We thank members of the Wilson lab for their helpful advice on the fabrication method.
This work was supported by the Simons Foundation, a NIH pathway to independence career award from the NINDS and a NARSAD Young Investigator Award (to M.M.H.) as well as grants from the NIH (to M.A.W.).

1. Diseño Intención <ol><li> Identificar la región cerebral de elección (núcleo geniculado lateral (LGN, tálamo visual)) desplazándose por las secciones sagitales de los atlas del cerebro del ratón electrónicos. </li><li> En coordenadas A / P (-2,3 a -2,7 mm), el LGN es más amplia. Utilice esta región para diseñar la parte inferior de accionamiento (inferior),. NOTA: Un total de 8 electrodos independientemente móviles puede ser utilizada para combatir LGN (4-6 electrodos harán al LGN, se añaden 2-4 electrodos para compensar los errores de implantación, la Figura 1A). </li><li> En Solidworks, dibujar un boceto del diseño del cuerpo (Figura 1B) en el plano frontal. Haga clic en boceto y, a continuación, utilizar la combinación de líneas y curvas para dibujar un boceto que incluirá los contornos de las bases en coche, manijas y poliamida medio ranuras, como se muestra. Asegúrese de que el contorno no contiene ninguno de los huecos abiertos. Luego haga clic en Salir Sketch. </li><li> A continuación, seleccione ambos planos frontales y, y haga clic en &quot;Create Eje &quot;. A continuación, cree el modelo de cuerpo de diseño 3D girando el contorno dibujo azul resaltado (Figura 1B) 360 °. En el menú de funciones, haga clic en &quot;Revolución de saliente / base&quot;. Elija la línea media como el eje de revolución. En la sección Parámetros, bajo la dirección 1 clic Ciegos y, bajo ángulo de seleccionar 360,00 grados. En la sección de curvas de nivel seleccionado, asegúrese de que el azul destacó contorno es la seleccionada. </li><li> Crear una poliimida media ranura en la rotación del rojo contornos 13 ° (Figura 1C, la parte superior izquierda) destacó. Los pasos son idénticos a 1.4 anterior, excepto para la indicación de ángulo </li><li> Cree una unidad maneja girando el contorno verde 15 ° (Figura 1C, arriba a la derecha). </li><li> Crear la segunda asa de la unidad mediante la función de patrón circular (Figura 1C, abajo a la izquierda). En el menú de funciones, haga clic en &quot;modelo circular&quot;. En los parámetros, seleccione la línea media como eje de revolución. Seleccione 180,00 grados como el ángulo, y 2 como el número de casos. Asegúrese de que el primer mango está seleccionado en &quot;Operaciones para crear matriz&quot;. </li><li> Crear dieciséis poliimida medias ranuras utilizando la función patrón circular (Figura 1C, abajo a la izquierda). Realice movimientos similares a 1.7, pero seleccione la primera media ranura poliimida como las &quot;Operaciones para crear matriz&quot;. El ángulo es de 22,5 ° y el número de casos son 16 (Nota: esto es sólo 360 ° dividido por el número de veces que desea que el patrón de la función) </li><li> Crear un nuevo plano en el que dibujar el receptáculo poliimida. Lograr esto haciendo clic en &quot;Insertar&quot; en el menú principal. Haga clic en &quot;Geometría de referencia&quot;, seleccione los dos lados de las ranuras medio de poliimida, y luego haga clic en &quot;Crear nuevo Plane&quot;; (Figura 1D, arriba) </li><li> Crear el receptáculo Microdrive (el orificio del tornillo, agujero poliimidas y ferrocarril anti-torsión (Figura 1D, abajo). Lograr esto mediante la creaciónun boceto que abarca todas estas características en el nuevo plano creado en 1.9. Tenga en cuenta que para los carriles anti-torsión, defina una línea central entre los dos lados de las ranuras superiores de poliamida. Entonces, dibujar los carriles anti-torsión mediante la creación de dos círculos perpendicular a la línea central, cuyos centros están separados radio 1, y luego recortar el contorno medio. </li><li> En el menú de funciones, haga clic en &quot;Extrusión saliente / base&quot; para crear el carril antipar y elegir una extrusión ciego de 10 mm que van hacia arriba y 2 mm de ir hacia abajo. Por el agujero del tornillo y el agujero de poliamida, haga clic en &quot;corte Extrusión&quot;, y elegir 6mm ciego, y algunos mms van al alza tanto (Figura 1E, izquierda). </li><li> Patrón el receptáculo micro-unidad de 16x, utilizando el centro como el eje de revolución (22,5 °, 16 casos, separación igual), (Figura 1E, derecha) </li><li> En la parte superior de la empuñadura, dibujar una caja de 3 mm x 3 mm a partir de la punta del centro de la empuñadura de accionamiento, frente a la de una central dexis. Extruya este 2 mm hacia arriba usando la función &quot;Extrusión Boss&quot;. Dibuja círculos de 1 mm de diámetro en los lugares en los que los tornillos del BEI continuará. Después, hace 1,5 mm &quot;Extrude Cut&quot; para hacer un agujero. Entonces, el patrón de la caja y el agujero dos veces utilizando la función Patrón Circular (Superposición de texto: 180 °, 2 casos, el mismo espacio, alrededor del eje central). </li><li> Utilice las dimensiones (en milímetros) en la figura 1F para dibujar un boceto pieza superior. Utilice la opción &quot;Extrusión saliente / base&quot; para hacer un modelo 3D de la misma. NOTA: Después de estos pasos el diseño de la unidad está completa. El cuerpo duro físico se crea a través del proceso de estereolitografía. Hay una serie de empresas que ofrecen la impresión de estereolitografía basado en archivos STL. Recomendamos los servicios que pueden imprimir en plástico duro (como Accura® 55), con una resolución mínima de al menos 0,1 mm. </li></ol> 2. Preparación de Componentes Hyperdrive <ol><li> Coloque una pequeña(: &#39;. / 0116&#39; ID / OD 0.0071 &#39;&#39;; pared: 0,00225) trozo de cinta de doble cara en una superficie plana y cortar el número necesario de 31 tubos de poliimida G a aproximadamente 8 centímetros (Figuras 2A - 2B) . </li><li> Coloque la primera capa de tubos de guía de la cinta de doble cara, teniendo cuidado de colocar tubos de guía lo más cerca posible el uno al otro en la cinta. Frote una pequeña cantidad de delgada, pegamento de cianoacrilato sobre la capa de poliimidas. (Figura 2C) </li><li> Rápidamente diseñar una segunda capa de poliimidas (Figura 2D). </li><li> Crear un marcador de posición de fibra óptica utilizando una cánula de 26 g. Asegúrese de que este está lubricado con un lubricante a base de teflón antes de ser incorporado en el montaje (Figura 2E). </li><li> Aplicar una línea de epoxy 4-5 mm de longitud perpendicular al haz de poliimida (Figura 2F). Una vez que el epoxi haya endurecido (2-3 horas), retire el adhesivo de la capa inferior y reePoxy el otro lado. Después de que el epoxi se ha endurecido de nuevo, el 26 T cánula se puede quitar y el constructo de corte en el medio utilizando una hoja de afeitar (Figura 2G), resultando en dos matrices de poliimida, cada uno de los cuales pueden ser utilizados para una hyperdrive (Figura 2H). </li><li> Imprimir la plantilla de cono en una hoja de papel transparente y cortar una hoja de papel de aluminio correspondiente servicio pesado (Figuras 3A - 3C). </li><li> Aplicar una capa de epoxi para la hoja de aluminio y aplicar rápidamente el papel de la transparencia. El uso de un objeto pesado o una clavija de madera, suavizar el epoxi de manera que se distribuye de manera uniforme (Figura 3D). </li><li> Corte la plantilla de cono y la abrazadera juntas usando una pinza. Por último, utilice otro poco de epoxi para fijar permanentemente las piezas (Figura 3E). </li></ol> 3. Montaje Final del Microdrive <ol><li> Conecte el BEI para el cuerpo en coche, Y vuelva a insertar la cánula 26 T a través de la matriz de tubo guía de poliamida. Alinear la matriz de poliamida con el cuerpo duro utilizando el agujero de fibra óptica en el BEI para asegurar que los tubos de guía son perpendiculares al BEI y epoxi de la matriz para el cuerpo duro que velan por garantizar que ningún epoxi fluye en los tubos de guía o en la cuerpo duro (Figuras 4A - 4C). </li><li> Asignar cada tubo de guía en la matriz de poliimida a un soporte correspondiente en la pared interna del cuerpo de la unidad. Deslizar un pequeño anillo de 33 g de poliimida sobre cada tubo de guía y en el soporte y aplicar una pequeña cantidad de pegamento de cianoacrilato para fijar cada tubo guía. (Figuras 4D - 4E) Finalmente, epoxi todo el aparato a la pared interna del cuerpo de la unidad y cortar las poliimidas de forma que sobresalgan justo por encima del labio interior (Figuras 4F - 4G). </li><li> Construir un conjunto de Microdrive poniendo uno de la costumbre-btornillos UILT través del agujero central de una pieza superior seguido por uno de los muelles de 5 mm. Deslizar el orificio exterior de la pieza superior sobre uno de los carriles, y conducir suavemente el tornillo. Conducir el tornillo hasta que la primavera llega a su extensión mínima comprimido. (Figuras 4H - 4E) Repita este proceso para cada riel / Microdrive (Figura 4J). </li><li> Gire el array de unidades boca abajo y tomar una imagen de la matriz del tubo guía. Esta imagen se utiliza para asignar la ubicación del tubo de guía correspondiente a cada microdrive (Figura 4K). </li><li> Insertar un tubo de poliimida (0,005 &#39;) en cada tubo de guía de la parte inferior de la base de la unidad. Deje que el tubo portador ampliar 1-2 mm de la parte superior de la Microdrive completamente bajada y registro en la fotografía de la identidad del micro-unidad correspondiente. (Cifras 4L - 4M) </li><li> Epoxi el tubo de poliamida al soporte Microdrive, teniendo cuidado de no let epoxi ejecuta a través de la Microdrive en la primavera o el tornillo (Figuras 4 N, 4P - 4T). </li><li> Baje completamente todos los microdrives. Cortar todos los tubos de poliimida a ras en la parte inferior de la matriz de poliimida (Figura 4O). </li><li> Monte la placa de interfaz de electrodo a la base de unidad con dos # 00-90 x 3.16 &#39;&#39; tornillos (Figura 4R). NOTA: En este punto la matriz unidad está lista para ser cargada con stereotrodes o tetrodos. Para más detalles sobre la construcción tetrodo y carga, consulte 10. La base de la unidad impresa y los microdrives han sido diseñados en SolidWorks 2011 software CAD 3D: Enlace para descargar archivos de SolidWorks. </li><li> Después de la carga, invertir la unidad y cuidadosamente baje el cono de blindaje sobre la unidad de modo que sólo sobresale la pieza inferior. Coloque el cono de apantallamiento por epoxying el cono al cuerpo duro. </li><li> Después se une el cono, tira de una pequeña longitud dealambre de acero inoxidable (0.008 &#39;&#39; Bare, 0.011 &#39;&#39; Coated) y el pasador al BEI. Rayar la parte interior de aluminio del cono con una aguja y conectar a tierra el alambre de acero al cono utilizando pintura de plata. Una vez que la pintura de plata se ha secado, reforzar con un poco de epoxi. Alternativamente, el alambre de acero se puede conectar directamente al cono con un poco de epoxi conductor (MG Chemicals, Surrey, Canadá). </li></ol>

<ol>
	<li>Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond-timescale,+genetically+targeted+optical+control+of+neural+activity.">Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity.</a> Nat Neurosci. 8, 1263-1268 (2005).</li><li>Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+and+application+of+optogenetics.">The development and application of optogenetics.</a> Annu Rev Neurosci. 34, 389-412 (2011).</li><li>Alexander, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Remote+control+of+neuronal+activity+in+transgenic+mice+expressing+evolved+G+protein-coupled+receptors.">Remote control of neuronal activity in transgenic mice expressing evolved G protein-coupled receptors.</a> Neuron. 63, 27-39 (2009).</li><li>Halassa, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+optical+drive+of+thalamic+reticular+nucleus+generates+thalamic+bursts+and+cortical+spindles.">Selective optical drive of thalamic reticular nucleus generates thalamic bursts and cortical spindles.</a> Nat Neurosci. 14, 1118-1120 (2011).</li><li>Tsien, J. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subregion-+and+cell+type-restricted+gene+knockout+in+mouse+brain.">Subregion- and cell type-restricted gene knockout in mouse brain.</a> Cell. 87, 1317-1326 (1996).</li><li>Nestler, E. J., Hyman, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+neuropsychiatric+disorders.">Animal models of neuropsychiatric disorders.</a> Nat Neurosci. 13, 1161-1169 (2010).</li><li>Collins, P. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Grand+challenges+in+global+mental+health.">Grand challenges in global mental health.</a> Nature. 475, 27-30 (2011).</li><li>Wilson, M. A., McNaughton, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+the+hippocampal+ensemble+code+for+space.">Dynamics of the hippocampal ensemble code for space.</a> Science. 261, 1055-1058 (1993).</li><li>Wilson, M. A., McNaughton, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reactivation+of+hippocampal+ensemble+memories+during+sleep.">Reactivation of hippocampal ensemble memories during sleep.</a> Science. 265, 676-679 (1994).</li><li>Nguyen, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+array+for+chronic+in+vivo+recording:+tetrode+assembly.">Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly.</a> J Vis Exp. (26), (2009).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Este protocolo describe el proceso de construcción de una matriz Microdrive ultra-ligero para dirigir una o varias regiones del cerebro en el ratón. Después de las etapas finales de la construcción, la hipervelocidad está listo para ser implantado utilizando técnicas de implantación quirúrgica estándar y se fija al cráneo del ratón con cemento dental. Mensaje de la implantación, los electrodos puede ser avanzado de forma independiente cada uno con un destornillador pequeño, mientras que el ratón está inmovilizado con las manos. La distancia que cada uno por turno avances de electrodos se determina por el paso del tornillo. Utilizando los tornillos que se hace referencia aquí avanza cada electrodo aproximadamente 150 mm por vuelta, aunque medio y cuartos de vueltas se pueden usar para una mayor resolución. Las dimensiones del trazo de la figura 1B determinan el tamaño global del implante, por lo tanto, una manera obvia a escala implantes bidireccionalmente es cambiar las dimensiones en que bosquejo crítico. Además, THe longitud de los tornillos puede ser extendida para apuntar estructuras cerebrales más profundos. Recomendamos ENCARGO tornillos de titanio, como los que son luz y menos frágil que el acero. Tenga en cuenta que los rieles antipar necesitan para escalar linealmente con la longitud del tornillo, y en este punto no han determinado la duración máxima a que estas estructuras se pueden imprimir. Para dirigirse a múltiples regiones del cerebro, la forma de la pieza de fondo puede ser modificado. La adición de arandelas conocidos de tamaño (espesor de 200 micras), podría proporcionar espaciadores necesarios entre poliimidas dirigidas a estructuras cerebrales separadas (por ejemplo, el hipocampo y la corteza prefrontal). Estos podrían ser incluidos en los pasos de montaje pieza inferior, y más tarde cortados después se endurece la resina epoxi. Una gran limitación de este diseño es su dependencia del software propietario (Solidworks en este caso). El desarrollo futuro de los programas de código abierto que proporcionan interfaces de usuario amigable propicio para el diseño de estos equipos con un mínimo backg ingenieríaronda sería de enorme beneficio para la comunidad de las neurociencias. Este método ofrece varias ventajas sobre los métodos existentes. En primer lugar, el diseño es simple, depende de muy pocos bocetos (Figura 1). En segundo lugar, es ultra-ligero, que no requiere cemento dental o un material grueso para entrar en su asamblea. En general, pesa alrededor de 1,7 g - casi un tercio del peso de los implantes disponibles comercialmente de una funcionalidad similar. En tercer lugar, no requiere equipo especializado para hacer - el cuerpo del implante puede ser impreso en 3D a partir de múltiples fuentes (por ejemplo approto.com, pero hay varios otros); los tornillos pueden ser personalizados (por ejemplo antrinonline.com); los resortes están disponibles comercialmente (por ejemplo leesprings.com); y como resultado todo el proceso de montaje puede suceder en un día. Finalmente, estos implantes se han utilizado para grabar desde múltiples regiones del cerebro durante la búsqueda de alimento natural, las tareas de comportamiento estructurados y del sueño (Figura5). Las futuras aplicaciones de este método incluyen la implementación de su escalabilidad. Es probable que el implante puede ser bidireccional escala simplemente cambiando 1) el tamaño del trazo de la figura 1B y, 2) el número de receptáculos Microdrive (Figura 1D) estampadas. Por ejemplo, se puede escalar hacia abajo para registro de ratones comportarse libremente en el desarrollo temprano, y se escala hacia arriba para grabar a partir de ratas, conejos, hurones y primates no humanos tal vez. Una última palabra es para recordar al lector que fundamental para la implementación exitosa del método descrito es para crear prototipos que implementan las modificaciones a .stl archivos de diseño unidos. El lector se dará cuenta, por ejemplo, que el diseño adjunto figura la &quot;figura 8&quot; carril antipar. Este fue el mejor diseño posible dada la limitación de la impresión en 3D, ya que a menudo se requiere que perforamos estos agujeros. Tener que ser un círculo, lo compestabilidad romise, pero tener que ser un cuadrado o una forma en ángulo limitaría la capacidad de fijar las imperfecciones de impresión en 3D mediante perforación.

Mus musculus tiene, debido a su maleabilidad genética, se convierten rápidamente en el modelo animal de elección para los fisiólogos interesados ​​en la disección de nivel de microcircuito de neuronas genéticamente determinadas, y en la investigación de los modelos de ratón de la enfermedad humana. Por ejemplo, la reciente introducción de herramientas genéticas causales, tales como actuadores optogenética genéticos y químicos ha permitido experimentadores para probar la necesidad y la suficiencia de los circuitos neuronales identificados en el comportamiento de 1-4. La amplia disponibilidad de transgénicos conductor líneas de ratón recombinante (Cre-líneas), ha ampliado la facilidad experimental por el cual subtipos neuronales están dirigidos, añadiendo al valor del ratón para estos experimentos 5. Del mismo modo, las pantallas de genética y amplias asociaciones del genoma de los trastornos neurológicos y psiquiátricos comunes han facilitado la identificación de factores de riesgo genético para la enfermedad cerebral 6,7. Estos avances, combinados con el crecimientocaja de herramientas para la manipulación genética y la ingeniería del genoma en ratones, han hecho que el organismo de elección para modelar enfermedades humanas. La combinación de modelos de enfermedad y herramientas genéticas causales ofrece una oportunidad sin precedentes para la comprensión de las enfermedades del cerebro y la identificación de objetivos a nivel de circuito para las intervenciones. Para aprovechar plenamente estas herramientas moleculares y obtener una perspectiva de la función microcircuito en la salud y la enfermedad, que es esencial para acoplarlos con lecturas fisiológicas de la actividad cerebral. Idealmente, el experimentador sería capaz de supervisar un gran número de neuronas mientras se mantiene la resolución de una sola célula. Extracelulares, grabaciones multi-electrodos en animales comportarse libremente ofrecen tales oportunidades; sin embargo, el uso de esta tecnología en el ratón ha sido limitada. Para grabar de blancos pequeños (por ejemplo, la capa CA1 en el hipocampo), es necesario ya que los pequeños movimientos en electrodos de registro siguientes Surgic el uso de electrodos ajustablesal implante que sea imposible mantener la estabilidad de grabación 8,9. Tradicionalmente, los métodos que se han empleado para mover los electrodos dentro del cerebro imponen limitaciones de peso cuando se usa en el ratón, por lo que es difícil de grabación de par de un gran número de neuronas con el comportamiento en este organismo. Aquí, se introducen métodos para fabricar,, microelectrodos ultra-ligeros en miniatura que son individualmente personalizable para la región del cerebro está dirigida, la optogenética-compatible y fácilmente ensamblados de partes disponibles en el mercado. Cada &quot;Microdrive&quot; dentro de la multi-electrodo &quot;hyperdrive&quot; utiliza un mecanismo de resorte y el tornillo para hacer avanzar el electrodo y un riel de plástico, construido en el cuerpo hyperdrive, para contrarrestar el par del tornillo. En primer lugar, se describe el proceso de diseño de los órganos de hipervelocidad y microdrives en un programa de CAD para la impresión 3D. Mediante el diseño de cuerpos de hipervelocidad que se personalizanpara estructuras específicas, es posible aumentar la precisión de la focalización y para aumentar aún más el rendimiento de la preparación. En segundo lugar, el proceso de fabricación se describe en detalle, en el que la matriz multi-electrodo está montado a mano a partir de piezas que están disponibles comercialmente. Esta técnica se ha utilizado, con éxito, para grabar desde conjuntos de neuronas en el hipocampo, el tálamo y la corteza en el animal libremente comportarse durante forrajeo natural y operante tareas.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="618">
	<tbody>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Part Name</td>
			<td style="width:131px;">Manufacturer&#160;</td>
			<td style="width:143px;">Catalogue # (if applicable)</td>
			<td style="width:176px;">Part Description</td>
		</tr>
		<tr height="81">
			<td height="81" style="height:81px;width:169px;">Microdrive screws</td>
			<td style="width:131px;">Antrin</td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">Half Circle .6UNM Titanium Screws. 8mm thread. 9mm length from under head.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:169px;">Tap-ease</td>
			<td style="width:131px;">AGS CO.</td>
			<td style="width:143px;">#TA2</td>
			<td style="width:176px;">Tapping Grease</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:169px;">Microdrives</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">See .STL file</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:169px;">Drive Body</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">See .STL file</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="81" rowspan="4" style="height:81px;width:169px;">Outer Polyimide Guide Tube</td>
			<td rowspan="4" style="width:131px;">Minvasive Components&#160;&#160;</td>
			<td rowspan="4" style="width:143px;">IWG Item # 72113300022-012</td>
			<td style="width:176px;">Length:12&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">ID:.0071&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">OD:.0116&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">WALL:.00225&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="81" rowspan="4" style="height:81px;width:169px;">Inner Polyimide Guide Tube</td>
			<td rowspan="4" style="width:131px;">Minvasive Components&#160;</td>
			<td rowspan="4" style="width:143px;">IWG Item # 72113900001-012</td>
			<td style="width:176px;">Length: 12&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">ID:.0035&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">OD:.0055&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">WALL:.001&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Grounding Wire</td>
			<td style="width:131px;">A-M Systems, Inc.</td>
			<td style="width:143px;">&#160;Catalog # 791900</td>
			<td style="width:176px;">.008&#39;&#39; Bare, .011&#39;&#39; Coated</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:169px;"></td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Tri-Flow&#160;</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">Teflon based lubricant - Aerosol</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="181" rowspan="5" style="height:181px;width:169px;">Microdrive Springs</td>
			<td rowspan="5" style="width:131px;">Lee Spring</td>
			<td rowspan="5" style="width:143px;">Part # CB0050B 07 E</td>
			<td style="width:176px;">Outside Diameter: 1.016 mm</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:176px;">Hole Diameter: 1.193 mm</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:176px;">Wire Diameter: 0.127 mm</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:176px;">Free Length 10.160 mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">Solid Length 3.581 mm</td>
		</tr>
		<tr height="59">
			<td height="80" rowspan="2" style="height:80px;width:169px;"><a name="RANGE!A24">Z-poxy 5 Minute</a></td>
			<td rowspan="2" style="width:131px;">Pacer Technology (Zap)</td>
			<td rowspan="2" style="width:143px;">PT37</td>
			<td rowspan="2" style="width:176px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:169px;">&#160;Silver Paint</td>
			<td style="width:131px;">&#160;GC Electronics</td>
			<td style="width:143px;">&#160;Part #: 22-023</td>
			<td style="width:176px;">Silver Print II</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="41" rowspan="2" style="height:41px;width:169px;"></td>
			<td rowspan="2" style="width:131px;">Tri-Flow&#160;</td>
			<td align="right" rowspan="2" style="width:143px;">20009</td>
			<td rowspan="2" style="width:176px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
		<tr height="59">
			<td height="100" rowspan="3" style="height:100px;width:169px;">26 Gauge Hypodermic Tube - Stainless Steel</td>
			<td rowspan="3" style="width:131px;">Small Parts&#160;</td>
			<td rowspan="3" style="width:143px;">HTXX-26T-12-10</td>
			<td style="width:176px;">Length: 12&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">ID: .012&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">OD: .018&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">EIB screws</td>
			<td style="width:131px;">Component Supply Co.</td>
			<td style="width:143px;">MX-0090-03SP</td>
			<td style="width:176px;">#00-90 x 3/16&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Fine Scissors - Toughcut</td>
			<td style="width:131px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:143px;">14058-09</td>
			<td style="width:176px;">22mm</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:169px;">Transparency Paper</td>
			<td style="width:131px;">3M</td>
			<td style="width:143px;">PP2500</td>
			<td style="width:176px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Aluminum Foil</td>
			<td style="width:131px;">Reynold&#39;s Wrap Heavy Duty</td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">Extra Thick</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

design and fabrication of ultralight weight, adjustable multi-electrode probes for electrophysiological recordings in mice

El número de investigaciones fisiológicas en el musculus ratón, mus, ha experimentado un reciente aumento, en paralelo con el crecimiento en los métodos de genética dirigidos por disección microcircuito y el modelado de la enfermedad. La introducción de la optogenética, por ejemplo, ha permitido para la manipulación bidireccional de las neuronas identificadas genéticamente-, a una resolución temporal sin precedentes. Para sacar provecho de estas herramientas y obtener una perspectiva de las interacciones dinámicas entre los microcircuitos cerebrales, es esencial que se tiene la capacidad de grabar de conjuntos de neuronas profundamente dentro del cerebro de este pequeño roedor, tanto en los preparativos de la cabeza-fijo y comportarse libremente. Para grabar desde estructuras profundas y capas de células diferenciadas requiere una preparación que permite el avance preciso de electrodos hacia regiones cerebrales deseadas. Para grabar conjuntos neurales, es necesario que cada electrodo sea movible independientemente, permitiendo que el experimentador para resolver las células individuales, dejando Barrioelectrodos ORING inalteradas. Para hacer las dos cosas en un ratón libremente comportarse requiere una unidad de electrodo que es ligero, resistente y altamente personalizable para orientar las estructuras específicas del cerebro. Se presenta una técnica para el diseño y fabricación en miniatura, peso ultraligero, guías de electrodos Microdrive que son individualmente personalizable y fácil montaje de las piezas disponibles en el mercado. Estos dispositivos son fácilmente escalables y pueden adaptarse a la estructura en la mira; se ha utilizado con éxito para grabar desde regiones talámicas y corticales en un animal de comportarse libremente durante el comportamiento natural.

Construcción del implante es un proceso que comienza con el diseño de la hipervelocidad 3D impreso (Figura 1), de proceder a la construcción de la pieza inferior (Figura 2), el cono de apantallamiento (Figura 3), y el montaje final de la hipervelocidad, por construcción individual de los microdrives (Figura 4). Estos pasos son seguidos por la carga de los microdrives con electrodos (ver 10). Después de esta etapa, es posible utilizar estos dispositivos para grabar desde múltiples regiones del cerebro. En la Figura 5, ejemplo traza de una grabación simultánea del núcleo geniculado lateral (LGN) y del hipocampo (HPC) se muestran. La estabilidad de las unidades individuales se muestran en la Figura 5B ha sido notable, que muestra formas de onda constante durante un transcurso de varios días. Estas neuronas se confirmaron para ser LGN neuronas por ser sensibles a la estimulación diodo emisor de luz, como se muestra por laperistimulus tiempo histograma (PSTH) en la Figura 5C. En esta misma preparación, HPC potencial de campo local se registró como un proxy para el estado conductual. Estos rastros mostraron ondas agudas onda (Figura 5D), durante la quiescencia de comportamiento, en consonancia con su origen hipocampal. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig1highres.jpg" /> Figura 1 Diseño de la hipervelocidad en Solidworks. A. Representación esquemática de una sección coronal de un cerebro de ratón en A / P coordina -2,3 a -2,7 mm desde el bregma. Cuatro poliimidas individuales (300 m) se dibujan encima de la corteza, que ilustra la orientación de la región de LGN (rojo) con electrodos. B. Esbozo del cuerpo de diseño. Rotatorio del contorno azul 180 ° da como resultado un modelo del cuerpo de diseño 3D (recuadro). C. La adición de ranuras de poliimida y unidad maneja al cuerpo de diseño. Rotatorio del highl rojocontornos ighted en B por 13 ° da como resultado una media ranura poliimida (arriba izquierda). Un asa de la unidad se añade al hacer girar el contorno verde en B por 15 ° (arriba a la derecha). El segundo mango se agrega mediante la función de patrón circular (parte inferior izquierda). La misma función se puede utilizar para crear las ranuras medio de poliamida 16 (inferior derecha). D. Un nuevo avión se añade al diseño (arriba), que permite crear un nuevo boceto para el receptáculo Microdrive, compuesto por el orificio del tornillo, poliimidas agujero y ferrocarril antipar (parte inferior). E. Estas funciones se llevarán a cabo en el diseño de utilizar las funciones de corte y extrusión y giraron 360 ° para crear 16 receptáculos. F. Dimensiones del boceto pieza superior (izquierda) y el modelo 3D (derecha ). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51675/51675fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt= &quot;Figura 2&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 51675 / 51675fig2highres.jpg&quot; /&gt; Figura 2 Preparación de la pieza inferior de la hipervelocidad. A. El primer tubo de poliimida se coloca en una cinta de doble cara. B. tubos posteriores se colocan individualmente, teniendo cuidado de minimizar el espacio entre los tubos. C. Después de la primera capa se presenta , una capa delgada de pegamento de cianoacrilato se aplica D. Una segunda capa de poliimidas se añade rápidamente antes de que se seca el pegamento. E. En la parte superior del haz de poliimidas, se añade un T cánula 26 como un marcador de posición para la fibra óptica. F . Toda la construcción se fija de forma segura con una gota de epoxi. G. Después de la retirada de la cánula, el constructo se puede cortar en el medio con una hoja de afeitar, proporcionando dos piezas inferiores idénticos. H. Ver en la superficie de corte de un acabado pieza inferior, lo que ilustra las dos filas dobles de cuatro poliimidasy el agujero para la fibra óptica. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51675/51675fig2large.jpg" target="_blank">Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig3highres.jpg" /> Figura 3 Montaje de la hipervelocidad. A. La matriz de poliimida se inserta en el cuerpo de la unidad, y se alinea con la tarjeta de interfaz electrónica (BEI) utilizando la cánula 26 g. B. Una pequeña cantidad de epoxi se utiliza para fijar la matriz de poliimida para el cuerpo de accionamiento. C. Una segunda aplicación de epoxi puede ser necesario, después de lo cual el exceso de epoxi debe dremeled vista en D. superior en el cuerpo de la unidad con la matriz insertada. E. El uso de un pequeño trozo de tubo de poliimida 33 G, el exterior tubos guía están fijados en las ranuras correspondientes del cuerpo duro. F. </strong&gt; Todos los tubos de guía exteriores deben ser mapeados a un carril, teniendo cuidado de minimizar la tensión en los tubos. G. Después de todos los tubos de guía exteriores se asignan, se debe fijar con resina epoxi y se corta justo por encima del labio interior. H. Un Microdrive montaje, que consiste en un tornillo de la medida, un resorte de 5 mm y una pieza superior debe ser montado y se coloca sobre un carril correspondiente a uno de los tubos de guía. I. Cada conjunto microdrive debe ser atornillado cuidadosamente en el cuerpo de accionamiento. J. Después del montaje, cada tubo guía debe tener un Microdrive correspondiente K. Vista inferior de la poliimida matriz L -.. M. Tubos de poliimida (0,005 &#39;) se insertan en cada tubo guía exterior. N. Cada tubo guía interior debe encajar perfectamente en el tenedor de él es Microdrive correspondiente. O. Los tubos de poliamida interiores están unidos con epoxi para el Microdrive correspondiente ycortar tan corto como sea posible. Después de todos los tubos de guía interiores están pegado con resina, los tubos de guía interior que sobresalen de la poliamida-matriz se deben cortar a ras con el borde de la matriz. P. invertido visión macro de la unidad durante la carga del tubo guía interior. Q. Top visión macro de la unidad durante la carga interior del tubo guía. R. Totalmente montado hyperdrive con el BEI adjunta, listo para ser cargado con electrodos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51675/51675fig3large.jpg" target="_blank">Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig4highres.jpg" /> . Figura 4 Preparación del cono de apantallamiento plantilla A. Cono impreso en papel transparente B -. D. Una hoja de papel de aluminio se encola a la plantilla utilizando una capa fina de epoxi. E. &lt;<html> / Strong&gt; Después de cortar la plantilla, se forma el cono y pegados con epoxi. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig5highres.jpg" /> Figura 5. grabaciones multi-sitio utilizando el hyperdrive ultraligero-peso. A. Imagen de un ratón libremente comportarse con la hipervelocidad implantado. B. Ejemplos de dos formas de onda única unidad grabaciones de este ratón. C. Izquierda, Sección coronal del cerebro de ratón destacar el núcleo geniculado lateral, donde algunos de los electrodos se redujeron. Derecha, ejemplo peristimulus histogramas de tiempo (PSTHs) de dos neuronas LGN alineados a la estimulación visual (barra amarilla). D. Derecho, sección coronal destacando el hipocampo (HPC), donde se redujeron otro conjunto de electrodos. Derecha, ejemplo de campo local de potencial grabación de una ondulación del hipocampo (resaltado en rojo). nt &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig6highres.jpg" /> Figura 6 Visión general de los componentes de accionamiento. (Izquierda) Visión de conjunto de los componentes de hipervelocidad. (Derecha) Ilustración de na asamblea Microdrive individual.

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Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

Diseño y fabricación de Ultralight Peso, ajustables Sondas Multi-electrodos para electrofisiológicos grabaciones en ratones

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

design-fabrication-ultralight-weight-adjustable-multi-electrode

Research

JoVE Journal

Neuroscience

17.5K vistas.  New York University Langone Medical Center. Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

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Multi-electrode Array Recordings of Neuronal Avalanches in Organotypic Cultures

The cortex is spontaneously active, even in the absence of any particular input or motor output. During development, this activity is important for the migration and differentiation of cortex cell types and the formation of neuronal connections1. In the mature animal, ongoing activity reflects the past and the present state of an animal into which sensory stimuli are seamlessly integrated to compute future actions. Thus, a clear understanding of the organization of ongoing i.e. spontaneous activity is a prerequisite to understand cortex function. 
Numerous recording techniques revealed that ongoing activity in cortex is comprised of many neurons whose individual activities transiently sum to larger events that can be detected in the local field potential (LFP) with extracellular microelectrodes, or in the electroencephalogram (EEG), the magnetoencephalogram (MEG), and the BOLD signal from functional magnetic resonance imaging (fMRI). The LFP is currently the method of choice when studying neuronal population activity with high temporal and spatial resolution at the mesoscopic scale (several thousands of neurons). At the extracellular microelectrode, locally synchronized activities of spatially neighbored neurons result in rapid deflections in the LFP up to several hundreds of microvolts. When using an array of microelectrodes, the organizations of such deflections can be conveniently monitored in space and time. 
Neuronal avalanches describe the scale-invariant spatiotemporal organization of ongoing neuronal activity in the brain2,3. They are specific to the superficial layers of cortex as established in vitro4,5, in vivo in the anesthetized rat 6, and in the awake monkey7. Importantly, both theoretical and empirical studies2,8-10 suggest that neuronal avalanches indicate an exquisitely balanced critical state dynamics of cortex that optimizes information transfer and information processing.
In order to study the mechanisms of neuronal avalanche development, maintenance, and regulation, in vitro preparations are highly beneficial, as they allow for stable recordings of avalanche activity under precisely controlled conditions. The current protocol describes how to study neuronal avalanches in vitro by taking advantage of superficial layer development in organotypic cortex cultures, i.e. slice cultures, grown on planar, integrated microelectrode arrays (MEA; see also 11-14).

A robust way to study neuronal avalanches, i.e. scale-invariant spatio-temporal activity bursts, indicative of critical state dynamics in cortex. Avalanches emerge spontaneously in developing superficial layers of cultured cortex which allows for long-term measurements of the activity with planar integrated multi-electrode arrays (MEA) under precisely controlled conditions.

Electrodos múltiples grabaciones matriz de avalanchas neuronal en cultivos organotípicos

The cortex is spontaneously active, even in the absence of any particular input or motor output.  During development, this activity is important for the ...

Investigación

Neurociencias

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

Diseño y montaje de un Microdrive ultraligero motorizado para crónicos Grabaciones neuronales en Pequeños Animales

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Dos registros electrofisiológicos de sinápticamente respuestas evocadas neuronal y astroglial en agudas rodajas de hipocampo

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Direct-current Stimulation and Multi-electrode Array Recording of Seizure-like Activity in Mice Brain Slice Preparation

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the stimulation parameters (e.g., orientation, field strength, and stimulation duration) need to be examined in mice brain slice preparations. Testing and arranging the orientation of the electrode relative to the position of the mice brain slice are feasible. The present method preserves the thalamocingulate pathway to evaluate the effect of DCS on anterior cingulate cortex seizure-like activities. The results of the multichannel array recordings indicated that cathodal DCS significantly decreased the amplitude of the stimulation-evoked responses and duration of 4-aminopyridine and bicuculline-induced seizure-like activity. This study also found that cathodal DCS applications at 15 min caused long-term depression in the thalamocingulate pathway. The present study investigates the effects of DCS on thalamocingulate synaptic plasticity and acute seizure-like activities. The current procedure can test the optimal stimulation parameters including orientation, field strength, and stimulation duration in an in vitro mouse model. Also, the method can evaluate the effects of DCS on cortical seizure-like activities at both the cellular and network levels.

Studies have shown that cathodal transcranial direct-current stimulation can produce suppressive effects on drug-resistant seizures. In this study, an in vitro experimental setup was devised in which the direct-current stimulation and multielectrode array recording of seizure-like activity were evaluated in mice brain slice preparation. The direct-current stimulation parameters were evaluated.

La estimulación de corriente directa y multi-electrodo matriz de registro de la actividad convulsiva en ratones cerebro rebanada preparación

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings for Electrophysiological Determination of Ion Selectivity in Channelrhodopsins

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate electrical processes in target cells. In this context, ion selectivity of a channelrhodopsin is of particular importance. This article describes the investigation of chloride selectivity for a recently identified anion-conducting channelrhodopsin of Proteomonas sulcata via electrophysiological patch-clamp recordings on HEK293 cells. The experimental procedure for measuring light-gated photocurrents demands a fast switchable &#8211; ideally monochromatic &#8211; light source coupled into the microscope of an otherwise conventional patch-clamp setup. Preparative procedures prior to the experiment are outlined involving preparation of buffered solutions, considerations on liquid junction potentials, seeding and transfection of cells, and pulling of patch pipettes. The actual recording of current-voltage relations to determine the reversal potentials for different chloride concentrations takes place 24 h to 48 h after transfection. Finally, electrophysiological data are analyzed with respect to theoretical considerations of chloride conduction.

This article describes how the ion selectivity of channelrhodopsin is determined with electrophysiological whole-cell patch-clamp recordings using HEK293 cells. Here, the experimental procedure for investigating chloride selectivity of an anion-selective channelrhodopsin is demonstrated. However, the procedure is transferable to other channelrhodopsins of distinct selectivity.

Grabaciones con abrazadera de parche de células enteras para la determinación electrofisiológica de la selectividad iónica en canalrhodopsins

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate ...

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell voltage clamp recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors have revolutionized the field of invertebrate visual transduction, enabling the use of D. melanogaster molecular genetics to study inositol-lipid signaling and Transient Receptor Potential (TRP) channels at the single-molecule level. A handful of labs have mastered this powerful technique, which enables the analysis of the physiological responses to light under highly controlled conditions. This technique allows control over the intracellular and extracellular media; the membrane voltage; and the fast application of pharmacological compounds, such as a variety of ionic or pH indicators, to the intra- and extracellular media. With an exceptionally high signal-to-noise ratio, this method enables the measurement of dark spontaneous and light-induced unitary currents (i.e.&#160;spontaneous and quantum bumps) and macroscopic Light-induced Currents (LIC) from single D. melanogaster photoreceptors. This protocol outlines, in great detail, all the key steps necessary to perform this technique, which includes both electrophysiological and optical recordings. The fly retina dissection procedure for the attainment of intact and viable ex vivo isolated ommatidia in the bath chamber is described. The equipment needed to perform whole-cell and fluorescence imaging measurements are also detailed. Finally, the pitfalls in using this delicate preparation during extended experiments are explained.

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors enable the measurement of spontaneous dark bumps, quantum bumps, macroscopic responses to light, and current-voltage relationships under various conditions. In combination with D. melanogaster genetic manipulation tools, this method enables the study of the ubiquitous inositol-lipid signaling pathway and its target, the TRP channel.

Método electrofisiológico para grabaciones de abrazadera de voltaje de células enteras<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorreceptores

Whole-cell voltage clamp recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors have revolutionized the field of invertebrate visual transduction, ...

Preparation of Acute Human Hippocampal Slices for Electrophysiological Recordings

Epilepsy affects about 1% of the world population and leads to a severe decrease in quality of life due to ongoing seizures as well as high risk for sudden death. Despite an abundance of available treatment options, about 30% of patients are drug-resistant. Several novel therapeutics have been developed using animal models, though the rate of drug-resistant patients remains unaltered. One of probable reasons is the lack of translation between rodent models and humans, such as a weak representation of human pharmacoresistance in animal models. Resected human brain tissue as a preclinical evaluation tool has the advantage to bridge this translational gap. Described here is a method for high quality preparation of human hippocampal brain slices and subsequent stable induction of epileptiform activity. The protocol describes the induction of burst activity during application of 8 mM KCl and 4-aminopyridin. This activity is sensitive to established AED lacosamide or novel antiepileptic candidates, such as dimethylethanolamine (DMEA). In addition, the method describes induction of seizure-like events in CA1 of human hippocampal brain slices by reduction of extracellular Mg2+ and application of bicuculline, a GABAA receptor blocker. The experimental set-up can be used to screen potential antiepileptic substances for their effects on epileptiform activity. Furthermore, mechanisms of action postulated for specific compounds can be validated using this approach in human tissue (e.g., using patch-clamp recordings). To conclude, investigation of vital human brain tissue ex vivo (here, resected hippocampus from patients suffering from temporal lobe epilepsy) will improve the current knowledge of physiological and pathological mechanisms in the human brain.

The presented protocol describes the transport and preparation of resected human hippocampal tissue with the ultimate goal to use vital brain slices as a preclinical evaluation tool for potential antiepileptic substances.

Preparación de rebanadas agudas de hipocampo humano para grabaciones electrofisiológicas

Epilepsy affects about 1% of the world population and leads to a severe decrease in quality of life due to ongoing seizures as well as high risk for ...

<meta charset="utf8"></head><body>Implante de código abierto para la monitorización electrofisiológica multirregional en ratas

The TD Drive: A Parametric, Open-Source Implant for Multi&#45;Area Electrophysiological Recordings in Behaving and Sleeping Rats

Intricate interactions between multiple brain areas underlie most functions attributed to the brain. The process of learning, as well as the formation and consolidation of memories, are two examples that rely heavily on functional connectivity across the brain. In addition, investigating hemispheric similarities and/or differences goes hand in hand with these multi-area interactions. Electrophysiological studies trying to further elucidate these complex processes thus depend on recording brain activity at multiple locations simultaneously and often in a bilateral fashion. Presented here is a 3D-printable implant for rats, named TD Drive, capable of symmetric, bilateral wire electrode recordings, currently in up to ten distributed brain areas simultaneously. The open-source design was created employing parametric design principles, allowing prospective users to easily adapt the drive design to their needs by simply adjusting high-level parameters, such as anterior-posterior and mediolateral coordinates of the recording electrode locations. The implant design was validated in n = 20 Lister Hooded rats that performed different tasks. The implant was compatible with tethered sleep recordings and open field recordings (Object Exploration) as well as wireless recording in a large maze using two different commercial recording systems and headstages. Thus, presented here is the adaptable design and assembly of a new electrophysiological implant, facilitating fast preparation and implantation.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor destacado: Descifrando la memoria y el aprendizaje a través de implantes neuronales para estudios cerebrales multirregionales

Here, we present a unique, 3D-printable implant for rats, named TD Drive, capable of symmetric, bilateral wire electrode recordings, currently in up to ten distributed brain areas simultaneously.

El TD Drive: un implante paramétrico de código abierto para registros electrofisiológicos multiárea en ratas que se comportan y duermen

Intricate interactions between multiple brain areas underlie most functions attributed to the brain. The process of learning, as well as the formation and ...