Damos las gracias a Daniel Carpi por su ayuda y los primeros aportes a este proyecto. También agradecemos a Lucrecia Novoa por su ayuda con las ilustraciones y las imágenes. Este trabajo fue apoyado por el NIH / NIAID subvención programa 5P01AI073693-03.

1. Tetrode Fabrication <ol><li> Iniciar mediante el uso de aislantes 12,5 micras (0,0005 &quot;) diámetro del núcleo de alambre de platino-iridio de California de alambre fino. La longitud del alambre debe ser cortado a la longitud apropiada para la estructura de destino. Por ejemplo, cortar el alambre a por lo menos 30 cm de largo para la orientación del subículo dorsal o hipocampo. </li><li> Doble el alambre sobre en el centro de manera que hay dos alambres paralelos que serán 15 cm de longitud. Coloque el punto medio de este alambre sobre un brazo horizontal para formar cuatro alambres paralelos de 7,5 cm de longitud. Siguiente adjuntar el clip recubierto de caucho cerca de la parte inferior del alambre de drapeado, la creación de un conjunto de cuatro cables. </li><li> Coloque el clip de goma en el Tetrodo Spinner motorizado, asegurándose de que el cable se tensa, pero el peso no demasiado tenso o cojinete como se romperá durante el proceso de hilado. </li><li> Cambie el Spinner Tetrode al modo &quot;Manual&quot; y pulse el joystick para &quot;Derecha&quot; para girar el cable en sentido horario. El spinnergirará en aproximadamente 2 Hz, la creación de un paquete apretado de cuatro alambres para formar el tetrodo. </li><li> Aplicar 80 rotaciones en sentido horario y luego se detiene pulsando la tecla &quot;Up&quot; en el joystick. Esto hará una pausa en la ruleta motorizado. A continuación, aplique 20 giros hacia la izquierda (&quot;Left&quot;) con el fin de liberar la tensión en el tetrodo. El número final de revoluciones por longitud de alambre debe ser de 8 revoluciones por micras. </li><li> Utilice la pistola de calefacción en el ajuste más bajo 1, que alcanza un máximo de 400 grados, con el fin de fusionar los cables juntos por fusión de la capa de unión VG. Sostenga la pistola de aire caliente ~ 2 cm del alambre y ejecutar el arma hacia arriba y abajo de la longitud recta del hilo durante unos 5 segundos desde varios ángulos diferentes. Asegúrese de que para barrer constantemente la pistola de calor y lo sostenga cualquier ubicación única ya que esto fundir el aislamiento HML y hace que los cables se fusionan dentro del haz. </li><li> Hacer un corte en la parte superior de la tetrodo (cerca del brazo horizontal) y luego liberar el tetrodo de la pinza en la parte inferior. Cortar el de un solo bucle de manera que hay cuatro cables separados en un extremo de la tetrodo, estos cables se conectan eléctricamente a las patillas de oro o una placa de circuito en un paso posterior. </li><li> Coloque el tetrodo completado en una caja de explotación libre de polvo para su almacenamiento hasta que la unidad se ha completado. </li></ol> 2. Asamblea Microdrive personalizada <ol><li> En primer lugar la construcción de la base que sostendrá el microdrive (s). La base de la microdrive implantado es generalmente más estable si se asegura y se coloca a lo largo de la línea media del cráneo. Este protocolo describe los pasos para construir una base con un solo microdrive para sostener cuatro portadores de tubos de poliamida. Microdrives y tubos adicionales se pueden agregar fácilmente cuando sea necesario. </li><li> Comience con una pieza de 20 mm aproximadamente cuadrada de plexiglás acrílico (5 mm de espesor) y arena el acrílico en una forma que permita que el ratón se mueva libremente con la unidad después de que se implante en la cabeza. </li><li> A continuación, montar la unidad de accionamiento. Use personalizado 30,3 x 6,3 mm guías de bronce que llevarán el tornillo de accionamiento. En primer lugar, dos guías de soldadura de latón junto perpendicularmente. La guía de latón vertical sostener el tornillo de la unidad y los electrodos, mientras que la pieza horizontal será pegada en la base acrílica. </li><li> Después de soldar las piezas de metal juntos, comenzar el montaje de la unidad en sí, pasando un tornillo de bronce cabeza cilíndrica ranurada a través de la parte superior de la guía y en un bloque de plástico Delrin. El bloque cuadrado está diseñado de modo que el agujero de rosca es ligeramente fuera del centro (por 0,2 mm), lo que resulta en una cara del bloque que sobresale muy ligeramente de la guía. Este es el lado en el que los tubos de poliamida que llevan los electrodos se sentarán. </li><li> Con el bloque de Delrin dentro de la guía y el tornillo hasta el final, enhebrar una tuerca de latón hexagonal hasta que la tuerca está casi tocando la parte inferior de la guía. No apriete la tuerca completamente, sino fundir una pequeña cantidad de soldadura en el extremo con el fin de unirse a la tuerca y el tornillo, pero teniendo cuidado de no soldar anytHing a la guía. Ahora, girando el tornillo debe mover el bloque hasta Delrin (a la derecha) y hacia abajo (hacia la izquierda) verticalmente a lo largo de la rosca. Corte el hilo que sobresale más allá de la tuerca soldada. </li><li> Una vez que la unidad se ha montado, vaya de nuevo a la base de acrílico y corte una ranura de 3 mm de ancho, donde la unidad de electrodo será. Pase la guía de latón horizontal a través de la ranura y el uso de pegamento cryanoacrylate para asegurar la pieza a la base. </li><li> Colocar la base de acrílico en una prensa de tornillo para fijarlo en su lugar. Coloque una tarjeta de interfaz electrónica (BEI) en la parte superior de la base y marcar las ubicaciones de los dos orificios de los tornillos. EIBS son microchips que proporcionan una conexión de señal entre los cables de los electrodos y un headstage de pre-amplificador. El uso de un mm punta de broca 1.5, perfore cuidadosamente agujeros en las marcas de los tornillos que llevará a cabo el BEI en su lugar en la parte superior de la base. Coloque el BEI y el hilo dos tornillos de latón en los orificios. </li><li> Utilice micro tijeras de disección para cortar cuatro trozos largos de 7 mm de jaula en poliamidatubo ide. Línea de los cuatro tubos uno al lado del otro sobre un trozo de cinta de laboratorio doblado. Aplicar cianoacrilato al centro para unirlas pero tenga cuidado de no hacer cola en los propios tubos. Dejar que los tubos unidos se sequen completamente. </li><li> Girar la base de accionamiento 90 grados, de manera que el chip BEI es vertical y la unidad se coloca horizontalmente con el bloque de Delrin que sobresale hacia arriba. Mirando a través de un microscopio de disección, con cuidado aplique una pequeña cantidad de cianoacrilato en la cara Delrin luego colocar los cuatro tubos unidos en la cola. Deje que el pegamento fragüe completamente antes de mover la unidad. </li><li> Prueba de que los tubos de poliamida están bien conectados y que todo el conjunto se mueve suavemente sin tocar la guía o encontrar resistencia alguna. </li><li> A continuación, preparar el tornillo de tierra y conecte el cable de tierra al BEI. Hacer un tornillo de tierra mediante la adopción de un tornillo de bronce (3/32 &quot;) y lijar los hilos hasta que solo 1-2 hilos permanecen. Esto debería ser ~1 mm, como este tornillo se sentará dentro del cráneo y no está destinada a penetrar en el tejido cerebral. </li><li> Cortar una longitud de 30 mm de alambre de cobre (la longitud exacta dependerá del lugar donde en el cráneo para colocar el suelo de origen animal). El alambre de cobre debe ser 100 - 500 micras (0,004-0,02 &quot;) de diámetro, esto es más o menos equivalente a 38 AWG al 24 AWG Aplicar flujo de la soldadura a ambos extremos del alambre de cobre en un extremo, soldar el tornillo de tierra a.. el alambre. En el otro extremo, soldadura un alfiler de oro BEI. Este cable de tierra se puede ajustar a un lado y se conecta a la BEI más tarde durante la cirugía de implantación. </li><li> El siguiente paso es guiar a los electrodos a través de los tubos de poliamida y conectarlos a los orificios de los canales en el chip BEI. Gire el tornillo de accionamiento totalmente hacia la derecha de modo que los tubos están en su posición más alta. </li><li> Para los electrodos individuales, cortar una longitud de 50 mm de alambre Stableohm 50 mM y guiarla a través de un tubo de poliamida, lo que permite que se extienda al menos 2,0 mm más allá del extremo del tubo (para la orientación o subículohipocampo). Aplicar una pequeña gota de cianoacrilato en la parte superior del tubo, la colocación del alambre en el tubo y la prevención de cualquier movimiento de alambre. A continuación, conecte el extremo suelto del cable a un agujero de canal EIB con un broche de oro. Recorte el hilo sobrante con unas tijeras finas. Repita el proceso para otros microelectrodos. </li><li> Para conectar tetrodos, tome uno completó tetrodo de la caja de almacenamiento. Introduzca el extremo fundido del tetrodo través de un tubo de poliamida y deje que se extienda al menos 2,0 mm más allá del extremo del tubo (por subiculum o hipocampo). Aplicar una pequeña gota de cianoacrilato en la parte superior del tubo, la colocación del tetrodo al tubo y la prevención de cualquier movimiento. Tome los cuatro cables sueltos en el otro extremo de la tetrodo y conectar cada cable a un orificio de canal BEI utilizando un alfiler de oro. Recorte el exceso de cable. Repita el procedimiento para los otros tetrodos. </li></ol> 3. Asamblea VersaDrive <ol><li> Comienza la construcción de un tetrodo VersaDrive cuatro, lo que consiste en una base, carcasa y tapa pieces. </li><li> Cortar un tubo de poliamida de 10 mm y lo guiará a través del orificio más pequeño en un soporte tetrodo. Permitir que el tubo se extienda más allá de la portadora muy ligeramente (0,5 mm). Utilice 5 min epoxi para pegar el tubo de poliamida en el lugar, teniendo cuidado de no permitir que la resina entre en el propio tubo. Repita este procedimiento para otros tres tubos y soportes. </li><li> Después de que el epoxi se ha establecido plenamente, guiar a cada tubo de poliamida a través de uno de los cuatro orificios de la base VersaDrive. Una vez que los cuatro tubos son a través de sus agujeros, empujar a un pin de insectos a través del orificio externo, lo que llevará a cabo la compañía tetrodo en línea y servir como un carril para el transporte para viajar en. Repita este procedimiento para las otras tres compañías. </li><li> Tome una gorra y alinearla con los cuatro pasadores de insectos de manera que la tapa cubre la base y los portadores tetrodo residen dentro de la tapa. Tema a 1 mm x 5 mm tornillo de la máquina a través del orificio correspondiente en la tapa y en el soporte tetrodo. Este será el tornillo de accionamiento para mover el soporte hacia arriba y abajo. Repcomer esto para los otros tres tornillos. </li><li> Apague todos los tornillos en sentido horario hasta que las compañías tetrodo están en su posición superior y los tubos de poliamida son visibles a través de la abertura de la tapa. Usando tijeras finas micro disección, cortar el tubo justo por debajo de (1 mm) de la base de modo que todos los cuatro tubos de poliamida son de la misma longitud. </li><li> El uso de un microscopio de disección, enhebrar una tetrodo cuidadosamente a través de un tubo de poliamida. Es importante mantener el cable tetrodo perfectamente recta a medida que avanza a través del tubo como dobleces o curvas harán muy difícil enhebrar plenamente el tetrodo través. Repita el proceso para otros tres tetrodos. </li><li> Una vez que todos los tetrodos están en sus tubos, aplicar cuidadosamente una pequeña gota de cianoacrilato a la parte superior de cada tubo, asegurando los tetrodos dentro de sus respectivos tubos. Tenga cuidado de no obtener ninguna cianoacrilato entre los transportistas o de los cables tetrodo sueltos que sobresalen a través de la tapa. </li><li> Cortar las tetrodos de modo que sólo se extienden más allá de los tubos2,0 mm (para subiculum o hipocampo). A continuación, coloque la base de la unidad (con los cuatro pasadores de insectos insertados) en la plantilla VersaDrive. La otra mitad de la plantilla se mantenga la tapa VersaDrive que tiene todos los agujeros del receptáculo para hacer las conexiones de canal. </li><li> Girar el tornillo de accionamiento completamente contrario, de manera que los tetrodos están en su posición más baja. </li><li> Antes de conectar los cables tetrodo a los receptáculos de oro, conecte primero los cables de tierra a la tapa. La tapa VersaDrive tiene dos orificios de pasador para conexiones a tierra en la posición central de las dos filas de agujeros. Cortar un alambre de cobre de al menos 30 mm (depende donde en el cráneo para colocar el suelo) y guiarla a través de uno de estos agujeros centrales. El alambre de cobre debe ser 100 a 500 micras (0,004 a 0,02 &quot;) de diámetro, esto es más o menos equivalente a 38 AWG al 24 AWG Empujar un recipiente de oro a través del agujero para coger el hilo de cobre en su lugar y recortar cualquier exceso de cable.. En el otro extremo del cable de cobre, aplique fundente y solder este extremo del cable a un tornillo de tierra (véase 2.11.). Repita para el segundo cable de tierra. </li><li> A continuación, guiar a todos los cables sueltos tetrodo (debe haber dieciséis en total) a través de sus respectivos orificios de receptáculo en la tapa. Lo mejor es empezar con un tetrodo y enhebrar los hilos individuales de los cuatro orificios apropiados que terminarán directamente sobre él. Los cables tetrodo individuales deben ser manejados con una ligera presión, ya que son frágiles y pueden doblar fácilmente si agarrado demasiado fuerte. Instale la tapa alineando las clavijas de insectos agujeros y pulse ajuste a la base. </li><li> Con los cables de tetrodo sobresale a través de la tapa, ajuste a presión de los recipientes de oro para capturar los cables tetrodo en su lugar y hacer las conexiones eléctricas. Aproximadamente el 50% de los hilos quedará cortada (por encima de la tapa) una vez que el receptáculo de oro es empujado hacia abajo. Recortar cualquier exceso de hilo que queda sobresaliendo de la parte superior de la tapa. En casos raros (menos del 5%), empujando el recipiente de oro por aplastará el alambrey romper por debajo de receptáculo, lo que resulta en un canal desconectado. Esta desconexión no puede realizarse hasta que las pruebas de impedancia y medidas de galvanoplastia (véase el apartado 4.7). </li><li> Repetir el proceso de ajuste a presión para los otros tres tetrodos. Gire los tornillos de la unidad hacia la derecha para mover de nuevo a la parte superior y asegúrese de que el movimiento del motor es suave. </li></ol> 4. Baño de oro de puntas de electrodos <ol><li> Independientemente de qué tipo de microelectrodos que se utilizan, las puntas de los electrodos deben estar revestidos de oro con el fin de reducir la impedancia de punta. Esto maximizará la capacidad de grabar de forma fiable y discriminar los potenciales de acción de una sola unidad. Prueba de la impedancia de los electrodos con el dispositivo nanoZ Neuralynx. El nanoZ es un dispositivo computarizado que mide la impedancia y permite galvanoplastia automatizado. </li><li> Primero girar los tornillos microdrive hacia abajo (hacia la izquierda) a su posición más baja. A continuación, monte firmemente el microdrive en una pinza que le permitirá bajar delas puntas de los electrodos en la solución de chapado en oro. </li><li> Llene una torre de Delrin con una solución de oro SIFCO y la otra torre con agua destilada. Bajar las puntas de los electrodos en la solución de oro. </li><li> Conecte el cable USB nanoZ en un equipo basado en Windows y abra el programa nanoZ. Este programa dará lecturas de impedancia y realizar sobrerregulación en cada canal conectado del Microdrive. </li><li> Vaya al Device desplegable y seleccione el nanoZ, tras lo cual se mostrará &quot;Conexión establecida&quot; en la parte inferior de la ventana. A continuación, seleccione el adaptador adecuado para probar en el menú desplegable. Haga clic en &quot;impedancias de prueba&quot; y ajuste la frecuencia de la prueba de 1004 Hz (40 ciclos, 0 milisegundos de pausa). Haga clic en &quot;Punta de prueba&quot;, que se abrirá la ventana &quot;Sonda Report&quot; que muestra todos los canales disponibles con sus mW lecturas. Guarde estos valores de impedancia haciendo clic en el icono del disco o seleccionando &quot;Archivo&quot;, luego &quot;Guardar informe&quot;. </li><li> A continuación, haga clic en &quot;DC electrochapa&quot; y asignarlos siguientes valores: Modo = impedancias partido, platean actual = -1,0 μA, Target = 350 kW a 1004 Hz, 5 carreras, 5 segundos de intervalo, pausa de 2 segundos. </li><li> Haga clic en &quot;Autoplate&quot;. El programa leerá primero la impedancia de cada canal, a continuación, aplicar la corriente especificada para ese canal, vuelva a probar la impedancia y corriente aplicar según sea necesario hasta que se alcance la impedancia del objetivo (o un valor inferior). Mientras que el objetivo es reducir la impedancia del electrodo, es posible que los canales se electroplate debajo de los valores de 100 kW. En tales casos, es posible que los cables vecinos en el tetrodo han sido cortocircuitados juntos. Si esto sucede, invertir la polaridad de corriente (+ 1,0 μA) para eliminar el exceso de partículas de oro, vuelva a probar la impedancia de ese canal, y luego repetir la galvanoplastia. Valores de impedancia finales típicos de un paquete de cuatro cables de 12,5 mu M van desde 150 hasta 325 kW. </li><li> Si hay cualquier canal único que no ha laminado por debajo de 350 kW, repetir el proceso de galvanoplastia.El programa saltará a través de canales que ya han alcanzado el objetivo y sólo canales de placa que no tienen. </li><li> Una vez que todos los canales se han plateado con una impedancia aceptables, cierre el programa nanoZ y desconecte el dispositivo. Elevar los electrodos de la solución de deposición y bajar las puntas en la torre de Delrin agua destilada con el fin de enjuagar el exceso de partículas de oro. </li><li> Gire los tornillos de la unidad hacia la derecha hasta que los electrodos se levantan a su posición superior. Ahora el microdrive y los electrodos están listos para su implantación. </li></ol>

<ol>
	<li>Recce, M. L., O'Keefe, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+tetrode:+a+new+technique+for+multi-unit+extracellular+recording.">The tetrode: a new technique for multi-unit extracellular recording.</a> Soc. Neurosci. Abstr. 15, 1250 (1989).</li><li>O'Keefe, J., Recce, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phase+relationship+between+hippocampal+place+units+and+the+EEG+theta+rhythm.">Phase relationship between hippocampal place units and the EEG theta rhythm.</a> Hippocampus. 3, 317-330 (1993).</li><li>Chen, G., Wang, L. P., Tsien, J. 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A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+cross-frequency+coupling+of+local+field+potential+oscillations+in+rat+striatum+and+hippocampus+during+performance+of+a+T-maze+task.">Dynamic cross-frequency coupling of local field potential oscillations in rat striatum and hippocampus during performance of a T-maze task.</a> Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 105 (51), 20517-20522 (2008).</li><li>Seidenbecher, T., Laxmi, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amygdalar+and+hippocampal+theta+rhythm+synchronization+during+fear+memory+retrieval.">Amygdalar and hippocampal theta rhythm synchronization during fear memory retrieval.</a> Science. 301 (5634), 846-850 (2003).</li><li>Yamamoto, J., Wilson, M. 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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+GluA1+deletion+on+the+hippocampal+population+code+for+position.">The effects of GluA1 deletion on the hippocampal population code for position.</a> J. Neurosci. 32 (26), 8952-8968 (2012).</li><li>Cacucci, F., Yi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Place+cell+firing+correlates+with+memory+deficits+and+amyloid+plaque+burden+in+Tg2576+Alzheimer+mouse+model.">Place cell firing correlates with memory deficits and amyloid plaque burden in Tg2576 Alzheimer mouse model.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105 (22), 7863-7868 (2008).</li><li>Sigurdsson, T., Stark, K. 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Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Hemos descrito un conjunto de técnicas para la construcción de microdrives ligeros y compactos para la grabación de la unidad extracelular y la actividad potencial de campo en ratones. Con la construcción de microdrives personalizados con bases Hecha de vidrio acrílico (metacrilato de metilo), el núcleo del sistema se puede adaptar fácilmente para múltiples unidades y para la orientación de una amplia gama de regiones neuronales. Hemos modificado con éxito el sistema de registro de múltiples dianas cerebrales...

El uso de la técnica de microelectrodos para registrar las señales neuronales extracelulares in vivo tiene una larga tradición y se valora en neurociencia 1, 2. La capacidad para registrar la actividad eléctrica a partir de muchas regiones del cerebro en animales comportarse libremente es, sin embargo, una tecnología más reciente que se está volviendo cada vez más común como los paquetes de software para la adquisición, el análisis y la discriminación de las señales neurales se hace más sofisticada y fácil de usar 3, 4. Los avances tecnológicos en el lado de software también han ido acompañadas de reducciones en el peso y el volumen de los dispositivos implantables, que se han ampliado lo suficiente para grabar en pequeños mamíferos, como ratones. Mediante el uso de componentes ligeros (en su mayoría de plástico), los investigadores son capaces de construir microdrives que permiten el posicionamiento independiente de electrodos o tetrodos para apuntar una amplia variedad de regiones cerebrales 5-7. Incluso las estructuras cerebrales profundos, tales como laamígdala 6 y el cuerpo estriado 5, pueden ser dirigidos de forma rutinaria con la selección de un tornillo de accionamiento apropiadamente larga. Estas técnicas de grabación permiten a los investigadores para obtener señales neuronales de alta fidelidad y están en registro con la actividad eléctrica de las neuronas individuales registradas intracelularmente 8, 9. El uso de estos tipos de microdrives, hemos registrado con éxito las unidades individuales de los ratones de hasta dos meses después de la implantación 10. Además, la naturaleza de peso ligero de los dispositivos (aproximadamente 1,5-2,0 g) ha dado como resultado en el rendimiento de comportamiento que es comparable a los ratones no implantados en muchas tareas de comportamiento. En particular, hemos demostrado que los ratones implantados presentan el rendimiento normal en la novela tarea de reconocimiento de objetos 10 y el lugar tarea objeto (datos no publicados). El uso de microdrives junto a varios tetrodos permite a los investigadores monitorear y analizar la actividad neuronal a nivel de redmientras que también se graba desde múltiples unidades individuales dentro del cerebro. Grabación con estos tetrodos tiene varias ventajas importantes para fines de identificación de la unidad y permite la adquisición de alta precisión y la discriminación de las múltiples unidades individuales 11. Se describe cómo fabricar y paquetes tetrodo oro placa y, posteriormente, a cargar en portaelectrodos accionables. Un tipo de soporte de la unidad que describimos está disponible comercialmente y el otro es un diseño simple, pero fácilmente ampliable, una unidad con capacidad para múltiples operadores y arreglos tetrodo sin una inversión significativa de recursos.

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>0.0005" (12.5 &mu;M) diameter Platinum-Iridium wire </td>
			<td>California Fine Wire</td>
			<td>CFW#100-167</td>
			<td>HML VG insulated <a href="http://www.calfinewire.com" target="_blank">www.calfinewire.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>0.002" (50 &mu;M) diameter Stableohm 675 wire</td>
			<td>California Fine Wire</td>
			<td>CFW# 100-188</td>
			<td>HML insulated Ni-Cr</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>polyamide tubing</td>
			<td>Polymicro Technologies</td>
			<td>1068150020</td>
			<td>99 micron I.D., 166 micron O.D. <a href="http://www.polymicro.com" target="_blank">www.polymicro.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>brass guides</td>
			<td>World Plastics Inc</td>
			<td></td>
			<td>3.3 x 6.6 mm</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Delrin blocks</td>
			<td>World Plastics Inc</td>
			<td></td>
			<td>3.13 x 2.5 mm</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Fillister head brass screws</td>
			<td>J.I. Morris Co.</td>
			<td>00-90 x 1/2</td>
			<td>drive screw <a href="http://www.jimorrisco.com" target="_blank">www.jimorrisco.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>hex brass nuts</td>
			<td>J.I. Morris Co.</td>
			<td>00-90</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Fillister head brass screws</td>
			<td>J.I. Morris Co.</td>
			<td>000-120 x 3/32</td>
			<td>EIB mount and ground screw</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>plexiglass acrylic</td>
			<td>Canal Street Plastics</td>
			<td></td>
			<td>5 mm thick, clear, <a href="http://www.cpcnyc.com" target="_blank"> www.cpcnyc.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>cyanoacrylate</td>
			<td>Krazy Glue</td>
			<td></td>
			<td>2 g tube</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>electronic interface board</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td>EIB-18</td>
			<td><a href="http://www.neuralynx.com" target="_blank">www.neuralynx.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>non-cyanide gold solution</td>
			<td>SIFCO</td>
			<td>SIFCO 5355</td>
			<td><a href="http://www.sifcoasc.com" target="_blank">www.sifcoasc.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>VersaDrive 4</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td>four tetrode model</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>tetrode assembly station</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>motorized tetrode spinner</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td>tetrode spinner 2.0</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>VersaDrive jig</td>
			<td>Neuralynx </td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>soldering iron</td>
			<td>Radio Shack </td>
			<td>64-2802B</td>
			<td><a href="http://www.radioshack.com" target="_blank">www.radioshack.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>nanoZ</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td></td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>small bit drill/driver</td>
			<td>Ram Products </td>
			<td>Rampower 35</td>
			<td>with footpedal controller, <a href="http://www.ramprodinc.com" target="_blank">www.ramprodinc.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>drill bits</td>
			<td>Small Parts, Inc.</td>
			<td></td>
			<td>3/32" bits, <a href="http://www.smallpartsinc.com" target="_blank">www.smallpartsinc.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>dissecting microscope</td>
			<td>Olympus </td>
			<td>SZ-60</td>
			<td><a href="http://www.olympusamerica.com" target="_blank">www.olympusamerica.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>heat gun</td>
			<td>Alphawire</td>
			<td>Fit gun 3</td>
			<td>use setting "1" only, <a href="http://www.alphawire.com" target="_blank">www.alphawire.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>26 AWG copper wire</td>
			<td>Arcor Electronics</td>
			<td>F26</td>
			<td>for ground wires, <a href="http://www.arcorelectronics.com" target="_blank"> www.arcorelectronics.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>soldering flux</td>
			<td>Eagle</td>
			<td>2 oz, #205</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>0.02" diameter solder</td>
			<td>Kester</td>
			<td>24-6337-0010</td>
			<td><a href="http://www.kester.com" target="_blank"> www.kester.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>benchtop vise</td>
			<td>Vacu-Vise</td>
			<td>Model 300</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>fiber optic light</td>
			<td>Nikon </td>
			<td>MKII</td>
			<td>dual light arms, <a href="http://www.nikon.com" target="_blank"> www.nikon.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>5-min epoxy</td>
			<td>Allied Electronics</td>
			<td></td>
			<td>25 ml, <a href="http://www.alliedelec.com" target="_blank"> www.alliedelec.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>fine tweezers</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument Co.</td>
			<td>RS-4907, RS-5010</td>
			<td>INOX material, <a href="http://www.roboz.com" target="_blank"> www.roboz.com</a></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>micro dissecting scissors</td>
			<td>Roboz Surgical Instrument Co.</td>
			<td>RS-5880</td>
			<td></td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>
 Table 1. Materials and reagents used for constructing tetrodes and microdrives.

construction of microdrive arrays for chronic neural recordings in awake behaving mice

Registros electrofisiológicos State-of-the-art de los cerebros de los animales comportarse libremente permiten a los investigadores examinar simultáneamente los potenciales de campo locales (LFPs) de poblaciones de neuronas y los potenciales de acción de las células individuales, ya que el animal se dedica a experimentalmente tareas pertinentes. Microdrives crónicamente implantados permiten grabaciones del cerebro para durar por períodos de varias semanas. Unidades miniaturizados y componentes ligeros permiten estas grabaciones a largo plazo para los pequeños mamíferos, tales como ratones. Mediante el uso de tetrodos, que consisten en paquetes herméticamente trenzados de cuatro electrodos en el que cada cable tiene un diámetro de 12,5 micras, es posible aislar neuronas fisiológicamente activos superficiales en regiones del cerebro tales como la corteza cerebral, hipocampo dorsal, y subículo, así como regiones más profundas, tales como el cuerpo estriado y la amígdala. Además, esta técnica asegura, alta fidelidad grabaciones neuronales estables como el animal se enfrenta con una variedad de las tareas de comportamiento. Este manuscrito describe varias técnicas que han sido optimizados para grabar desde el cerebro del ratón. En primer lugar, se muestra cómo fabricar tetrodos, cargarlos en tubos accionables, y la placa de oro sus consejos con el fin de reducir su impedancia de mW a la gama kW. En segundo lugar, se muestra cómo construir un conjunto de microdrive personalizada para el transporte y movimiento de los tetrodos vertical, con el uso de materiales de bajo costo. En tercer lugar, se muestran los pasos para el montaje de un microdrive disponible comercialmente (Neuralynx VersaDrive) que está diseñado para llevar a tetrodos independientemente movibles. Finalmente, se presentan resultados representativos de los potenciales de campo locales y las señales de una sola unidad obtenidos en el subiculum dorsal de los ratones. Estas técnicas pueden ser fácilmente modificados para adaptarse a diferentes tipos de conjuntos de electrodos y los sistemas de registro en el cerebro del ratón.

<p class="jove_content"&gt; Después de implantar el microdrive y la reducción de los electrodos a los objetivos previstos cerebrales, un sistema de adquisición de datos amplificada, como por ejemplo un Neuralynx Lynx-8, que se necesita para grabar señales de los nervios. Grabaciones neuronales representativas de los potenciales de campo locales (LFPs) y los potenciales de acción de una sola unidad (a menudo denominados &quot;picos&quot;) de la dorsal subiculum ratón se muestran en la<strong&gt; Figura 2</strong&gt;. LFP señales fueron mu...

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Construction of Microdrive Arrays for Chronic Neural Recordings in Awake Behaving Mice

Se describe el diseño y montaje de microdrives en registros electrofisiológicos in vivo de las señales del cerebro del ratón. Uniendo paquetes de microelectrodos a los transportistas accionables resistentes, estas técnicas permiten grabaciones neuronales a largo plazo y estable. El diseño ligero permite un rendimiento conductual sin restricciones por el animal después de la implantación en coche.

Construcción de Matrices Microdrive para grabaciones neuronales crónicas en Awake Ratones Behaving

State-of-the-art electrophysiological recordings from the brains of freely behaving animals allow researchers to simultaneously examine local field ...

construction-microdrive-arrays-for-chronic-neural-recordings-awake

Research

JoVE Journal

Behavior

20.0K vistas.  North Shore LIJ Health System. Se describe el diseño y montaje de microdrives en registros electrofisiológicos in vivo de las señales del cerebro del ratón. Uniendo paquetes de microelectrodos a los transportistas accionables resistentes, estas técnicas permiten grabaciones neuronales a largo plazo y estable. El diseño ligero permite un rendimiento conductual sin restricciones por el animal después de la implantación en coche.

Video: Construction of Microdrive Arrays for Chronic Neural Recordings in Awake Behaving Mice

Long-term Potentiation of Perforant Pathway-dentate Gyrus Synapse in Freely Behaving Mice

Studies of long-term potentiation of synaptic efficacy, an activity-dependent synaptic phenomenon having properties that make it attractive as a potential cellular mechanism underlying learning and information storage, have long been used to elucidate the physiology of various neuronal circuits in the hippocampus, amygdala, and other limbic and cortical structures. With this in mind, transgenic mouse models of neurological diseases represent useful platforms to conduct long-term&#160;potentiation (LTP) studies to develop a greater understanding of the role of genes in normal and abnormal synaptic communication in neuronal networks involved in learning, emotion and information processing. This article describes methodologies for reliably inducing LTP in the freely behaving mouse. These methodologies can be used in studies of transgenic and knockout freely&#160;behaving mouse models of neurodegenerative diseases.

Transgenic and knockout mouse models of neurological diseases are useful for studying the role of genes in normal and abnormal neurophysiology. This article describes methodologies which can be used to study long-term potentiation, a cellular mechanism which may underlie learning and memory, in transgenic and knockout freely&#160;behaving mouse models of neuropathology.

La potenciación a largo plazo de la Vía Perforante-giro dentado sinapsis en comportarse libremente Ratones

Studies of long-term potentiation of synaptic efficacy, an activity-dependent synaptic phenomenon having properties that make it attractive as a potential ...

Investigación

Comportamiento

Automated, Quantitative Cognitive/Behavioral Screening of Mice: For Genetics, Pharmacology, Animal Cognition and Undergraduate Instruction

We describe a high-throughput, high-volume, fully automated, live-in 24/7 behavioral testing system for assessing the effects of genetic and pharmacological manipulations on basic mechanisms of cognition and learning in mice. A standard polypropylene mouse housing tub is connected through an acrylic tube to a standard commercial mouse test box. The test box has 3 hoppers, 2 of which are connected to pellet feeders. All are internally illuminable with an LED and monitored for head entries by infrared (IR) beams. Mice live in the environment, which eliminates handling during screening. They obtain their food during two or more daily feeding periods by performing in operant (instrumental) and Pavlovian (classical) protocols, for which we have written protocol-control software and quasi-real-time data analysis and graphing software. The data analysis and graphing routines are written in a MATLAB-based language created to simplify greatly the analysis of large time-stamped behavioral and physiological event records and to preserve a full data trail from raw data through all intermediate analyses to the published graphs and statistics within a single data structure. The data-analysis code harvests the data several times a day and subjects it to statistical and graphical analyses, which are automatically stored in the &#34;cloud&#34; and on in-lab computers. Thus, the progress of individual mice is visualized and quantified daily. The data-analysis code talks to the protocol-control code, permitting the automated advance from protocol to protocol of individual subjects. The behavioral protocols implemented are matching, autoshaping, timed hopper-switching, risk assessment in timed hopper-switching, impulsivity measurement, and the circadian anticipation of food availability. Open-source protocol-control and data-analysis code makes the addition of new protocols simple. Eight test environments fit in a 48 in x 24 in x 78 in&#160;cabinet; two such cabinets (16 environments) may be controlled by one computer.

Fully automated system for measuring physiologically meaningful properties of the mechanisms mediating spatial localization, temporal localization, duration, rate&#160;and probability estimation, risk assessment, impulsivity, and the accuracy and precision of memory, in order to assess the effects of genetic and pharmacological manipulations on foundational mechanisms of cognition in mice.

Automatizado, cuantitativa Cognitiva / Screening de comportamiento de los ratones: Para Genética, Farmacología, Animal Cognition and Instruction Pregrado

We describe a high-throughput, high-volume, fully automated, live-in 24/7 behavioral testing system for assessing the effects of genetic and ...

Cortical Source Analysis of High-Density EEG Recordings in Children

EEG is traditionally described as a neuroimaging technique with high temporal and low spatial resolution. Recent advances in biophysical modelling and signal processing make it possible to exploit information from other imaging modalities like structural MRI that provide high spatial resolution to overcome this constraint1. This is especially useful for investigations that require high resolution in the temporal as well as spatial domain. In addition, due to the easy application and low cost of EEG recordings, EEG is often the method of choice when working with populations, such as young children, that do not tolerate functional MRI scans well. However, in order to investigate which neural substrates are involved, anatomical information from structural MRI is still needed. Most EEG analysis packages work with standard head models that are based on adult anatomy. The accuracy of these models when used for children is limited2, because the composition and spatial configuration of head tissues changes dramatically over development3.&#160;
In the present paper, we provide an overview of our recent work in utilizing head models based on individual structural MRI scans or age specific head models to reconstruct the cortical generators of high density EEG. This article describes how&#160;EEG recordings are acquired, processed, and analyzed with pediatric populations at the London Baby Lab, including laboratory setup, task design, EEG preprocessing, MRI processing, and EEG channel level and source analysis.&#160;

In recent years, there has been increasing interest in estimating the cortical sources of scalp measured electrical activity for cognitive neuroscience experiments. This article describes how high density EEG is acquired and how recordings are processed for cortical source estimation in children from the age of 2 years at the London Baby Lab.

Cortical Análisis Fuente de Alta Densidad EEG Grabaciones en niños

EEG is traditionally described as a neuroimaging technique with high temporal and low spatial resolution. Recent advances in biophysical modelling and ...

A Novel Experimental and Analytical Approach to the Multimodal Neural Decoding of Intent During Social Interaction in Freely-behaving Human Infants

Understanding typical and atypical development remains one of the fundamental questions in developmental human neuroscience. Traditionally, experimental paradigms and analysis tools have been limited to constrained laboratory tasks and contexts due to technical limitations imposed by the available set of measuring and analysis techniques and the age of the subjects. These limitations severely limit the study of developmental neural dynamics and associated neural networks engaged in cognition, perception and action in infants performing &#8220;in action and in context&#8221;. This protocol presents a novel approach to study infants and young children as they freely organize their own behavior, and its consequences in a complex, partly unpredictable and highly dynamic environment. The proposed methodology integrates synchronized high-density active scalp electroencephalography (EEG), inertial measurement units (IMUs), video recording and behavioral analysis to capture brain activity and movement non-invasively in freely-behaving infants. This setup allows for the study of neural network dynamics in the developing brain, in action and context, as these networks are recruited during goal-oriented, exploration and social interaction tasks.

This protocol presents a novel methodology for the neural decoding of intent from freely-behaving infants during unscripted social interaction with an actor. Neural activity is acquired using non-invasive high-density active scalp electroencephalography (EEG). Kinematic data is collected with inertial measurement units and supplemented with synchronized video recording.

Un nuevo enfoque experimental y analítico al Multimodal Neural Decodificación de Intención Durante interacción social en Libremente-comportarse Infantes Humanos

Understanding typical and atypical development remains one of the fundamental questions in developmental human neuroscience. Traditionally, experimental ...

A Pressure Injection System for Investigating the Neuropharmacology of Information Processing in Awake Behaving Macaque Monkey Cortex

The top-down modulation of feed-forward cortical information processing is functionally important for many cognitive processes, including the modulation of sensory information processing by attention. However, little is known about which neurotransmitter systems are involved in such modulations. A practical way to address this question is to combine single-cell recording with local and temporary neuropharmacological manipulation in a suitable animal model. Here we demonstrate a technique combining acute single-cell recordings with the injection of neuropharmacological agents in the direct vicinity of the recording electrode. The video shows the preparation of the pressure injection/recording system, including preparation of the substance to be injected. We show a rhesus monkey performing a visual attention task and the procedure of single-unit recording with block-wise pharmacological manipulations.

Here, we show the pressure injection of neuropharmacological substances during single-cell recording in an awake, behaving macaque monkey. This procedure allows pharmacological manipulation in the direct vicinity of a cortical recording site.

Un sistema de inyección a presión de Investigación de la Neurofarmacología del procesamiento de la información en que se comporta Awake mono macaco de la corteza

The top-down modulation of feed-forward cortical information processing is functionally important for many cognitive processes, including the modulation ...

Using Laser Doppler Imaging and Monitoring to Analyze Spinal Cord Microcirculation in Rat

Laser Doppler flowmetry (LDF) is a noninvasive method for blood flow (BF) measurement, which makes it preferable for measuring microcirculatory alterations of the spinal cord. In this article, our goal was to use both Laser Doppler imaging and monitoring to analyze the change of BF after spinal cord injury. Both the laser Doppler image scanner and the probe/monitor were being employed to obtain each readout. The data of LDPI provided a local distribution of BF, which gave an overview of perfusion around the injury site and made it accessible for comparative analysis of BF among different locations. By intensely measuring the probing area over a period of time, a combined probe was used to simultaneously measure the BF and oxygen saturation of the spinal cord, showing overall spinal cord perfusion and oxygen supply. LDF itself has a few limitations, such as relative flux, sensitivity to movement, and biological zero signal. However, the technology has been applied in clinical and experimental study due to its simple setup and rapid measurement of BF.

Here we present a combination of laser Doppler perfusion imaging (LDPI) and laser Doppler perfusion monitoring (LDPM) to measure spinal cord local blood flows and oxygen saturation (SO2), as well as a standardized procedure for introducing spinal cord trauma on rat.

Usando a láser Doppler Imaging y seguimiento para analizar la microcirculación de la médula espinal en ratas

Laser Doppler flowmetry (LDF) is a noninvasive method for blood flow (BF) measurement, which makes it preferable for measuring microcirculatory ...

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer scale. However, current methods mostly rely on tethered cable recordings or only use unidirectional systems, allowing either recording or stimulation of neural activity, but not at the same time or same target. Here, a new wireless, bidirectional device for simultaneous multichannel recording and stimulation of neural activity in freely behaving rats is described. The system operates through a single portable head stage that both transmits recorded activity and can be targeted in real-time for brain stimulation using a telemetry-based multichannel software. The head stage is equipped with a preamplifier and a rechargeable battery, allowing stable long-term recordings or stimulation for up to 1 h. Importantly, the head stage is compact, weighs 12 g (including battery) and thus has minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire, making the method applicable to a broad set of behavioral tasks. Moreover, the method has the major advantage that the effect of brain stimulation on neural activity and behavior can be measured simultaneously, providing a tool to assess the causal relationships between specific brain activation patterns and behavior. This feature makes the method particularly valuable for the field of deep brain stimulation, allowing precise assessment, monitoring, and adjustment of stimulation parameters during long-term behavioral experiments. The applicability of the system has been validated using the inferior colliculus as a model structure.

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

A wireless, bidirectional system for multi-channel neural recordings and stimulation in freely behaving rats is introduced. The system is light and compact, thus having minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire. Moreover, this bidirectional system provides a sophisticated tool to assess causal relationships between brain activation patterns and behavior.

Un inalámbrico, interfaz bidireccional para la grabación en Vivo y estimulación de la actividad Neural en comportarse libremente las ratas

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer ...

A Behavioral Assay for Investigating the Role of Spatial Memory During Instinctive Defense in Mice

Evolution has selected a repertoire of defensive behaviors that are essential for survival across all animal species. These behaviors are often stereotyped actions elicited in response to innately aversive sensory stimuli, but their success requires enough flexibility for adapting to different spatial environments, which can change rapidly. Here, we describe a behavioral assay to evaluate the influence of learned spatial knowledge on defensive behaviors in mice. We have adapted the widely used Barnes maze spatial memory assay to investigate how mice navigate to a shelter during escape responses to innately aversive sensory stimuli in a novel environment, and how they adapt to acute changes in the environment. This new assay is an ethological paradigm that does not require training and exploits the natural exploration patterns and navigation strategies in mice. We propose that the set of protocols described here are a powerful means of studying goal-directed behaviors and stimulus-triggered navigation, which should be of interest to both the fields of instinctive behaviors and spatial memory.

This protocol describes a behavioral assay, based on the Barnes maze test, to study how instinctive defensive actions are modified by the knowledge of spatial environment.

Un ensayo conductual para investigar el papel de la memoria espacial durante defensa instintiva en ratones

Evolution has selected a repertoire of defensive behaviors that are essential for survival across all animal species. These behaviors are often ...

The Unpredictable Chronic Mild Stress Protocol for Inducing Anhedonia in Mice

Depression is a highly prevalent and debilitating condition, only partially addressed by current pharmacotherapies. The lack of response to treatment by many patients prompts the need to develop new therapeutic alternatives and to better understand the etiology of the disorder. Pre-clinical models with translational merits are rudimentary for this task. Here we present a protocol for the unpredictable chronic mild stress (UCMS) method in mice. In this protocol, adolescent mice are chronically exposed to interchanging unpredictable mild stressors. Resembling the pathogenesis of depression in humans, stress exposure during the sensitive period of mice adolescence instigates a depressive-like phenotype evident in adulthood. UCMS can be used for screenings of antidepressants on the variety of depressive-like behaviors and neuromolecular indices. Among the more prominent tests to assess depressive-like behavior in rodents is the sucrose preference test (SPT), which reflects anhedonia (core symptom of depression). The SPT will also be presented in this protocol. The ability of UCMS to induce anhedonia, instigate long-term behavioral deficits and enable reversal of these deficits via chronic (but not acute) treatment with antidepressants strengthens the protocol&#39;s validity compared to other animal protocols for inducing depressive-like behaviors.

Here we present the unpredictable chronic mild stress protocol in mice. This protocol induces a long-term depressive-like phenotype and enables to assess the efficacy of putative antidepressants in reversing the behavioral and neuromolecular depressive-like deficits.

El protocolo de estrés leve crónico impredecible para inducir la Anhedonia en ratones

Depression is a highly prevalent and debilitating condition, only partially addressed by current pharmacotherapies. The lack of response to treatment by ...

Novel Object Recognition and Object Location Behavioral Testing in Mice on a Budget

Ethologically relevant behavioral testing is a critical component of any study that uses mouse models to study the cognitive effects of various physiological or pathological changes. The object location task (OLT) and the novel object recognition task (NORT) are two effective behavioral tasks commonly used to reveal the function and relative health of specific brain regions involved in memory. While both of these tests exploit the inherent preference of mice for the novelty to reveal memory for previously encountered objects, the OLT primarily evaluates spatial learning, which relies heavily on hippocampal activity. The NORT, in contrast, evaluates non-spatial learning of object identity, which relies on multiple brain regions. Both tasks require an open-field-testing arena, objects with equivalent intrinsic value to mice, appropriate environmental cues, and video recording equipment and the software. Commercially available systems, while convenient, can be costly. This manuscript details a simple, cost-effective method for building the arenas and setting up the equipment necessary to perform the OLT and NORT. Furthermore, the manuscript describes an efficient testing protocol that incorporates both OLT and NORT and provides typical methods for data acquisition and analysis, as well as representative results. Successful completion of these tests can provide valuable insight into the memory function of various mouse model systems and appraise the underlying neural regions that support these functions.

Here we provide a protocol which includes comprehensive instructions for the economical establishment of murine object location and novel object recognition behavioral testing, including the design, cost, and construction of required equipment as well as execution of behavioral testing, data collection, and analysis.