Esta investigación se llevó a cabo en virtud de USDA-ARS CRIS Proyecto de 5.325 a 42.000-037-00D, y con los resultados de CRADA 58-3K95-7-1198 y TFCA 58-5325-8-419. Los autores agradecen Suterra por el don de la (Z, Z) -11,13-hexadecadienal, B. Higbee de discusiones productivas, y J. Baker, de asistencia técnica.

1. La preparación de compuestos volátiles detectados a partir de la planta huésped de EAG detección <ol><li> Después de la identificación y autentificación de todas las sustancias volátiles a través de GC-MS, el análisis EAG bocanada de cada uno disponible volátil. La selección inicial puede ser un número duplicado bajo de respuestas antenales (N = 3-5) para cada sexo con el fin de lograr una indicación de chemoreceptivity relativa en un corto período de tiempo (Tabla 1). </li><li> Preparar una solución de cada volátil a un 5 mg / ml de concentración en pentano. Selle herméticamente y refrigerar la muestra hasta que esté listo para su uso inmediato (por ejemplo, acetofenona, densidad = 1,03 g / ml, volumen = (0,005 g/1.03 g / ml) x 1000 = 4,85 l de acetofenona en un matraz aforado de 1,0 ml y se diluye hasta 1,0 ml con pentano). </li><li> Justo antes de su análisis EAG, eliminar los viales que contienen el 5 mg / ml de concentración de los volátiles a ensayar y se deja calentar a temperatura ambiente. Mientras tanto, marcar el número apropiado de pipetas Pasteur decorrelacionan con cada volátil a ensayar, y envolver un pequeño trozo de parafina (ca. 15 x 15 mm) sobre la punta de la pipeta. Para las pipetas de detección iniciales de estímulo 10 (N = 4 para cada hombre y mujer) se cargan en el caso de una preparación mal o un obstáculo imprevisto otro. </li><li> Utilizando un par de pinzas, suavemente doblar el disco bioensayo en un medio para facilitar la colocación en la pipeta, a continuación, parcialmente colocar el disco doblado en el extremo grande de la pipeta para que ca. 2-3 mm del disco están expuestos. Alinear las pipetas marcadas y preparado en un soporte de estante. </li><li> Utilizando una pipeta o una jeringa, cargar 10 l (50 mg) de solución volátil en cada disco y permitir 2 minutos antes de pasar completamente la inserción de los discos en la pipeta. Una vez cargado, inmediatamente sellar el extremo de la pipeta con parafilm (ca. 15 x 30 mm). La cantidad de estímulos volátiles para ser cargados y sopló más probable es que varía con las especies de insectos. </li><li> Siguiendo el mismo protocolo que se ha indicado anteriormente, preparar los controles deincluir en cada análisis. Para la carga negativa de control de 10 l de pentano solo en cada disco, espere 2 minutos, cargar en la pipeta de la etiqueta y el sello. Para el control positivo, carga de 10 l (50 mg) en el disco, espere 2 minutos, la carga en la pipeta etiquetado y sellado con parafilm. </li><li> La viabilidad de la preparación de las antenas de insectos más probable es que varían según las especies, pero hemos encontrado que Amyelois transitella antenas suelen permanecer activa y constante por más de 30 minutos después de la escisión con el protocolo descrito. Esta cantidad de tiempo que generalmente se permiten hasta 4-10 muestras volátiles para ser evaluados. Tabla 2 proporciona un ejemplo de los tiempos y las secuencias. </li></ol> 2. Preparación de las antenas de los insectos para el bioensayo EAG <ol><li> El objetivo de este experimento es el análisis de EAG, por lo que la suposición de que cada investigador tendrá acceso a los insectos criados adecuadamente. </li><li> Para este experimento vamos a estudiar 3-4 días old, se aparearon las polillas masculinas y femeninas. Polillas individuales se transfieren a un pequeño recipiente con tapa de plástico del día de análisis. Inmediatamente antes de la bioensayo, la polilla a ensayar se transfiere de cabeza en un aparato de sujeción (es decir, a partir de diversas puntas pipeteador de plástico) y asegurado por detrás. La manipulación de los insectos puede ser visto bajo un bajo consumo de energía estéreo-microscopio para facilitar la escisión. </li><li> Las antenas son objeto de burlas a cabo utilizando una herramienta de alambre en la punta. El titular de tenedor, con una pequeña película de gel de electrodo, se coloca en estrecha proximidad para la transferencia rápida de las antenas. La primera antena se extirpa el uso de tijeras micro y se coloca en el tenedor, asegurando la base de la antena se coloca en la porción no-rojo del tenedor (el electrodo de tierra indiferente). Un conjunto temporizador durante 10 minutos y se inicia la segunda antena se extirpa y se coloca al lado de la primera antena con ambas bases en el mismo lado del tenedor. </li><li> Alternativamente, las antenas pueden quedar asegurada dentro de la holdintubo g, extirpados, entonces suavemente retirado de entre el tubo y el insecto utilizando una herramienta con punta de alambre con una pequeña cantidad de gel en el extremo. </li><li> Antenas se comprueban para asegurar la base y la punta se sumergen en gel de electrodo y no hay burbujas están presentes en el gel. Los extremos y consejos pueden ser ajustados para garantizar la exposición total al gel para electrodos. Se debe tener cuidado para asegurar que el resto de cada antena no está cubierto con gel, garantizando así la máxima área de superficie antenal está expuesto a la calada. </li><li> El tenedor preparado se inserta en la sonda de pre-amplificador y se mantiene bajo un constante flujo de aire húmedo a 200 ml / min durante el tiempo restante del período de espera de 10 minutos. El tiempo especial y EAG veces iniciación se observó (Tabla 2) y 30 segundos antes de la primera bocanada de estímulo, la pipeta que contiene el control positivo está abierta y se coloca en el soporte que se ajusta para dirigir el aire / bocanada flujo 2-3 mm desde el preparado antenas. </li><li> Después de cada experperimento, las polillas de prueba son sacrificados en un ambiente de hielo seco y bien dispuestos. </li><li> Las polillas hembras se diseccionan para comprobar el estado de apareamiento. Los hombres que cohabitan se supone que se han apareado. </li></ol> 3. EAG Protocolo de componentes individuales <ol><li> Respuestas antenales se registran a través del software incluido con AutoSpike el instrumento EAG Syntech. La configuración en la pestaña Propiedades AutoSpike para el canal con la sonda de EAG se ha fijado en una tasa de muestreo de 106,7, NO a la rectificación, y un filtro de 0 a 42 Hz. Por la ficha Filtro, el filtro de EAG está en ON y el punto de corte bajo se ajusta a 0,1 Hz. </li><li> Bocanadas de estímulo son de 1-2 segundos de duración. Un contador de tiempo establecido para un minuto se inicia después de cada bocanada. </li><li> La pipeta prueba volátil próximo está abierta y se coloca en el soporte. La secuencia de los volátiles de ensayo, aleatorizado entre ejecuta para asegurar que no compuestos de ensayo consistente seguir otra prueba volátil, es seguido a continuación (por ejemplo, Tabla 2) cuidadosamente allowing 1 minuto entre cada disparo. </li><li> Para facilitar la lectura de las respuestas EAG, las porciones de los gobernantes se colocan sobre la pantalla del ordenador y el nivel basal hasta el ápice de la señal de deflexión hacia abajo se mide en milímetros y se registra en una hoja de datos (es decir, para el ajuste mV 5, 33 mm = 2,5 mV). El software tiene la capacidad de reproducción de las grabaciones guardadas para su posterior análisis. La conversión de mm a cualquiera mV o amplitud mV se realiza en el análisis de datos más adelante. </li><li> Después de la bocanada final de control positivo (por ejemplo, el registro # 12) se administra, las antenas se retiran, el tenedor se limpia con una toallita de etanol saturado y se deja secar antes de su uso posterior. </li><li> Para aumentar el rendimiento de los ensayos, la escisión de la siguiente serie de antenas puede ser iniciado por un personal de laboratorio de segunda a unos 10 minutos antes del final del experimento actual - después de la cuarta de hojaldre, la segunda prueba volátil de la experiencia actual, según la tabla 2. Esto permitirá FOr el comienzo del experimento siguiente directamente después de los extremos experimento actual. </li><li> Mayor número de repeticiones (a antenas diferentes) puede realizarse en compuestos de interés para proporcionar una mayor validación estadística. </li></ol> 4. Un ejemplo de análisis de los EAG mezclas u otras matrices (Tabla 3) <ol><li> A continuación, las proporciones y los volúmenes de dos mezclas terciarias (3-componente mezclas) se calcula para proporcionar un ejemplo de la combinación de compuestos volátiles que suscitan respuestas de alta EAG (Tabla 4). Los cálculos son para algunas relaciones básicas, una proporción 1:1:1 molar de α-humuleno: 2-undecanona: 2-feniletanol y luego comparar a una relación de mezcla de la segunda 1:02:04. </li><li> Utilizando protocolos similares se describió anteriormente, las mezclas se preparan y etiquetados pipetas Pasteur se cargan junto con los controles necesarios positivos y negativos. </li><li> Las muestras volátiles se inflan a través de antenas de los machos y hembras, y las respuestas se miden y haber iniciado sesióna una hoja de datos (Tabla 3). </li></ol> 5. Los resultados representativos Para la naranja ombligo femenino las siguientes opciones se utilizan: 2 inhalaciones segundo, 10 veces segundo disco, 10 segundos de la ventana, y el 5 de escala de mV. Una desviación negativa es la respuesta típica, sin embargo, el valor absoluto se registra (por ejemplo, -3.400 deflexión mV se registra como 3.400 mV). Una respuesta relativamente débil de la preparación para el control positivo se descarta. Figura 1 proporciona una representación gráfica de una mala respuesta al control positivo por la naranja ombligo. Por ejemplo de un resultado pobre control, la media de respuesta de las hembras antenal a acetofenona es típicamente ca. 2.600 mV (Figura 2), si la preparación sólo dio una respuesta de ca. 1.300 mV que se descarta y se prepara otro par de antenas. Del mismo modo, la respuesta media de los hombres de (Z, Z) -11,13-hexadecadienal era tipicay 3.000 mV, por lo que cualquier respuesta es inferior a 1.500 mV se descartó típicamente. El control positivo al comienzo y al final de cada experimento también proporciona información relativa a la condición de las antenas. Una regla de oro se sigue para la detección rápida es si la respuesta antenal a la nube de la post-control (expediente n º 12, Tabla 2) es menor que el 75% del hojaldre 1 º de la pre-control (registro # 1 , Tabla 2) o menor que el hojaldre 2 ª de la pre-control (registro # 2, Tabla 2) a continuación, el experimento no se utiliza en el análisis de datos debido a la posible degradación de la preparación (Figura 3). Un ejemplo de la primera regla de oro sería el registro # 1 = 2.730 mV y el registro n º 12 = 1680 mV, y la segunda regla de oro si el registro n º 2 = 2.350 mV y el registro n º 12 = 1680 mV, en cada uno de estos casos , los resultados del PREP y el experimento se descarta. Aejemplo representativo de la corrección de los valores de respuesta EAG medidos para el control positivo sería como sigue. <table border="1"><tbody><tr><td> Ejecutar # </td><td> GAE (mV) </td><td> Ejecutar # 2 </td><td> GAE (mV) </td><td> Ejecutar # 3 </td><td> GAE (mV) </td></tr><tr><td> (+) Ctrl </td><td> 2800 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 2420 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 3030 </td></tr><tr><td> Un Cmpnd </td><td> 3000 </td><td> Un Cmpnd </td><td> 2500 </td><td> Un Cmpnd </td><td> 3440 </td></tr><tr><td> (-) Ctrl </td><td> 530 </td><td> (-) Ctrl </td><td> 755 </td><td> (-) Ctrl </td><td> 910 </td></tr><tr><td> Cmpnd B </td><td> 2400 </td><td> Cmpnd B </td><td> 2000 </td><td> Cmpnd B </td><td> 2560 </td></tr><tr><td> (+) Ctrl </td><td> 2770 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 2400 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 3020 </td></tr></tbody></table> Utilizando los valores anteriores para un N = 3 experimento, la respuesta de control negativo se resta de cada valor dentro de cada experimento bajo el supuesto de que el control negativo es la respuesta basal antenal a la bocanada mecánica y el disolvente residual. <table border="1"><tbody><tr><td> Run # 1 </td><td> GAE (mV) </td><td> Ejecutar # 2 </td><td> GAE (mV) </td><td> Ejecutar # 3 </td><td> GAE (mV) </td></tr><tr><td> (+) Ctrl </td><td> 2270 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 1665 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 2120 </td></tr><tr><td> Un Cmpnd </td><td> 2470 </td><td> Un Cmpnd </td><td> 1745 </td><td> Un Cmpnd </td><td> 2530 </td></tr><tr><td> (-) Ctrl </td><td> 0 </td><td> (-) Ctrl </td><td> 0 </td><td> (-) Ctrl </td><td> 0 </td></tr><tr><td> Cmpnd B</td><td> 1870 </td><td> Cmpnd B </td><td> 1245 </td><td> Cmpnd B </td><td> 1650 </td></tr><tr><td> (+) Ctrl </td><td> 2240 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 1645 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 2110 </td></tr></tbody></table> Los controles positivos para cada experimento a continuación se promediarán y corregido en 1000 mV, teniendo en cuenta la relación para la corrección de 1000 mV. Una hoja de datos (por ejemplo, Excel) puede ser fácilmente manipulado para convertir las respuestas a los datos utilizables. <table border="1"><tbody><tr><td> Run # 1 </td><td> Media (mV) </td><td> Ejecutar # 2 </td><td> Media (mV) </td><td> Ejecutar # 3 </td><td> Media (mV) </td></tr><tr><td> (+) Ctrl </td><td> 2255 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 1655 </td><td> (+) Ctrl </td><td> 2115 </td></tr><tr><td> (+) Ctrl adj. </td><td> 1000 (0.443) </td><td> (+) Ctrl adj. </td><td> 1000 (0.604) </td><td> (+) Ctrl adj. </td><td> 1000 (0.473) </td></tr></tbody></table> Multiplicando por la relación de corrección dentro de cada experimento, los valores para el compuesto A y el compuesto B se ajusta entonces. <table border="1"><tbody><tr><td> Run # 1 </td><td> Adj. GAE (mV) </td><td> Ejecutar # 2 </td><td> Adj. GAE (mV) </td><td> Ejecutar # 3 </td><td> Adj. GAE (mV) </td></tr><tr><td> Un Cmpnd </td><td> 1094 </td><td> Un Cmpnd </td><td> 1054 </td><td> Un Cmpnd </td><td> 1197 </td></tr><tr><td> Cmpnd B </td><td> 828 </td><td> Cmpnd B </td><td> 752 </td><td> Cmpnd B </td><td> 780 </td></tr></tbody></table> Los promedios (medias) para cada compuesto se determina a continuación junto con otros datos estadísticos pertinentes y las respuestas EAG para los compuestos ensayados, a continuación, se puede evaluara la candidatura para una mayor investigación. <table border="1"><tbody><tr><td> Compuesto </td><td> GAE (mV) </td><td> N º Corre, N = </td></tr><tr><td> A </td><td> 1115 </td><td> 3 </td></tr><tr><td> B </td><td> 787 </td><td> 3 </td></tr></tbody></table><img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3931/3931fig1.jpg" /> Figura 1. EAG Representante para la respuesta masculina antenal (1180 mV) a la pre-control (1 º de hojaldre control positivo) que se descarta debido a la respuesta antenal pobres después de asegurarse de las antenas tienen un buen contacto con el gel. Las barras azules en las ventanas de la parte inferior representan la hojaldre dos segundos de la volatilidad. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3931/3931fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver más grande la figura</a> . <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3931/3931fig2.jpg" /> <strong&gt; Figura 2. EAG Representante para la respuesta de las hembras antenal (3400 mV) a la 1 ª bocanada de pre-control que se considere apropiada. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3931/3931fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver más grande la figura</a> . <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3931/3931fig3.jpg" /> Figura 3. EAG Representante para la respuesta de las hembras antenal (1680 mV) para el control a posteriori (último control positivo para cada experimento) que se considera pobre, y sugerente de las antenas de la degradación (&lt;75% del 1 de pre-control o &lt; 2 º valor bocanada de pre-control). Para este ejemplo, el 1 º de pre-control de hojaldre era 2.730 mV y 2 º de pre-control de hojaldre era 2350 mV. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3931/3931fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver más grande la figura</a> . <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3931/3931fig4.jpg" /> Figura 4. Representante EAG para la respuesta de las hembras antenal (3800 mV) a la nube de una mezcla volátil y candidato a las mediciones sucesivas de la desviación máxima inicial (3800 mV), la pendiente inicial, durante la duración de hojaldre (0,3 mV = s/1.2 0,25 s / mV), y la pendiente de la duración restante de hojaldre (1,6 s/1.9 mV = 0,84 s / mV). <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3931/3931fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver más grande la figura</a> . <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/3931/3931fig5.jpg" /> Figura 5. Pequeño vaso modificado que contiene una matriz de muestra y los volátiles asociados a ser inflado a través de A. transitella antenas. <img alt="Tabla 1" src="/files/ftp_upload/3931/3931table1.jpg" /> Tabla 1. En sUIT volátiles de emisiones de almendras sin par (2007) y las respuestas EAG determinados por una configuración diferente y menos sensibles en el programa Autospike. <img alt="Tabla 2" src="/files/ftp_upload/3931/3931table2.jpg" /> Tabla 2. Ejemplo de un formulario para el registro de las respuestas antenales hombres y mujeres a los distintos componentes volátiles. <img alt="Tabla 3" src="/files/ftp_upload/3931/3931table3.jpg" /> Tabla 3. Ejemplo de un formulario para el registro de las respuestas de las antenas de ambos sexos a las mezclas volátiles y / o ramos de flores. <img alt="Tabla 4" src="/files/ftp_upload/3931/3931table4.jpg" /> Tabla 4. Ejemplos de preparación de 10 ml de una dosis de 5 mg / ml de solución para dos diferentes proporciones de las mezclas. <img alt="Tabla 5" src="/files/ftp_upload/3931/3931table5.jpg" /> Tabla 5. Ejemplo de formulario para registrar dos consecuenciascutivo inhalaciones individuales de los componentes volátiles a través de antenas de los machos y hembras.

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El autor cuenta con una investigación existente de cooperación y acuerdo de desarrollo con Paramount Farming Company, una compañía con vínculos con Suterra LLC.

El uso de grabaciones electroantenograma como un bioensayo para determinar las respuestas Quimiorecepción de un insecto objetivo es bastante común y numerosos estudios que utilizan GAE como un detector para el efluente de un cromatograma de gases (GC-EAD) se pueden encontrar en la literatura. 9,10 El método demostró proporcionará una detección rápida de cantidades equivalentes de los componentes volátiles con repeticiones altas para la asignación de confianza de la capacidad de respuesta relativa. El...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentarios </td></tr><tr><td> Acetofenona </td><td> Alfa-Aesar </td><td> A12727 </td><td> Control positivo Mujer </td></tr><tr><td> (Z, Z) -11,13-Hexadecadienal </td><td> Suterra </td><td></td><td> Control positivo Mujer </td></tr><tr><td> α-humuleno </td><td> Aldrich </td><td> 53675 </td><td> Sesquiterpénicas </td></tr><tr><td> 2-undecanona </td><td> Aldrich </td><td> U1303 </td><td> Derivado de ácido graso </td></tr><tr><td> 2-feniletanol </td><td> Aldrich </td><td> 77861 </td><td> Bencenoide </td></tr><tr><td> Pentano </td><td> EMD </td><td> PX0167-1 </td><td> Solvente </td></tr><tr><td> 4 canales de adquisición de control </td><td> Syntech </td><td> YoCAD-4 </td><td></td></tr><tr><td> GAE sonda, pre-amplificador </td><td> Syntech </td><td> Tipo de PRG-2 </td><td></td></tr><tr><td> Antena titular de la </td><td> Syntech </td><td> Para PRG-2 </td><td> Tenedor de electrodos </td></tr><tr><td> Estímulo del controlador </td><td> Syntech </td><td> CS-55 </td><td> El flujo de aire y bocanadas </td></tr><tr><td> Spectra gel para electrodos </td><td> Parker </td><td> 12-02 </td><td></td></tr><tr><td> Los discos de bioensayo </td><td> Whatman </td><td> 2017-006 </td><td> 6 mm </td></tr><tr><td> Pasteur Pipetas </td><td> VWR </td><td> 14673-010 </td><td> 5 ¾ &quot;(14,6 cm) </td></tr><tr><td> Parafilm M </td><td> Bemis </td><td> AM-992 </td><td></td></tr></tbody></table>

electroantennographic bioassay as a screening tool for host plant volatiles

Volátiles de las plantas juegan un papel importante en las interacciones planta-insecto. Insectos herbívoros utilizan compuestos volátiles de las plantas, conocidas como kairomonas, para localizar su planta hospedera. 1,2 Cuando una planta huésped es un importante daño agronómica de los productos básicos de alimentación por plagas de insectos pueden causar graves pérdidas económicas a los productores. En consecuencia, kairomonas se puede utilizar como atrayentes para atraer o confundir a estos insectos y, por tanto, ofrecer una alternativa ecológica a los plaguicidas para el control de insectos. 3 Desafortunadamente, las plantas pueden emitir un número de sustancias volátiles, con grandes composiciones y proporciones variables de las emisiones que dependen de la fenología de la mercancía o la hora del día. Esto hace que la identificación de componentes biológicamente activos o mezclas de compuestos volátiles de un arduo proceso. Para ayudar a identificar los componentes bioactivos de las emisiones de las plantas hospederas volátiles que emplean el electroantenografía pruebas de laboratorio basado en bioensayos (GAE). GEA es una herramienta eficaz para evaluar y record electrofisiológicamente las respuestas olfativas de un insecto a través de sus receptores antenales. El proceso de selección EAG puede ayudar a reducir el número de sustancias volátiles a prueba para identificar prometedores componentes bioactivos. Sin embargo, los bioensayos EAG sólo proporcionan información sobre la activación de los receptores. No proporciona información sobre el tipo de comportamiento de los insectos el compuesto provoca, lo que podría ser como un tipo de atrayente, repelente o de otra índole de la respuesta conductual. Los compuestos volátiles que provoquen una respuesta significativa de EAG, con respecto a un control positivo adecuado, se suelen tomar en la realización de pruebas de respuestas de comportamiento de la plaga de insectos. El diseño experimental presenta en detalle la metodología empleada a la pantalla a base de almendras volátiles de las plantas hospederas 4,5 mediante la medición de las respuestas electrofisiológicas de las antenas de un adulto el ombligo de insectos plaga la naranja (Amyelois transitella) a los componentes individuales y combinaciones simples de componentes a través de EAG bioensayo. El método utiliza dos exantenas cised colocado a través de un porta-electrodos &quot;tenedor&quot;. El protocolo se ha demostrado aquí se presenta una rápida y de alto rendimiento método estandarizado para la detección de compuestos volátiles. Cada volátil es un conjunto, cantidad constante de estandarizar el nivel de estímulo y permitir así que las respuestas de las antenas es indicativo de la chemoreceptivity relativa. El control negativo ayuda a eliminar la respuesta electrofisiológica tanto a la fuerza disolvente residual y mecánica de la calada. El control positivo (en este ejemplo acetofenona) es un compuesto único que ha suscitado una respuesta coherente desde el ombligo masculino y femenino la naranja (NOW), la polilla. Un estándar semioquímico adicional que proporciona una respuesta coherente y se utiliza para los estudios de bioensayo con el macho AHORA polilla es (Z, Z) -11,13-hexdecadienal, un componente de aldehído de la feromona sexual hembra-producido. 6-8

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Electroantennographic Bioassay as a Screening Tool for Host Plant Volatiles

Un método para rápidamente volátiles de las plantas huésped de pantalla mediante la medición de la respuesta electrofisiológica de la naranja ombligo adulto (<em&gt; Amyelois transitella</em&gt;) A los componentes de antenas individuales y mezclas a través de análisis de electroantenográfico se demuestra.

Bioensayo electroantenográfico como herramienta de detección de compuestos volátiles de las plantas hospederas

Plant volatiles play an important role in plant-insect interactions. Herbivorous insects use plant volatiles, known as kairomones, to locate their host ...

electroantennographic-bioassay-as-screening-tool-for-host-plant

Research

JoVE Journal

Biology

13.6K vistas.  Agricultural Research Service. Un método para rápidamente volátiles de las plantas huésped de pantalla mediante la medición de la respuesta electrofisiológica de la naranja ombligo adulto ( Amyelois transitella) A los componentes de antenas individuales y mezclas a través de análisis de electroantenográfico se demuestra.

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Electrophysiological Measurements from a Moth Olfactory System

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single sensillum recordings (SSR), which are summed responses from all odorant receptor neurons (ORNs) located on the antenna and from those housed in individual sensilla, respectively. These approaches have been exploited for getting a better understanding of insect chemical communication. The identified stimuli can then be used as either attractants or repellents in management strategies for insect pests.

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single sensillum recordings (SSR), which are summed responses from all odorant receptor neurons (ORNs) located on the antenna and from those housed in individual sensilla, respectively.

Las mediciones electrofisiológicas de un sistema olfativo Polilla

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single ...

Investigación

Neurociencias

Key Elements of Photo Attraction Bioassay for Insect Studies or Monitoring Programs

Optimized visual attractants will increase insect trapping efficiency by using the target insect&#39;s innate behaviors (positive photo-taxis) as a means to lure the insect into a population control or monitoring trap. Light emitting diodes (LEDs) have created customizable lighting options with specific wavelengths (colors), intensities, and bandwidths, all of which can be customized to the target insects. Photo-attraction behavioral bioassays can use LEDs to optimize the attractive color(s) for an insect species down to specific life history stages or behaviors (mating, feeding, or seeking shelter). Researchers must then confirm the bioassay results in the field and understand the limited attractive distance of the visual attractants.
The cloverleaf bioassay arena is a flexible method to assess photo attraction while also assessing a range of natural insect behaviors such as escape and feeding responses. The arena can be used for terrestrial or aerial insect experiments, as well as diurnal, and nocturnal insects. Data collection techniques with the arena are videotaping, counting contact with the lights, or physically collecting the insects as they are attracted towards the lights. The assay accounts for insects that make no-choice and the arenas can be single (noncompetitive) color or multiple (competitive) colors. The cloverleaf design causes insects with strong thigmotaxis to return to the center of the arena where they can view all the options in a competitive LED tests. The cloverleaf arena presented here has been used with mosquitoes, bed bugs, Hessian fly, house flies, biting midges, red flour beetles, and psocids. Bioassays are used to develop accurate and effective insect traps to guide the development and optimization of insect traps used to monitor pest population fluctuations for disease vector risk assessments, the introduction of invasive species, and/or be used for population suppression.

Photo-attraction bioassay arenas are used to determine the optimal light color(s) to maximize insect attraction; however bioassays and methods are specific to target insect behaviors and habitats. Customizable equipment and modifications are explained for nocturnal or diurnal and terrestrial or aerial insects.

Elementos clave de la prueba biológica de atracción foto insectos estudios o programas de monitoreo

Optimized visual attractants will increase insect trapping efficiency by using the target insect&#39;s innate behaviors (positive photo-taxis) as a means ...

Comportamiento

A Wind Tunnel for Odor Mediated Insect Behavioural Assays

Olfaction is the most important sensory mechanism by which many insects interact with their environment and a wind tunnel is an excellent tool to study insect chemical ecology. Insects can locate point sources in a three-dimensional environment through the sensory interaction and sophisticated behavior. The quantification of this behavior is a key element in the development of new tools for pest control and decision support. A wind tunnel with a suitable flight section with laminar air flow, visual cues for in-flight feedback and a variety of options for the application of odors can be used to measure complex behaviour which subsequently may allow the identification of attractive or repellent odors, insect flight characteristics, visual-odor interactions and interactions between attractants and odors lingering as background odors in the environment. A wind tunnel holds the advantage of studying the odor mediated behavioural repertoire of an insect in a laboratory setting. Behavioural measures in a controlled setting provide the link between the insect physiology and field application. A wind tunnel must be a flexible tool and should easily support the changes to setup and hardware to fit different research questions. The major disadvantage to the wind tunnel setup described here, is the clean odor background which necessitates special attention when developing a synthetic volatile blend for field application.

Here, we describe the construction and use of a wind tunnel for odor mediated behavioural assays with insects. The wind tunnel design facilitates the release of odor sources by several methods, with and without visual stimuli. Wind tunnel experiments are important methods to identify behaviorally active volatile chemicals.

Un túnel de viento para olor mediada por insectos ensayos conductuales

Olfaction is the most important sensory mechanism by which many insects interact with their environment and a wind tunnel is an excellent tool to study ...

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings (GCMR) in the Insect Antennal Lobe

All organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is especially important in insects, which use their olfactory systems to respond to, and discriminate amongst, complex odor stimuli. These odors elicit behaviors that mediate processes such as reproduction and habitat selection1-3. Additionally, chemical sensing by insects mediates behaviors that are highly significant for agriculture and human health, including pollination4-6, herbivory of food crops7, and transmission of disease8,9. Identification of olfactory signals and their role in insect behavior is thus important for understanding both ecological processes and human food resources and well-being.
	To date, the identification of volatiles that drive insect behavior has been difficult and often tedious. Current techniques include gas chromatography-coupled electroantennogram recording (GC-EAG), and gas chromatography-coupled single sensillum recordings (GC-SSR)10-12. These techniques proved to be vital in the identification of bioactive compounds. We have developed a method that uses gas chromatography coupled to multi-channel electrophysiological recordings (termed 'GCMR') from neurons in the antennal lobe (AL; the insect's primary olfactory center)13,14. This state-of-the-art technique allows us to probe how odor information is represented in the insect brain. Moreover, because neural responses to odors at this level of olfactory processing are highly sensitive owing to the degree of convergence of the antenna's receptor neurons into AL neurons, AL recordings will allow the detection of active constituents of natural odors efficiently and with high sensitivity. Here we describe GCMR and give an example of its use.
	Several general steps are involved in the detection of bioactive volatiles and insect response. Volatiles first need to be collected from sources of interest (in this example we use flowers from the genus Mimulus (Phyrmaceae)) and characterized as needed using standard GC-MS techniques14-16. Insects are prepared for study using minimal dissection, after which a recording electrode is inserted into the antennal lobe and multi-channel neural recording begins. Post-processing of the neural data then reveals which particular odorants cause significant neural responses by the insect nervous system.
	Although the example we present here is specific to pollination studies, GCMR can be expanded to a wide range of study organisms and volatile sources. For instance, this method can be used in the identification of odorants attracting or repelling vector insects and crop pests. Moreover, GCMR can also be used to identify attractants for beneficial insects, such as pollinators. The technique may be expanded to non-insect subjects as well.

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe

Olfactory cues mediate many different behaviors in insects, and are often complex mixtures comprised of tens to hundreds of volatile compounds. Using gas chromatography with multi-channel recording in the insect antennal lobe, we describe a method for the identification of bioactive compounds.

La identificación de los compuestos volátiles olfativas utilizando cromatografía de gases-de varias unidades Grabaciones (GCMR) en el lóbulo antenal insectos

All  organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their  behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is ...

Vertical T-maze Choice Assay for Arthropod Response to Odorants

Given the economic importance of insects and arachnids as pests of agricultural crops, urban environments or as vectors of plant and human diseases, various technologies are being developed as control tools. A subset of these tools focuses on modifying the behavior of arthropods by attraction or repulsion. Therefore, arthropods are often the focus of behavioral investigations. Various tools have been developed to measure arthropod behavior, including wind tunnels, flight mills, servospheres, and various types of olfactometers. The purpose of these tools is to measure insect or arachnid response to visual or more often olfactory cues. The vertical T-maze oflactometer described here measures choices performed by insects in response to attractants or repellents. It is a high throughput assay device that takes advantage of the positive phototaxis (attraction to light) and negative geotaxis (tendency to walk or fly upward) exhibited by many arthropods. The olfactometer consists of a 30 cm glass tube that is divided in half with a Teflon strip forming a T-maze. Each half serves as an arm of the olfactometer enabling the test subjects to make a choice between two potential odor fields in assays involving attractants. In assays involving repellents, lack of normal response to known attractants can also be measured as a third variable.

A vertical, T-maze olfactometer is described for assaying the behavioral response of arthropods. The olfactometer allows the experimenter to measure choices performed by test subjects when subjected to two potential odor fields. Both attraction to and repulsion from odorants can be measured with this device.

Vertical T-laberinto Choice Ensayo para la respuesta a los olores artrópodos

Given the economic importance of insects and arachnids as pests of agricultural crops, urban environments or as vectors of plant and human diseases, ...

Using Insect Electroantennogram Sensors on Autonomous Robots for Olfactory Searches

Robots designed to track chemical leaks in hazardous industrial facilities1 or explosive traces in landmine fields2 face the same problem as insects foraging for food or searching for mates3: the olfactory search is constrained by the physics of turbulent transport4. The concentration landscape of wind borne odors is discontinuous and consists of sporadically located patches. A pre-requisite to olfactory search is that intermittent odor patches are detected. Because of its high speed and sensitivity5-6, the olfactory organ of insects provides a unique opportunity for detection. Insect antennae have been used in the past to detect not only sex pheromones7 but also chemicals that are relevant to humans, e.g., volatile compounds emanating from cancer cells8 or toxic and illicit substances9-11. We describe here a protocol for using insect antennae on autonomous robots and present a proof of concept for tracking odor plumes to their source. The global response of olfactory neurons is recorded in situ in the form of electroantennograms (EAGs). Our experimental design, based on a whole insect preparation, allows stable recordings within a working day. In comparison, EAGs on excised antennae have a lifetime of 2 hr. A custom hardware/software interface was developed between the EAG electrodes and a robot. The measurement system resolves individual odor patches up to 10 Hz, which exceeds the time scale of artificial chemical sensors12. The efficiency of EAG sensors for olfactory searches is further demonstrated in driving the robot toward a source of pheromone. By using identical olfactory stimuli and sensors as in real animals, our robotic platform provides a direct means for testing biological hypotheses about olfactory coding and search strategies13. It may also prove beneficial for detecting other odorants of interests by combining EAGs from different insect species in a bioelectronic nose configuration14 or using nanostructured gas sensors that mimic insect antennae15.

We describe a protocol for using insect antennae in the form of electroantennograms (EAGs) on autonomous robots. Our experimental design allows stable recordings within a day and resolves individual odor patches up to 10 Hz. The efficiency of EAG sensors for olfactory searches is demonstrated in driving a robot toward an odor source.

El uso de insectos electroantenograma Sensores de Robots Autónoma de Búsquedas olfativas

Robots designed to track chemical leaks in hazardous industrial facilities1 or explosive traces in landmine fields2 face the same problem as insects ...

Electroantennography-based Bio-hybrid Odor-detecting Drone using Silkmoth Antennae for Odor Source Localization

Small drones with chemical or biosensor devices that can detect airborne odorant molecules have attracted considerable attention owing to their applicability in environmental and security monitoring and search-and-rescue operations. Small drones with commercial metal-oxide-semiconductor (MOX) gas sensors have been developed for odor source localization; however, their real-time-odor-detection performance has proven inadequate. However, biosensing technologies based on insect olfactory systems exhibit relatively high sensitivity, selectivity, and real-time response with respect to odorant molecules compared to commercial MOX gas sensors. In such devices, excised insect antennae function as portable odorant biosensor elements and have been found to deliver excellent sensing performance. This study presents experimental protocols for odorant-molecule detection in the air using a small autonomous bio-hybrid drone based on a mountable electroantennography (EAG) device incorporating silkmoth antennae.
We developed a mountable EAG device including sensing/processing parts with a Wi-Fi module. The device was equipped with a simple sensor enclosure to enhance the sensor directivity. Thus, odor source localization was conducted using the spiral-surge algorithm, which does not assume an upwind direction. The experimental bio-hybrid odor-detecting drone identified real-time odorant-concentration differences in a pseudo-open environment (outside a wind tunnel) and localized the source. The developed drone and associated system can serve as an efficient odorant molecule-detection tool and a suitable flight platform for developing odor source localization algorithms owing to its high programmability.

This study introduces experimental protocols for a bio-hybrid odor-detecting drone based on silkmoth antennae. The operation of an experimental electroantennogram device with silkmoth antennae is presented, in addition to the structure of a bio-hybrid drone designed for odor source localization using the spiral-surge algorithm.

Drone bio-híbrido de detección de olores basado en electroantennografía utilizando antenas Silkmoth para la localización de fuentes de olor

Small drones with chemical or biosensor devices that can detect airborne odorant molecules have attracted considerable attention owing to their ...

Ingeniería

<meta charset="utf8"></head><body>Extracción y cuantificación de respuestas de feromonas sexuales volátiles en C. elegans

Volatile Sex Pheromone Extraction and Chemoattraction Assay in Caenorhabditis elegans

Chemical communication is vital in organismal health, reproduction, and overall well-being. Understanding the molecular pathways, neural processes, and computations governing these signals remains an active area of research. The nematode Caenorhabditis elegans provides a powerful model for studying these processes as it produces a volatile sex pheromone. This pheromone is synthesized by virgin females or sperm-depleted hermaphrodites and serves as an attractant for males.
This protocol describes a detailed method for isolating the volatile sex pheromone from several C. elegans strains (WT strain N2, daf-22, and fog-2) and C. remanei. We also provide a protocol for quantifying the male chemotaxis response to the volatile sex pheromone. Our analysis utilizes measurements such as chemotaxis index (C.I.), arrival time (A.T.), and a trajectory plot to compare male responses under various conditions accurately. This method allows for robust comparisons between males of different genetic backgrounds or developmental stages. Furthermore, the experimental setup outlined here is adaptable to investigating other chemoattraction chemicals.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor destacado: Examinando la influencia de las feromonas sexuales volátiles en el comportamiento de los machos de C. elegans

This protocol establishes methods for extracting and quantifying responses to the volatile sex pheromone in C. elegans, providing tools to study chemical communication and navigation trajectory.

Extracción de feromonas sexuales volátiles y ensayo de quimioatracción en Caenorhabditis elegans

Chemical communication is vital in organismal health, reproduction, and overall well-being. Understanding the molecular pathways, neural processes, and ...

Bioensayo electroantenográfico como herramienta de detección de compuestos volátiles de las plantas hospederas

Resumen

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Drone bio-híbrido de detección de olores basado en electroantennografía utilizando antenas Silkmoth para la localización de fuentes de olor

Extracción de feromonas sexuales volátiles y ensayo de quimioatracción en Caenorhabditis elegans

Extracción de feromonas sexuales volátiles y ensayo de quimioatracción en Caenorhabditis elegans

Extracción de feromonas sexuales volátiles y ensayo de quimioatracción en Caenorhabditis elegans