Este trabajo fue apoyado por NSF subvención IOS 1121692 y por la Universidad de la Fundación de Investigación de Washington.

1. Follection volátil <ol><li> En este ejemplo, utilizamos muestras volátiles de M. lewisii flores - un nativo de flores silvestres alpinas a California. Los volátiles se recogen utilizando métodos dinámicos sorción según Riffell et al. 14. Brevemente, este método emplea un sistema de circuito cerrado de captura donde las flores están encerrados en una bolsa de teflón. Uso de una bomba de vacío inerte, el aire alrededor de las flores es aspirado a través de una &quot;trampa&quot;, compuesto de una pipeta Pasteur llena de Porapak Q de la matriz. El aire de retorno desde la bomba es filtrado por carbón activado. Después de un periodo de tiempo prescrito, que en nuestro caso 24 h, la Porapak Q de la matriz se eluyó con un disolvente no polar, típicamente hexano, para recoger el extracto concentrado. El extracto se almacena entonces en -80 ° C hasta su análisis. Si es necesario, las muestras pueden ser concentradas antes del análisis bajo una corriente de gas nitrógeno. A menos que la muestra ya está bien caracterizada, ejecutar una parte alícuota de la misma a través de uncromatógrafo de gases-espectrómetro de masas (GC-MS) para identificar los componentes volátiles antes de usar la muestra. </li></ol> 2. Preparación electrofisiológico <ol><li> Cortar aproximadamente 1 cm desde el extremo de una punta de pipeta de 1.000 l. Colocar un abejorro (Bombus impatiens) en la base de la punta de la pipeta y empuje suavemente hacia el extremo opuesto de la punta hasta que sólo la cabeza está expuesta. </li><li> Derretir la cera dental y moldearla alrededor de la cabeza expuesta, asegurándose de que las adhiere cera sobre los ojos compuestos para la seguridad y para hacer la cabeza de la abeja completamente inmóvil. Asegúrese de que no hay nada cera en la antena de la abeja. </li><li> Una vez que la cabeza está seguro, haga un cuadrado, ventana-como, incisión en la cápsula de la cabeza con una hoja de afeitar automático o el tamaño adecuado bisturí para cortar la cutícula. Uso de la cuchilla del interruptor, comenzando por la parte dorsal de la cápsula de la cabeza, inmediatamente detrás de la antena y adyacente a uno de los ojos compuestos. Cortaruna línea recta, desde el ojo compuesto de uno al ojo contralateral compuesto. Después de cortar una línea recta para el ojo compuesto contrario, comenzar a hacer una incisión dorsal hasta las curvas de altura de cápsula y termina cerca de su tórax. En este punto, comienzan a cortar hacia el extremo opuesto de la cápsula de la cabeza. Por último, una vez que una línea ha sido cortada en el extremo opuesto, cortar una línea de vuelta a la posición inicial de la incisión inicial. Es importante eliminar la cutícula que es adyacente a la antena, ya que esto impedirá la inserción del electrodo. </li><li> Una vez que la cutícula se corta, utilizar un par de fórceps para extraer la cutícula abeja, que luego debe exponer cerebro de la abeja y, más importante, los lóbulos antenales. Inmediatamente comience superfusión el cerebro con solución salina insecto, de modo que el cerebro no se convierta en desecado. Después de que el cerebro está expuesto, cuidadosamente utilizar un par de pinzas muy finas para retirar la vaina perineural inmediatamente por encima de los lóbulos antenales. Tenga mucho cuidado de nopunción cerebro de la abeja con las pinzas. </li></ol> 3. Cromatografía de gases con grabación multicanal <ol><li> La abeja &quot;preparación&quot; - fijado en un tubo con su cerebro expuesto - está ahora listo para el registro electrofisiológico. Coloque la abeja en una abrazadera, fijado a una base magnética que se encuentra en una mesa de aire. </li><li> Organizar una bolsa IV, controlador de flujo, y el tubo (lleno de solución salina insecto) de modo que la solución salina continuamente superfuses el cerebro. </li><li> El uso de un micromanipulador, electrodo insertareference, hecho de alambre de tungsteno, en el ojo de la abeja. </li><li> El uso de un micromanipulador separado, insertar el electrodo multicanal, tal como un tetrodo alambre en espiral, o de silicio multi-canal de electrodo (Tecnologías NeuroNexus), en los lóbulos antenales de la abeja. Este electrodo está conectado a un pre-amplificador, tales como S-3 el sistema de TDT serie Z al procesador BioAmp Z-bus del sistema de TDT. La salida de la Chro Gasdetector matogram mediante un cable BNC apantallado se puede interconectar con el sistema de adquisición de datos y amplificador de tal manera que tanto la señal neural y GC está sincronizado. </li><li> Espere unos 30-60 minutos para las grabaciones neuronales se estabilicen. Una vez que la actividad espontánea y la forma de onda de las unidades en los canales de grabación se han convertido consistente, utilizar una jeringa de olor para estimular la abeja y observar la respuesta de los canales de grabación al olor. </li><li> Registrar picos extracelulares de neuronas por auto-umbralización los canales de grabación por 3,5 a 5 sigma de la señal en los canales de grabación individuales. Umbralización manual puede ser necesario para algunos canales para evitar la contaminación de ruido eléctrico. Los potenciales de acción de las neuronas aparecerán como picos de tensión en el canal de grabación. Cuando el voltaje del canal supera el umbral, el sistema de tampones y guarda los pocos milisegundos antes y después del cruce del umbral, de tal modo takinga instantánea de la forma de onda, o pico. </li><li> Inmediatamente al lado de la mesa de aire es la GC. Antes de inyectar el extracto floral en el GC, asegurarse de que el método para la rampa de temperatura de la ejecución de GC es correcta. En nuestro ejemplo, se utiliza un método de la temperatura a partir de 50 ° C durante 4 minutos seguido por un aumento de temperatura a una velocidad de 10 ° C / min. a 220 ° C, momento en el que mantener el GC para un adicional de 6 min. Usamos una columna DB-5 GC (J &amp; W Scientific, Folsom, CA, EE.UU.), con helio como el gas portador. La entrada es splitless, con una temperatura fijada a 200 ° C. La ionización de llama temperatura del detector se fija a 230 ° C. </li><li> Inyectar la muestra de extracto floral en el espacio superior del puerto de inyección calentada del GC para liberar los volátiles adsorbidos en la columna GC. El efluente de la columna se divide 1:1 entre el detector de ionización de llama (FID) y la antena de abeja usando un vaso conector &quot;Y&quot; (J &amp; W Scientific). Comience recording desde el electrodo, tal como se inyecta una muestra en el GC. </li><li> Después de la ejecución GC ha terminado, que el resto preparación durante 5 a 15 min. Entonces, o inyectar otra muestra en el GC o estimular la preparación usando compuestos volátiles individuales o mezclas de compuestos. En este último método de estimulación de la preparación, los pulsos de aire a partir de una corriente de aire constante se desvían a través de una jeringa de vidrio que contiene un trozo de papel de filtro en el que los compuestos se han depositado. El estímulo de olor se pulsó por medio de una válvula de solenoide activada por controlado por el software. </li><li> Si la actividad de la unidad se detiene de repente o cambios, verifique el goteo de solución salina y dejar que el resto preparación durante 15 minutos. Si la actividad espontánea no recupera su nivel anterior a continuación, la preparación debe ser desechado y utilizado otra abeja si están disponibles. </li><li> Después del experimento, se fija el cerebro con 5% de formalina durante 20 min con la sonda todavía está en el tejido. A continuación, cortar el cerebroy colocarlo en glutaraldehído al 2% durante 4 horas, y posteriormente hacer una serie de etanol graduada deshidratación y despeja el cerebro con salicilato de metilo. En base a la fijación y la limpieza de los tejidos, las ubicaciones en la AL en donde los electrodos perfora el tejido debe ser claramente discernibles por microscopía confocal. </li></ol> 4. Análisis de Datos <ol><li> Analizar los datos recogidos después del experimento para separar e identificar las unidades neurales grabados. Utilice los programas típicos de software (Clasificador de conexión, MCLUST y SClust) para las formas de onda por separado, o &quot;picos&quot;, basado en formas pico, como pico o valle amplitud pico de ancho medio, etc, o medidas reducidas (componentes principales) 17 , 18 (Figura 2). Usar sólo los grupos de espigas que separadas en el espacio tridimensional (PC1-PC3) y son estadísticamente diferentes uno de otro (multivariable ANOVA, p &lt;0,05) (Figura 2) para su posterior análisis. Por favor, consultecita # s 17-19 para una descripción completa de la grabación tetrodo y metodologías punta-clasificación. </li><li> Sello de tiempo los picos de cada grupo, y exportar estos datos para su análisis utilizando MATLAB o Neuroexplorer (Tecnologías de Nex, Winston-Salem, Carolina del Norte) para crear gráficos de trama y respuestas de la frecuencia de disparo (Figuras 2 y 3 A). </li><li> Identificar los tiempos de retención de compuestos volátiles utilizando los datos registrados simultáneamente GC. Usa los tiempos de retención de los compuestos volátiles, determinados por el vértice del pico del cromatograma, para examinar las respuestas de la unidad en los puntos de tiempo. </li><li> Para examinar las respuestas individuales a través de la ejecución de la unidad GC, BIN el número de espigas en intervalos de 100 ms y examinar el curso del tiempo de cocción respuestas de la frecuencia con respecto al tiempo de retención de elución volátiles. La agrupación de picos en intervalos de 100 ms proporciona suficiente detalle, o señal, sobre el curso temporal de la respuesta neuronal a un odorante de elución de la GC. </li><li> Para examinar las respuestas de la población a los volátiles liberadores diferentes, integrar las respuestas de la frecuencia de disparo de las unidades individuales sobre una ventana de muestreo de 3 segundos, 1,5 segundos antes de, y después de 1,5 segundos, el tiempo de retención de la volátil (Figura 3). Este período de tiempo es típico de la duración de una elución volátil de la GC. Nos muestran respuestas de la frecuencia de disparo de las unidades de codificación de color ellos (el rojo es una respuesta de la tasa de disparo de alta; azul es una respuesta baja) y disponiéndolos como una matriz de actividad que cada fila representa la respuesta de conjunto para el efluente GC (columnas) ( la Figura 3). </li></ol>

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	<li>Hildebrand, J. G., Shepherd, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+olfactory:+converging+evidence+for+common+principles+across+phyla.">Mechanisms of olfactory: converging evidence for common principles across phyla.</a> Annual Review of Neuroscience. 20, 595-631 (1997).</li><li>Reisenman, C. E., Riffell, J. A., Bernays, E. A., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antagonistic+effects+of+floral+scent+in+an+insect-plant+interaction.">Antagonistic effects of floral scent in an insect-plant interaction.</a> Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 277, 2371-2379 (2010).</li><li>Reisenman, C. E., Riffell, J. A., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> International Symposium on Olfaction and Taste. 1170, 462-467 (2009).</li><li>Alarc&#243;n, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Congruence+between+visitation+and+pollen-transport+networks+in+a+California+plant-pollinator+community.">Congruence between visitation and pollen-transport networks in a California plant-pollinator community.</a> Oikos. 119, 35-44 (2010).</li><li>Alarc&#243;n, R., Waser, N. M., Ollerton, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Year-to-year+variation+in+the+topology+of+a+plant-pollinator+interaction+network.">Year-to-year variation in the topology of a plant-pollinator interaction network.</a> Oikos. 117, 1796-1807 (2008).</li><li>Riffell, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+consequences+of+innate+preferences+and+olfactory+learning+in+hawkmoth-flower+interactions.">Behavioral consequences of innate preferences and olfactory learning in hawkmoth-flower interactions.</a> P. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 3404-3409 (2008).</li><li>De Moraes, C. M., Lewis, W. J., Pare, P. W., Alborn, H. T., Tumlinson, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Herbivore-infested+plants+selectively+attract+parasitoids.">Herbivore-infested plants selectively attract parasitoids.</a> Nature. 393, 570 (1998).</li><li>Carey, A. F., Wang, G., Su, C. -. Y., Zwiebel, L. J., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant+reception+in+the+malaria+mosquito+Anopheles+gambiae.">Odorant reception in the malaria mosquito Anopheles gambiae.</a> Nature. 464, 66-71 (2010).</li><li>Turner, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultra-prolonged+activation+of+CO2-sensing+neurons+disorients+mosquitoes.">Ultra-prolonged activation of CO2-sensing neurons disorients mosquitoes.</a> Nature. 474, 87-91 (2011).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+sensillum+recordings+in+the+insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> J Vis Exp. (36), e1725 (2010).</li><li>Syed, Z., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+measurements+from+a+moth+olfactory+system.">Electrophysiological measurements from a moth olfactory system.</a> J. Vis. Exp. (49), e2489 (2011).</li><li>Roelofs, W. L., Comeau, A., Hill, A., Milicevic, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sex+attractant+of+the+codling+moth:+characterization+with+electroantennogram+technique.">Sex attractant of the codling moth: characterization with electroantennogram technique.</a> Science. 174, 297-299 (1971).</li><li>Riffell, J. A., Lei, H., Christensen, T. A., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+and+coding+of+behaviorally+significant+odor+mixtures.">Characterization and coding of behaviorally significant odor mixtures.</a> Current Biology. 19, 335-340 .</li><li>Riffell, J. A., Lei, H., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+correlates+of+behavior+in+the+moth+Manduca+sexta+in+response+to+complex+odors.">Neural correlates of behavior in the moth Manduca sexta in response to complex odors.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the U.S.A. 106, 19219-19226 (2009).</li><li>Raguso, R. A., Pellmyr, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+headspace+analysis+of+floral+volatiles:+a+comparison+of+methods.">Dynamic headspace analysis of floral volatiles: a comparison of methods.</a> Oikos. 81, 238-254 (1998).</li><li>Rodriguez-Saona, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Herbivore-induced+blueberry+volatiles+and+intra-plant+signaling.">Herbivore-induced blueberry volatiles and intra-plant signaling.</a> J Vis Exp. , e3440 (2011).</li><li>Nguyen, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+array+for+chronic+in+vivo+recording:+tetrode+assembly.">Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly.</a> J Vis Exp. , e1098 (2009).</li><li>Schjetnan, A. G. P., Luczak, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recording+large-scale+neuronal+ensembles+with+silicon+probes+in+the+anesthetized+rat.">Recording large-scale neuronal ensembles with silicon probes in the anesthetized rat.</a> J Vis Exp. , e3282 (2011).</li><li>Deisig, N., Giurfa, M., Lachnit, H., Sandoz, J. -. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+representation+of+olfactory+mixtures+in+the+honeybee+antennal+lobe.">Neural representation of olfactory mixtures in the honeybee antennal lobe.</a> European Journal of Neuroscience. 24, 1161-1174 (2006).</li><li>St&#246;kl, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+deceptive+pollination+system+targeting+drosophilids+through+olfactory+mimicry+of+yeast.">A deceptive pollination system targeting drosophilids through olfactory mimicry of yeast.</a> Current Biology. 20, 1846-1852 (2010).</li><li>Schneider, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elektrophysiologische+untersuchungen+von+chemo-+und+mechanorezeptoren+der+antenne+des+seidenspinners+Bombyx+mori+L.">Elektrophysiologische untersuchungen von chemo- und mechanorezeptoren der antenne des seidenspinners Bombyx mori L.</a> Journal of Comparative Physiology A: Neuroethology, Sensory, Neural, and Behavioral Physiology. 40, 8-41 (1957).</li><li>Arn, H., St&#228;dler, E., Rauscher, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+electroantennographic+detector:+a+selective+and+senstitive+tool+in+the+gas+chromatographic+analysis+of+insect+pheromones.">The electroantennographic detector: a selective and senstitive tool in the gas chromatographic analysis of insect pheromones.</a> Zeitschrift f&#252;r Naturforschung. 30c, 722-725 (1975).</li><li>Schneider, D., Boeckh, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rezeptorpotential+und+nervenimpulse+einzelner+olfaktorischer+sensillen+der+insektenantenne.">Rezeptorpotential und nervenimpulse einzelner olfaktorischer sensillen der insektenantenne.</a> Journal of Comparative Physiology A: Neuroethology, Sensory, Neural, and Behavioral Physiology. 45, 405-412 (1962).</li><li>Blight, M. M., Pickett, J. A., Wadhams, L. J., Woodcock, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antennal+perception+of+oilseed+rape+Brassica+napus+(Brassicaceae)+volatiles+by+the+cabbage+seed+weevil+Ceutorhynchus+assimilis+(Coleoptera,+Curculionidae).">Antennal perception of oilseed rape Brassica napus (Brassicaceae) volatiles by the cabbage seed weevil Ceutorhynchus assimilis (Coleoptera, Curculionidae).</a> Journal of Chemical Ecology. 21, 1649-1664 (1995).</li><li>Lin, D. Y., Shea, S. D., Katz, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Representation+of+natural+stimuli+in+the+rodent+main+olfactory+bulb.">Representation of natural stimuli in the rodent main olfactory bulb.</a> Neuron. 50, 937-949 (2006).</li><li>Lei, H., Reisenman, C. E., Wilson, C. H., Gabbur, P., Hildebrand, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spiking+patterns+and+their+functional+implications+in+the+antennal+lobe+of+the+tobacco+hornworm+Manduca+sexta.">Spiking patterns and their functional implications in the antennal lobe of the tobacco hornworm Manduca sexta.</a> PLoS ONE. 6, e23382 (2011).</li><li>Syed, Z., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+olfactory+response+of+Culex+mosquitoes+to+a+human-+and+bird-derived+attractant.">Acute olfactory response of Culex mosquitoes to a human- and bird-derived attractant.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 106, 18803-18808 (2009).</li></ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Insectos olfativo mediada comportamientos manejar muchos procesos diferentes, incluyendo la reproducción, la selección anfitriona del hotel, y la identificación de los recursos alimenticios adecuados. El estudio de estos procesos requiere la capacidad de identificar los compuestos volátiles emitidos desde la fuente, así como la capacidad de identificar los compuestos que se median los comportamientos. Complica el asunto es que los olores se componen de decenas a cientos de compuestos individuales que juntos crean u...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del elemento </td><td> Empresa </td><td> Número de Catálogo </td><td> Comentarios </td></tr><tr><td> Porapak Tipo Q 80-100 mesh </td><td> Waters </td><td> WAT027060 </td><td></td></tr><tr><td> Reynolds Bolsas Horno </td><td> Reynolds </td><td></td><td></td></tr><tr><td> GC </td><td> Agilent </td><td> 7820A </td><td></td></tr><tr><td> GC columna </td><td> J &amp; W Scientific, Folsom, CA, EE.UU. </td><td> DB-5 (30 m, 0,25 mm, 0,25 mM) </td><td></td></tr><tr><td> Analítica helio gas portador </td><td> Praxair </td><td> HE K </td><td> 1 cc / min </td></tr><tr><td> 16-canal de silicio electrodo </td><td> NeuroNexus Techngías </td><td> a4x4-3mm50-177 </td><td></td></tr><tr><td> NiCr alambre fino, 0,012 mm de diámetro) </td><td> Sandvik Kanthal HP Reid </td><td> PX000004 </td><td> Para hacer tetrodos personalizados y stereotrodes </td></tr><tr><td> Pre-amplificador </td><td> Tucker-Davis System </td><td> PZ-2 </td><td></td></tr><tr><td> Amplificador </td><td> Tucker-Davis System </td><td> RZ-2 </td><td></td></tr><tr><td> Sistema de adquisición de datos - OpenEx privado </td><td> Tucker-Davis System </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Online pico de clasificación de software - SpikePac </td><td> Tucker-Davis System </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Desconectado pico de clasificación de software - MCLUST Spike-clasificación caja de herramientas </td><td> David Redish, Departamento de Neurociencias de la Universidadde Minnesota </td><td> Descarga gratuita en <a href="http://redishlab.neuroscience.umn.edu/MClust/MClust.html" target="_blank">http://redishlab.neuroscience.umn.edu/MClust/MClust.html</a> </td><td> MATLAB caja de herramientas </td></tr></tbody></table>

identification of olfactory volatiles using gas chromatography-multi-unit recordings (gcmr) in the insect antennal lobe

Todos los organismos viven en un mundo lleno de estímulos sensoriales que determinan su respuesta fisiológica y conductual a su entorno. El olfato es especialmente importante en los insectos, que utilizan sus sistemas olfativos para responder y discriminar estímulos entre, olor complejos. Estos olores provocan comportamientos que intervienen en procesos como la reproducción y selección de hábitat 1-3. Además, los sensores químicos de media en los comportamientos de los insectos que son muy importantes para la agricultura y la salud humana, incluida la polinización 4-6, herbivoría de 7 cultivos alimentarios, y la transmisión de la enfermedad 8,9. Identificación de las señales olfativas y su papel en el comportamiento de los insectos tanto, es importante para la comprensión de los procesos ecológicos y los recursos humanos de alimentos y el bienestar. Hasta la fecha, la identificación de las sustancias volátiles que impulsan el comportamiento de insectos ha sido a menudo difícil y tedioso. Las técnicas actuales incluyencromatografía de gases acoplada grabación electroantenograma (GC-EAG) y cromatografía de gases acoplada a un solo grabaciones sensillum (GC-SSR) 10-12. Estas técnicas ha demostrado ser esencial en la identificación de compuestos bioactivos. Hemos desarrollado un método que utiliza la cromatografía de gases acoplada a varios canales registros electrofisiológicos (denominados &#39;GCMR&#39;) de las neuronas en el lóbulo antenal (AL; del insecto centro olfatorio primario) 13,14. Esta técnica del estado de la técnica nos permite investigar cómo la información olor se representa en el cerebro de los insectos. Además, debido a las respuestas neurales a los olores de este nivel de procesamiento olfativo son muy sensibles debido al grado de convergencia de las neuronas de la antena del receptor en neuronas AL, AL grabaciones permitirá la detección de los componentes activos de los olores naturales de manera eficiente y con alta sensibilidad. Aquí describimos GCMR y dar un ejemplo de su uso. Varios pasos generales son INVOLved en la detección de compuestos volátiles bioactivos y la respuesta del insecto. Los volátiles primero necesitan ser recogidos de fuentes de interés (en este ejemplo utilizamos flores del género Mimulus (Phyrmaceae)) y se caracteriza como sea necesario, utilizando estándares de GC-MS técnicas de 14-16. Los insectos se preparan para su estudio mediante una disección mínima, después de lo cual un electrodo de registro se inserta en el lóbulo antenal y multi-canal de grabación neural comienza. El procesamiento posterior de los datos neurales entonces revela que odorantes particulares provocar importantes respuestas neuronales en el sistema nervioso de los insectos. Aunque el ejemplo que aquí presentamos es específico para los estudios de polinización, GCMR puede ampliarse a una amplia gama de organismos del estudio y fuentes volátiles. Por ejemplo, este método puede ser utilizado en la identificación de los odorantes atraer o repeler los insectos vectores y plagas de los cultivos. Además, GCMR también se puede utilizar para identificar atrayentes para los insectos beneficiosos, tales como pollinators. La técnica puede ampliarse para no insectos sujetos también.

En el ensayo de GCMR usando el M. aroma floral lewisii, inyectamos 3 l de extracto en la GC. El número total de volátiles de elución a través de la GC es típicamente 60-70 volátiles. El olor de la M. lewisii está compuesto predominantemente de monoterpenoides, incluyendo β-mirceno (acíclico) y α-pineno, con el resto del compuesto de aroma volátiles seis átomos de carbono, tales como 2-hexanol, y sesquiterpenoides que comprenden &lt;1% del espacio de cabeza. <p...

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Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings GCMR in the Insect Antennal Lobe

Señales olfativas mediar muchas conductas diferentes en los insectos, y son a menudo mezclas complejas compuestas de decenas a cientos de compuestos volátiles. Utilizando cromatografía de gases con la grabación de múltiples canales en el lóbulo antenal de insectos, se describe un método para la identificación de compuestos bioactivos.

La identificación de los compuestos volátiles olfativas utilizando cromatografía de gases-de varias unidades Grabaciones (GCMR) en el lóbulo antenal insectos

All  organisms inhabit a world full of sensory stimuli that determine their  behavioral and physiological response to their environment. Olfaction is ...

identification-olfactory-volatiles-using-gas-chromatography-multi

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Identification of Olfactory Volatiles using Gas Chromatography-Multi-unit Recordings (GCMR) in the Insect Antennal Lobe

14.2K vistas.  University of Washington. Señales olfativas mediar muchas conductas diferentes en los insectos, y son a menudo mezclas complejas compuestas de decenas a cientos de compuestos volátiles. Utilizando cromatografía de gases con la grabación de múltiples canales en el lóbulo antenal de insectos, se describe un método para la identificación de compuestos bioactivos.

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Analyzing Responses of Mouse Olfactory Sensory Neurons Using the Air-phase Electroolfactogram Recording

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and other social interactions. The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy to conduct, and reliable method to assay olfactory function at the level of the olfactory epithelium. Since the 1956 description of the EOG by Ottoson in frogs1, the EOG recording has been applied in many vertebrates including salamanders, rabbits, rats, mice, and humans (reviewed by Scott and Scott-Johnson, 2002, ref. 2). The recent advances in genetic modification in mice have rekindled interest in recording the EOG for physiological characterization of olfactory function in knock-out and knock-in mice. EOG recordings have been successfully applied to demonstrate the central role of olfactory signal transduction components3-8, and more recently to characterize the contribution of certain regulatory mechanisms to OSN responses9-12.
Odorant detection occurs at the surface of the olfactory epithelium on the cilia of OSNs, where a signal transduction cascade leads to opening of ion channels, generating a current that flows into the cilia and depolarizes the membrane13. The EOG is the negative potential recorded extracellularly at the surface of the olfactory epithelium upon odorant stimulation, resulting from a summation of the potential changes caused by individual responsive OSNs in the recording field2. Comparison of the amplitude and kinetics of the EOG thus provide valuable information about how genetic modification and other experimental manipulations influence the molecular signaling underlying the OSN response to odor. 
Here we describe an air-phase EOG recording on a preparation of mouse olfactory turbinates. Briefly, after sacrificing the mouse, the olfactory turbinates are exposed by bisecting the head along the midline and removing the septum. The turbinate preparation is then placed in the recording setup, and a recording electrode is placed at the surface of the olfactory epithelium on one of the medial turbinates. A reference electrode is electrically connected to the tissue through a buffer solution. A continuous stream of humidified air is blown over the surface of the epithelium to keep it moist. The vapor of odorant solutions is puffed into the stream of humidified air to stimulate the epithelium. Responses are recorded and digitized for further analysis.

The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy-to-conduct, and reliable way of assessing olfactory function at the level of the olfactory epithelium. This protocol describes a recording setup, mouse tissue preparation, data collection, and basic data analysis.

Las respuestas de los análisis de las neuronas sensoriales olfativas ratón Utilizando la grabación Electroolfactogram Aire fase

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and ...

Investigación

Neurociencias

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory bulb1-5. Olfactory information in the external world is transmitted to the antennal lobe by olfactory sensory neurons (OSNs), which segregate to distinct regions of neuropil called glomeruli according to the specific olfactory receptor they express. Here, OSN axons synapse with both local interneurons (LNs), whose processes can innervate many different glomeruli, and projection neurons (PNs), which convey olfactory information to higher olfactory brain regions.
Optical imaging of the activity of OSNs, LNs and PNs in the antennal lobe - traditionally using synthetic calcium indicators (e.g. calcium green, FURA-2) or voltage-sensitive dyes (e.g. RH414) - has long been an important technique to understand how olfactory stimuli are represented as spatial and temporal patterns of glomerular activity in many species of insects6-10. Development of genetically-encoded neural activity reporters, such as the fluorescent calcium indicators G-CaMP11,12 and Cameleon13, the bioluminescent calcium indicator GFP-aequorin14,15, or a reporter of synaptic transmission, synapto-pHluorin16 has made the olfactory system of the fruitfly, Drosophila melanogaster, particularly accessible to neurophysiological imaging, complementing its comprehensively-described molecular, electrophysiological and neuroanatomical properties2,4,17. These reporters can be selectively expressed via binary transcriptional control systems (e.g. GAL4/UAS18, LexA/LexAop19,20, Q system21) in defined populations of neurons within the olfactory circuitry to dissect with high spatial and temporal resolution how odor-evoked neural activity is represented, modulated and transformed22-24.
Here we describe the preparation and analysis methods to measure odor-evoked responses in the Drosophila antennal lobe using G-CaMP25-27. The animal preparation is minimally invasive and can be adapted to imaging using wide-field fluorescence, confocal and two-photon microscopes.

Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe

We describe an established technique to measure and analyze odor-evoked calcium responses in the antennal lobe of living Drosophila melanogaster.

El calcio de la imagen del olor de respuestas evocadas en el Drosophila Lóbulo antenal

The antennal lobe is the primary olfactory center in the insect brain and represents the anatomical and functional equivalent of the vertebrate olfactory ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Dos registros electrofisiológicos de sinápticamente respuestas evocadas neuronal y astroglial en agudas rodajas de hipocampo

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

Varias unidades Métodos de grabación para caracterizar la actividad neuronal en el Locust (<em&gt; Schistocerca americana</em&gt;) Circuitos olfativas

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

Using Insect Electroantennogram Sensors on Autonomous Robots for Olfactory Searches

Robots designed to track chemical leaks in hazardous industrial facilities1 or explosive traces in landmine fields2 face the same problem as insects foraging for food or searching for mates3: the olfactory search is constrained by the physics of turbulent transport4. The concentration landscape of wind borne odors is discontinuous and consists of sporadically located patches. A pre-requisite to olfactory search is that intermittent odor patches are detected. Because of its high speed and sensitivity5-6, the olfactory organ of insects provides a unique opportunity for detection. Insect antennae have been used in the past to detect not only sex pheromones7 but also chemicals that are relevant to humans, e.g., volatile compounds emanating from cancer cells8 or toxic and illicit substances9-11. We describe here a protocol for using insect antennae on autonomous robots and present a proof of concept for tracking odor plumes to their source. The global response of olfactory neurons is recorded in situ in the form of electroantennograms (EAGs). Our experimental design, based on a whole insect preparation, allows stable recordings within a working day. In comparison, EAGs on excised antennae have a lifetime of 2 hr. A custom hardware/software interface was developed between the EAG electrodes and a robot. The measurement system resolves individual odor patches up to 10 Hz, which exceeds the time scale of artificial chemical sensors12. The efficiency of EAG sensors for olfactory searches is further demonstrated in driving the robot toward a source of pheromone. By using identical olfactory stimuli and sensors as in real animals, our robotic platform provides a direct means for testing biological hypotheses about olfactory coding and search strategies13. It may also prove beneficial for detecting other odorants of interests by combining EAGs from different insect species in a bioelectronic nose configuration14 or using nanostructured gas sensors that mimic insect antennae15.

We describe a protocol for using insect antennae in the form of electroantennograms (EAGs) on autonomous robots. Our experimental design allows stable recordings within a day and resolves individual odor patches up to 10 Hz. The efficiency of EAG sensors for olfactory searches is demonstrated in driving a robot toward an odor source.

El uso de insectos electroantenograma Sensores de Robots Autónoma de Búsquedas olfativas

Robots designed to track chemical leaks in hazardous industrial facilities1 or explosive traces in landmine fields2 face the same problem as insects ...

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first neural circuit in the AOS pathway, called the accessory olfactory bulb (AOB), plays an important role in establishing sex-typical behaviors such as territorial aggression and mating. This small (&#60;1 mm3) circuit possesses the capacity to distinguish unique behavioral states, such as sex, strain, and stress from chemosensory cues in the secretions and excretions of conspecifics. While the compact organization of this system presents unique opportunities for recording from large portions of the circuit simultaneously, investigation of sensory processing in the AOB remains challenging, largely due to its experimentally disadvantageous location in the brain. Here, we demonstrate a multi-stage dissection that removes the intact AOB inside a single hemisphere of the anterior mouse skull, leaving connections to both the peripheral vomeronasal sensory neurons (VSNs) and local neuronal circuitry intact. The procedure exposes the AOB surface to direct visual inspection, facilitating electrophysiological and optical recordings from AOB circuit elements in the absence of anesthetics. Upon inserting a thin cannula into the vomeronasal organ (VNO), which houses the VSNs, one can directly expose the periphery to social odors and pheromones while recording downstream activity in the AOB. This procedure enables controlled inquiries into AOS information processing, which can shed light on mechanisms linking pheromone exposure to changes in behavior.

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory bulb (AOB) has been difficult to study in the context of sensory coding. Here, we demonstrate a dissection that produces an ex vivo preparation in which AOB neurons remain functionally connected to their peripheral inputs, facilitating research into information processing of mouse pheromones and kairomones.

Ex vivo la Producción de la Bombilla órgano vomeronasal y accesorios olfativa Intacto

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first ...

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular recording has historically been a common technique used to study sensitivities of individual photoreceptor cells to different light stimuli that is still being used today. However, there remains a dearth of detailed methodology in the literature for researchers wishing to replicate intracellular recording experiments in the eye. Here we present the insect as a model for examining eye physiology more generally. Insect photoreceptor cells are located near the surface of the eye and are therefore easy to reach, and many of the mechanisms involved in vision are conserved across animal phyla. We describe the basic procedure for in vivo intracellular recording of photoreceptor cells in the eye of a butterfly, with the goal of making this technique more accessible to researchers with little prior experience in electrophysiology. We introduce the basic equipment needed, how to prepare a live butterfly for recording, how to insert a glass microelectrode into a single cell, and finally the recording procedure itself. We also explain the basic analysis of raw response data for determining spectral sensitivity of individual cell types. Although our protocol focuses on determining spectral sensitivity, other stimuli (e.g., polarized light) and variations of the method are applicable to this setup.

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

The electrophysiological technique of intracellular recording is demonstrated and used to determine spectral sensitivities of single photoreceptor cells in the compound eye of a butterfly.

Determinación de los fotorreceptores de la célula de sensibilidad espectral en un modelo de insectos<em&gt; En Vivo</em&gt; registros intracelulares

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular ...

Insect-controlled Robot: A Mobile Robot Platform to Evaluate the Odor-tracking Capability of an Insect

Robotic odor source localization has been a challenging area and one to which biological knowledge has been expected to contribute, as finding odor sources is an essential task for organism survival. Insects are well-studied organisms with regard to odor tracking, and their behavioral strategies have been applied to mobile robots for evaluation. This "bottom-up" approach is a fundamental way to develop biomimetic robots; however, the biological analyses and the modeling of behavioral mechanisms are still ongoing. Therefore, it is still unknown how such a biological system actually works as the controller of a robotic platform. To answer this question, we have developed an insect-controlled robot in which a male adult silkmoth (Bombyx mori) drives a robot car in response to odor stimuli; this can be regarded as a prototype of a future insect-mimetic robot. In the cockpit of the robot, a tethered silkmoth walked on an air-supported ball and an optical sensor measured the ball rotations. These rotations were translated into the movement of the two-wheeled robot. The advantage of this "hybrid" approach is that experimenters can manipulate any parameter of the robot, which enables the evaluation of the odor-tracking capability of insects and provides useful suggestions for robotic odor-tracking. Furthermore, these manipulations are non-invasive ways to alter the sensory-motor relationship of a pilot insect and will be a useful technique for understanding adaptive behaviors.

The capability to localize an odor source is necessary for insect survival and is expected to be applicable to artificial odor-tracking. The insect-controlled robot is driven by an actual silkmoth and enables us to evaluate the odor-tracking capability of insects through a robotic platform.

Robot controlado por insectos: una plataforma del robot móvil para evaluar la capacidad de seguimiento de Olor de un insecto

Robotic odor source localization has been a challenging area and one to which biological knowledge has been expected to contribute, as finding odor ...

Quadruple Immunostaining of the Olfactory Bulb for Visualization of Olfactory Sensory Axon Molecular Identity Codes

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory Sensory Neuron (OSN) is a bipolar cell with a single dendrite and a single unbranched axon. An OSN expresses only one Olfactory Receptor (OR) gene, OSNs expressing a given type of OR converge their axons to a few sets of invariant glomeruli in the Olfactory Bulb (OB). A remarkable feature of OSN projection is that the expressed ORs play instructive roles in axonal projection. ORs regulate the expression of multiple axon-sorting molecules and generate the combinatorial molecular code of axon-sorting molecules at the OSN axon termini. Thus, to understand the molecular mechanisms of OR-specific axon guidance mechanisms, it is vital to characterize their expression profiles at the OSN axon termini within the same glomerulus. The aim of this article was to introduce methods for collecting as many glomeruli as possible on a single OB section and for performing immunostaining using multiple antibodies. This would allow the comparison and analysis of the expression patterns of axon-sorting molecules without staining variation between OB sections.

Olfactory sensory neurons express a wide variety of axon-sorting molecules to establish proper neural circuitry. This protocol describes an immunohistochemical staining method to visualize combinatorial expressions of axon-sorting molecules at the axon termini of olfactory sensory neurons.

Imunocoloración Cuádruple del Bulbo Olfativo para la Visualización de Códigos de Identidad Molecular del Axón Sensorial Olfativo

The mouse olfactory system is often used to study mechanisms of neural circuit formation&#12288;because of its simple anatomical structure. An Olfactory ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

Investigar las representaciones de objeto en la corriente Visual Dorsal de macacos usando grabaciones de una sola unidad

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...