Construcción de un modelo de órgano en un chip de células musculares lisas de la aorta humana para recapitular la tensión biomecánica en la pared aórtica

Resumen

Aquí, desarrollamos un modelo de órgano en un chip de células musculares lisas de la aorta humana para replicar la tensión biomecánica in vivo de las células del músculo liso en la pared aórtica humana.

Resumen

Las técnicas convencionales de cultivo celular bidimensional y los modelos animales se han utilizado en el estudio del aneurisma y la disección de la aorta torácica humana (TAAD). Sin embargo, el TAAD humano a veces no puede ser caracterizado por modelos animales. Existe una aparente brecha de especies entre los estudios clínicos en humanos y los experimentos con animales que pueden dificultar el descubrimiento de medicamentos terapéuticos. Por el contrario, el modelo de cultivo celular convencional es incapaz de simular estímulos biomecánicos in vivo . Con este fin, la microfabricación y las técnicas microfluídicas se han desarrollado enormemente en los últimos años, proporcionando técnicas novedosas para establecer modelos de organoides en un chip que replican el microambiente biomecánico. En este estudio, se desarrolló un modelo de órgano en un chip de células musculares lisas de la aorta humana (HASMC-OOC) para simular los parámetros fisiopatológicos de la biomecánica aórtica, incluida la amplitud y la frecuencia de la tensión cíclica experimentada por las células del músculo liso aórtico humano (HASMC) que desempeñan un papel vital en la TAAD. En este modelo, la morfología de los HASMC se hizo de forma alargada, alineada perpendicularmente a la dirección de la deformación y presentó un fenotipo más contráctil en condiciones de deformación que en condiciones convencionales estáticas. Esto fue consistente con la orientación celular y el fenotipo en las paredes aórticas humanas nativas. Además, utilizando TAAD relacionado con la válvula aórtica bicúspide (BAV-TAAD) y HASMC primario derivado de pacientes con TAAD RELACIONADO CON LA VÁLVULA AÓRTICA TRICÚSPIDE (TAV-TAAD), establecimos modelos de enfermedad BAV-TAAD y TAV-TAAD, que replican las características de HASMC en TAAD. El modelo HASMC-OOC proporciona una novedosa plataforma in vitro que es complementaria a los modelos animales para explorar más a fondo la patogénesis de TAAD y descubrir objetivos terapéuticos.

Introducción

El aneurisma y disección aórtica torácica (TAAD) es una dilatación o delaminación localizada de la pared aórtica que se asocia con alta morbilidad y mortalidad¹. Las células del músculo liso aórtico humano (HASMC) desempeñan un papel vital en la patogénesis de TAAD. Las HASMC no son células terminalmente diferenciadas, y las HASMC conservan una alta plasticidad, lo que les permite cambiar fenotipos en respuesta a diferentes estímulos². Los HASMC se someten principalmente a tensión rítmica in vivo, y este es uno de los factores clave que regulan los cambios morfológicos del músculo liso, la diferenciación y las funciones fisiológicas ^3,4. Por lo tanto, no se puede ignorar el papel de la deformación cíclica en el estudio de los HASMC. Sin embargo, los cultivos celulares 2D convencionales no pueden replicar la estimulación biomecánica de la cepa cíclica experimentada por los HASMC in vivo. Además, la construcción de un modelo animal de TAAD no es adecuada para algunos tipos de TAAD, como la TAAD relacionada con la válvula aórtica bicúspide (BAV). Además, no se puede ignorar la brecha entre los estudios clínicos en humanos y los experimentos con animales. Dificulta la traducción farmacéutica en la práctica clínica. Por lo tanto, existe una necesidad urgente de sistemas más complejos y fisiológicos para simular el entorno biomecánico in vivo en la investigación de enfermedades aórticas.

Los experimentos con animales utilizados en la investigación biomédica y el desarrollo de fármacos son costosos, lentos y éticamente cuestionables. Además, los resultados de los estudios en animales con frecuencia no logran predecir los resultados obtenidos en los ensayos clínicos en humanos ^5,6. La falta de modelos preclínicos humanos y la alta tasa de fracaso en los ensayos clínicos han resultado en pocos medicamentos efectivos para la clínica, lo que ha aumentado los costos de atención a la salud⁷. Por lo tanto, es urgente encontrar otros modelos experimentales para complementar los modelos animales. La microfabricación y las técnicas microfluídicas se han desarrollado enormemente en los últimos años, proporcionando técnicas novedosas para establecer modelos de organoides en un chip que remedian los inconvenientes de las técnicas tradicionales de cultivo celular 2D y establecen un modelo in vitro más realista, de bajo costo y eficiente para estudios fisiológicos y desarrollo de fármacos. Usando dispositivos microfluídicos, se establecen órganos en chips para cultivar células vivas en cámaras de tamaño micrométrico con diferentes estímulos para replicar las funciones clave de un tejido u órgano. El sistema consiste en microcanales microfluídicos únicos o múltiples, con un tipo de célula cultivada en una cámara perfundida que replica funciones de un tipo de tejido o diferentes tipos de células cultivadas en membranas porosas para recrear interfaces entre diferentes tejidos. Los organoides basados en microfluídicos combinados con células derivadas de pacientes tienen la ventaja única de salvar la gran diferencia de especies entre los modelos de enfermedades de ratones y humanos y superar las desventajas del cultivo celular 2D tradicional para la investigación de mecanismos de enfermedades y el descubrimiento de fármacos. Con el rápido desarrollo de la microfluídica en los últimos años, los investigadores se han dado cuenta de la utilidad de los modelos in vitro de órganos en un chip (OOC) que replican parámetros biológicos complejos in vivo ⁸. Estos organoides microfluídicos simulan entornos biomecánicos in vitro, como la tensión cíclica, el esfuerzo cortante y la presión del líquido, proporcionando un entorno de cultivo celular tridimensional (3D). Hasta la fecha, se han establecido varios modelos OOC para simular estímulos biomecánicos en órganos como el pulmón⁹, riñón 10, hígado 11, intestino^{12 y corazón 13,} pero estos no se han aplicado ampliamente al estudio de la enfermedad aórtica humana.

En este estudio, presentamos un modelo de órgano en un chip de células musculares lisas de la aorta humana (HASMC-OOC) que puede controlar las fuerzas y ritmos mecánicos biomiméticos aplicados a los HASMC primarios derivados de pacientes con TAAD. El chip consiste en placas gruesas de tres capas de polidimetilsiloxano (PDMS) grabadas con canales y dos membranas PDMS altamente flexibles comercializadas. Los HASMC se cultivan en las membranas PDMS. El canal en el centro del chip se llena con un medio de cultivo para cultivo celular. Los canales superior e inferior del chip están conectados a un sistema de suministro de presión de vacío que puede controlar el ritmo y la frecuencia de la tensión mecánica de tracción de las membranas PDMS. La tensión rítmica experimentada por los HASMC se puede simular en HASMC-OOC, replicando el microambiente biomecánico de tejido u órgano no funcionalmente alcanzable con los sistemas de cultivo 2D convencionales. Con la ventaja de alta resolución, imágenes en tiempo real y microambiente biomecánico, las actividades bioquímicas, genéticas y metabólicas de las células vivas se pueden estudiar para el desarrollo de tejidos, fisiología de órganos, etiología de enfermedades, mecanismos moleculares e identificación de biomarcadores, enfermedades cardiovasculares y enfermedades aórticas. Combinado con células específicas de tejido y del paciente, este sistema se puede utilizar para la detección de drogas, la medicina personalizada y las pruebas de toxicidad. Este modelo HASMC-OOC proporciona una novedosa plataforma in vitro para estudiar la patogénesis de la enfermedad aórtica.

Protocolo

Las muestras aórticas humanas se utilizaron para el aislamiento primario de HASMC bajo la aprobación del Hospital Zhongshan, Comité de Ética de la Universidad de Fudan (NO. B2020-158). Se recolectaron muestras aórticas de pacientes que se sometieron a cirugía de aorta ascendente en el Hospital Zhongshan, Universidad de Fudan. Se obtuvo el consentimiento informado por escrito de todos los pacientes antes de participar.

1. Aislamiento primario de células del músculo liso aórtico humano

1. Lave la región lateral derecha de la aorta ascendente con PBS estéril, 1x-2x.
2. Retire las capas íntima y adventicia del tejido con dos pinzas oftálmicas y retenga la capa de medios para cosechar las células.
3. Coloque la capa de medios en una fuente de cultivo de 10 cm y córtela en trozos pequeños (2-3 mm) con tijeras. Agregue 5 ml de medio de cultivo de células musculares lisas (SMCM) que contenga 10% de FBS y 1% de penicilina-estreptomicina.
4. Mueva el tejido pequeño al frasco de cultivo con un gotero estéril, extendiendo el tejido uniformemente. Deseche el medio de cultivo tanto como sea posible, luego invierta la botella boca abajo.
5. Añadir 2 ml de SMCM en el frasco de cultivo invertido y colocarlo en la incubadora (5%_CO2) a 37 °C durante 1-2 h, luego girarlo lentamente hacia arriba y añadir otros 2 ml de SMCM.
6. Después de 5-7 días de incubación, cambie el SMCM con 4 ml de SMCM fresco. Generalmente, las células esporádicas del músculo liso salen en aproximadamente 2 semanas.
7. Deseche lentamente el SMCM y agréguelo lentamente al cambiar el medio. Transporte la botella de cultivo lentamente cuando se mueva a una estación de microscopio; De lo contrario, los tejidos flotarán y las células crecerán lentamente.
8. Cuando las células alcancen aproximadamente el 80% de confluencia, lavar con 2 ml de PBS, digerir con 2 ml de tripsina al 0,25% y dividirlas en dos nuevos frascos de cultivo con 4 ml de SMCM fresco.
9. Identificar las células a través de un análisis de inmunofluorescencia de cuatro marcadores específicos diferentes para las células del músculo liso (CNN1, SM22)¹⁴.

2. Preparación del chip PDMS

1. Para polimerizar PDMS, agregue el agente de curado (componente B) a la base (componente A) en una relación de peso de A: B = 10: 1 w / w / w y mezcle el complejo completamente durante 5 min; El volumen depende de la necesidad del estudio.
2. Coloque el gel PDMS preparado en un tanque de extracción al vacío durante 30-60 min y mantenga la presión por debajo de -0.8 mPa.
   NOTA: La alta presión conducirá a una extracción insuficiente de pequeñas burbujas dentro del gel PDMS que afectarán el siguiente paso de la fabricación de chips.
3. Utilizando software de diseño asistido por computadora (CAD), diseñe el molde con una estructura de marco externo de 100 mm × 40 mm × 8 mm y un canal de 70 mm × 6 mm × 4 mm.
4. Haga a medida los moldes de las tres capas utilizando una máquina de grabado de control numérico computarizado de alta precisión. Talle el marco de los moldes y los microcanales utilizando placas de polimetacrilato de metilo (PMMA) y luego péguelos en otra placa de PMMA.
5. Vierta el gel PDMS preparado en un molde con un marco exterior de 100 mm × 40 mm × 6 mm y un canal de 70 mm × 6 mm × 4 mm, y luego reticulación a 70 °C durante 1-2 h.
6. Despegue las losas PDMS reticuladas del molde y corte las membranas PDMS comercializadas en secciones de 100 mm × 40 mm.
7. Tratar las tres losas de PDMS preparadas y dos membranas de PDMS con plasma de oxígeno durante 5 min para la activación de la superficie de PDMS. Aplique los siguientes ajustes específicos: aire ambiente como gas de proceso; presión ajustada a -100 kPa; corriente establecida en 180--200 Ma; voltaje ajustado a 200 V; Tiempo de proceso a 5 min.
8. Perfore agujeros en las tres losas PDMS utilizando un perforador de orificios de 1 mm para hacer la entrada y salida de aire y microcanales medios en el chip PDMS.
9. Unir tres losas PDMS y dos membranas PDMS juntas en el orden: canal de aire PDMS slab (capa superior) - membrana PDMS - placa PDMS de canal medio (capa media) - membrana PDMS- canal de aire PDMS slab (capa inferior). Realice este paso bajo un microscopio estereoscópico a 4x para superponer completamente los microcanales de aire con los microcanales medios.
10. Coloque el chip PDMS ensamblado en una incubadora a 70 °C durante 1 h.
11. Prepare varias mangueras de látex de 1 mm de diámetro interior y 3 cm de longitud. Inserte una aguja de acero inoxidable de 1 mm de diámetro exterior y 1 cm de largo en un extremo de la manguera preparada, y luego inserte un Luer en el otro extremo de la manguera para crear el tubo conectado a los microcanales de aire y medio del chip PDMS.
12. Inserte los tubos preparados en las salidas y entradas de los microcanales de aire y medio en el chip PDMS.

3. Tratamiento y esterilización de la superficie del chip PDMS

1. Infundir 2 ml de colágeno de ratón de 80 mg/ml en el microcanal medio del chip PDMS usando una jeringa de 2 ml e incubar a temperatura ambiente durante 30 min.
2. Después de la incubación, retire el colágeno del canal y recoja con una jeringa de 2 ml. Coloque los chips PDMS recubiertos de colágeno en una incubadora a 60 °C durante la noche.
3. Coloque los chips PDMS en un esterilizador UV durante más de 1 h. Coloque los chips PDMS esterilizados en un banco ultralimpio en preparación para el experimento celular.

4. Siembra de células en el chip PDMS y proceso de estiramiento de células

1. Cultivo 4 x 10 5 células musculares lisas humanas primarias (HASMC) de pacientes que utilizan medio de células musculares lisas (SMCM) que contienen 2% de suero bovino fetal (FBS) y 1% de penicilina-estreptomicina en una incubadora de_CO2 al⁵% a 37 °C.
2. Cuando la densidad de HASMC alcance el 80%, deseche el SMCM y lave las células con 2 mL de PBS.
3. Digerir las células usando 1 mL de tripsina al 0,25% durante 2 min y centrifugar a 100 x g durante 5 min. Retire el sobrenadante y vuelva a suspender el pellet celular en 1 ml de SMCM fresco. Use 8 ml de SMCM para cultivar las células en una placa de cultivo de 10 cm.
4. Calcular el número de células utilizando un citómetro y utilizar las células a una concentración final de 2 x 10⁵ células/ml.
5. Vierta lentamente 2 ml de PBS en el microcanal medio del chip PDMS recubierto de colágeno y esterilizado y luego deséchelo con una jeringa de 2 ml.
6. Vierta lentamente un total de 2 ml de 2 x 10^{5 células} /ml de suspensión HASMC en el microcanal medio del chip PDMS utilizando una jeringa de 2 ml. A continuación, cierre el Luer en la entrada y salida del chip PDMS. Colocar el chip PDMS en una incubadora (5%_CO2) a 37 °C durante 1 día.
7. Después de que las células se unen a la membrana PDMS en el chip PDMS, casi después de 24 h, conecte la salida del microcanal de aire en el chip PDMS al sistema de control de vacío. Cuando la célula está unida, se puede ver una forma celular alargada y normal bajo el microscopio, contrastando con las células redondas suspendidas.
8. Encienda la válvula solenoide y la bomba de vacío. Abra el regulador de vacío y ajuste el nivel de presión a 10 kPa para una deformación de 7,18 ± 0,44 % y 15 kPa para una deformación de 17,28 ± 0,91 %.
9. Una vez ajustados los parámetros del sistema de control, colocar los chips PDMS en una incubadora (5%_CO2) a 37 °C y estirar durante 24 h.

5. Preparación del sistema de control mecánico

1. Prepare varias válvulas solenoides, filtros de vacío, reguladores de vacío, una bomba de vacío, una bomba peristáltica y un controlador lógico programable (PLC) que controle la válvula solenoide.
2. Programe el controlador PLC y ajuste el intervalo de tiempo de encendido / apagado a 1 Hz. Conecte las válvulas solenoides al controlador programado.
3. Conecte la entrada de la bomba de vacío a los filtros de vacío y, a continuación, conecte la salida de los filtros de vacío a los reguladores de vacío. Conecte la salida de los reguladores de vacío a las válvulas solenoides y, finalmente, conecte la salida de las válvulas solenoides a las salidas de los microcanales de aire de los chips PDMS.
4. Conecte la salida de la bomba peristáltica a la entrada del microcanal medio del chip PDMS y la entrada de la bomba peristáltica a la salida del chip PDMS de microcanal medio para el reemplazo del medio de cultivo y el manejo de fármacos.
5. Ajuste la amplitud de la deformación por el regulador y la frecuencia de deformación por el microcontrolador.

Resultados

El modelo HASMC-OOC consiste en un sistema de control de vacío, un sistema de circulación y chips PDMS, y el diseño esquemático del modelo HASMC-OOC (Figura 1). El sistema de control de vacío consiste en una bomba de vacío, válvulas solenoides y un controlador PLC. Para actuar como sistema circulante, se utilizó una bomba peristáltica para refrescar el medio de cultivo celular y agregar medicamentos. El chip PDMS estaba compuesto por dos cámaras de vacío y una cámara central llen...

Discusión

Con el rápido desarrollo de la tecnología microfluídica, en los últimos años han surgido modelos OOC que pueden replicar la función biológica y la estructura de uno o más órganos in vitro para aplicaciones en biología, medicina y farmacología¹⁵. La OOC puede simular funciones clave del microambiente fisiológico humano, esencial para explorar los mecanismos de la enfermedad y promover la traducción preclínica^{de fármacos 8,16}

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
4% paraformaldehyde	Beyotime	P0099-100ml	Used for cell immobilization
Alexa Fluor 350-labeled Goat Anti-Rabbit IgG	Beyotime	A0408	Antibodies used for immunostaining
Bovine serum albumin	Beyotime	ST025-20g
Calcium AM/PI	Invitrogen	L3224
Cell culture flask	Corning	430639
CNN1	Abcam	Ab46794
Commercial flexible PDMS membrane	Hangzhou Bald Advanced Materials	KYQ-200
F-actin	Invitrogen	R415
FBS	Sigma	M8318
Hoses	Runze Fluid	96410	1 mm inner diameter; 3 mm outer diameter; 1 mm wall thickness; Official website address: https://www.runzefluidsystem.com
Human aortic smooth muscle cell line CRL1999	ATCC	Lot Number:70019189
Image J	Imagej.net/fiji/downloads	Free Download: https://fiji.sc	Imaging platform that is used to identify fluorescence intensity
Incubator	Thermo Fisher Scientific		Ensures that the temperature, humidity, and light exposure is exactly the same throughout experiment.
Luer	Runze Fluid	RH-M016	Official website address: https://www.runzefluidsystem.com.
Microscope	Olympus
mouse collagen	Sigma	C7661
Oxygen plasma	Changzhou Hongming Instrument	HM-Plasma5L
Pasteur pipette	Biologix	30-0138A1
PBS	Beyotime	C0221A
Pen-Strep	Sigma	P4458-100ml	Antibiodics used to prevent bacterial contamination of cells during culture.
peristaltic pump	Kamoer	F01A-STP-B046
Petri dish	Corning	430167
PLC controller	Zhejiang Jun Teng (BenT) CNC factory	BR010-11T8X2M	The detailed program setting can be found in supplementary. Official website address: files.http://www.btcnc.net
polydimethylsiloxane (PDMS)	Dow Corning	Sylgard 184
SM22	Abcam	ab14106
SMCM	ScienCell	Cat 1101
solenoid valve	SMC (China)	VQZ300
Syringe	Becton,Dickinson and Company	300841
Triton-X 100	Beyotime	ST795	To penetrate cell membranes
Trizol	Invitrogen	10296010	Used for RNA extraction
trypsin	Sigma	15400054
vacuum filter	SMC (China)	ZFC5-6	Official website address: https://www.smc.com.cn
vacuum pump	Kamoer	KVP15-KL-S
vacuum regulator	AirTAC	GVR-200-06
Primers
Primer Name	Forward (5’ to 3’)	Reverse (5’ to 3’)
SM22	CCGTGGAGATCCCAACTGG	CCATCTGAAGGCCAATGACAT
CNN1	CTCCATTGACTCGAACGACTC	CAGGTCTGCGAAACTTCTTAGA