El autor agradece al Dr. Matthias Mann por el apoyo continuo y la Sra. Katharina Zettl para demostrar el método. Este trabajo fue apoyado por la Sociedad Max-Planck para el Avance de la Ciencia.

1. Instrumental Necesario <ol><li> Preparación de cortes de tejido para microdisección y muestra lisis <ol><li> Bloque térmico ajustado a 99 ° C o un baño con agua hirviendo. </li><li> Microdissector operativo láser (por ejemplo, la palma, Zeiss, Göttingen, Alemania). </li><li> Termostatizada centrífuga de mesa, la temperatura establecida en 20 ° C. </li><li> Cámara húmeda (caja) con un estante para tubos de eliminación de tipo Eppendorf. </li><li> Incubadora ajustado a 37 ° C. </li><li> Spectrofluorometer que permite la medición de la fluorescencia excitada cerca de la luz UV con cubetas de cuarzo micro-escala (0,1-,2 ml). </li></ol></li></ol> 2. Soluciones <ol><li> «Tejido Tampón de Lisis &#39;(TLB): de 0,1 M de Tris-HCl, pH 8,0, DTT 0,1 M, 0,5% (w / v) de polietilenglicol 20.000 y 4% de SDS. </li><li> Solución AU: 8 M de urea en 0,1 M de Tris-HCl, pH 8,5. Prepare 1 ml por 1 muestra. Soluciones de acceso universal y la AAI tiene que ser recién preparadas, se utiliza dentro de un día. </li><li> Solución IAA: 0.05 M iodoacetamide en UA. Preparar 0,1 ml por 1 muestra. </li><li> Endoproteinasa Lys-C, la solución madre. </li><li> Tripsina, solución de reserva. </li><li> &#39;La digestión buffer&#39; (DB): 0,05 M Tris-HCl pH 8,5. Preparar 0,25 ml por 1 muestra. </li><li> &#39;El triptófano solución estándar&#39;: 0,1 mg de triptófano en 1 ml de agua desionizada. </li><li> &#39;El tampón de ensayo B&#39; (ABB): 10 mM de Tris-HCl, pH 7,6. </li><li> Solución madre de Britton y Robinson Universal Buffer (Brub). Preparar una solución que contiene 0,1 M de CH 3 COOH, 0.1 MH 3 PO 4, y 0,1 MH 3 BO 3 y ajustar con NaOH 1 M a pH requerido (2, 4, 5, 6, y 11). Antes de utilizar la dilución 5 veces con agua desionizada. </li><li> Tampón A: 1% (v / v) CH 3 COOH en agua desionizada. </li><li> Tampón B: 60% (v / v) CH3CN, 1% (v / v) CH3COOH en agua desionizada. </li></ol> 3. Pipeta Tip y columnas &quot;StageTip &#39; <ol><li> Preparar SAX punta columna apilando 6 capas de membrana Empore-anión en un common 0,2 ml punta de la pipeta. Haga dos columnas SAX-tip por muestra. </li><li> Preparar &#39;StageTip&#39; apilando 3 capas de Empore-C 18 en una punta de pipeta 0,2 ml. Hacer 6 consejos escenario para cada muestra. </li></ol> 4. Preparación de cortes de tejido para microdisección y Muestra de Lisis <ol><li> Cortar secciones con un microtomo (el espesor de las rebanadas depende de la muestra. Por lo general, la microdisección funciona bien con las rebanadas de 7-10 micras). </li><li> Irradiar diapositivas de membrana (MembraneSlide 1.0 PEN) con luz UV durante 45 min. </li><li> Monte las secciones en las diapositivas de membrana irradiar y seca a 37 ° C durante 2 horas. </li><li> Desparafinar las secciones montadas por dos incubaciones sucesivas en xileno durante 2,5 min y 1,5 min. Rehidratan las secciones por las incubaciones consecutivas en etanol absoluto, etanol al 70%, y agua, cada uno durante 1 min. </li><li> Teñir las secciones con hematoxilina de Mayer durante 20 segundos, enjuague con agua durante 1 minuto, y aire seco. </li><li> Recoge los populati celularesen interés de usar el sistema de microdisección de captura por láser. Cuando se utiliza el instrumento PALMA (Zeiss) recoger las muestras en las tapas adhesivas (Adhesivo CAP 200). </li><li> Pipetear una alícuota de la TLB sobre el material microdissected en la tapa. Cerrar el tubo y recoger la suspensión de una breve centrifugación. Lyse el tejido microdissected a 99 ° C en un bloque de calentamiento con agitación (600 rpm) durante 1 h. Utilice 3 l de tampón de 10 nl del tejido microdissected. </li><li> Aclarar el extracto crudo por centrifugación a 16.000 xg a 18 º C durante 10 min. El lisado se puede almacenar congelado a -20 ° C. </li></ol> 5. Procesamiento de Muestras <ol><li> Mezclar hasta 50 l de lisado clarificado con 200 l de UA en las unidades de ultrafiltración (30k forense) y centrifugar a 14.000 x g hasta menos de 10 l de la solución se mantendrán en el filtro. Por lo general, este paso requiere de 10-15 minutos de centrifugación. </li><li> Pipetear 200 l de UA a la unidad de ultrafiltracióny se centrifuga como en 5.1. Vacíe el tubo de recogida. </li><li> Pipetear 50 l de solución de IAA y la mezcla a 600 rpm en un termo-mezclador durante 1 min y se centrifuga como en 5.1. </li><li> Pipetear 100 l de UA a la unidad de ultrafiltración y se centrifuga como en 5.1. Repita este paso dos veces </li><li> Pipetear 100 l de la DB a la unidad de ultrafiltración y centrifugar a 5.1. Repita este paso dos veces. </li><li> Transfiera las unidades de filtración de nuevos tubos de recolección. Pipetear 40 l DB con endoproteinasa Lys-C (proteinasa a la proporción de proteína total de 1:100) y mezclar a 600 rpm en termo-mezclador durante 1 min. Incubar las unidades en una cámara húmeda a 37 ° C durante 18 horas. </li><li> Centrifugar las unidades de filtro a 14.000 xg, como en 5.1. </li><li> Pipetear 160 l de agua desionizada y centrifugar las unidades de filtro como en 5.1. El flujo a través combinado (5,7 y 5,8 pasos) contiene los péptidos liberados por endoproteinasa Lys C </li><li> Transferir la unidad de ultrafiltración a un nuevo tubo de recogida. Añadir 40 lDB con tripsina (relación enzima a proteína de 1:100) y mezclar a 600 rpm en termo-mezclador durante 1 min. Incubar las unidades en una cámara húmeda a 37 ° C durante 4 horas. Repita los pasos 5.7 y 5.8 para recoger los péptidos trípticos. </li></ol> 6. La cuantificación de los péptidos <ol><li> La medición del contenido de péptido en los digestos de proteínas puede llevarse a cabo en tampón diluido debido a que los residuos de triptófano son bien accesibles para el disolvente. </li><li> Pipetear 0,2 ml de ABB en la cubeta de cuarzo y registrar el espectro de emisión de &#39;blanco&#39;. </li><li> Preparar la curva de calibración y empleando 0,1 g pasos añadiendo 1 ml de alícuotas de TSS a la cubeta y mezcla suave con la ABB. </li><li> Limpie la cubeta. </li><li> Vierta la muestra y registrar el espectro (la muestra). </li><li> Calcular la concentración de proteína y péptido Desde 0,1 g de triptófano corresponde a aproximadamente 9 g de proteína (sobre la base de la media 1,1% del contenido de triptófano en mezclas de proteínas obtenidas By lisar las células humanas) el contenido de proteína de la muestra o en el péptido contenido en el producto de digestión es igual a: <img alt="Ecuación 1" fo:content-width="2.787in" fo:src="/files/ftp_upload/50589/50589eq1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50589/50589eq1.jpg" /> donde F (Estándar1) es la fluorescencia de 0,1 g estándar triptófano. El contenido de péptido permite el cálculo del rendimiento del procedimiento de digestión y proporciona información esencial para la siguiente fraccionamiento péptido y análisis de espectrometría de masas. </li></ol> 7. El fraccionamiento de los Lys-C y trípticos Péptidos <ol><li> Diluir las soluciones de péptidos obtenidos por las digestiones con Lys-C y tripsina con 0,2 ml de Brub pH 11 y pH 5, respectivamente. </li><li> Instale la boquilla-columna SAX en la centrífuga tapa adaptador de tubo. </li><li> Lava y se equilibra la columna de la punta-SAX sucesivamente con 0,1 ml de metanol, 0,1 ml de 1 M de NaOH, y 3 veces con 0,1 ml de Brub, pH 11 para la separación de Lys-C Peptides y con Brub, pH 5 para los péptidos trípticos. El flujo de las soluciones a través de la material de la columna se facilita por centrifugación a 4.000 x g. </li><li> Lava y se equilibra los C 18 - &#39;StageTips&#39; posteriormente con, 0,05 ml de metanol, y luego con 0,05 ml de tampón B y con 0,05 ml de tampón A. Preparar seis C - 18 &#39;StageTips&#39;; 4 para la separación de la Lys- péptidos C y dos para la separación de los péptidos trípticos. </li><li> Ensamble Tip-columna SAX en el C 18 - &#39;StageTip&#39;. Cargue las soluciones de muestra en el saxo Tip-columnas equilibradas y centrifugar las columnas a 5.000 xg durante 3 min. </li><li> Equilibrar las columnas &#39;pipeta de punta &quot;con 0,1 ml de la Brub, pH 11 o pH 5, respectivamente a la Lyc-C y las muestras trípticos. Facilitar el flujo por centrifugación a 5.000 x g. </li><li> Traslado Tip-columna SAX al siguiente C 18 - &#39;StageTip&#39;. </li><li> Continuar de elución de los péptidos con Brub pH 6, 4, y 2 para la muestra Lys C y con BRUB pH 2 para la muestra con péptidos trípticos. Para cada etapa de elución utilizar un C separada 18 - &#39;StageTip&#39;. </li><li> Lávese las C 18 - &#39;StageTips&#39; con 0,05 ml de tampón A. </li><li> Eluir fracciones con 0,05 ml de Tampón B en viales utilizados directamente para la inyección de las muestras en el sistema LC ensambladas con un espectrómetro de masas. </li></ol>

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	<li>Nagaraj, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+proteome+and+transcriptome+mapping+of+a+human+cancer+cell+line.">Deep proteome and transcriptome mapping of a human cancer cell line.</a> Molecular systems biology. 7, 548 (2011).</li><li>Beck, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+quantitative+proteome+of+a+human+cell+line.">The quantitative proteome of a human cell line.</a> Molecular systems biology. 7, 549 (2011).</li><li>Wisniewski, J. R., Dus, K., Mann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proteomic+workflow+for+analysis+of+archival+formalin-fixed+and+paraffin-embedded+clinical+samples+to+a+depth+of+10+000+proteins.+Proteomics.">Proteomic workflow for analysis of archival formalin-fixed and paraffin-embedded clinical samples to a depth of 10 000 proteins. Proteomics.</a> Clin. Appl. 7 (3-4), 225-233 (2013).</li><li>Magdeldin, S., Yamamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toward+deciphering+proteomes+of+formalin-fixed+paraffin-embedded+(FFPE)+tissues.">Toward deciphering proteomes of formalin-fixed paraffin-embedded (FFPE) tissues.</a> Proteomics. 12 (7), 1045-1058 (2012).</li><li>Ostasiewicz, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proteome,+phosphoproteome,+and+N-glycoproteome+are+quantitatively+preserved+in+formalin-fixed+paraffin-embedded+tissue+and+analyzable+by+high-resolution+mass+spectrometry.">Proteome, phosphoproteome, and N-glycoproteome are quantitatively preserved in formalin-fixed paraffin-embedded tissue and analyzable by high-resolution mass spectrometry.</a> J. Proteome Res. 9 (7), 3688-36700 (2010).</li><li>Wisniewski, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Universal+sample+preparation+method+for+proteome+analysis.">Universal sample preparation method for proteome analysis.</a> Nature. 6 (5), 359-362 (2009).</li><li>Wisniewski, J. R., Ostasiewicz, P., Mann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+recovery+FASP+applied+to+the+proteomic+analysis+of+microdissected+formalin+fixed+paraffin+embedded+cancer+tissues+retrieves+known+colon+cancer+markers.">High recovery FASP applied to the proteomic analysis of microdissected formalin fixed paraffin embedded cancer tissues retrieves known colon cancer markers.</a> Journal of proteome research. 10 (7), 3040-3049 (2011).</li><li>Wisniewski, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extensive+quantitative+remodeling+of+the+proteome+between+normal+colon+tissue+and+adenocarcinoma.">Extensive quantitative remodeling of the proteome between normal colon tissue and adenocarcinoma.</a> Mol. Syst. Biol. 8, 611 (2012).</li><li>Wisniewski, J. R., Mann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Consecutive+proteolytic+digestion+in+an+enzyme+reactor+increases+depth+of+proteomic+and+phosphoproteomic+analysis.">Consecutive proteolytic digestion in an enzyme reactor increases depth of proteomic and phosphoproteomic analysis.</a> Anal. Chem. 84 (6), 2631-2637 (2012).</li><li>Wisniewski, J. R., Zougman, A., Mann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combination+of+FASP+and+StageTip-based+fractionation+allows+in-depth+analysis+of+the+hippocampal+membrane+proteome.">Combination of FASP and StageTip-based fractionation allows in-depth analysis of the hippocampal membrane proteome.</a> J. Proteome Res. 8 (12), 5674-5678 (2009).</li><li>Rappsilber, J., Ishihama, Y., Mann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stop+and+go+extraction+tips+for+matrix-assisted+laser+desorption/ionization,+nanoelectrospray,+and+LC/MS+sample+pretreatment+in+proteomics.">Stop and go extraction tips for matrix-assisted laser desorption/ionization, nanoelectrospray, and LC/MS sample pretreatment in proteomics.</a> Anal. Chem. 75 (3), 663-670 (2003).</li><li>Thompson, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+pre-analytical+factors+on+the+proteomic+analysis+of+formalin-fixed+paraffin-embedded+tissue.">Impact of pre-analytical factors on the proteomic analysis of formalin-fixed paraffin-embedded tissue.</a> Proteomics Clin. Appl. , (2012).</li></ol>

El autor no tiene nada que revelar.

La capacidad para estudiar el material FFPE por la tecnología proteómica a una profundidad comparable con la secuenciación de ácidos nucleicos y técnicas de microarrays abre nuevas perspectivas en el descubrimiento de biomarcadores y blanco de la droga. El protocolo descrito permite la caracterización y la cuantificación de los proteomas de las poblaciones de células microdissected en una escala de 10.000 proteínas. Cuando se utiliza menos del material microdissected un conjuntos de datos más pequeños se pueden generar, pero tal vez en muchos casos también pueden proporcionar los datos clínicos valiosos. Por lo tanto, cualquiera de las muestras pueden ser analizadas directamente después del procedimiento-FASP MED o se pueden separar en fracciones menos. Desde procedimiento FASP es compatible con cualquier tipo de proteasa, otras enzimas o su combinación se pueden utilizar de digestiones de proteínas 6. La calidad del material FFPE parece ser el problema más crítico del análisis. Hemos experimentado que el tejido fijado del mismo origen, pero procedentes de diferentesclínicas tes tenían propiedades diferentes. El uso de tejido de una fuente hemos sido capaces de generar péptidos en altos rendimientos, mientras que el material similar de otra clínica era casi inútil. Es probable que la fijación aplicado y procedimientos de incrustación, así como las condiciones de almacenamiento son los principales factores que afectan a las propiedades del material clínico 12. Por lo tanto, es aconsejable probar las propiedades de algunas muestras antes de iniciar un proyecto más amplio. Muchas publicaciones informaron de la utilización del material de FFPE en el pasado. Sin embargo, el número de proteínas identificadas en estos estudios no superó nunca más de 1.000-2.000 proteínas 4. Teniendo en cuenta el tamaño de los proteomas específicos de células humanas que comprenden más de 10.000 proteínas, tales estudios fueron capaces sólo para proporcionar una imagen muy superficial, casi limitados a muy abundantes proteínas implicadas en funciones de mantenimiento. Nuestro protocolo permite el aislamiento eficiente del material clínico o biológico from conserva tejido y está optimizado para la lisis, el procesamiento de la proteína y péptido fraccionamiento previo. Como consecuencia de nuestra muestra de flujo de trabajo de preparación, cuando se acopla a la espectrometría de masas de alta gama, permite penetraciones en una casi completa proteomas. Notable, esto es posible a los requisitos de cantidad de muestra minutos. La principal ventaja de utilizar los tejidos conservados es su amplia disponibilidad relativa. FFPE muestras archivadas durante muchos años y décadas, y, a veces considerados como inútiles, ahora, gracias a la tecnología proteómica, aparecen como material de gran valor para la investigación clínica. Mientras que muchas enfermedades se pueden estudiar usando fresco o congelado investigación de material de material FFPE parece ser particularmente importante para el estudio de enfermedades raras 12, fueron colección de un conjunto representativo de la muestra tarda generalmente un tiempo largo.

La fijación con paraformaldehído y la incrustación en parafina (FFPE) es el método estándar para la preservación y la investigación patomorfológicas de material tejido clínica. Microscopía del tejido preservado permite la identificación de las enfermedades relacionadas con los cambios morfológicos, y la detección y la puntuación de la aparición de antígenos relacionados con la enfermedad. Puesto que típicamente sólo una pequeña porción de la muestra FFPE se utiliza en estos análisis, grandes cantidades de material clínico permanecen archivados y pueden ser explotados en otros tipos de estudios. Durante la última década la investigación en ciencias de la vida se ha visto reforzada por la potente tecnología proteómica. Esta tecnología permite la identificación y cuantificación de miles de proteínas en mezclas complejas de proteínas. Una característica importante de la tecnología es que se necesitan cantidades sólo minutos de material para análisis a gran escala. Estudios proteómicos recientes han demostrado que las proteínas se pueden estudiar en una escala de un borrador casilete proteomas 1, 2. Este tipo de investigaciones permite amplios conocimientos del sistema en la composición de las células y la identificación de grupos de proteínas que se producen a niveles anómalos en enfermedades. Mientras que estos estudios requieren grandes capacidades de espectrometría de masas, el trabajo reciente ha demostrado que la medida similar de identificación puede lograrse en un solo día de la medición 3. El requisito de la cantidad relativamente baja de la muestra y la amplia disponibilidad de las muestras clínicas conservadas nosotros y otros tentados a desarrollar métodos que permitan la exploración proteómico del material FFPE (para una revisión ver 4). Tomando ventaja de la reversibilidad de la fijación con formalina bajo un tratamiento térmico hemos desarrollado un protocolo que permite la extracción cuantitativa de las proteínas del tejido fijo 5. Hemos demostrado que el procedimiento de fijación conserva no sólo las proteínas, sino también por lo menos algunas modificaciones postraduccionales. Phosphorylation y N-glicosilación se pueden estudiar usando las muestras de FFPE 5, sin embargo un requisito previo para ello es un bien controladas las condiciones de recogida de tejidos, almacenamiento y fijación. A continuación, se ha optimizado el método para una microdisección de captura por láser del tejido fijo y para el reactor basado en proteómica procesamiento de la muestra 6, 7. Un estudio a gran escala sobre el cáncer colorrectal permite el análisis cuantitativo de 7.500 proteínas de microdissected de material clínico 8. Finalmente, se ha mejorado la forma de exploración de material microdissected aplicando consecutivo de dos protocolos de digestión de proteínas paso 9. En comparación con las estrategias de digestión comunes utilizando sola enzima, este procedimiento permite la generación de más péptidos de secuencia única y, en consecuencia, se traduce en una mayor profundidad de la identificación de proteínas. Análisis de microdissected adenoma de colon humano permitió el análisis proteómico a una profundidad de 9.500 proteínas por muestra 3. En esta ganaderíay trazamos 55.000 péptidos por muestra que permitan la identificación de las proteínas 88-89% con un mínimo de 2 péptidos. Aquí presentamos un protocolo optimizado para la preparación de muestras a partir del material FFPE para el análisis LC-MS/MS. Este protocolo comprende la preparación de cortes de tejido para microdisección, la lisis de las células aisladas, y procesamiento de la muestra en un formato de reactor de (FASP) 6. A continuación se describe la determinación de los rendimientos espectrofluorométrico péptidos; una tarea con gran importancia para la identificación óptima péptido mediante la espectrometría de masas. Por último, demostrar un intercambiador aniónico fuerte (SAX)-basada en las técnicas de separación para el fraccionamiento de los péptidos. En este método tanto la separación de péptidos y limpieza final se llevan a cabo usando microcolumnas pipeta de punta 10, 11. Este paso es opcional pero se recomienda en estudios en los que más de unos pocos microgramos de péptidos se pueden obtener a partir de una sola muestra. El SAX-fraccionamiento puede aumentar sustancialmente el número y el rango dinámico de identcaciones y extienden la proteína secuencia de cobertura de 3, 10.

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td>Name of the reagent</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue number</td>
			<td>Comments (optional)</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>MembraneSlide 1.0 PEN</td>
			<td>Carl-Zeiss Microscopy GmBH, Goettingen, Germany</td>
			<td>415190-9041-000</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Adhesive Cap 200 opaque</td>
			<td>Carl-Zeiss Microscopy GmBH, Goettingen, Germany</td>
			<td>415190-9181-000</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Mayer's hematoxylin solution </td>
			<td>Sigma-Aldrich St. Louis, MO</td>
			<td>MHS32</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Forensic 30k </td>
			<td>Merck Millipore Darmstadt, Germany</td>
			<td>MRCF0R030 </td>
			<td>(Previously sold as Microcon YM-30) </td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Empore Anion</td>
			<td>Bioanalytical technologies 3M Company ST. Paul, MN </td>
			<td>2252</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Empore C18</td>
			<td>Bioanalytical technologies 3M Company ST. Paul, MN</td>
			<td>2215</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Trypsin </td>
			<td>Promega </td>
			<td>2014-06-27</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Endoproteinase Lys-C</td>
			<td>Wako</td>
			<td>129-02541</td>
			<td></td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

proteomic sample preparation from formalin fixed and paraffin embedded tissue

Material clínico en conserva es una fuente única para la investigación proteómica de trastornos humanos. Aquí se describe un protocolo optimizado que permite a gran escala de análisis cuantitativo de formol fija y embebidos en parafina (FFPE) los tejidos. El procedimiento comprende cuatro etapas distintas. La primera es la preparación de secciones de material FFPE y microdisección de las células de interés. En la segunda etapa las células aisladas se lisan y se procesan utilizando &#39;filtro asistido por preparación de la muestra &quot;técnica (FASP). En este paso, las proteínas se agotan a partir de reactivos utilizados para la lisis de la muestra y se digieren en-dos pasos utilizando endoproteinasa LysC y tripsina. Después de cada digestión, los péptidos se recogen en fracciones separadas, y su contenido se determina mediante una medición de fluorescencia de alta sensibilidad. Finalmente, los péptidos se fraccionaron en microcolumnas &#39;pipeta de punta. Los lysC-péptidos se separan en fracciones de 4 mientras que el pe trípticoptides se separan en 2 fracciones. De esta manera muestras preparadas permiten el análisis de proteomas de cantidades diminutas de material a una profundidad de 10.000 proteínas. Por lo tanto, el flujo de trabajo descrito es una poderosa técnica para el estudio de enfermedades en una de todo el sistema de la moda, así como para la identificación de biomarcadores potenciales y objetivos de medicamentos.

El análisis proteómico de material FFPE requiere métodos robustos y reproducibles para la preparación de muestras. En esta publicación se demuestra un protocolo que permite el aislamiento eficaz de poblaciones de células a partir del material fijo y su procesamiento químico resultante en fracciones de péptidos de alta pureza que se pueden utilizar directamente para el análisis LC-MS/MS. El procedimiento consiste en cuatro partes distintas: (1) preparación de las secciones de las muestras FFPE y su microdisección, (2) la lisis de la muestra y el procesamiento de las proteínas usando enfoque MED FASP, y (3) cuantificación y (4) el fraccionamiento de los péptidos (Figura 1). En el primer paso del procedimiento de las muestras FFPE se seccionaron con un microtomo y se montaron en portaobjetos cubiertos de membrana. Para aumentar la adhesión entre las secciones de tejido y la superficie de la membrana de diapositivas es necesario para irradiar la superficie de deslizamiento con la luz UV. Para ello se utiliza la luz de una lámpara UVintegrada en un banco de cultivo celular. Después de este paso los portaobjetos se sometieron a lavados permitiendo la eliminación de la parafina y la rehidratación de las muestras. El material rehidratado se tiñe con hematoxilina durante un corto tiempo. Esto resulta en una débil tinción de la muestra, pero es suficiente para que la visualización de las áreas de muestras para microdisección. El proceso de tinción tiene que ser parado rápidamente por lavado de los portaobjetos con un exceso de agua. Una tinción prolongada de los resultados de las muestras de los rendimientos de péptidos pobres. En el siguiente paso las secciones secas se someten a microdisección. La selección de las áreas de tejido de células individuales depende del tipo de investigación y siempre requiere un conocimiento específico en la histología o patomorfología. El material láser liberado se recoge en las superficies adhesivas de los tubos de recogida de muestras. Dado que la capacidad de unión del material adhesivo se limita es necesario para transferir el material microdissected de la tapa a la tque el tubo después de la disección de cada 3-5 mm 2 de la muestra. Esto se puede hacer fácilmente mediante pipeteo de unos pocos microlitros de tampón de lisis de tejido (LTB) en la tapa y un corto giro del tubo en una centrífuga. Después de la muestra se recoge en la parte inferior del tubo, la microdisección y la recogida de muestras en la tapa se pueden continuar. Una vez que se recoge la muestra de los tubos tienen que ser, además, un tapón con Parafilm y se incubaron en un baño de agua a aproximadamente 99 ° C con agitación continua durante 1 hora. Dado que durante la incubación de agua se condensa en la tapa, cada 15 min los tubos tienen que ser poco centrifuga de nuevo para recoger el agua en el cono del tubo. Para obtener péptidos los lisados ​​tisulares se procesan utilizando el enfoque FASP MED. En este método, las proteínas lisadas se agotan desde el detergente y otras sustancias de bajo peso molecular, carboamidomethylated en los residuos cisteinil, y luego digeridos consecutivamente con dos enzimas DIFFering en sus especificidades de escisión: endoproteinasa LysC y tripsina. Después de cada etapa de digestión de los péptidos se recogen en fracciones separadas. En esta parte de la preparación de la muestra es importante para seguir cada una de las etapas de centrifugación hasta más de 95% de la solución inicialmente cargado en la unidad de filtración pasado la membrana. El análisis de tejido colónico y su cáncer se observó que este procedimiento produce 3-6 mg de péptido por 100 nl (tejido 100 g o 10 mm 2 de una sección de 10 micras) del material microdissected (Tabla 1). Desde la proteína total extraíble a partir de tejidos es de aproximadamente 10% del peso del tejido los procedimientos de extracción y de digestión juntos dan como resultado un rendimiento de 30-60% en la relación con el tejido fresco original de. Estos valores reflejan la pérdida de la proteína durante la deshidratación y la tinción, microdisección, y la retención de la porción de la muestra sin digerir en las unidades de ultrafiltración. Debido a que la extracción y el procesamiento de ningúntejido FFPE N-microdissected resultó en un rendimiento de 75% 5 es probable que las pérdidas de muestra críticos se producen durante los pasos antes de MED-FASP-proteína-péptido-a la conversión. Una característica importante de las mezclas de péptidos obtenidos por este procedimiento es su alta pureza que facilita aún más el proceso de fraccionamiento péptido fraccionamiento y la identificación de espectrometría de masas. Esto ha sido demostrado recientemente por un análisis de muestras de adenoma colorrectal 3. En ese estudio sobre 40% de los eventos de MS / MS condujo a la identificación de péptidos a partir de tejido FFPE y resultó en la cartografía de hasta 17.000 péptidos por sola ejecución LC-MS/MS. Las tasas más altas de identificación sólo se han logrado en el análisis de las células congeladas in vitro en cultivo 3. En las dos últimas partes de todo el procedimiento de los péptidos aislados se cuantifican y se fraccionó en microcolumnas pipeta de punta. Dado que las cantidades de péptido aislado del tejido microdissected son serbajo 10 mg que no pueden ser cuantificados mediante ensayos de proteínas basadas en colorantes de uso común. También los A 280 mediciones UV espectral en estas concentraciones no son útiles debido al efecto de dispersión de la luz. En contraste, las mediciones de fluorescencia de los residuos de triptófano ofrecen una forma fiable para la determinación del contenido de péptido. Recientemente hemos demostrado que hasta 5000 las proteínas de las células cultivadas se pueden identificar en una &quot;single shot&quot; 4 análisis LC-MS/MS hr 7. Sin embargo, este tipo de análisis aplicado a los tejidos nativos rara vez permite la identificación de más de 3.000 mil proteínas. Para aumentar la profundidad del análisis de los péptidos generados en MED FASP tienen que ser pre-fraccionada antes de LC-MS/MS. La separación de micro-columna SAX basado es un método de fraccionamiento simple y eficiente 10. Ya se ha aplicado en varios estudios proteómicos incluidos los análisis de tejido fijo 5, 8, 9. El SAX-microcolu &#39;pipeta de punta&#39;mns, y el C 18 - columnas de desalado &#39;StageTip&#39; 9 son fáciles de preparar. Las columnas son ensamblados por el apilamiento de los tapones, cortados por el SAX o C 18 membranas, en una punta de pipeta de 11 l 200. Los ejemplos de los análisis de las muestras FFPE SAX-fraccionadas se muestran en la Tabla 1. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/50589/50589fig1.jpg" /> Figura 1. Descripción general del procedimiento. El procedimiento consiste en cuatro partes distintas: (1) preparación de las secciones de las muestras FFPE y su microdisección, (2) la lisis de la muestra y el procesamiento de las proteínas usando enfoque MED FASP, y (3) cuantificación y (4) el fraccionamiento de los péptidos. <table border="1" class="jove_content_small" fo:keep-together.within-page="always"><tbody><tr><td fo:width="1.4in"> Muestra </td><td fo:width="1in"> Muestra de pre-fraccionamiento / digestión </strong&gt; </td><td fo:width="1in"> Espectrómetro de masas utilizado </td><td fo:width="1.25in"> Ng rendimiento de péptido / muestra nL (± SD) </td><td fo:width="1.25in"> Las identificaciones de proteínas únicos al sola muestra </td><td fo:width=".75in"> Referencia </td></tr><tr><td> • Adenonocarcinoma • mucosa colónica normal </td><td> SAX / una enzima </td><td> Orbitrap-Velos </td><td> 36 ± 11 (n = 8) 30 ± 8 (n = 8) </td><td> 5985 ± 54 5868 ± 110 </td><td> 8 </td></tr><tr><td> • Adenoma del colon </td><td> SAX / dos enzimas </td><td> Q Exactive </td><td> 56 ± 6,1 (n = 3) </td><td> 9501 ± 28 </td><td> 3 </td></tr></tbody></table> Tabla 1. Resultados representativos de los análisis proteómicos del tejido microdissected FFPE.

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Proteomic Sample Preparation from Formalin Fixed and Paraffin Embedded Tissue

Archivo formol fija y embebidos en parafina (FFPE) muestras clínicas son un material valioso para la investigación de enfermedades. Aquí se demuestra un flujo de trabajo de preparación de muestras permite el análisis en profundidad proteómico de tejidos FFPE microdissected.

Proteómica Preparación de muestras de formol fija y embebidos en parafina de tejidos

Preserved clinical material is a unique source for proteomic investigation of human disorders. Here we describe an optimized protocol allowing large scale ...

proteomic-sample-preparation-from-formalin-fixed-paraffin-embedded

Research

JoVE Journal

Biology

27.5K vistas.  Max Planck Institute of Biochemistry.  Archivo formol fija y embebidos en parafina (FFPE) muestras clínicas son un material valioso para la investigación de enfermedades. Aquí se demuestra un flujo de trabajo de preparación de muestras permite el análisis en profundidad proteómico de tejidos FFPE microdissected. 

Video: Proteomic Sample Preparation from Formalin Fixed and Paraffin Embedded Tissue

Electrophoretic Separation of Proteins

Electrophoresis is used to separate complex mixtures of proteins (e.g., from cells, subcellular fractions, column fractions, or immunoprecipitates), to investigate subunit compositions, and to verify homogeneity of protein samples. It can also serve to purify proteins for use in further applications. In polyacrylamide gel electrophoresis, proteins migrate in response to an electrical field through pores in a polyacrylamide gel matrix; pore size decreases with increasing acrylamide concentration. The combination of pore size and protein charge, size, and shape determines the migration rate of the protein. In this unit, the standard Laemmli method is described for discontinuous gel electrophoresis under denaturing conditions, i.e., in the presence of sodium dodecyl sulfate (SDS). 

In this video, we demonstrate a method for electrophoretic separation of proteins using poly-acrylimide gel electrophoresis (PAGE).

Separación electroforética de las proteínas

Electrophoresis is used to separate complex mixtures of proteins (e.g., from cells, subcellular fractions, column fractions, or immunoprecipitates), to ...

Investigación

Biología

Toxin Induction and Protein Extraction from Fusarium spp. Cultures for Proteomic Studies

Fusaria are filamentous fungi able to produce different toxins. Fusarium mycotoxins such as deoxynivalenol, nivalenol, T2, zearelenone, fusaric acid, moniliformin, etc... have adverse effects on both human and animal health and some are considered as pathogenicity factors. Proteomic studies showed to be effective for deciphering toxin production mechanisms (Taylor et al., 2008) as well as for identifying potential pathogenic factors (Paper et al., 2007, Houterman et al., 2007) in Fusaria. It becomes therefore fundamental to establish reliable methods for comparing between proteomic studies in order to rely on true differences found in protein expression among experiments, strains and laboratories. The procedure that will be described should contribute to an increased level of standardization of proteomic procedures by two ways. The filmed protocol is used to increase the level of details that can be described precisely. Moreover, the availability of standardized procedures to process biological replicates should guarantee a higher robustness of data, taking into account also the human factor within the technical reproducibility of the extraction procedure.
The protocol described requires 16 days for its completion: fourteen days for cultures and two days for protein extraction (figure 1). 
Briefly, Fusarium strains are grown on solid media for 4 days; they are then manually fragmented and transferred into a modified toxin inducing media (Jiao et al., 2008) for 10 days. Mycelium is collected by filtration through a Miracloth layer. Grinding is performed in a cold chamber. Different operators performed extraction replicates (n=3) in order to take into account the bias due to technical variations (figure 2). Extraction was based on a SDS/DTT buffer as described in Taylor et al. (2008) with slight modifications. Total protein extraction required a precipitation process of the proteins using Aceton/TCA/DTT buffer overnight and Acetone /DTT washing (figure 3a,3b). Proteins were finally resolubilized in the protein-labelling buffer and quantified. Results of the extraction were visualized on a 1D gel (Figure 4, SDS-PAGE), before proceeding to 2D gels (IEF/SDS-PAGE). The same procedure can be applied for proteomic analyses on other growing media and other filamentous fungi (Miles et al., 2007).

Toxin Induction and Protein Extraction from Fusarium spp. Cultures for Proteomic Studies

Protein extraction for proteomic analyses in fungal species requires high levels of standardization to be accomplished according with the minimum information about a proteomic experiment (MIAPE) guidelines. We present a video-protocol that includes a procedure for minimizing experimental bias during toxin induction and protein extraction from Fusarium spp.

La toxina de inducción y extracción de proteínas a partir de Fusarium Spp. Los cultivos para los estudios proteómicos

Fusaria are filamentous fungi able to produce different toxins. Fusarium mycotoxins such as deoxynivalenol, nivalenol, T2, zearelenone, fusaric acid, ...

Western Blotting: Sample Preparation to Detection

Western blotting is an analytical technique used to detect specific proteins in a given sample of tissue homogenate or extract. It uses gel electrophoresis to separate native or denatured proteins by the length of the polypeptide (denaturing conditions) or by the 3-D structure of the protein (native/ non-denaturing conditions). The proteins are then transferred to a membrane (typically nitrocellulose or PVDF), where they are probed (detected) using antibodies specific to the target protein.

Western blotting is an analytical technique used to detect specific proteins in a given sample of tissue homogenate or extract.

Western Blot: Preparación de muestras para la detección

Western blotting is an analytical technique used to detect specific proteins in a given sample of tissue homogenate or extract. It uses gel ...

Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles

The molecular characterization of muscular dystrophies and myopathies in humans has revealed the complexity of muscle disease and genetic analysis of muscle specification, formation and function in model systems has provided valuable insight into muscle physiology. Therefore, identifying and characterizing molecular mechanisms that underlie muscle damage is critical. The structure of adult Drosophila multi-fiber muscles resemble vertebrate striated muscles 1 and the genetic tractability of Drosophila has made it a great system to analyze dystrophic muscle morphology and characterize the processes affecting muscular function in ageing adult flies 2. Here we present the histological technique for preparing paraffin-embedded and frozen sections of Drosophila thoracic muscles. These preparations allow for the tissue to be stained with classical histological stains and labeled with protein detecting dyes, and specifically cryosections are ideal for immunohistochemical detection of proteins in intact muscles. This allows for analysis of muscle tissue structure, identification of morphological defects, and detection of the expression pattern for muscle/neuron-specific proteins in Drosophila adult muscles. These techniques can also be slightly modified for sectioning of other body parts.

Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles

Identification of mechanisms underlying muscle damage is crucial. Here we present the histological technique for preparing paraffin-embedded and frozen sections of Drosophila thoracic muscles. This allows analysis of muscle morphology and localization of protein and other muscle cell components.

Las secciones incluidas en parafina y congeladas de Drosophila Los músculos de Adultos

The molecular characterization of muscular dystrophies and myopathies in humans has revealed the complexity of muscle disease and genetic analysis of ...

DNA Extraction from Paraffin Embedded Material for Genetic and Epigenetic Analyses

Disease development and progression are characterized by frequent genetic and epigenetic aberrations including chromosomal rearrangements, copy number gains and losses and DNA methylation. Advances in high-throughput, genome-wide profiling technologies, such as microarrays, have significantly improved our ability to identify and detect these specific alterations. However as technology continues to improve, a limiting factor remains sample quality and availability. Furthermore, follow-up clinical information and disease outcome are often collected years after the initial specimen collection. Specimens, typically formalin-fixed and paraffin embedded (FFPE), are stored in hospital archives for years to decades. DNA can be efficiently and effectively recovered from paraffin-embedded specimens if the appropriate method of extraction is applied. High quality DNA extracted from properly preserved and stored specimens can support quantitative assays for comparisons of normal and diseased tissues and generation of genetic and epigenetic signatures 1. To extract DNA from paraffin-embedded samples, tissue cores or microdissected tissue are subjected to xylene treatment, which dissolves the paraffin from the tissue, and then rehydrated using a series of ethanol washes. Proteins and harmful enzymes such as nucleases are subsequently digested by proteinase K. The addition of lysis buffer, which contains denaturing agents such as sodium dodecyl sulfate (SDS), facilitates digestion 2. Nucleic acids are purified from the tissue lysate using buffer-saturated phenol and high speed centrifugation which generates a biphasic solution. DNA and RNA remain in the upper aqueous phase, while proteins, lipids and polysaccharides are sequestered in the inter- and organic-phases respectively. Retention of the aqueous phase and repeated phenol extractions generates a clean sample. Following phenol extractions, RNase A is added to eliminate contaminating RNA. Additional phenol extractions following incubation with RNase A are used to remove any remaining enzyme. The addition of sodium acetate and isopropanol precipitates DNA, and high speed centrifugation is used to pellet the DNA and facilitate isopropanol removal. Excess salts carried over from precipitation can interfere with subsequent enzymatic assays, but can be removed from the DNA by washing with 70% ethanol, followed by centrifugation to re-pellet the DNA 3. DNA is re-suspended in distilled water or the buffer of choice, quantified and stored at -20&deg;C. Purified DNA can subsequently be used in downstream applications which include, but are not limited to, PCR, array comparative genomic hybridization 4 (array CGH), methylated DNA Immunoprecipitation (MeDIP) and sequencing, allowing for an integrative analysis of tissue/tumor samples.

This video demonstrates the protocol for DNA extraction from formalin-fixed paraffin-embedded material. This is a multi-day procedure in which tissue sections are deparaffinized with xylene, rehydrated with ethanol and treated with proteinase K to purify and isolate DNA for subsequent gene-specific or genome-wide analysis.

Extracción de ADN a partir de material incluido en parafina para análisis genéticos y epigenéticos

Disease development and progression are characterized by frequent genetic and epigenetic aberrations including chromosomal rearrangements, copy number ...

MicroRNA In situ Hybridization for Formalin Fixed Kidney Tissues

In this article we describe a method for colorimetric detection of miRNA in the kidney through in situ hybridization with digoxigenin tagged microRNA probes. This protocol, originally developed by Kloosterman and colleagues for broad use with Exiqon miRNA probes1, has been modified to overcome challenges inherent in miRNA analysis in kidney tissues. These include issues such as structure identification and hard to remove residual probe and antibody. Use of relatively thin, 5 mm thick, tissue sections allowed for clear visualization of kidney structures, while a strong probe signal was retained in cells. Additionally, probe concentration and incubation conditions were optimized to facilitate visualization of microRNA expression with low background and nonspecific signal. Here, the optimized protocol is described, covering the initial tissue collection and preparation through the mounting of slides at the end of the procedure. The basic components of this protocol can be altered for application to other tissues and cell culture models.

MicroRNA In situ Hybridization for Formalin Fixed Kidney Tissues

This article describes an in situ hybridization protocol optimized for colormetric detection of microRNA expression in formalin fixed kidney sections.

MicroRNA<em&gt; In situ</em&gt; La hibridación de los tejidos del riñón y fijados con formalina

In this article we describe a method for colorimetric detection of miRNA in the kidney through in situ hybridization with digoxigenin tagged microRNA ...

qPCR Is a Sensitive and Rapid Method for Detection of Cytomegaloviral DNA in Formalin-fixed, Paraffin-embedded Biopsy Tissue

It is crucial to identify cytomegalovirus (CMV) infection in the gastrointestinal (GI) tract of immunosuppressed patients, given their greater risk for developing severe infection. Many laboratory methods for the detection of CMV infection have been developed, including serology, viral culture, and molecular methods. Often, these methods reflect systemic involvement with CMV and do not specifically identify local tissue involvement. Therefore, detection of CMV infection in the GI tract is frequently done by traditional histology of biopsy tissue. Hematoxylin and eosin (H&#38;E) staining in conjunction with immunohistochemistry (IHC) have remained the mainstays of examining these biopsies. H&#38;E and IHC sometimes result in atypical (equivocal) staining patterns, making interpretation difficult. It was shown that quantitative polymerase chain reaction (qPCR) for CMV can successfully be performed on formalin-fixed, paraffin-embedded (FFPE) biopsy tissue for very high sensitivity and specificity. The goal of this protocol is to demonstrate how to perform qPCR testing for the detection of CMV in FFPE biopsy tissue in a clinical laboratory setting. This method is likely to be of great benefit for patients in cases of equivocal staining for CMV in GI biopsies.

This protocol describes qPCR detection of cytomegalovirus in formalin-fixed, paraffin-embedded biopsy tissue, which is rapid, sensitive, specific, and useful for interpreting equivocal hematoxylin and eosin or immunohistochemical staining patterns.

qPCR es un método sensible y rápido para la detección de ADN de citomegalovirus en fija en formol, biopsia de tejido embebido en parafina

It is crucial to identify cytomegalovirus (CMV) infection in the gastrointestinal (GI) tract of immunosuppressed patients, given their greater risk for ...

Employing Digital Droplet PCR to Detect BRAF V600E Mutations in Formalin-fixed Paraffin-embedded Reference Standard Cell Lines

ddPCR is a highly sensitive PCR method that utilizes a water-oil emulsion system. Using a droplet generator, an extracted nucleic acid sample is partitioned into ~20,000 nano-sized, water-in-oil droplets, and PCR amplification occurs in individual droplets. The ddPCR approach is in identifying sequence mutations, copy number alterations, and select structural rearrangements involving targeted genes. Here, we demonstrate the use of ddPCR as a powerful technique for precisely quantitating rare BRAF V600E mutations in FFPE reference standard cell lines, which is helpful in identifying individuals with cancer. In conclusion, ddPCR technique offers the potential to precisely profile the specific rare mutations in different genes in various types of FFPE samples.

The goal of this video is to demonstrate how to perform&#160;automated DNA extraction from formalin-fixed paraffin-embedded (FFPE) reference standard cell lines and digital droplet PCR&#160;(ddPCR) analysis to detect rare mutations in a clinical setting. Detecting mutations in FFPE samples demonstrates the clinical utility of ddPCR in FFPE samples.

El empleo de la gotita de PCR digital para detectar mutaciones BRAF V600E en embebidos en parafina líneas celulares de referencia estándar fijos-formalina

ddPCR is a highly sensitive PCR method that utilizes a water-oil emulsion system. Using a droplet generator, an extracted nucleic acid sample is ...

Preparation of Formalin-fixed Paraffin-embedded Tissue Cores for both RNA and DNA Extraction

Formalin-fixed paraffin embedded tissue (FFPET) represents a valuable, well-annotated substrate for molecular investigations. The utility of FFPET in molecular analysis is complicated both by heterogeneous tissue composition and low yields when extracting nucleic acids. A literature search revealed a paucity of protocols addressing these issues, and none that showed a validated method for simultaneous extraction of RNA and DNA from regions of interest in FFPET. This method addresses both issues. Tissue specificity was achieved by mapping cancer areas of interest on microscope slides and transferring annotations onto FFPET blocks. Tissue cores were harvested from areas of interest using 0.6 mm microarray punches. Nucleic acid extraction was performed using a commercial FFPET extraction system, with modifications to homogenization, deparaffinization, and Proteinase K digestion steps to improve tissue digestion and increase nucleic acid yields. The modified protocol yields sufficient quantity and quality of nucleic acids for use in a number of downstream analyses, including a multi-analyte gene expression platform, as well as reverse transcriptase coupled real time PCR analysis of mRNA expression, and methylation-specific PCR (MSP) analysis of DNA methylation.

This modified extraction protocol improves RNA and DNA yields from more precisely targeted regions of interest in histopathologic tissue blocks.

Preparación de núcleos de tejido incluidas en parafina fijadas con formalina para ambos RNA y DNA Extraction

Formalin-fixed paraffin embedded tissue (FFPET) represents a valuable, well-annotated substrate for molecular investigations. The utility of FFPET in ...

Sample Preparation for Mass Cytometry Analysis

Mass cytometry utilizes antibodies conjugated with heavy metal labels, an approach that has greatly increased the number of parameters and opportunities for deep analysis well beyond what is possible with conventional fluorescence-based flow cytometry. As with any new technology, there are critical steps that help ensure the reliable generation of high-quality data. Presented here is an optimized protocol that incorporates multiple techniques for the processing of cell samples for mass cytometry analysis. The methods described here will help the user avoid common pitfalls and achieve consistent results by minimizing variability, which can lead to inaccurate data. To inform experimental design, the rationale behind optional or alternative steps in the protocol and their efficacy in uncovering new findings in the biology of the system being investigated is covered. Lastly, representative data is presented to illustrate expected results from the techniques presented here.

This article describes the collection and processing of samples for mass cytometry analysis.

Preparación de muestras para análisis de masas Citometría

Mass cytometry utilizes antibodies conjugated with heavy metal labels, an approach that has greatly increased the number of parameters and opportunities ...