Este trabajo fue apoyado por el Ester y José Klingenstein Fondo, el Fondo de Dotación McKnight, y NINDS 1R01NS066408-01A1.

1. Visión general de los componentes <ol><li> Un microdrive completa se compone de varios componentes principales (Figura 1): un chasis que sirve como la superestructura de la unidad, un motor con un eje de salida finamente roscado, una lanzadera roscado que lleva los electrodos y proporciona un punto de conexión eléctrica, y un Omnetics (o equivalente). </li><li> El chasis, transporte de electrodos, electrodos y tubos de transporte son componentes personalizados que se han diseñado con software de CAD en 3D (SolidWorks) y fueron mecanizadas por un mecánico de precisión local. Todos los demás componentes están disponibles comercialmente. </li><li> Chasis y transporte están fabricadas en ligero polieterimida (PEI), mientras que los tubos de conexión de los electrodos se cortan a la medida con un torno de tubos de acero inoxidable hipodérmico inoxidable (0.0293 &quot;OD x 0,00975&quot; ID). Aunque estos componentes se puede cortar de otros materiales, se ha encontrado que PEI y el acero inoxidable tiene el balance correcto de maquinabilidad, la fuerza, y wocho para nuestra aplicación. </li><li> Para montar la unidad, un controlador de motor, capaz de hacer girar la corriente continua de baja tensión motor paso a paso, se requiere. Empleamos una solución personalizada basada en un controlador de IC motor trifásico (Faulhaber BLD05002 disponible del fabricante) en conjunción con un temporizador IC que proporciona el paso de tiempo de entrada. Una variedad de soluciones off-the-shelf también están disponibles (por ejemplo Faulhaber MCBL05002 o Sutter Instruments MP-285). </li></ol> 2. Drive Preparación del chasis y de la Asamblea <ol><li> Con excelentes cortadores diagonales, recortar las patillas de contacto en la parte inferior de las Omnetics (o equivalente) - 1,5 mm para la fila trasera, 1 mm para la fila delantera (Figura 2A). Para mejorar la resistencia de la unión de epoxi entre el chasis de la unidad y el conector, utiliza un bisturí para raspar las superficies posteriores de ambos componentes. </li><li> Con un escalpelo, cortar cuatro secciones 15 mm de largo de tubo de poliimida (0,0113 &quot;ID x 0,0133&quot; OD) para uso como alambre de guides. Cuidadosamente asegurar el bastidor en un tornillo pequeño con la cavidad abierta hacia abajo (Figura 2B). Utilice pegamento de cianoacrilato para fijar los tubos de poliimida al chasis. Se debe establecer a ras con la superficie posterior de la carcasa y estar orientadas en paralelo el uno al otro como se muestra en la Figura 2B. </li><li> Una vez seco, recortar la poliimida tubos a aproximadamente 6 mm de longitud y eliminar las secciones de desecho. Los tubos restantes debe ser de aproximadamente 3 mm desde el borde inferior del chasis. </li><li> Para asegurar el espacio libre apropiado para acoplarse con el headstage o cable, el conector debe montarse unos pocos milímetros por encima de la poliimida tubos y ser paralela con la superficie del chasis (Figura 2B). Utilice epoxi (Torr Seal) para construir un pequeño pedestal para el conector, coloque en la parte superior de la fila de pines cortos más altas, y añadir más epoxi alrededor del conector. No continúe hasta que el epoxi haya curado completamente. </li><li> Retire el chasis del vicio, la transferencia auna plantilla que permite la conexión al controlador del motor (es decir, en nuestro caso, esta plantilla es simplemente una varilla rígida con los Omnetics conector de acoplamiento fijado a un extremo) y orientar con la superficie frontal de la unidad hacia arriba. Guiar los cables del motor a través del orificio en el chasis y deslice el motor dentro de la ranura en la base. El motor y el eje de accionamiento debe ser paralelo al chasis bien dispuesto contra la parte inferior y lateral. </li><li> Epoxy el motor al chasis, teniendo cuidado de no obstruir o bien el eje de accionamiento o el espacio donde los electrodos se instalará (ver Torr Seal colocación en la Figura 4). Permitir que el epoxi se cure. </li><li> Girar el chasis, de manera que el conector es accesible. Para apoyar a los cables del motor y evitar roturas accidentales, agregue una pequeña gota de epoxy rápido-establecido a los cables en los que salen del chasis. Recorte, tira, y soldar los cables a los contactos adecuados en el conector (Figura 2A). Pruebe el motor aasegurar una rotación suave del eje en ambas direcciones. </li></ol> 3. Electrodo Asamblea de traslado <ol><li> Para minimizar la posibilidad de artefactos inducidos por movimiento en las grabaciones, es esencial que la lanzadera electrodo caber cómodamente en el chasis. Probar el ajuste de la lanzadera mediante el roscado sobre el eje del motor y corriendo hacia arriba y abajo de la longitud completa del eje de baja velocidad. Tenga cuidado de no acuñar el servicio de transporte en la unidad y por lo tanto demasiado torque del motor es muy fácil dañar permanentemente el reductor de plástico en esta etapa. Si el eje del motor gira anteriormente deja de inflexión, el reductor puede estar dañado. </li><li> Si el transporte no pasa suavemente por el eje, inspeccione las superficies del chasis y el tornillo de la unidad de escombros. Retire con unas pinzas finas o de aire comprimido, cubra la rosca en un poco de aceite mineral ligero y vuelva a comprobar el ajuste de transporte. </li><li> Si el transporte es demasiado apretado, use pinzas y una piedra de afilar de grano fino para eliminar el material obstruyendo from el lado de la lanzadera. Tenga cuidado de eliminar el material de manera uniforme. </li><li> Si el transporte es demasiado flojo de tal manera que se inclina y parlotea durante el viaje, pegar un pequeño fragmento de la película de transparencia para el servicio de transporte para cubrir la brecha entre ésta y la superficie del chasis. </li><li> Una vez que el transbordador ha sido correctamente en forma, eliminar el transporte desde el eje y presione uno de los tubos de transporte de acero inoxidable en cada uno de los cuatro grandes agujeros en la lanzadera. Cada uno debe estar centrada en el servicio de transporte con los extremos de todo color de cuatro tubos (Figura 3). Fijarlas con una pequeña gota de pegamento de cianoacrilato aplicado a la base del tubo. Tenga mucho cuidado de no permitir que la cola para subir a los bordes de la lanzadera o en los tubos. </li><li> Pase el transporte electrodo terminado de nuevo en el eje de transmisión y llevarlo todo el camino hasta la base de la rosca. </li></ol> 4. Guía de instalación de tubos y electrodos <ol><li> Corte cuatro secciones de 25 mm de largo de poliimida Tubing (0,0045 &quot;ID x 0,006&quot; de diámetro externo) para su uso como guías de electrodos. Además, cortar cuatro electrodos a secciones de 40 mm para su uso como electrodos ficticias que se sujetan los tubos de guía en posición durante el montaje. (Tenga en cuenta que estos electrodos ficticias son para el montaje sólo y no será utilizado para la grabación, por lo que puede volver a utilizar las mismas para cada conjunto.) Deslice cada sección de tubo en el que un electrodo simulado tal que el electrodo se extiende más allá de ~ 10 mm el extremo del tubo. </li><li> Organizar cada uno de los tubos de poliimida en el chasis como se muestra en la Figura 4A. Esto dará lugar a los extremos de las guías de los electrodos, a ras entre sí y alineados a la base del eje del motor, extendiendo hacia fuera hacia la lanzadera de electrodo y los extremos opuestos convergen en la parte inferior de la unidad. Mezclar una pequeña cantidad de Kwik-Cast y aplique aproximadamente 2 mm por debajo del extremo superior de las guías de electrodos. Deje que se seque. </li><li> Eliminar los electrodos ficticias y cambiar la posición de los extremos libres de la guía de electrodos, talesque forman un paquete apretado en la parte inferior de la unidad. Puede ser útil usar un alambre fino para mantenerlos en su lugar temporalmente (Figura 4B). Fijar la nueva posición con más Kwik-Cast. Deje que se seque. </li><li> Con un bisturí afilado, corte los tubos de guía de electrodos en el que se extienden más allá de la parte inferior del Microdrive. Cuando se implanta, estos tubos guiará a los electrodos de la parte inferior de la unidad (apoyado en el cráneo) a la superficie del cerebro. Por lo tanto, la longitud en la que los tubos se deben recortar depende de la anatomía del sitio de implantación (Figura 5). Para los pájaros cantores, esto es aproximadamente 1,5 mm. </li><li> Para conectar un electrodo al conector, cortar una sección de 30 mm de largo de alambre de platino aislado (0,003 &quot;de diámetro.) Y tira de 1 mm de aislamiento de un extremo. Soldadura a una de las puntas de señal en el conector. Doblar el alambre bajo el conector y empújelo a través de uno de los tubos de guía de cable. Tire de la burla de alambre y envuélvalo alrededor de la ranura de la guía en tél parte superior del chasis. </li><li> Con tijeras o cortadoras de alambre fino, cortar un electrodo de ~ 25 mm de longitud. Tener cuidado de hacer esto sin doblar el electrodo o dañar la punta, si bien se producen, el electrodo no puede ser utilizado. Con la lanzadera electrodo ahora en la parte superior del eje, insertar el electrodo en un tubo de poliimida y tire hacia arriba a través del tubo de acero inoxidable en la lanzadera. Colóquelo de tal manera que la punta del electrodo esté a ras con el extremo inferior del tubo de poliimida. Recorte el electrodo 1 mm por encima del tubo de transporte. </li><li> Con un buen conjunto de pinzas, retire el aislamiento de la última 2 mm del electrodo y el último 2 mm del alambre de platino. Volver a colocar el electrodo en el tubo de transporte, insertar el alambre de platino en el tubo, y el pasador de los dos juntos deslizando un corto 1 mm de sección de alambre de tungsteno (0,008 &quot;de diámetro) en el tubo. Esto debe ser un ajuste apretado que se proporcionan tanto una conexión mecánica y eléctrica entre un electrodo y el cable (figura3). </li><li> Ejecutar la rueda hacia arriba y abajo de la longitud del eje de accionamiento para asegurar un movimiento continuo. </li><li> Repita hasta que todos los electrodos 4.5-4.8 han sido instalados. </li><li> Cortar una sección de 30 mm de largo del alambre de plata (0,005 &quot;de diámetro) para su uso como cable de tierra. Franja de 1 mm de aislamiento de un extremo y soldar el conector de tierra. </li></ol> 5. Ensamblaje Final y Preparación Pre-implantación <ol><li> Para reducir la fricción de los electrodos contra los tubos de guía, llena los tubos de guía con aceite mineral ligero. La acción capilar es suficiente para llenar los tubos de una gota de aceite colocado en un extremo. </li><li> Para crear una cubierta de protección para el motor y los electrodos, un corte de 12 mm x 25 mm rectángulo de transparencia y doblar en una forma de U amplia. El uso de cianoacrilato para pegar la tapa a las superficies exteriores de la carcasa (Figura 6). Cortar un 15 mm x 6 mm rectángulo de la transparencia y el uso de cianoacrilato de pegar alrededor del conector. Para evitar interferenciascia con el conector, el borde largo de la transparencia debe estar al ras con el borde superior del conector. </li><li> Antes de la implantación, esterilizar los electrodos y los tubos guía mediante la reducción de los electrodos extendidos en una mezcla 10:1 de agua DI-cloro solución durante 10 min. Luego, enjuague bien con agua estéril. </li><li> Una plantilla similar a la utilizada en el paso 2,5 se puede utilizar para mantener la microdrive en un manipulador durante la implantación estereotáxica. </li></ol> 6. Los resultados representativos Este protocolo requiere aproximadamente 5 horas de práctica en el tiempo de montaje con un adicional de 6-8 horas intercaladas para el epoxy y el pegamento se seque. Sin embargo, una vez que el microdrive se ha montado la primera vez, se puede preparar para su reutilización (es decir, los electrodos de los electrodos, tubos de guía, y los alambres de electrodo puede ser reemplazado) en menos de 2 horas. La calidad y el carácter de las grabaciones obtenidas siguiendo este protocolo, por supuesto, ser en parte dependiente de laobjetivo de grabación, la elección de los electrodos, y cualquier procesamiento realizado en el headstage o más aguas arriba de la microdrive. Aparte de esto, es posible obtener grabaciones estables de un animal comportarse durante un lapso de tiempo de más de diez semanas. Ejemplos de grabaciones de una sola unidad desde el núcleo sólido de la archistriatum (RA) en un comportando songbird se muestra en la Figura 7A; multi-unidad de actividad de la misma región se muestra en la Figura 7B. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig1.jpg" /> Figura 1. Modelo 3D del ensamblado microdrive motorizado. El microdrive consta de varios componentes principales: (i) el chasis, (ii) motor con el eje de salida roscada, (iii) transporte electrodo, (iv) los tubos de conexión, electrodos (v), (vi) los tubos de guía de electrodos, y (vii ) conector. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig2.jpg" /> Figura 2. A)Modelo y esquema de conexión para el conector. Los cables del motor: b, i, l. Cables-electrodos: c, d, e, f. Cable a tierra: k. Todos los otros pines disponibles para la instrumentación auxiliar. B) Foto del conector fijado al chasis con Torr Seal epoxi. Tenga en cuenta la posición de su conector y los tubos de guía de alambre subyacentes. El pegamento de cianoacrilato que sostiene los tubos de guía en posición clara se seca y, por lo tanto, no es visible en la imagen. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig3.jpg" /> Figura 3. Conjunto de electrodos de transporte. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig4.jpg" /> Figura 4. A) Los tubos de guía de electrodos colocados en el chasis antes de aplicar Kwik-Cast. B) Asegurar que los electrodos salir de la parte inferior de la unidad en paralelo, lleve el extremo inferior de los tubos de guía en un paquete apretado antes de añadir la última gota de la Kwik-Cast. Figura 5. La cantidad que los tubos de guía de electrodos se extienden más allá de la parte inferior de la unidad se especifica por la anatomía de la zona de implantación. El diagrama ilustra las dimensiones que son relevantes para la determinación de la longitud de los tubos guía. Para implantar en el pájaro cantor, 1,5 mm es suficiente. <img alt="La figura 6" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig6.jpg" /> Figura 6. El microdrive terminado motorizado con cubiertas protectoras adjunto. <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig7.jpg" /> Figura 7. Grabaciones representativos del núcleo sólido de la archistriatum (RA) en la comportando pinzón cebra. A) una sola unidad de actividad registrada con 10M de iridio-platino electrodos. Top: Grabación ejemplo una semana después de la implantación. Parte inferior: Grabación ejemplo del mismo electrodocomo anteriormente, nueve semanas después. B) Multi-unit actividad registrada con electrodos de platino 1MΩ. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/4314/4314fig7large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ampliar la cifra</a> . Archivos adicionales: El chasis, la lanzadera y tubos de electrodos fueron diseñadas con SolidWorks 2010 software CAD. Estos archivos de pieza se proporcionan tanto en la propiedad (*. Sldprt) y proveedor neutral (*. IGES), formatos y dibujos dimensionados de producción están disponibles en formato PDF.

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No hay conflictos de interés declarado.

El protocolo que aquí se presenta se traducirá en un dispositivo capaz de grabaciones de alta calidad con un mínimo de artefactos de movimiento sólo si se cuida bien con la construcción. El ajuste de la lanzadera en el chasis, si es de fundamental importancia: demasiado apretado y el riesgo de sobrecarga del motor es alto, demasiado flojo y el riesgo de los artefactos de movimiento significativo es alta. Un ajuste ideal permitirá que el servicio de transporte para viajar toda la longitud del eje roscado sin inclin...

<table border="1"&gt;<tbody&gt;<tr&gt;<td<strong&gt; Nombre del tema</strong</td&gt;<td<strong&gt; Empresa</strong</td&gt;<td<strong&gt; Número de catálogo</strong</td&gt;<td<strong&gt; Comentarios</strong</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Chasis</td&gt;<td&gt; Custom</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Corte de PEI</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Electrodo de traslado</td&gt;<td&gt; Custom</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Corte de PEI</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Tubos de traslado</td&gt;<td&gt; Custom</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Corte de Acero Inoxidable</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Conector</td&gt;<td&gt; Omnetics</td&gt;<td&gt; A7886-001</td&gt;<td&gt; Se acopla a A7877-001</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Motor w / Reductor</td&gt;<td&gt; Faulhaber</td&gt;<td&gt; 0206-A-001-B-021-47: 1</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Aguja guía</td&gt;<td&gt; Piezas pequeñas, Inc</td&gt;<td&gt; SWPT-0113-12</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Electrodo Guía</td&gt;<td&gt; Piezas pequeñas, Inc</td&gt;<td&gt; SWPT-0045-12</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; 10M electrodos de Pt-Ir</td&gt;<td&gt; Microsondas, Inc</td&gt;<td&gt; PI2PT310.0H3</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Alambre de platino</td&gt;<td&gt; Sistemas de AM</td&gt;<td&gt; 772000</td&gt;<td&gt; Para los cables de los electrodos</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Silver alambre</td&gt;<td&gt; Sistemas de AM</td&gt;<td&gt; 786000</td&gt;<td&gt; Para un cable de tierra</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Alambre de tungsteno</td&gt;<td&gt; Sistemas de AM</td&gt;<td&gt; 797000</td&gt;<td&gt; Para agujas del electrodo</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Transparencia</td&gt;<td&gt; 3M</td&gt;<td&gt; AF4300</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Torr Seal</td&gt;<td&gt; Varian</td&gt;<td&gt; 9530001</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Kwik-Cast</td&gt;<td&gt; WPI</td&gt;<td&gt; KWIK-CAST</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Cianoacrilato</td&gt;<td&gt; Krazy Glue</td&gt;<td&gt; KG517</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Fast-Set Epoxy</td&gt;<td&gt; Hardman</td&gt;<td&gt; 04001</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Aceite mineral ligero</td&gt;<td&gt; Sigma</td&gt;<td&gt; M5310</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; El cloro blanqueador</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Alicates de corte diagonal</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Bisturí cuchilla</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Pinzas</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Unidad de plantilla</td&gt;<td&gt; Custom</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Epoxy el conector de acoplamiento a una jeringa o un palo</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Vice Small</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;</tbody&gt;</table

design and assembly of an ultra-light motorized microdrive for chronic neural recordings in small animals

La posibilidad de grabar crónicos a partir de poblaciones de neuronas en los animales que se comportan libremente ha demostrado ser una herramienta muy valiosa para la disección de la función de los circuitos neuronales que subyacen a una serie de comportamientos naturales, incluyendo la navegación, una toma de decisiones 2,3, y la generación de secuencias motoras complejas 4 , 5,6. Los avances en la mecanización de precisión ha permitido la fabricación de dispositivos ligeros adecuados para grabaciones crónicas en animales pequeños, como ratones y pájaros cantores. La capacidad de ajustar la posición del electrodo con pequeños motores controlados a distancia ha aumentado aún más el rendimiento de grabación en diversos contextos de comportamiento mediante la reducción de la manipulación de animales. 6,7 Aquí se describe un protocolo para construir un microdrive ultraligero motorizado para grabaciones de larga duración crónicas en animales pequeños. Nuestro diseño evolucionó a partir de una anterior publicada la versión 7, y ha sido adaptado para garantizar la facilidad de uso y costo efecti-Veness a ser más práctica y accesible para una amplia gama de investigadores. Este diseño probado 8,9,10,11 permite un posicionamiento fino, a distancia de los electrodos en un intervalo de 5 ~ mm y pesa menos de 750 mg cuando se ensamblen. Se presenta el protocolo completo de cómo construir y montar estas unidades, incluidos los dibujos CAD en 3D para todos los componentes microdrive personalizadas.

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Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

El diseño, la fabricación y el montaje de un microdrive ultraligero motorizado se describe. El dispositivo proporciona una solución rentable y fácil de usar para las grabaciones crónicas de unidades individuales en pequeños animales que se comportan.

Diseño y montaje de un Microdrive ultraligero motorizado para crónicos Grabaciones neuronales en Pequeños Animales

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.0K vistas.  Harvard University. El diseño, la fabricación y el montaje de un microdrive ultraligero motorizado se describe. El dispositivo proporciona una solución rentable y fácil de usar para las grabaciones crónicas de unidades individuales en pequeños animales que se comportan.

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Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal. Simultaneously recording from multiple nerves and muscles gives us precise information about the timing of neural activity. Previous recording methods have worked for two electrodes, but the study of additional nerves or muscles required combining and averaging the recordings of multiple animals, which made it difficult to determine fine details of timing and phasing, because of variability from response to response, and from animal to animal. Implanting four individual electrodes has a very low success rate due to the formation of adhesions that prevent animals from performing normal feeding movements. We developed a new method of electrode fabrication that reduces the bulk of the electrodes inside the animal allowing for normal feeding movements. Using a combination of glues to attach the electrodes results in a more reliable insulation of the electrode which lasts longer, making it possible to record for periods as long as a week. The fabrication technique that we describe could be extended to incorporate several additional electrodes, and would be applicable to vertebrate animals.

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

A technique is described for implanting four in vivo electrodes to monitor the neuromuscular control of feeding behavior in Aplysia californica.

Electrodo de fabricación e implantación de Aplysia californica Para grabaciones multi-canal neural y muscular en los animales intactos, libremente Comportarse

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

Investigación

Neurociencias

A Thin-skull Window Technique for Chronic Two-photon In vivo Imaging of Murine Microglia in Models of Neuroinflammation

Traditionally in neuroscience, in vivo two photon imaging of the murine central nervous system has either involved the use of open-skull1,2 or thinned-skull 3 preparations. While the open-skull technique is very versatile, it is not optimal for studying microglia because it is invasive and can cause microglial activation. Even though the thinned-skull approach is minimally invasive, the repeated re-thinning of skull required for chronic imaging increases the risks of tissue injury and microglial activation and allows for a limited number of imaging sessions. Here we present a chronic thin-skull window method for monitoring murine microglia in vivo over an extended period of time using two-photon microscopy. We demonstrate how to prepare a stable, accessible, thinned-skull cortical window (TSCW) with an apposed glass coverslip that remains translucent over the course of three weeks of intermittent observation. This TSCW preparation is far more immunologically inert with respect to microglial activation than open craniotomy or repeated skull thinning and allows an arbitrary number of imaging sessions during a time period of weeks. We prepare TSCW in CX3CR1 GFP/+ mice 4 to visualize microglia with enhanced green fluorescent protein to &le;150 &mu;m beneath the pial surface. We also show that this preparation can be used in conjunction with stereotactic brain injections of the HIV-1 neurotoxic protein Tat, adjacent to the TSCW, which is capable of inducing durable microgliosis. Therefore, this method is extremely useful for examining changes in microglial morphology and motility over time in the living brain in models of HIV Associated Neurocognitive Disorder (HAND) and other neurodegenerative diseases with a neuroinflammatory component.

A Thin-skull Window Technique for Chronic Two-photon In vivo Imaging of Murine Microglia in Models of Neuroinflammation

We describe a method for repeatedly visualizing murine microglia and circulating monocytes in vivo over hours, days or weeks using transcranial two-photon microscopy. We demonstrate how to prepare a thinned-skull window that allows intermittent observation of quiescent microglia that can be activated by adjacent stereotactic injection of the HIV-1 regulatory protein Tat.

Una delgada del cráneo ventana Técnica para la crónica de dos fotones En vivo Imágenes de la microglía murina en los modelos de la neuroinflamación

Traditionally in neuroscience, in vivo two photon imaging of the murine central nervous system has either involved the use of open-skull1,2 or ...

Combining Behavioral Endocrinology and Experimental Economics: Testosterone and Social Decision Making

Behavioral endocrinological research in humans as well as in animals suggests that testosterone plays a key role in social interactions. Studies in rodents have shown a direct link between testosterone and aggressive behavior1 and folk wisdom adapts these findings to humans, suggesting that testosterone induces antisocial, egoistic or even aggressive behavior2. However, many researchers doubt a direct testosterone-aggression link in humans, arguing instead that testosterone is primarily involved in status-related behavior3,4. As a high status can also be achieved by aggressive and antisocial means it can be difficult to distinguish between anti-social and status seeking behavior.
We therefore set up an experimental environment, in which status can only be achieved by prosocial means. In a double-blind and placebo-controlled experiment, we administered a single sublingual dose of 0.5 mg of testosterone (with a hydroxypropyl-&beta;-cyclodextrin carrier) to 121 women and investigated their social interaction behavior in an economic bargaining paradigm. Real monetary incentives are at stake in this paradigm; every player A receives a certain amount of money and has to make an offer to another player B on how to share the money. If B accepts, she gets what was offered and player A keeps the rest. If B refuses the offer, nobody gets anything. A status seeking player A is expected to avoid being rejected by behaving in a prosocial way, i.e. by making higher offers.
The results show that if expectations about the hormone are controlled for, testosterone administration leads to a significant increase in fair bargaining offers compared to placebo. The role of expectations is reflected in the fact that subjects who report that they believe to have received testosterone make lower offers than those who say they believe that they were treated with a placebo. These findings suggest that the experimental economics approach is sensitive for detecting neurobiological effects as subtle as those achieved by administration of hormones. Moreover, the findings point towards the importance of both psychosocial as well as neuroendocrine factors in determining the influence of testosterone on human social behavior.

The procedure described in this protocol shows that testosterone administration and folk beliefs about testosterone may be associated with directly opposed social behaviors.

La combinación del comportamiento de Endocrinología Experimental y Economía: Decisión de la testosterona y sociales que

Behavioral endocrinological research in humans as well as in animals suggests that testosterone plays a key role in social interactions. Studies in ...

High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a noninvasive brain monitoring tool in cognitive neuroscience as well as a diagnostic tool for epilepsy and sleep disorders in neurology. However, the underlying mechanism of EEG rhythm generation is still under the veil. Recently introduced polyimide-based microelectrode (PBM-array) for high resolution mouse EEG1 is one of the trials to answer the neurophysiological questions on EEG signals based on a rich genetic resource that the mouse model contains for the analysis of complex EEG generation process. This application of nanofabricated PBM-array to mouse skull is an efficient tool for collecting large-scale brain activity of transgenic mice and accommodates to identify the neural correlates to certain EEG rhythms in conjunction with behavior. However its ultra-thin thickness and bifurcated structure cause a trouble in handling and implantation of PBM-array. In the presented video, the preparation and surgery steps for the implantation of PBM-array on a mouse skull are described step by step. Handling and surgery tips to help researchers succeed in implantation are also provided.

In this article, we described the surgery procedure and handling tips for implantation of ultra-thin polyimide-based microelectrode array (PBM-array) on the mouse skull for acquisition of high-density encephalography (EEG) in a mouse model.

Alta densidad de registros de EEG de los ratones se mueven libremente con poliamida basado microelectrodos

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

Un procedimiento para la implantación de matrices Organizados de Microhilos para grabaciones de una sola unidad en Awake, Comportarse Animales

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic targeting for microcircuit dissection and disease modeling. The introduction of optogenetics, for example, has allowed for bidirectional manipulation of genetically-identified neurons, at an unprecedented temporal resolution. To capitalize on these tools and gain insight into dynamic interactions among brain microcircuits, it is essential that one has the ability to record from ensembles of neurons deep within the brain of this small rodent, in both head-fixed and freely behaving preparations. To record from deep structures and distinct cell layers requires a preparation that allows precise advancement of electrodes towards desired brain regions. To record neural ensembles, it is necessary that each electrode be independently movable, allowing the experimenter to resolve individual cells while leaving neighboring electrodes undisturbed. To do both in a freely behaving mouse requires an electrode drive that is lightweight, resilient, and highly customizable for targeting specific brain structures.
A technique for designing and fabricating miniature, ultralight weight, microdrive electrode arrays that are individually customizable and easily assembled from commercially available parts is presented. These devices are easily scalable and can be customized to the structure being targeted; it has been used successfully to record from thalamic and cortical regions in a freely behaving animal during natural behavior.

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

Diseño y fabricación de Ultralight Peso, ajustables Sondas Multi-electrodos para electrofisiológicos grabaciones en ratones

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

Grabaciones simultáneas de potenciales de campo Local Cortical, Electrocardiograma, electromiograma y respirar a ritmo de una rata libremente móvil

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent development of thin, flexible ECoG electrodes has enabled conduction of stable recordings of large-scale cortical activity. We have developed a whole-cortical ECoG array for the common marmoset. The array continuously covers almost the entire lateral surface of cortical hemisphere, from the occipital pole to the temporal and frontal poles, and it captures whole-cortical neural activity in one shot. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain. Marmosets have two advantages regarding ECoG recordings, one being the homologous organization of anatomical structures in humans and macaques, including frontal, parietal, and temporal complexes. The other advantage is that the marmoset brain is lissencephalic and contains a large number of complexes, which are more difficult to access in macaques with ECoG, that are exposed to the brain surface.These features allow direct access to most cortical areas beneath the surface of the brain. This system provides an opportunity to investigate global cortical information processing with high resolutions at a sub-millisecond order in time and millimeter order in space.

We have developed a whole-cortical electrocorticographic array for the common marmoset that continuously covers almost the entire lateral surface of cortex, from the occipital pole to the temporal and frontal poles. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain.

Implantación crónica de todo cortical matriz electrocorticográfica en el tití común

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent ...

Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the entire state, with the exception of New York City. The Rabies laboratory necropsies a variety of animals ranging in size from bats to bovids. Most of these specimens are animals exhibiting neurological signs, however, less than 10% actually test positive for rabies; implying trauma, lesions or other infectious agents as the cause of these symptoms. Due to the risk of aerosolizing undiagnosed infectious agents, the Rabies Laboratory does not use power tools or saws. Three necropsy techniques will be presented for animals whose skulls are impenetrable with scissors. The laboratory has implemented these techniques to decrease potential exposure to infectious agents, eliminate unnecessary manipulation of the specimen and reduce processing time. The advantages of a preferred technique opposed to another is subject to the trained individual processing the specimen.

The goal of this protocol is to demonstrate safe necropsy techniques in small and large animals to obtain satisfactory tissue samples for rabies testing.

Técnicas de Necropsia de Rabia en Animales Grandes y Pequeños

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the ...

Multi-Fiber Photometry to Record Neural Activity in Freely-Moving Animals

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and smaller functional subgroups, it becomes paramount to record from projections and/or genetically-defined subpopulations of neurons. Fiber photometry is an accessible and powerful approach that can overcome these challenges. By combining optical and genetic methodologies, neural activity can be measured in deep brain structures by expressing genetically-encoded calcium indicators, which translate neural activity into an optical signal that can be easily measured. The current protocol details the components of a multi-fiber photometry system, how to access deep brain structures to deliver and collect light, a method to account for motion artifacts, and how to process and analyze fluorescent signals. The protocol details experimental considerations when performing single and dual color imaging, from either single or multiple implanted optic fibers.

This protocol details how to implement and perform multi-fiber photometry recordings, how to correct for calcium-independent artifacts, and important considerations for dual-color photometry imaging.

Fotometría multifibra para registrar la actividad neuronal en animales en movimiento libre

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and ...