nuestros representantes de bienestar animal.

1. Preparación de experimentos y materiales

1. Configuración de mapeo óptico
   NOTA: La configuración óptica, así como la configuración eléctrica, se muestran en la Figura 1. Todos los componentes utilizados en la configuración óptica y eléctrica se enumeran en detalle en la Tabla de materiales.
   1. Utilice el LED 1 y el LED 2 para la inducción de arritmias y la desfibrilación de respaldo. Elija LED de alta potencia con una longitud de onda λ_azul cercana a 475 nm, que es el pico de la longitud de onda de excitación de ChR2⁶. Para reducir aún más el espectro óptico, utilice un filtro de paso de banda de 470 ± 20 nm.
      NOTA: En este trabajo, el LED 1 y el LED 2 tienen un flujo radiante típico de 3.9 a 5.3 W, según la hoja de datos²⁰.
   2. Ilumine el epicardio para el mapeo óptico con un LED rojo de alta potencia (LED 3 en la Figura 1), que emite luz con una longitud de onda central de λ_rojo = 625 nm y un flujo radiante de 700 mW²¹. La luz roja se filtra con un filtro de paso de banda de 628 ± 20 nm y se refleja en un espejo dicroico (DM) de paso largo con una longitud de onda de corte de λ_DM = 685 nm.
   3. Utilice un filtro de emisión con λ_filtro-leva = 775 ± 70 nm delante del objetivo de la cámara para registrar solo la emisión de fluorescencia de la actividad cardíaca. Utilice un objetivo rápido que sea adecuado para aplicaciones con poca luz.
      NOTA: La frecuencia de fibrilación del corazón de un ratón varía de 20 a 35 Hz; por lo tanto, use una cámara lo suficientemente rápida para grabar con una frecuencia de 1 a 2 kHz, o incluso superior.
2. Matriz de micro-LED
   NOTA: Las matrices de micro-LED aplicadas aquí se realizan utilizando el procesamiento de microsistemas como se detalla en otra parte^16,17.
   1. Capa de centrifugación de una capa de poliimida (PI) de 5 μm de espesor sobre sustratos de silicio de 4 pulgadas (pulido por una sola cara, 525 μm de espesor).
   2. Curar esta capa PI a una temperatura máxima de 450 °C bajo una atmósfera de nitrógeno. Mantenga la temperatura máxima constante durante 10 min.
   3. Deposite y modele una fotorresistencia (PR) de inversión de imagen utilizando litografía ultravioleta (UV) y deposite una capa de platino delgada (Pt) de 250 nm.
   4. Espesar esta metalización basada en Pt galvanoplastia una capa de oro (Au) de 1 μm de espesor con el PR estampado que sirve como capa de enmascaramiento.
   5. Antes de recubrir por centrifugado una segunda capa PI, exponga la oblea con su primera capa PI y la metalización galvanizada con Au-galvanizado a un plasma de oxígeno que activa químicamente la superficie de la capa PI.
   6. Curar la segunda capa PI de nuevo a 450 °C, aplicar litografía UV para modelar una capa PR y abrir las almohadillas de contacto de la matriz para los chips micro-LED y la placa de circuito impreso de interfaz (PCB) mediante grabado iónico reactivo (RIE) utilizando el PR modelado como capa de enmascaramiento.
      NOTA: En estos pasos del proceso RIE, se recomienda aplicar 200 W y 100 W durante 10 y 30 min, respectivamente, para definir las aberturas de la almohadilla de contacto, así como la forma exterior de la matriz de microLED bidimensional (2D).
   7. Pelar el PR utilizando disolventes y grabado por plasma. Espesar aún más las almohadillas de contacto galvanoplastia una capa adicional de oro de 6 μm de espesor.
   8. Conecte los chips micro-LED a las almohadillas de contacto utilizando un adhesivor flip-chip.
   9. Active la superficie PI en un plasma de oxígeno y rellene los chips micro-LED con un adhesivo sin disolventes. Curar el adhesivo durante 12 h a 120 °C.
   10. Para encapsular los chips micro-LED, realice otro tratamiento de plasma con argón y aplique una capa delgada de fluoropolímero manualmente. Precurar esta capa a 80 °C durante 1 h.
   11. Aplique manualmente silicona como capa de encapsulación final después de exponer la matriz de micro-LED a un plasma de oxígeno, utilizado para mejorar la adhesión del silicio a la capa de fluoropolímero subyacente. Curar la capa de silicona a 80 °C y 180 °C durante 1 h cada una. Estos pasos finales de curado también curan completamente la capa de fluoropolímero.
   12. Suelde las almohadillas de contacto del sustrato PI a una placa de circuito impreso que lleva conectores de tira para la interconexión de la matriz a una instrumentación externa. Cubra las almohadillas de soldadura en la PCB con un adhesivo.
3. Configuración eléctrica
   1. Use electrodos adecuados para registrar un electrocardiograma (ECG), por ejemplo, electrodos de plata/cloruro de plata o electrodos de potencial de acción monofásico (MAP) y un amplificador de ECG para monitorear la actividad eléctrica del corazón continuamente. Además, utilice un dispositivo de adquisición (AD) adecuado para registrar todas las señales eléctricas obtenidas.
   2. Elija un controlador adecuado para los LED de alta potencia (LED 1, LED 2 y LED 3), que pueden administrar la corriente máxima aplicada a cada dispositivo. Utilice un generador de funciones arbitrarias (AFG) para controlar la salida de los controladores LED con precisión.
   3. Utilice un controlador LED multicanal para controlar la corriente que fluye a través de la matriz de micro-LED. Un AFG con múltiples salidas también es adecuado para esta tarea.
      NOTA: Es recomendable elegir controladores LED que limiten la corriente a la corriente máxima del micro-LED, de lo contrario los diodos podrían dañarse. Un ejemplo de un controlador micro-LED multicanal se describe en otro trabajo¹⁸. Si es necesario, el AFG o cualquier otro controlador LED puede conectarse a una computadora para controlar de forma remota la configuración del micro-LED. Si este es el caso, conecte el controlador LED a la computadora con el protocolo de comunicación de su elección, por ejemplo, Bus de interfaz de propósito general (GPIB) o una conexión serie.

   

2. Procedimientos experimentales

1. Preparación de la solución
   1. Prepare la solución de Tyrode: 130 mM NaCl, 4 mM KCl, 1 mM MgCl 2, 24 mM NaHCO₃, 1.8 mM CaCl 2, 1.2 mM KH₂ PO₄, 5.6 mM Glucosa, 0.1% BSA/Albúmina.
   2. Prepare la solución de Low-K+ Tyrode: Low-K⁺ Tyrode's se fabrica de la misma manera que la solución regular de Tyrode, excepto que solo se agrega la mitad de la cantidad de KCl (2 mM en lugar de 4 mM KCl).
      NOTA: Para un experimento que dura 3 h, generalmente 2-3 L de Tyrode de Low-K⁺ (mezclado adicionalmente con Blebbistatin (Paso 2.1.5) si se realiza mapeo óptico) y 1-2 L de Tyrode regular son suficientes.
   3. Agregue Pinacidil a la solución de Low-K⁺ Tyrode para facilitar el proceso de inducción de arritmias, como se describe en²², para obtener una concentración de 100 mM. Use guantes protectores de laboratorio cuando manipule Pinacidil.
   4. Preparar 1 ml de 50 μM DI-4-ANBDQPQ con la solución regular de Tyrode. Proteja el tinte de la luz para evitar el fotoblanqueo.
   5. Haga una solución madre de 10 mM de blebbistatina. Para el mapeo óptico, mezclar Blebbistatin con la solución de Pinacidil-Tyrode de 100 mM (Paso 2.1.3) para obtener una solución de 5 μM. Use guantes protectores de laboratorio cuando manipule blebbistatina.
      NOTA: Mantenga el tinte y la solución de blebbistatina a un lado hasta que comience el mapeo óptico.
2. Perfusión de Langendorff
   NOTA: La configuración consta de dos depósitos para las dos soluciones de Tyrode. Están conectados a una trampa de burbujas a través de tubos con pollos de tres vías. El corazón se une más tarde a la trampa de burbujas mediante un conector de bloqueo Luer, y luego se suspende en un baño de agua hexagonal. El baño de agua está, a su vez, conectado a un contenedor de residuos para recoger la solución usada de Tyrode.
   1. Limpie todos los tubos antes de cada experimento con agua totalmente desmineralizada.
   2. Airear ambas soluciones de Tyrode con Carbogen (5% CO₂ y 95%_O2) durante 30 min a temperatura ambiente antes de comenzar el experimento. Ajuste el valor de pH de las soluciones de Tyrode a 7,4 con NaOH.
   3. Llene 500 ml de cada solución de Tyrode en el depósito correspondiente y desairee los tubos, así como la trampa de burbujas, pasando la solución de Tyrode a través del sistema de perfusión hasta que no se vean más burbujas de aire atrapadas en los tubos o en la trampa de burbujas.
   4. Continuar aireando las soluciones de Tyrode durante todo el experimento en los depósitos con Carbogen para garantizar que el pH del perfusato permanezca estable más adelante durante la perfusión.
   5. Calentar el sistema de perfusión a 37 °C con una bomba de calor de agua. Mantenga constante la temperatura de perfusión dentro del baño de agua utilizando un elemento calefactor adicional, como un cable calefactor impermeable.
      NOTA: Durante el experimento, es crucial volver a llenar los depósitos del Tyrode antes de que se vacíen. De lo contrario, las burbujas de aire pueden ingresar al corazón, lo que puede obstruir los vasos y provocar isquemia.
3. Preparación del ratón
   1. Inyecte por vía subcutánea 0,1 ml de 500 I.E. heparina 30 min antes del procedimiento de aislamiento cardíaco.
   2. Llene una placa de Petri de 6 cm y una jeringa de 2 ml con la solución helada de Tyrode. Colocar bajo el microscopio estereoscópico.
   3. Realizar anestesia a corto plazo de ratones por un ambiente saturado de isoflurano durante 2 min y luxación cervical inmediata después.
      NOTA: Para verificar suficiente anestesia es absolutamente necesario verificar el reflejo negativo entre los dedos del pie.
   4. Abra el pecho, retire el corazón, como se describe en otra parte²³, y colóquelo en la placa de Petri de 6 cm con la solución helada de Tyrode. Los latidos cardíacos disminuirán debido a la caída de la temperatura.
   5. Hacer la preparación fina bajo un microscopio estereoscópico, como se detalla en otra parte²³. Coloque la aorta en la aguja roma y fije el vaso con material de sutura.
   6. Como control, inyecte la solución helada de Tyrode a través de la aguja en el corazón y verifique que el corazón esté bien montado. Este paso también enjuaga la sangre restante del corazón.
   7. Transfiera el corazón montado al sistema de perfusión. Asegúrese de que el perfusado fluya para evitar que el aire entre en el corazón mientras conecta la aguja con la trampa de burbujas. Compruebe que el corazón esté cubierto con la solución de Tyrode en el baño maría. Los pasos 2.3.4, 2.3.5 y 2.3.7 se ilustran en la Figura 2.
   8. Asegúrese de que el corazón comience a latir en unos pocos minutos. Deje que el corazón se adapte a la configuración de perfusión durante 15 a 20 minutos, luego cambie a la solución de Tyrode bajo K + con Pinacidil (Paso 2.1.3) respectivamente la solución de Tyrode bajo K ⁺ con Pinacidil y Blebbistatin (Paso 2.1.5) si se va a realizar un mapeo óptico.
4. Inducción de arritmias y desfibrilación óptica
   1. Coloque uno de los electrodos de ECG lo más cerca posible de la superficie del corazón para garantizar una buena calidad de señal. Suspenda el segundo electrodo de ECG en la solución de Tyrode. Asegúrese de que el ECG adquirido está siendo registrado por el AD de elección.
   2. Coloque la matriz de micro-LED en el área de interés del estudio, por ejemplo, en el ventrículo izquierdo.
   3. Cambie la perfusión a Tyrode's low-K⁺ con Pinacidil y perfunda el corazón durante 15 a 30 min.
   4. Para inducir arritmia, ilumine el corazón con LED 1 y LED 2 con un tren de 20 a 50 pulsos de luz con una frecuencia f ind de 25 a 35 Hz, duración del pulso W_ind de 2 a 15 ms e intensidad de luz LI_{opt_ind} de 2.8 mW ^mm-2.
   5. Repita el proceso hasta que se induzca la arritmia.
      NOTA: Las arritmias son fáciles de identificar en la señal del ECG porque la frecuencia y la morfología de la señal difieren del ritmo sinusal normal. Si la arritmia termina dentro de los próximos 5 s, clasifíquela como autoterminada y comience un nuevo intento de inducción.
   6. Una vez que se detecta visualmente una arritmia sostenida, aplique una ráfaga de pulsos con diferentes anchos W def y frecuencias f_def, utilizando tres, seis o nueve micro-LEDs de la matriz a un_{pulso de corriente pulsante} I de 15 mA que produzca una intensidad de luz LI_μLED = 33.31 ± 2.05 mW ^mm-2.
   7. Si la arritmia continúa después de cinco ensayos de desfibrilación basados en matrices de micro-LED, clasifique el intento como fallido y comience la desfibrilación de respaldo.
   8. Para la desfibrilación de respaldo, use LED 1 y LED 2 utilizando los mismos parámetros de sincronización establecidos para la matriz de micro-LED.
      NOTA: Debido a que el corazón está expuesto al estrés isquémico y metabólico durante todo el período experimental, es posible que los intentos de terminación de la arritmia no tengan éxito incluso con la desfibrilación de respaldo. Siempre que esto suceda, cambie la solución de perfusión a la de Tyrode regular y deje que el corazón se recupere durante 5 a 10 minutos. Cuando el ECG vuelva al ritmo sinusal, repita de nuevo el protocolo del paso 2.4.3.
5. Mapeo óptico
   1. Perfundir el corazón con la solución de Blebbistatin preparada en el paso 2.1.5 y esperar hasta que se produzca el desacoplamiento mecánico. Esto se logra cuando el corazón deja de latir, pero una señal de ECG sigue siendo medible.
      NOTA: Mezclar la solución de Blebbistatin a la concentración mencionada y mantener el corazón perfundido con esta solución mantiene la actividad mecánica cardíaca desacoplada de la actividad eléctrica durante todo el experimento.
   2. Dar el colorante de tensión DI-4-ANBDQPQ de 1 ml (preparado en el paso 2.1.4) como bolo en la trampa de burbujas de la perfusión de Langendorff. Espere de 5 a 10 minutos para permitir que el tinte perfunda el corazón de manera uniforme.
      NOTA: Evite el fotoblanqueo del tinte apagando la luz roja siempre que no se realice ninguna grabación. Si la relación señal/ruido de la grabación se vuelve demasiado pequeña (la señal adquirida es demasiado ruidosa), repita los pasos 2.1.4 y 2.5.2.
   3. Enfoque la cámara sobre la superficie del corazón, encienda el LED 3 y aplique una potencia óptica de 1,27 mW ^mm-2 .
   4. Apague las luces del laboratorio y comience a grabar. Asegúrese de que se está adquiriendo una señal óptica comparando la frecuencia de la señal obtenida con la frecuencia del ECG grabado. Esto asegura que la señal óptica obtenida esté puramente relacionada con la actividad eléctrica del corazón.
      NOTA: Dado que la luz fluorescente emitida por el tinte es muy semanal, el mapeo óptico se realiza en una habitación oscura. Esto evita la interferencia de la señal de cualquier otra fuente de luz.

Resultados

El protocolo permite la inducción de arritmias ventriculares en corazones murinos intactos mediante pulsos de fotoestimulación generados por LED 1 y LED 2 (Figura 1) con una frecuencia f ind entre 25 Hz y 35 Hz y una duración de pulso W_ind entre 2 ms y 10 ms. Tenga en cuenta que el objetivo de tales pulsos de luz rápidos no es capturar el ritmo cardíaco, sino desequilibrar la actividad cardíaca para que se puedan generar ondas eléctricas erráticas, que luego fac...

Discusión

Un tratamiento exitoso de las taquiarritmias cardíacas es clave para la terapia cardíaca. Sin embargo, los mecanismos biofísicos subyacentes a la iniciación, perpetuación y terminación de la arritmia no se comprenden completamente. Por lo tanto, la investigación cardíaca tiene como objetivo optimizar la terapia de choque eléctrico hacia una terminación más suave de las arritmias, aumentando así la calidad de vida de los pacientes 28,29,30,31.

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
Chemical Components
Blebbistatin	TargetMol	T6038	10 mM stock solution
BSA/Albumin	Sigma-Aldrich	A4919
Calcium Chloride	Sigma-Aldrich	C1016	CaCl2
Carbogen	Westfalen		50 l bottle
DI-4-ANBDQPQ	AAT Bioquest	21499	Dye for Optical Mapping
Glucose	Sigma-Aldrich	D9434	C6H12O6
Heparin	LEO Pharma		Heparin-Natrium Leo 25.000 I.E./5 ml, available only on prescription
Hydrochlorid Acid	Merck	1.09057.1000	HCl, 1 M stock solution
Isoflurane	CP Pharma		1 ml/ml, available only on prescription
Magnesium Chloride	Merck	8.14733.0500	MgCl2
Monopotassium Phosphate	Sigma-Aldrich	30407	KH2PO4
Pinacidil monohydrate	Sigma-Aldrich	P154-500mg	10 mM stock solution
Potassium Chloride	Sigma-Aldrich	P5405	KCl
Sodium Bicarbonate	Sigma-Aldrich	S5761	NaHCO3
Sodium Chloride	Sigma-Aldrich	S5886	NaCl
Sodium Hydroxide	Merck	1.09137.1000	NaOH, 1 M stock solution
Electrical Setup
Biopac MP150	Biopac Systems	MP150WSW	data acquisition and analysis system
Custom-built ECG, alternative ECG100C	Biopac Systems	ECG100C	Electrocardiogram Amplifier
Custom-built water bath heater using heating cable	RMS Heating System	HK-5,0-12	Heating cable 120W
Hexagonal water bath
LED Driver Power supply	Thorlabs	KPS101	15 V, 2.4 A Power Supply Unit with 3.5 mm Jack Connector for One K- or T-Cube.
LEDD1B LED Driver	Thorlabs	LEDD1B	T-Cube LED Driver, 1200 mA Max Drive Current
MAP, ECG Electrode	Hugo Sachs Elektronik	BS4 73-0200	Mini-ECG Electrode for isoalted hearts
micro-LED Driver e.g. AFG	Agilent Instruments	A-2230	Arbitrary function generator (AFG)
Signal Generator	Agilent Instruments	A-2230	AFG
micro-LED Array Components
Epoxid glue	Epoxy Technology	EPO-TEK 353ND	Two component epoxy
Fluoropolymer	Asahi Glass Co. Ltd.	Cytop 809M	Fluoropolymer with high transparency
Image reversal photoresist	Merck KGaA	AZ 5214E	Image Reversal Resist for High Resolution
LED chip	Cree Inc.	C460TR2227-S2100	Blue micro-LED
Photoresist	Merck KGaA	AZ 9260	Thick Positive Photoresists
Polyimide	UBE Industries Ltd.	U-Varnish S	Polyimide Solution
Silicone	NuSil Technology LLC	MED-6215	Low viscosity silicone elastomer
Solvent free adhesive	John P. Kummer GmbH	Epo-Tek 301-2	Epoxy resin with low viscosity
Optical Mapping
Blue Filter	Chroma Technology Corporation	ET470/40x	Blue excitation filter
Camera	Photometrics	Cascade 128+	High performance EMCCD Camera
Camera Objective	Navitar	DO-5095	Navitar high speed fixed focal length lenses work with CCD and CMOS cameras
Dichroic Mirror	Semrock	FF685-Di02-25x36	685 nm edge BrightLine® single-edge standard epi-fluorescence dichroic beamsplitter
Emmision Filter	Semrock	FF01-775/140-25	775/140 nm BrightLine® single-band bandpass filter
Heatsink	Advanced Thermal Solutions	ATSEU-077A-C3-R0	Heat Sinks - LED STAR LED Heatsink, 45mm dia., 68mm, Black/Silver, Unthreaded Baseplate Hardware
LED 1 and LED 2	LED Engin Osram	LZ4-00B208	High Power LEDs - Single Colour Blue, 460 nm 130 lm, 700mA
LED 3	Thorlabs	M625L3	625 nm, 700 mW (Min) Mounted LED, 1000 mA
Lenses	LED Engin Osram	LLNF-2T06-H	LED Lighting Lenses Assemblies LZ4 LENS NARROW FLOOD BEAM
Photodiode for power meter	Thorlabs	S120VC	Standard Photodiode Power Sensor
Power Meter	Thorlabs	PM100D	Compact Power and Energy Meter
Red Filter	Semrock	FF02-628/40-25	BrightLine® single-band bandpass filter