Aplicación de la vermimetría de flujo para la cuantificación y el análisis del microbioma intestinal de Caenorhabditis elegans

Resumen

Caenorhabditis elegans es un modelo poderoso para examinar los determinantes moleculares que impulsan las interacciones entre el huésped y el microbioma. Presentamos una línea de alto rendimiento que perfila los niveles de colonización del microbioma intestinal de un solo animal junto con aspectos clave de la fisiología de C. elegans.

Resumen

La composición del microbioma intestinal puede tener un impacto dramático en la fisiología del huésped a lo largo del desarrollo y la vida del animal. La medición de los cambios en la composición del microbioma es crucial para identificar las relaciones funcionales entre estos cambios fisiológicos. Caenorhabditis elegans ha surgido como un poderoso sistema huésped para examinar los impulsores moleculares de las interacciones huésped-microbioma. Con su plan corporal transparente y sus microbios naturales marcados con fluorescente, los niveles relativos de microbios dentro del microbioma intestinal de un animal individual de C. elegans se pueden cuantificar fácilmente utilizando un clasificador de partículas grandes. Aquí describimos los procedimientos para la configuración experimental de un microbioma, la recolección y el análisis de las poblaciones de C. elegans en la etapa de vida deseada, la operación y el mantenimiento del clasificador, y los análisis estadísticos de los conjuntos de datos resultantes. También discutimos las consideraciones para optimizar la configuración del clasificador en función de los microbios de interés, el desarrollo de estrategias efectivas de compuerta para las etapas de vida de C. elegans y cómo utilizar las capacidades del clasificador para enriquecer las poblaciones de animales en función de la composición del microbioma intestinal. Como parte del protocolo, se presentarán ejemplos de posibles aplicaciones, incluido el potencial de escalabilidad a aplicaciones de alto rendimiento.

Introducción

La evolución animal está sometida a una constante influencia microbiana¹. A partir de diversos microbios en el medio ambiente, los huéspedes animales adquieren socios específicos² que amplían las capacidades del huésped e impulsan su fisiología y susceptibilidad a las enfermedades³. Por ejemplo, los análisis metagenómicos del microbioma intestinal revelaron clases metabólicas enriquecidas de genes microbianos que pueden conferir una mayor recolección y almacenamiento de energía en ratones obesos⁴, muchos de los cuales también se encuentran en el microbioma intestinal humano⁵. Todavía existe una gran necesidad de establecer relaciones causales e identificar los determinantes moleculares del impacto del microbioma, aunque el progreso se ha visto obstaculizado por las complejidades del microbioma y la capacidad de tratamiento de los sistemas huéspedes para el cribado a gran escala.

El organismo modelo C. elegans proporciona una plataforma para avanzar en la comprensión molecular de los vínculos entre el microbioma y la fisiología del huésped. C. elegans posee 20 células intestinales con una capa mucosa y estructuras de vellosidades. Estas células están equipadas con abundantes genes quimiorreceptores que detectan productos microbianos y producen moléculas antimicrobianas que potencialmente regulan a sus colonizadores intestinales ^6,7. Esta biología conservada de C. elegans ha dado lugar a un gran número de descubrimientos en la señalización del huésped que regula los microbios intestinales, incluida la señalización de la insulina, el TGF-beta y la quinasa MAP 8,9,10.

C. elegans utiliza microbios como su dieta para crecer durante el desarrollo y microbioma como adultos. Con la vejez, algunos microbios pueden acumularse en exceso en la luz intestinal y la relación huésped-microbio pasa de la simbiosis a la patogénesis¹¹. En su hábitat natural, C. elegans se encuentra con una amplia gama de especies bacterianas^12,13. La secuenciación del ADNr 16S a partir de muestras representativas recogidas en hábitats naturales (frutas podridas, tallos de plantas y vectores animales) reveló que el microbioma natural de C. elegans está dominado por cuatro filos bacterianos: Proteobacteria, Bacteroidetes, Firmicutes y Actinobacteria. Dentro de estas divisiones se encuentra una gran variación en la diversidad y riqueza de bacterias con base en el hábitat^12,13,14,15. Se han establecido varias comunidades definidas, incluidas las colecciones de 63 miembros (BIGbiome)¹⁶ y 12 miembros (CeMbio) que representan los principales géneros de microbiomas creados para la comunidad de investigación de C. elegans ¹⁷. Tanto los microbiomas como las cepas componentes pueden tener un impacto diverso en la fisiología de C. elegans, como el tamaño corporal, las tasas de crecimiento y las respuestas al estrés 9,16,17. Estos estudios proporcionan recursos y ejemplos para establecer a C. elegans como un modelo para la investigación del microbioma.

Aquí se presenta un flujo de trabajo basado en un clasificador de partículas grandes (LPS) (Figura 1) que utiliza el sistema C. elegans para medir simultáneamente la composición del microbioma y las medidas básicas de la fisiología del huésped a escala poblacional. Desde el punto de vista microbiano, el flujo de trabajo es adaptable para ensamblar un microbioma definido o microbios individuales para probar la robustez y plasticidad de la comunidad con interacciones microbianas cada vez mayores. Desde el lado del huésped, el flujo de trabajo permite realizar ensayos de alto rendimiento para medir los niveles de colonización de microbios fluorescentes en el microbioma y la lectura fisiológica del huésped en términos de desarrollo, tamaño corporal y reproducción. En conjunto, el modelo de microbioma de C. elegans permite que las pantallas de alto rendimiento identifiquen los determinantes metabólicos y genéticos que modulan la fisiología del huésped.

Protocolo

1. Preparación de la mezcla de microbioma

1. Estampe o elimine las bacterias de un caldo de glicerol congelador en una placa de caldo de lisogenia (LB) o en un medio de cultivo apropiado, y crezca durante la noche a una temperatura óptima basada en las cepas bacterianas de interés (generalmente 25 ° C para los microbios naturales de C. elegans ).
2. A partir de la placa LB, utilice una sola colonia de cada aislado bacteriano (p. ej., 12 bacterias de la colección CeMbio) para inocular 800 μL de medio LB en pocillos separados de una placa de pocillos profundos de 1 mL. Incubar durante la noche a la temperatura óptima con agitación a 250 rpm.
   NOTA: Este protocolo está optimizado para su uso con microbiomas naturales definidos (por ejemplo, CeMbio), pero se puede ajustar fácilmente para microbios individuales mediante el crecimiento en condiciones apropiadas u otros recipientes de cultivo (tubos).
3. Evalúe el crecimiento de cada microbio mediante espectrofotometría. Transfiera una alícuota de 20 μL a 80 μL de LB y agregue la solución a una placa transparente de fondo plano de 96 pocillos. Mida el diámetro exterior₆₀₀ en un lector de placas.
4. Después del crecimiento durante la noche, centrifugue la placa de cultivo de pocillos profundos a 4.000 x g durante 10 minutos para granular bacterias y elimine el sobrenadante por aspiración utilizando un colector de aspiración de 96 pocillos o una pipeta multicanal.
5. Utilizando valores de DO 600, normalice la concentración de cada microbio a un DO final₆₀₀ de 1,0 utilizando un medio M9 estéril.
6. Si combina microbios, determine la cantidad de cultivo bacteriano necesario para el experimento y cree una mezcla maestra de microbioma combinando volúmenes iguales de cada cepa bacteriana en un tubo de tamaño suficiente (por ejemplo, tubos de 5 ml o 15 ml).
7. Localice 30-50 μL de los microbios con un OD final₆₀₀ de 1,0 en el centro de cada placa o pocillo¹⁸ que contenga agar del medio de crecimiento de nematodos (NGM). Deje que el microbioma sembrado crezca durante la noche a una temperatura óptima (25 °C aquí).
   NOTA: Prepare las placas de agar NGM con anticipación de acuerdo con las instrucciones del Wormbook o usando polvo de NGM premezclado¹⁸. Por ejemplo, se agregan 3 mL de NGM para placas de 12 pocillos y 1,5 mL para placas de 24 pocillos.

2. Preparación de C. elegans sincronizados para su crecimiento en el microbioma

1. Cultive aproximadamente 100 gusanos en placas NGM (6 cm de diámetro) sembradas con Escherichia coli OP50, hasta que los gusanos alcancen la edad adulta grávida. Para los fines de este protocolo, se utilizó la cepa N2 de C. elegans , aunque el protocolo se puede adaptar fácilmente a otras cepas de nematodos.
2. Agregue 6 ml de tampón M9 (más 0.01% de tritón X-100; M9-TX) a la placa, pipeteando hacia arriba y hacia abajo para lavar aproximadamente 100 gusanos adultos grávidos en un tubo cónico de 15 ml.
3. Prepare una solución de lejía recién hecha mezclando dos partes de lejía con una parte de 5 M de NaOH.
4. Centrifugar las lombrices a 3.000 x g durante 30 s para pelletizar las lombrices. Aspire para bajar el volumen a 4 ml y luego agregue 2 ml de solución de lejía.
5. Cierre bien la tapa y agite el tubo. Monitoree los gusanos adultos en la solución bajo un microscopio estereoscópico con un aumento de 10x. Cuando los cuerpos adultos comienzan a separarse, generalmente después de 3,5 minutos, deje de temblar y centrifugue a 3.000 x g durante 30 s.
6. Aspire a un volumen mínimo con una pipeta. Vuelva a suspender, centrifugar y aspirar cuatro veces en M9-TX para eliminar la lejía.
7. Vuelva a suspender en 4-6 ml de M9-TX y coloque el tubo en un rotador durante la noche, permitiendo que los huevos eclosionen y se sincronicen en la etapa L1.
8. Al día siguiente, tome 10 μL de gusanos L1 en M9-TX del tubo y colóquelos en una placa de Petri limpia. Cuente el número de gusanos L1 vivos bajo un microscopio estereoscópico con un aumento total de 20x.
9. En función de la densidad L1, pipetear el volumen adecuado para dejar caer ~50 larvas L1 sincronizadas en el borde de las placas NGM sembradas con microbioma e incubar a 20 °C. Deje que los gusanos crezcan hasta la edad deseada (Día 2 o Día 3 de la edad adulta).

3. Recolección de la población de lombrices para el análisis del microbioma intestinal

1. Lave las lombrices del césped bacteriano con 1-2 ml de M9-TX en una placa esterilizada de 2 ml de 96 pocillos de profundidad.
   NOTA: Para cepas microbianas que crean biopelículas significativas, agite el plato con líquido durante 5 minutos para romper los desechos microbianos.
2. Centrifugar la placa de pocillos profundos a 300 x g durante 1 minuto para granular los gusanos y luego eliminar el líquido con un colector de aspiración.
   NOTA: Los usuarios pueden utilizar una pipeta multicanal para extraer manualmente el líquido si no se dispone de un colector de aspiración. Asegúrese de que las puntas de las pipetas no toquen el fondo de los pocillos para evitar la pérdida de muestras de gusanos.
3. Agregue 1,8 ml de M9-TX a cada pocillo de la placa de pocillos profundos con una pipeta multicanal de 1,2 ml. Mezclar pipeteando hacia arriba y hacia abajo un par de veces, y centrifugar a 300 x g durante 1 min. Repita este paso cuatro veces para eliminar las bacterias en el líquido.
4. Después del lavado final, lleve el volumen de cada pocillo a 100 μL utilizando el colector de aspiración.
   NOTA: Para separar a los adultos de las larvas usando la gravedad, deje la placa en el banco durante 30-60 s, permitiendo que los gusanos adultos se hundan hasta el fondo del pozo. Luego, aspire la placa para eliminar las larvas de la suspensión.
5. Agregue 100 μL de 10 mM de levamisol en M9-TX a cada pocillo y deje que las lombrices se paralicen durante 5 min. Después del tratamiento con levamisol, agregue un 4% de la solución de lejía descrita en el paso 2.3 a cada pocillo durante 2 minutos para reducir los grumos bacterianos, si es necesario. Lavar con M9-TX dos veces después del tratamiento con lejía y aspirar hasta un volumen final de 100 μL después del segundo lavado.
6. Transfiera los gusanos a una placa de fondo plano de 96 pocillos que contenga 150 μL de levamisol de 10 mM en M9-TX. Mantenga la densidad de lombrices entre 50 y 100 por pocillo y divida las lombrices en varios pozos si la población está demasiado abarrotada.

4. Configuración del clasificador de partículas grandes y el muestreador automático

1. Encienda el compresor de aire, la computadora y el instrumento LPS. Revise y vacíe el depósito de residuos. Luego, agregue 500 ml de lejía al tanque de desechos vacío. Revise y rellene la funda y los tanques de agua si el volumen es bajo. Asegúrese de que el conjunto de núcleo óptico y fluídico (FOCA) de 250 μm esté en su lugar.
2. Ejecute las partículas de control para el control de calidad. Abra el software del instrumento LPS. En la ventana del software, marque Habilitar láseres para activar los láseres de 488 nm y 561 nm.
   NOTA: Es posible omitir los pasos 4.2-4.5 si las partículas de control se han ejecutado dentro de las 2 semanas anteriores y FOCA no se ha cambiado en ese tiempo.
3. Seleccione Configurar > Controlar partículas. Seleccione No en el mensaje para ir a la configuración predeterminada. Agite las partículas de control (partículas de control de 10 ml de h,₂de O y 10 ml en un tubo cónico de 50 ml) antes de cada uso y cárguelas en el puerto de muestra.
4. Cuando esté listo, haga clic en Adquirir para registrar 500 eventos. Asegúrese de que la tasa de eventos se lea entre 15 y 30 eventos/s.
   NOTA: Si la tasa de eventos no es de 15 a 30 eventos/s, se debe contactar a un ingeniero para ajustar la configuración de la máquina.
5. Examine el coeficiente de variación (CV) para todos los parámetros. Si CV < 15%, se pasa el control de calidad y se puede cerrar el software LPS. Si CV > 15%, vuelva a ejecutar y ajuste los micrómetros con partículas de control recién hechas para alinear el láser con la celda de flujo.
6. Conecte y encienda el muestreador automático. Abra el software del instrumento del muestreador automático. Esto abre el muestreador automático y el software LPS. En la ventana del software LPS, vaya a Archivo > nuevo experimento y, a continuación, a Archivo > nueva muestra. Marque Habilitar láseres para encender láseres de 488 nm y 561 nm si aún no se ha hecho.
7. Cree plantillas para diagramas de puntos de adquisición utilizando el tiempo de vuelo (TOF), la extinción (EXT) y los canales fluorescentes en la ventana del software LPS. Un buen número máximo inicial para capturar todos los gusanos es 8.000 para TOF y EXT. Las escalas de fluorescencia variarán en función de cada microbio. Incluya muestras de gusanos de control cultivadas en microbios no fluorescentes (por ejemplo, OP50) y cada microbio fluorescente solo (si se mezclan microbios) como controles con cada experimento.
   1. Haga clic con el botón derecho en el cuerpo de un gráfico para modificar la escala. Utilice animales de control, como adultos del día 1 o L1 sincronizados (o población de interés) para ayudar con la selección de la compuerta TOF y EXT.
8. En la ventana del muestreador automático, seleccione Prime. Vaya a Archivo > Abrir script para seleccionar el script integrado correcto y, a continuación, haga clic en Aceptar.
   1. Solo para el análisis, seleccione el script con Adquirir. Para ordenar, seleccione el script con Dispensar. Para la adquisición de placas de 96 pocillos, seleccione el script con 96 pocillos; Para la adquisición de placas de 384 pocillos, seleccione el script con 384 pocillos. Para el volumen de muestra (40 o 100 μL), seleccione el script con el volumen correspondiente.
9. Vaya a Plantilla de placa en el menú del software de muestreo automático para seleccionar los pocillos deseados para el análisis. Cargue las muestras de control. Después de que la placa esté cargada en la platina del muestreador automático y asegurada, presione Run Plate en la ventana del muestreador automático. Guarde el archivo cuando se le solicite.
   NOTA: Las muestras de control y los ajustes se pueden realizar con un tubo cónico de 50 ml en el puerto de muestra LPS antes de conectar el muestreador LP.
10. Cuando finalice la adquisición, haga clic en el botón Almacenar datos en la cinta superior de la ventana del software LPS y guarde los datos nuevamente.

5. Análisis de las características de C. elegans y los niveles del microbioma intestinal por animal

1. Los datos sin procesar se almacenan en tres tipos de archivos: .lmd, .bxr3, .txt. Cargue el archivo de texto con la etiqueta archivo .txt en el programa R para su análisis. Complete los pasos a continuación en R¹⁹.
2. Utilice el paquete tidyverse²⁰ como marco para el análisis.
3. Usando la función ggplot (incluida en tidyverse) trace los datos LPS usando los valores TOF como eje x y los valores EXT como eje y. Un gráfico normal mostrará dos nubes de puntos. Asegúrese de que uno esté cerca del origen y del eje x, lo que indica partículas más pequeñas, como larvas y desechos pequeños, y que el segundo grupo de partículas esté hacia la parte superior derecha de la gráfica y represente nematodos adultos.
4. Utilizando esta agrupación como guía, elija los valores de corte TOF y EXT adecuados. La activación puede variar según las cepas de C. elegans en diferentes microbios en función de los cambios en la fisiología (p. ej., los animales oscuros frente a los claros o los cambios en el transporte de huevos pueden alterar los coeficientes EXT).
5. Utilice el subconjunto de funciones para separar adultos y larvas mediante la compuerta TOF y EXT. En el ejemplo que se muestra aquí, utilice los ajustes TOF > 1.200 y EXT > 1.000 para controlar los animales adultos.
6. Analice los conjuntos de datos resultantes en busca de diferencias estadísticas; use la función de prueba t en R para este experimento.
   1. Para determinar el impacto del microbioma en el tamaño y la densidad óptica de C. elegans, compare los valores de TOF y EXT, respectivamente, entre las condiciones. TOF es un indicador del tamaño del gusano y puede indicar cambios en las tasas de crecimiento de los animales en momentos específicos. Los cambios en la EXT son mayores entre el final del desarrollo y la edad adulta debido a la luz dispersada por los huevos y se pueden utilizar para evaluar los cambios en el momento de esa transición y la fecundidad. Evaluar la proporción y distribución de la progenie si se conservaron durante los análisis.
   2. Para determinar los cambios en los niveles de colonización del microbioma intestinal, primero normalice los valores de fluorescencia (por ejemplo, columnas rojas o verdes) dividiéndolos con valores de TOF individuales para cada animal. A medida que los gusanos crecen en tamaño y se convierten en adultos, el volumen de su intestino también aumenta. La normalización ayuda a reducir los artefactos de las diferencias en las distribuciones de tamaño de los animales de muestra. Utilice animales normalizados para evaluar los cambios en la colonización del microbioma intestinal en todas las afecciones.
      NOTA: Se puede encontrar un ejemplo de datos sin procesar y los scripts de R correspondientes en el Archivo Suplementario 1 JOVE_worm_microbiome.txt y el Archivo Suplementario 2 JOVE_worm_microbiome.r. Consulte la Figura 2 y la Figura 3 para ver un ejemplo representativo de estos análisis del huésped y el microbioma utilizando dos bacterias fluorescentes.

6. Clasificación de los animales de C. elegans según las características del microbioma intestinal

1. Recolecte una población de C. elegans cultivada en microbios marcados con fluorescencia (p. ej., RFP) como se describe en el Paso 3. Los gusanos deben colocarse en tubos cónicos de 50 ml con un mínimo de 5 ml de muestra. Apunte a aproximadamente 2,000 lombrices/mL, incluidos todos los adultos y crías.
   NOTA: Esto también se puede hacer en una placa de fondo plano de 96 pocillos utilizando el muestreador LP. Mantenga la densidad de gusanos entre 50 y 100 por pocillo.
   1. Si se ha utilizado un sampler LP, apague y desconecte el sampler LP. Vuelva a conectar las líneas de muestra y purga al LPS antes de clasificar.
2. Abra el software LPS, vaya a Archivo > nuevo experimento y luego a Archivo > nueva muestra. Cree un diagrama de puntos con TOF en el eje x y Extinción en el eje y. Cree otro diagrama de puntos con TOF en el eje x y rojo en el eje y. Utilice la misma escala de eje y la misma configuración de láser que se utilizó anteriormente. Marque Habilitar láseres para activar láseres de 488 nm y 561 nm
   NOTA: Si estos gráficos se han creado previamente, vaya a Archivo > Abrir experimento y Archivo > Abrir muestra para cargar gráficos.
   1. Coloque el tubo de muestra de control en el puerto de muestra. En el cuadro de diálogo Adquirir/Dispensar, haga clic en Adquirir. Guarde el archivo cuando se le solicite. Una vez que se hayan medido suficientes gusanos para distinguir las poblaciones, haga clic en Abortar.
      NOTA: Los caudales deben ser de aproximadamente 15 a 30 eventos/s. De lo contrario, ajuste las concentraciones de gusanos para asegurarse de que los animales individuales se analicen o clasifiquen por gota. En LPS, los gusanos pasan a través de la trayectoria del láser en diferentes posiciones (recto versus rizado o doblado). Pueden tardar una cantidad diferente de tiempo en pasar el láser y el detector dependiendo de sus posiciones.
   2. En el diagrama de puntos TOF vs Extinción, dibuja una puerta alrededor de la población adulta. En el diagrama TOF vs Red dot, dibuje puertas alrededor de las áreas con valores rojos altos y bajos como regiones de interés para los gusanos adultos con diferentes niveles de colonización del microbioma. Vaya a Ver jerarquía de compuertas > y asegúrese de que las puertas fluorescentes aparezcan en la puerta de población adulta. Una vez optimizada la configuración, vaya a Archivo > Guardar experimento y Archivo > Guardar muestra.
      NOTA: En el ejemplo que se muestra aquí, seleccione los animales en función de las puertas TOF/EXT para adultos y clasifíquelos en grupos que exhiban una colonización alta o baja con bacterias fluorescentes rojas que expresan proteínas. Sin embargo, cualquier combinación de parámetros medidos por el LPS puede utilizarse para identificar la(s) población(es) de interés.
3. Antes de clasificar, asegúrese de que se haya cargado el aparato de recolección adecuado. Para cargar la placa de 96 pocillos en el aparato de recolección, seleccione Cargar placa A > Mover en la sección Mover etapa en el cuadro de diálogo Adquirir/Dispensar para permitir que la etapa de recolección se mueva a una posición preparada para cargar una placa de 96 pocillos.
4. Para la clasificación a granel, seleccione el tamaño de tubo adecuado y haga clic en Mover para cargar un tubo cónico de 15 ml o 50 ml. En la sección Ordenación del cuadro de diálogo Adquirir/Dispensar, elija la puerta de ordenación en la lista desplegable de las regiones creadas. Introduzca el número de objetos de la región definida para dispensar a un tubo colector directamente debajo de la boquilla de la celda de flujo. Haga clic en el botón Clasificación masiva en el cuadro de diálogo Adquirir/Dispensar.
5. Para dispensar a una placa de 96 pocillos, vaya a Configuración > placas > Placas calibradas > placa de 96 pocillos. A continuación, vaya a Ver plantilla de placa >, seleccione los pozos en los que se ordenarán los gusanos, introduzca el número de objetos que se clasificarán en cada pozo y seleccione las regiones cerradas de interés. Si se va a clasificar más de una región cerrada en la misma placa, marque la casilla Cerrar cada pozo. Haga clic en Aceptar para guardar los cambios.
6. Una vez asignados los números de clasificación y las ubicaciones, haga clic en los botones Placa de llenado del cuadro de diálogo Adquirir/Dispensar para iniciar la dispensación a una placa de 96 pocillos.
   1. Antes de llenar toda la placa de 96 pocillos, realice una clasificación de prueba de un subconjunto de animales o controles en una placa de 96 pocillos y analice con un microscopio estereoscópico para asegurarse de que se hayan clasificado los números apropiados y las poblaciones de animales deseadas. Una vez que se haya confirmado la precisión de la clasificación, repita los pasos 6.3-6.6 para las muestras experimentales. Haga clic en el botón Almacenar datos en la cinta superior de la ventana del software LPS para volver a guardar los datos .
      NOTA: Todas las mediciones (EXT, TOF, RFP, GFP, etc.) también se pueden recopilar para los animales clasificados y compararlos con los que no se clasificaron. Esto puede permitir que los modos de análisis y clasificación se ejecuten al mismo tiempo si se desea.

Resultados

Definición de las puertas de la población de adultos y larvas
Aquí, las L1 sincronizadas de C. elegans se cultivaron en una placa NGM sembrada con E. coli OP50 (Eco), una dieta estándar de laboratorio. Las poblaciones de C. elegans se colectaron para el análisis de LPS después de 96 h o 120 h de crecimiento a 20 °C (Figura 2A). Un diagrama de puntos de extinción (EXT, un indicador de la densidad corporal) frente al tiempo de vuelo (TOF, ...

Discusión

La vermimetría de flujo se ha utilizado para caracterizar los genes y las vías de C. elegans contra la colonización y toxicidad de patógenos en varios estudios^21,22. Aquí, se presenta un enfoque de alto rendimiento que utiliza C. elegans para investigar cómo los microbiomas intestinales modulan la fisiología de su huésped. En comparación con los métodos existentes que utilizan unidades formadoras de colonias (UFC) o secuenciación de a...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
15 mL conical bottom centrifuge tubes	VWR	10026-076
96 deep-well plates (1 mL)	Axygen	P-DW-11-C
96 deep-well plates (2 mL)	Axygen	P-DW-20-C
96-well Costar plate	Corning	3694
Agar	Millipore Sigma		Standard bacteriology agar is also sufficient.
Aspirating manifold	V&P scientific	VP1171A
Bleach	Clorox
Bleach solution			Mix Bleach with 5M Sodium hypochlorite 2:1 (v/v)
Cell Imaging Multimode Reader	Biotek	Cytation 5	Bacterial OD measurement
Centrifuge	Thermo scientific	Sorvall Legend XTR	For 96 well plate and conical tubes
Fluorescent Microscope	Nikon	TiE
ggplot: Various R Programming Tools for Plotting Data.	R package	Version 3.3.2
Large Particle Autosampler	Union Biometrica	LP Sampler
Large Particle Sorter	Union Biometrica	COPAS Biosorter
Levamisole	Fisher	AC187870100
Lysogeny Broth (LB)	RPI	L24066	Standard LB home-made recipes using Bacto-tryptone, yeast extract, and NaCl are also sufficient.
M9 solution			22 mM KH2PO4 monobasic, 42.3 mM Na2HPO4, 85.6 mM NaCl, 1 mM MgSO4
Nematode Growth Medium	RPI	N81800-1000.0	1 mM CaCl2, 25 mM KPO4 pH 6.0, 1 mM MgSO4 added after autoclaving.
RStudio	GNU	Version 1.3.1093
Sodium hypochlorite	Sigma-Aldrich		5M NaOH
Stereo Microscope	Nikon	SMZ745
Sterile 10 cm diameter petri dishes	Corning	351029
Sterile 12-well plates	VWR	10062-894
Sterile 24-well plates	VWR	10062-896
Sterile 6 cm diameter petri dishes	Corning	351007
Triton X-100	Sigma-Aldrich	T8787