La preparación de dispositivos de microfluídica para el cultivo celular neuronal 1) Limpiar Corning N º 1 de 24 mm X 40 mm portaobjetos de vidrio <ul><li> Sonicar el portaobjetos de vidrio en un baño de ultrasonido agua durante 30 minutos </li><li> Enjuague el portaobjetos de vidrio con un 70% EtOH </li><li> Lavar los portaobjetos tres veces con dH 2 O </li><li> Portaobjetos secos en una campana de cultivo de tejidos durante varias horas, preferiblemente durante la noche </li></ul> Nota: Hemos bandejas especiales de metal que se carga con las diapositivas. Las diapositivas están separados de forma individual y se coloca en las ranuras de esta rejilla de metal. A continuación, puede colocar las bandejas de carga de metal en un recipiente de vidrio que se llenan de agua, lugar en el baño de ultrasonido de agua, y someter a ultrasonidos durante 30 minutos. Lavados posteriores se llevan a cabo en este plato. 2) Preparación de los dispositivos de PDMS <ul><li> Cortar el molde de PDMS de la oblea de silicio, hacer agujeros en el reparto PDSM y cuarto que </li><li> Limpiar los dispositivos PDMS primero soplando gas inerte (argón o nitrógeno) a través de ellos. A continuación, utilice la marca 3M Scotch 471 cintas para despegar cualquier residuo restante </li></ul> Nota: Es importante mantener los dispositivos boca arriba. Al principio, cuando cortamos el PDMS lejos de la oblea de silicio, la superficie en contacto con la oblea es el lado limpio: contiene los canales de microfluidos. Tratamos de ser lo más cuidadoso que nosotros, como puede para no dañar el dispositivo y mantener la cara de la limpieza hasta que estemos listos para la unión de plasma. <ul><li> Dispositivos de autoclave en recipientes de plástico </li><li> Después del autoclave, limpia No. 1 portaobjetos de vidrio Corning y el tratamiento de plasma-dispositivos que utilizan una marca de limpiador de plasma Harrick, <a href="http://www.harrickplasma.com/" target="_blank">www.harrickplasma.com</a> </li><li> Coloque los dispositivos de limpieza hacia abajo en el portaobjetos de vidrio. </li></ul> El dispositivo está ahora en plasma unida a la lámina de vidrio. 3) Los dispositivos de recubrimiento con poli L-lisina (PLL) <ul><li> PLL se agrega a un pozo en cada lado del dispositivo y permite que fluya a través de en el pozo siguiente </li></ul> =&gt; 150 ml de PLL para los grandes pozos y 30 μ l PLL para los pozos más pequeños. No tiene por qué ser exacta, siempre y cuando los pozos están llenos. Nota: Si nos fijamos en un dispositivo que se va a ver cuatro pozos: cada dos están conectados. ¿Quieres poner el PLL en un pozo para que fluya a través del dispositivo en el pozo siguiente. <ul><li> Deje que el PLL para el flujo a través del dispositivo durante unos 10 minutos y luego añadir más PLL a los pozos para llenarlos </li><li> Colocar los dispositivos que contienen PLL en una incubadora a 37 ° C durante un mínimo de 4 horas (una noche es preferible) </li><li> Aspire el exceso de PLL después del tratamiento, pero tenga cuidado de no aspirar todo el líquido fuera del dispositivo </li></ul> Nota: No es aconsejable introducir burbujas de aire a los canales o de la cámara. Sólo vacío el exceso de PLL en los pozos. <ul><li> Añadir autoclave dH 2 O a cada bien en cada lado del dispositivo y permitir que fluya hacia el otro pozo por capilaridad </li></ul> La figura 1 es un diagrama de un dispositivo de microfluidos. Observe cómo el azul (Soma lado) está conectado y el rojo (lado axonal) están conectados. Cuando hablamos de poner el PLL, el agua o los medios de comunicación, en un pozo en cada lado del dispositivo, lo que queremos decir, por ejemplo, es la siguiente: Coloque 150 ul de autoclave dH 2 O en un Pozo Azul y coloque 150 ml de autoclave dH 2 0 en una Red Well. El agua (o PLL, o los medios de comunicación, o células) fluirá a través del dispositivo a la fuente correspondiente otros. <img src="/files/ftp_upload/old/410_2008_8_27_3/410_Figure-01.png" alt="Figura 1" width="362" height="216" /> Figura 1 Nota: Tenga en cuenta que, a partir de ahora, cuando digo &quot;los medios de comunicación el lugar, las células, el agua o el PLL en el TOP pozos&quot;, me refiero al diagrama de arriba, donde el Soma se encuentra a la izquierda y los axones crecerán a la derecha. <ul><li> Aspirar el agua (de nuevo teniendo cuidado de no eliminar por completo todo el líquido desde el dispositivo), a continuación, añadir otra l 150 de autoclave dH 2 O a uno de cada bien conectados y permitir que fluya a través de la correspondiente así. </li><li> Coloque el dispositivo que contiene dH 2 O en una incubadora a 37 ° C durante 1 hora, y luego repetir la etapa de lavado de nuevo. Lavar los dispositivos de tres veces con dH 2 O durante una hora cada uno, que es el total. </li></ul> Nota: Debido a la posibilidad de que el borato de la PLL se puede absorber en el PDMS, algunos en el Laboratorio de Jeon recomienda incubar los dispositivos durante la noche con autoclave dH 2 O después de un par de initial enjuagues rápida. Esto asegurará que todos los boratos se filtre fuera de la PDMS antes de la carga de las células. Si no se hace esto, puede haber una liberación de borato en los medios de comunicación a través del tiempo, lo que podría llevar a la citotoxicidad. <ul><li> Añadir Neural medio basal (NBM), con los factores necesarios (glutamax, B27, Penstrep) a los pozos de alto </li></ul> Nota: Los dispositivos pueden ser incubados durante la noche y recubierto de células al día siguiente, o se incuban con un mínimo de 3 horas con NMB + factores de las placas, las células. La preparación de las neuronas de carga en los dispositivos Utilizamos 18 días de edad corteza de rata fetal que, o bien comprar a una empresa llamada Bits del cerebro y de que se prepara aquí en el campus para nosotros. Nosotros preferimos obtener el tejido fresco. <ol><li> Obtener una corteza cerebral fetal (2 piezas de tejido) almacenados en Hibernate E </li><li> Tomar 3 pipetas de vidrio largo y el fuego a cada uno en tamaños cada vez más pequeños con una lámpara de alcohol </li><li> eliminar los tejidos de Hibernate E con una pipeta de vidrio y el lugar en 2 ml de NMB + Factores en un tubo estéril de 15 ml. </li><li> La trituración: Con una pipeta de vidrio bombilla y la corteza se pasa arriba y hacia abajo alrededor de 5 a 10 veces. Entonces, la pipeta más pequeño siguiente se utiliza para pipeta y el tejido. Por último, la más pequeña pipeta se utiliza para la pipeta y el tejido. Nos gusta para asegurarse de que no hay trozos visibles. Nota: Recientemente, el Laboratorio de Jeon comenzó a comparar las células de los tejidos almacenados en Hibernate E a las células que se han preparado a partir de los tejidos tratados inicialmente con 0,125% de tripsina en el 50% de Ca + + libre y Mg + + buffer disección de forma gratuita. El consenso es que el tejido preparado con tripsina producir células más viable que el tejido situado inicialmente en Hibernate E. Si no se va a utilizar el tejido de inmediato, entonces usted necesita para almacenar los tejidos en Hibernate E. Si usted va a utilizar el tejido de inmediato y le gustaría una mayor viabilidad, a continuación, tratar el tejido con tripsina antes de la trituración mecánica de la siguiente manera: 1) se diluye 1 ml de tripsina 0,25% (Gibco, Invitrogen) con 1 ml de Ca + + libre de Mg + + gratis buffer disección (final tripsina = 0,125%) en un tubo de 15 ml (mantener frío el hielo), 2) los tejidos lugar en el buffer e incubar inmediatamente a 37 º C durante 8 minutos, 3) agregar 10 ml DMEM/10% de SFB para detener la tripsina reacción y seguir el protocolo a continuación. </li><li> Las células se centrifugan a 1100 rpm durante 1 minuto </li><li> Los medios de comunicación aspirado cuidadosamente de la bolita de células </li><li> Añadir 1 ml de la NMB + factores de la pastilla y re-suspendido por pipeteando arriba y abajo </li><li> Pase la suspensión de células re-por gravedad a través de un filtro para eliminar los grumos (BD Falcon células colador de nylon 40 um) </li><li> Conde y células de la placa: <ul><li> En un tubo de microcentrífuga, añadir 60 NMB l + factores, 20 l de suspensión celular, y 20 l de azul de tripano y mezclar </li><li> Añadir unos 10 l de esta solución a un hemocitómetro y contar las células vivas (no azules) </li><li> Ajuste la concentración de 2,5 a 4,5 x 10 6 células / ml Nota: Por lo general, obtener una concentración de aproximadamente 2,5 a 4,5 x 106 células / ml. dependiendo del volumen de las células se resuspenden en (normalmente 1 ml NBM + B27/Glutamax/PenStrep percortex). Si el tejido ha sido elaborado con la tripsina, la producción probablemente se incrementará. </li></ul></li></ol> Revestimiento Los dispositivos <ol><li> Las celdas de carga (neuronas primarias) en un pozo del dispositivo </li><li> Placa de 5 l por dispositivo pequeño y 20 l por aparato grande Nota: Puede cargar 10 l de células en la parte superior del dispositivo y 10 l en la parte inferior del dispositivo (volumen total medio), o directamente a todos l 20 de las células en la parte superior y cromosómicas (5 l en la parte superior y cromosómicas para los dispositivos pequeños). </li><li> Incubar durante 10 minutos en una incubadora a 37 ° C lo que las células pueden empezar a colocar </li><li> Añadir l aproximadamente 150/30 de factores + NMB a cada pocillo, dependiendo del tamaño del dispositivo Nota: Los volúmenes pueden variar dependiendo del espesor de la PDMS. Todo lo que importa es que los pozos están llenos. </li></ol> Suplementario Acerca del uso de los dispositivos sin vinculación Plasma Sin el tratamiento de plasma, Christina Tu, un técnico, que lo hace con éxito todas las semanas sin plasma, dice que la carga sólo a las células de inmediato. Recuerde que debe eliminar los medios de comunicación tanto de los pozos en el lado del soma (parte del axón no importa si deja los medios de comunicación). Es el flujo de fluido que permite a las células para entrar en el canal principal. Si usted tiene los medios de comunicación en los pozos, no obtendrá el flujo de fluidos.

<ol>
	<li>Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+culture+platform+for+neuroscience+research.">Microfluidic culture platform for neuroscience research.</a> Nat Protoc. 1 (4), 2128-2136 (2006).</li><li>Taylor, A. M., Blurton-Jones, M., Rhee, S. W., Cribbs, D. H., Cotman, C. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microfluidic+culture+platform+for+CNS+axonal+injury,+regeneration+and+transport.">A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport.</a> Nat Methods. 2 (8), 599-605 (2005).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Aquí se demuestra cómo utilizar el dispositivo de microfluidos neuronas sin necesidad de un limpiador de plasma. Nos referimos a esta unión como no plasma.

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<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>PDMS</td>
<td>Reagent</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sylgard 184 with curing agent Please consult Dow Corning to find a vendor near you</td>
</tr>
<tr>
<td>Cornig No. 1 Cover Glass</td>
<td>Cover Glass</td>
<td>Corning</td>
<td>Corning No. X2935 244</td>
<td>Available through Fisher Scientific, Fish Catalog number 12-531D</td>
</tr>
<tr>
<td>B27</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>17504-044</td>
<td>B27 is a proprietary supplement available through Invitrogen under their Gibco line of cell culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>Glutamax</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>35050-061</td>
<td>Glutamax is available through Invitrogen under their Gibco line of celll culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>60 mm Petri Dish</td>
<td>Tool</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>08-757-13A</td>
<td>60 mm polystyrene sterile petri dishes are used to house the device bound to glass.</td>
</tr>
<tr>
<td>Poly-L-Lysine</td>
<td>Reagent</td>
<td>Sigma</td>
<td>P-1274</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>BD Falcon 50 ml Tube</td>
<td>Tool</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>Falcon No. 352098</td>
<td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-49A</td>
</tr>
<tr>
<td>BD Falcon 15 ml tube</td>
<td>Tool</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>Falcon No. 352097</td>
<td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-70C</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>
			<div>
					</div>

non-plasma bonding of pdms for inexpensive fabrication of microfluidic devices

En este video, que muestra cómo utilizar el dispositivo de microfluidos neuronas sin la unión de plasma. En algunos casos puede ser conveniente a los dispositivos de forma reversible de bonos para el vidrio Corning No. tapa 1. Esto puede ser debido, tal vez, a un limpiador de plasma que no están disponibles. En otros casos, puede ser deseable para quitar el dispositivo de la copa después de que el cultivo de neuronas de ciertos tipos de microscopio o de inmunotinción, aunque no es necesario remover el dispositivo para la tinción de las neuronas ya que se puede teñir en el dispositivo. Algunos investigadores, sin embargo, todavía prefieren a retirar el dispositivo. En este caso, la unión reversible del dispositivo a la cubierta de vidrio hace que sea posible. Hay algunas desventajas de no plasma la unión de los dispositivos en que no tan fuerte de un sello se forma. En algunos casos, los axones pueden crecer en las ranuras en vez de a través de ellos. Además, como el vidrio y PDMS son hidrofóbicos, los líquidos no fácilmente entrar en el dispositivo por lo que es necesario a veces para obligar a los medios de comunicación y otros reactivos en el dispositivo. Líquidos entrarán en el dispositivo a través de la acción capilar, pero tarda mucho más en comparación con los dispositivos que se han plasma en condiciones de servidumbre. El limpiador de plasma crea temporal cargos hidrofílico en el cristal y el dispositivo que facilite el flujo de líquidos a través del dispositivo después de la unión en cuestión de segundos. Para los que no plasma dispositivos vinculados, el flujo de líquido a través de los dispositivos de toma varios minutos. También es importante tener en cuenta que los dispositivos que se utilizan con las organizaciones no plasma la unión deben ser esterilizados en primer lugar, mientras que los dispositivos de plasma tratados no deben ser esterilizados antes de su uso debido a que el limpiador de plasma esterilizarlos.

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Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

En este video se muestra cómo utilizar el dispositivo de microfluidos neuronas sin la unión de plasma.

No plasmáticos de unión de PDMS para la Fabricación de bajo costo de los dispositivos de microfluidos

In this video, we demonstrate how to use the neuron microfluidic device without plasma bonding.  In some cases it may be desirable to reversibly bond ...

non-plasma-bonding-pdms-for-inexpensive-fabrication-microfluidic

Research

JoVE Journal

Biology

34.2K vistas.  University of California, Irvine (UCI). En este video se muestra cómo utilizar el dispositivo de microfluidos neuronas sin la unión de plasma.

Video: Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

Fabrication of a Microfluidic Device for the Compartmentalization of Neuron Soma and Axons

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for culturing neurons. Previously, a silicon wafer was patterned with the design for the neuron microfluidic device using SU-8 and photolithography to create a master mold, or what we simply refer to as a "master". Next, we pour the silicon polymer PDMS on top of the master which is then cured by heating the PDMS to 80&deg;C for 1 hour. The PDMS forms a negative mold of the device. The PDMS is then carefully cut and lifted away from the master. Holes are punched where the reservoirs will be and the excess PDMS trimmed away from the device. Nitrogen is used to blow away any excess debris from the device. At this point the devices are now ready for use and can either bonded to corning No. 1 cover glass with a plasma sterilizer/cleaner or can be reversibly bound to the cover glass by simply placing the device on top of the cover glass. The reversible bonding of the device to glass is covered in a separate video and requires first that the device be sterilized either with 70% ethanol or by autoclaving. Plasma treating sterilizes the devices so no further treatment is necessary. It is, however, important, when plasma-treating the devices, to add liquid to the devices within 10 minutes of the plasma treatment while the surfaces are still hydrophilic. Waiting longer than 10 minutes to add liquid to the device makes it difficult for the liquid to enter the device. The neuron devices are typically plasma-bound to cover glass and 0.5 mg/ml poly-L-lysine (PLL) in pH 8.5 borate buffer is immediately added to the device. After a minimum of 3 hours incubating with PLL, the devices are washed with dH2O water a minimum of 3 times with at least 15 minutes between each wash. Next, the water is removed and fresh media is added to the device. At this point the device is ready for use. It is important to remember at this point to never remove all the media from the device. Always leave media in the main channel.

In this video we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to farbricate a microfluidic device for culturing neurons.

Fabricación de un dispositivo de microfluidos para la compartimentación de las neuronas y los axones Soma

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for ...

Investigación

Biología

A Gradient-generating Microfluidic Device for Cell Biology

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an enabling experimental tool, because it can precisely manipulate fluid flows, enable high-throughput experiments, and generate stable soluble concentration gradients.  Compared to conventional gradient generators, poly(dimethylsiloxane) (PDMS)-based  microfluidic devices can generate stable concentration gradients of growth factors with well-defined profiles.  Here, we developed simple gradient-generating microfluidic devices with three separate inlets.  Three microchannels combined into one microchannel to generate concentration gradients.  The stability and shape of growth factor gradients were confirmed by fluorescein isothyiocyanate (FITC)-dextran with a molecular weight similar to epidermal growth factor (EGF).  Using this microfluidic device, we demonstrated that fibroblasts exposed to concentration gradients of EGF migrated toward higher concentrations.  The directional orientation of cell migration and motility of migrating cells were quantitatively assessed by cell tracking analysis.  Thus, this gradient-generating microfluidic device might be useful for studying and analyzing the behavior of migrating cells.

We describe a protocol for the microfabrication of the gradient-generating microfluidic device that can generate spatial and temporal gradients in well-defined microenvironment. In this approach, the gradient-generating microfluidic device can be used to study directed cell migration, embryogenesis, wound healing, and cancer metastasis.

Un dispositivo de microfluidos gradiente de generación de Biología Celular

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an ...

PDMS Device Fabrication and Surface Modification

PDMS fabricación de dispositivos y modificación de la superficie

Fabrication of the Thermoplastic Microfluidic Channels

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using polymer/nanoparticle composite microscale lysis and solid phase extraction columns. The recovered samples are concentrated, small volume samples that are PCRable, without any additional cleanup. Here, we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then, we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns. We demonstrate grafting and polymerization of a carbon nanotube/polymer composite column for bacterial cell lysis. We then show the lysis process followed by solid phase extraction of nucleic acids from the sample on chip using a silica/polymer composite column. The attached protocols contain detailed instructions on how to make both lysis and solid phase extraction columns.

Here we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns.

Fabricación de los canales de microfluidos termoplástico

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using ...

Microfluidic Applications for Disposable Diagnostics

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new diagnostics.

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new diagnostics.

Las solicitudes de microfluidos para el diagnóstico desechables

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new ...

Fabrication of Amperometric Electrodes

Carbon fiber electrodes are crucial for the detection of catecholamine release from vesicles in single cells for amperometry measurements.  Here, we describe the techniques needed to generate low noise (&lt;0.5 pA) electrodes.  The techniques have been modified from published descriptions by previous researchers (1,2).  Electrodes are made by preparing carbon fibers and threading them individually into each capillary tube by using a vacuum with a filter to aspirate the fiber.  Next, the capillary tube with fiber is pulled by an electrode puller, creating two halves, each with a fine-pointed tip.  The electrodes are dipped in hot, liquid epoxy mixed with hardener to create an epoxy-glass seal.  Lastly, the electrodes are placed in an oven to cure the epoxy.  Careful handling of the electrodes is critical to ensure that they are made consistently and without damage.  This protocol shows how to fabricate and cut amperometric electrodes for recording from single cells.

This protocol describes how to generate carbon fiber electrodes. The electrodes are subsequently used to detect catecholamine release from vesicles with carbon fiber amperometry.

Fabricación de electrodos amperométricos

Carbon fiber electrodes are crucial for the detection of catecholamine release from vesicles in single cells for amperometry measurements.  Here, we ...

Fabrication of Myogenic Engineered Tissue Constructs

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to the restrictions imposed by a child's small size and their inevitable growth. Consequently, there is a genuine need for innovative therapies designed specifically for pediatric patients with cardiac rhythm disorders. We propose that a conductive biological alternative consisting of a collagen-based matrix containing autologously-derived cells could better adapt to growth, reduce the need for recurrent surgeries, and greatly improve the quality of life for these patients. In the present study, we describe a procedure for incorporating primary skeletal myoblast cell cultures within a hydrogel matrix to fashion a surgically-implantable tissue construct that will serve as an electrical conduit between the upper and lower chambers of the heart. Ultimately, we anticipate using this type of engineered tissue to restore atrioventricular electrical conduction in children with complete heart block. In view of that, we isolate myoblasts from the skeletal muscles of neonatal Lewis rats and plate them onto laminin-coated tissue culture dishes using a modified version of established protocols[2, 3]. After one to two days, cultured cells are collected and mixed with antibiotics, type 1 collagen, Matrigel&trade;, and NaHCO3. The result is a viscous, uniform solution that can be cast into a mold of nearly any shape and size[1, 4, 5]. For our tissue constructs, we employ type 1 collagen isolated from fetal lamb skin using standard procedures[6]. Once the tissue has solidified at 37&deg;C, culture media is carefully added to the plate until the construct is submerged. The engineered tissue is then allowed to further condense through dehydration for 2 more days, at which point it is ready for in vitro assessment or surgical-implantation.

Here, we demonstrate fabrication of collagen-based, tissue constructs containing skeletal myoblasts. These 3-D engineered constructs may be used to replace or repair tissues in vivo. For our purposes, we have designed these as an atrioventricular electrical conduit for the repair of complete heart block[1].

Fabricación de construcciones de ingeniería tisular miogénica

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to ...

High Speed Droplet-based Delivery System for Passive Pumping in Microfluidic Devices

A novel microfluidic system has been developed that uses the phenomenon of passive pumping along with a user controlled droplet based fluid delivery system. Passive pumping is the phenomenon by which surface tension induced pressure differences drive fluid movement in closed channels. The automated fluid delivery system consists of a set of voltage controlled valves with micro-nozzles connected to a fluid reservoir and a control system. These voltage controlled valves offer a volumetrically precise way to deliver fluid droplets to the inlet of a microfluidic device in a high frequency manner. Based on the  dimensions demonstrated in the current study example, the system is capable of flowing 4 milliliters per minute (through a 2.2mm by 260um cross-sectional channel). Based on these same channel dimensions, fluid exchange of a point inside the channel can be achieved in as little as eight milliseconds. It is observed that there is interplay between momentum of the system (imparted by a combination of the droplets created by the valves and the fluid velocity in the channel), and the surface tension of the liquid. Where momentum provides velocity to the fluid flow (or vice-versa), equilibration of surface tension at the inlet provides a sudden stop to any flow. This sudden stop allows the user to control the flow characteristics of the channel and opens the door for a variety of biological applications, ranging anywhere from reagent delivery to drug-cell studies. It is also observed that when nozzles are aimed at the inlet at shallow angles, the droplet momentum can cause additional interesting fluid phenomena, such as mixing of multiple droplets in the inlet.

A novel microfluidic system has been developed using the phenomenon of passive pumping and a user controlled fluid delivery system. This microfluidic system has the potential to be used in a wide variety of biological applications given its low cost, ease of use, volumetric precision, high speed, repeatability and automation.

De alta velocidad basada en las gotas de entrega del sistema de bombeo pasiva en dispositivos de microfluidos

A novel microfluidic system has been developed that uses the phenomenon of passive pumping along with a user controlled droplet based fluid delivery ...

Automated Microfluidic Blood Lysis Protocol for Enrichment of Circulating Nucleated Cells

In this report the protocol for an automated microfluidic blood lysis device is detailed. Circulating nucleated cells (CNCs), including leukocytes and endothelial cells, provide an ideal platform for an updated status on the immune condition of an individual. The microfluidic protocol allows for enrichment of CNCs without selective cell loss and sample preparation variability due to user-mediated steps. Briefly, the protocol includes device fabrication, sample collection, device setup, and running blood through the microfluidic chamber. Within the device whole blood is rapidly mixed with deionized water for approximately 10 seconds in a 50 micron x 150 micron microfluidic channel. In this time span erythrocytes are lysed due to hypotonic conditions. Herringbone structures on the bottom of the channel ensure thorough mixing and exposure of cells to a constant environment. Remaining cells are returned to isotonic conditions at the exit of the device, fixed using 2% paraformaldehyde, centrifuged to separate erythrocyte debris from CNCs, and suspended in flow buffer for staining and analysis by flow cytometry. Results show clean flow cytometry scatter plots with CNC populations saved. Significance of this device and protocol comes in the study and understanding of disease pathogenesis by analysis of CNC populations. Hence, automation, effectiveness, and simplicity of the microfluidic protocol are demonstrated.

An automated microfluidic device was developed for circulating nucleated cell enrichment from peripheral blood via erythrocyte lysis that ensures isolation of high quality sample without cell loss.

Automatizada de sangre de microfluidos Protocolo de lisis para el Enriquecimiento de la circulación las células nucleadas

In this report the protocol for an automated microfluidic blood lysis device is detailed. Circulating nucleated cells (CNCs), including leukocytes and ...

Fabrication and Operation of an Oxygen Insert for Adherent Cellular Cultures 

Oxygen is a key modulator of many cellular pathways, but current devices permitting in vitro oxygen modulation fail to meet the needs of biomedical research. The hypoxic chamber offers a simple system to control oxygenation in standard culture vessels, but lacks precise temporal and spatial control over the oxygen concentration at the cell surface, preventing its application in studying a variety of physiological phenomena. Other systems have improved upon the hypoxic chamber, but require specialized knowledge and equipment for their operation, making them intimidating for the average researcher. A microfabricated insert for multiwell plates has been developed to more effectively control the temporal and spatial oxygen concentration to better model physiological phenomena found in vivo. The platform consists of a polydimethylsiloxane insert that nests into a standard multiwell plate and serves as a passive microfluidic gas network with a gas-permeable membrane aimed to modulate oxygen delivery to adherent cells. The device is simple to use and is connected to gas cylinders that provide the pressure to introduce the desired oxygen concentration into the platform. Fabrication involves a combination of standard SU-8 photolithography, replica molding, and defined PDMS spinning on a silicon wafer. The components of the device are bonded after surface treatment using a hand-held plasma system. Validation is accomplished with a planar fluorescent oxygen sensor. Equilibration time is on the order of minutes and a wide variety of oxygen profiles can be attained based on the device design, such as the cyclic profile achieved in this study, and even oxygen gradients to mimic those found in vivo. The device can be sterilized for cell culture using common methods without loss of function. The device's applicability to studying the in vitro wound healing response will be demonstrated.

Fabrication and Operation of an Oxygen Insert for Adherent Cellular Cultures

Fabrication and validation of an add-on platform that offers enhanced control over the spatial and temporal oxygenation in a 6-well plate. The device is adaptable to a number of culture systems and can be used to investigate the effects of oxygen on wound healing.

Fabricación y operación de una inserción de oxígeno para Adherente cultivos celulares

Oxygen is a key modulator of many cellular pathways, but current devices permitting in vitro oxygen modulation fail to meet the needs of biomedical ...