Damos las gracias a Angela Kralemann-Köhler por su excelente apoyo técnico. El trabajo experimental descrito en este documento se llevó a cabo en nuestro laboratorio y el apoyo de subvenciones del Consejo de Investigación Alemana (DFG) a CK y BK y una subvención del Ministerio alemán de Investigación y Educación (BMBF) de BK.

Declaración de Ética Este estudio se llevó a cabo en estricta conformidad con las normas del comité uso cuidado de los animales y gubernamental, LANUV del estado Renania del Norte-Westfalia, (Düsseldorf, Alemania). Todos los experimentos con animales fueron aprobadas por LANUV, Düsseldorf bajo el número de licencia 8.87-51.04.20.09.317 (LANUV, NRW). Se hicieron todos los esfuerzos para minimizar la angustia y el número de animales necesarios para el estudio. 1. Cuidado de Animales y Vivienda <ol><li> Todos los animales utilizados en los protocolos descritos en el presente documento deben mantenerse en condiciones libres de patógenos específicos, según la definición de la Asociación Federación Europea Laboratory Animal Science (FELASA). </li><li> Los ratones deben mantenerse en jaulas estándar en una habitación con temperatura y humedad controladas (22 ° C) en condiciones diurnas (12 horas de luz / oscuridad ciclo) con filtros HEPA el aire. </li><li> Alimento normalizado y el agua deben ser proporcionados ad libitum. &lt;/ Li&gt; <li> Si / IkB / TTA y IkB - Se utilizan ratones de control, genotipificación basados ​​en PCR debe realizarse para cada animal, como se describe en 7, 18. </li><li> Los machos con una diferencia de edad de menos de cuatro días deben de ser utilizados para reducir la variabilidad individual. </li><li> (Opcional): Para los experimentos de reactivación de NF-kB, doxiciclina debe administrarse en el agua potable (2 mg / ml con 2,5% de sacarosa) durante al menos 14 días. </li></ol> 2. Espacial del patrón de separación-Barnes Maze (SPS-BM) <ol><li> Todas las pruebas de comportamiento debe ser llevada a cabo de acuerdo con las directrices internacionales y locales. </li><li> ¡IMPORTANTE! Utilice sólo los ratones machos con una edad de seis meses o más. La diferencia de edad entre los animales de una serie de pruebas debe ser inferior a cuatro días. La prueba debe ser realizada por el mismo operador para cada serie. Los ratones debe recibir una dieta estándar antes de la prueba para aumentar aún más la motivación parcialmente impulsado por comorecompensa de comida weet. </li><li> Configurar una placa circular blanco hecho de plástico duro (diámetro 120 cm, ver Figura 5 A) en una y humedad de la sala de temperatura controlada (22 º C), iluminada con un mínimo de 4 x 80 W y 3 x 215 W lámparas fluorescentes de neón . ¡IMPORTANTE! Asegurar que se utilice la iluminación correcta, ya que la motivación de los ratones para entrar en las casas de los alimentos es impulsada en parte por su aversión a, lugares expuestos brillantes. </li><li> Establezca el sistema de vídeo-seguimiento. La cámara debe ser colocado 115 cm por encima del centro de la placa (véase la Figura 5A). </li><li> Conecte las señales extra-laberinto multicolor (EMC) en un paño de color blanco en posiciones fácilmente visibles para los animales, unos 100 cm desde el borde de la placa (ver figura 5A). </li><li> Limpiar cuidadosamente la placa con un desinfectante rápida que puede eliminar cualquier olor del montaje experimental. </li><li> Coloque siete casas idénticas amarillas de alimentos (12 cm x 7 cm x 8 cm, ver Figura 5A </strong&gt;) en el plato blanco. Las posiciones deben ser inequívocamente marcados (ver Figura 5 A). </li><li> Coloque las recompensas de pellets de alimentos dulces (cuarto de una casa Froot Loop / comida `s Kellogs) dentro de todas las casas de comida en posiciones definidas (ver Figura 5 A) con sólo una casa de comida definido siendo de libre acceso para el animal (la ubicación F, véase la Figura 5A ). Cierre las casas de comida no-objetivo con papel transparente. </li><li> Antes de la prueba, realice la habituación (un día antes de comenzar la tarea). Haga todas las casas de comida de acceso libre y permiten a los ratones para explorar el laberinto libre y para recuperar una recompensa bolita de comida (10 min / animal). </li><li> Encienda el ordenador y la cámara y ejecutar el software de sistema de vídeo-seguimiento. </li><li> Inicie la grabación. </li><li> Colocar el animal en el punto inicial definido en la placa circular (Figura 5 A, S: Posición de inicio) y permiten a los ratones para buscar la casa de comida de destino durante 10 min. </li><li> Stop el video-seguimiento. </li><li> ¡IMPORTANTE! Limpie la placa circular y las casas de comida después de cada ensayo con desinfectante rápido. </li><li> Repita la prueba al día durante siete días consecutivos (por cada animal). </li><li> Analizar los resultados (latencia, la distancia recorrida y errores) utilizando el software de estadísticas adecuadas. Definir los errores como acercarse a la casa de comida equivocada y / o contacto con la caja apropiada sin entrar y recuperar la recompensa bolita de comida. Para el análisis agrupado utilizar dos vías ANOVA con test post-hoc de Bonferroni. </li><li> (OPCIONAL) Sacrificar los ratones y analizar los hipocampos como se describe a continuación. </li></ol> 3. Etiquetado BrdU <ol><li> Inyectar por vía intraperitoneal 50 mg / kg de BrdU IP una vez al día durante 3 días (análisis de la diferenciación y la integración) o IP 200 mg / kg para una sola inyección (análisis de la proliferación). </li><li> Sacrificio de los animales, diseccionar el hipocampo y preparar 40 micras secciones como se describe a continuación. </li><li> Desnaturalizar lasecciones con 2 M de HCl durante 10 min y se incuba en tampón borato 0,1 M durante 10 min. </li><li> Etiquetar una serie de uno de cada doce de 40 micras secciones (240 micras de distancia) de cada animal mediante inmunohistoquímica, como se describe a continuación utilizando anticuerpos dirigidos contra BrdU. </li><li> Cuantificar las células marcadas por análisis de microscopía confocal en toda la extensión rostrocaudal de la capa de células granulares y zona subgranular. Multiplica los números resultantes por 12 para obtener el número total estimado de células BrdU marcado por el hipocampo y se dividen por dos para obtener el número total de células marcadas por la Dirección General. </li></ol> 4. La separación de los cerebros y Preparación de criosecciones de nonperfused Animales <ol><li> Observe los procedimientos aprobados localmente para la eutanasia de animales. Los ratones pueden ser sacrificados directamente por dislocación cervical. </li><li> (OPCIONAL) Los animales pueden ser anestesiados antes de la eutanasia de acuerdo con las normas locales e internacionales, por ejemplo, por inje intraperitonealcción de 0,8 ml de Avertin para una 33 g de ratón (recién hecha mediante la mezcla de 150 ml de la solución hecha de 2,2 mg de 2,2,2-tribromoetanol en 1 ml de isoamilo etanol con 1,85 ml de solución salina o tampón fisiológico). </li><li> Esterilizar la cabeza con Betadine (10% de povidona yodada) empapado en gasas y esponja posteriormente con una gasa empapada en alcohol al 70%. </li><li> Decapitar al animal usando tijeras quirúrgicas adecuadas y tire de la piel a un lado. </li><li> (Opcional) Fijadores se pueden aplicar para evitar el repliegue de la piel retardado. </li><li> Haga una incisión en la línea media en el cráneo y tire con cuidado los fragmentos de cráneo de lado. </li><li> Retire con cuidado todo el cerebro usando un instrumento quirúrgico adecuado (por ejemplo Moria Spoon). </li><li> PreCool 25 ml de 2-metilbutano en un vaso de precipitados de 50 ml (por ejemplo, Schott Duran) a -30 a -40 º C en hielo seco. Nota: Para la tinción de libre flotación de las secciones &quot;densas&quot; que son ideales para la microscopía confocal de barrido láser, eliminar cerebro, lavar 3veces en tampón y se almacenan a 4 ° C en PBS solución de sacarosa al 30% en el tubo de 50 ml hasta el cerebro se ha hundido hasta el fondo (generalmente durante la noche). </li><li> Con cuidado, coloque el cerebro en un pedazo de Nescofilm (Parafilm) y cubrir con una amplia cantidad de compuesto TissueTek octubre, congelar en Nescofilm en 2-metil-butano, almacenar a -80 ° C hasta su uso. Nota: Para el almacenamiento de largo plazo a -20 ° C en la tienda 9% de sacarosa, 7 mM MgCl 2, tampón fosfato 50 mM, 44% de glicerol. </li><li> Cortar el cerebro en 10-12 micras de espesor secciones sobre criomicrotomo apropiado. Nota: Para las secciones gruesas, que flotan libremente, congelar el cerebro en cryotome etapa de cryotome apropiado (por ejemplo Reichert Jung, Frigomobil.) Y cortar 40 micras secciones horizontales a -20 ° a - 25 ° C. Recoger las secciones de cuchillo con pincel fino y recoger en tampón o mantenerse en la solución de almacenamiento (paso 4.9) a -20 º C para el almacenamiento de largo plazo. </li><li> Monte con cuidado dos rebanadas en portaobjetos individuales. El nose de diapositivas Superfrost UltraPlus es muy recomendable para maximizar la adhesión de las secciones. </li><li> Secar los portaobjetos durante 5 min a temperatura ambiente. Los portaobjetos se pueden almacenar a -80 ° C hasta su uso. </li></ol> 5. Preparación de las secciones de perfundido Animales <ol><li> Se anestesia a los animales como se describió anteriormente (paso 4.2). </li><li> Perfundir con cuidado el animal transcardialmente con tampón fosfato salino (PBS) que contenía heparina (0,025 g/100 ml de PBS) y procaína (0,5 g/100 ml de PBS) durante 2-4 min, seguido de paraformaldehído al 4% en PBS durante 10-15 min . La perfusión se lleva a cabo de manera óptima por perfusión a través del ventrículo izquierdo y la apertura de la aurícula derecha usando una presión hidrostática de aproximadamente 1.2 a 1.4 m o utilizando una bomba peristáltica se establece en aproximadamente 15 ml / min. Resultados óptimos en una perfusión cerebral blanco pálido, sin vasos sanguíneos rojos siendo visible. </li><li> Diseccionar y posteriores a fijar los cerebros en paraformaldehído al 4% a 4 º C durante 24 horas. </li><li> Cryoproteger los cerebros en 30% de sacarosa en PBS a 4 ° C durante al menos 24 horas. </li><li> Congele los cerebros en el escenario cryotome. </li><li> Preparar 40 micras secciones horizontales de prosencéfalos enteras usando un criotomo apropiada. </li><li> Los portaobjetos se pueden almacenar en la solución crioprotectora (tampón de fosfato 0,1 M, 50% de glicerol, 0,14% de MgCl 2, 8,6% de sacarosa) a -20 ° C hasta su uso. </li></ol> 6. La inmunohistoquímica de secciones de cerebro de nonperfused Animales <ol><li> Post-fijar las secciones criogénicas, preparados como se ha descrito anteriormente, usando -20 ° C metanol frío durante 10 min. </li><li> Se bloquea con 5% de suero normal que contiene 0,3% de Triton-X (de la especie que se utilizaron para elevar el anticuerpo secundario) durante la noche a 4 ° C. </li><li> Enjuague 3 veces con 1 × PBS y se incuban con anticuerpos primarios noche a 4 ° C. </li><li> Enjuagar 3 veces con 1 x PBS y se incuban con anticuerpos secundarios a temperatura ambiente durante una hora. </li><li> Enjuague 3 veces con PBS 1x </li><li> Counterstain la sección de ADN utilizando verde SYTOX o DAPI (o un tinte de ADN alternativo). </li><li> Enjuague 3 veces con PBS 1x </li><li> Incorporar las secciones en un medio acuoso incrustación. </li><li> Deje que el medio de inclusión polimeriza durante al menos 48 horas. </li></ol> 7. La inmunohistoquímica de secciones de cerebro de animales perfundidos <ol><li> Bloquear tal como se describe en el paso 6.2 y posteriormente incubar las secciones de cerebro fijadas en solución de anticuerpo primario diluido en PBS que contenía 0,3% de Triton-X (de flotación libre) durante la noche a 4 ° C. </li><li> Enjuague tres veces con 1x PBS y se incuban en solución de anticuerpo secundario diluido en PBS que contenía 0,3% de Triton-X (de flotación libre) a temperatura ambiente durante 3 h. </li><li> Enjuague 3 veces con PBS 1x </li><li> Contrateñir la sección de ADN utilizando SYTOX verde o DAPI (o un tinte de ADN alternativo). </li><li> Enjuague tres veces con PBS 1x </li><li> Incorporar las secciones en un medio acuoso incrustación. </li><li> Deje que el medio de inclusión polimeriza para unt menos 48 horas. </li></ol> 8. Investigación de Proyecciones Mossy Fibra <ol><li> Sacrificio de los animales, se preparan 40 micras secciones coronales como los descritos anteriormente y manchar la sección de hipocampo utilizando anticuerpos para neurofilamentos M. </li><li> Analiza las secciones en la longitud de onda apropiada usando un microscopio de barrido láser confocal para visualizar las fibras musgosas y núcleos. Inicie el escaneo a bajo aumento. </li><li> Utilice las imágenes de baja magnificación para la orientación y el objetivo del hipocampo con proyecciones de fibras musgosas. </li><li> Escanear las secciones (z-seccionamiento) en alta resolución y una gran ampliación. </li><li> Analizar el aspecto morfológico y la conectividad de las fibras musgosas visualizados mediante tinción de NF-M. </li><li> (OPCIONAL) analizar el tamaño y el volumen de las cuchillas del hipocampo. Utilice la señal de ADN para las mediciones. </li></ol> 9. Fluoro-Jade C Assay (Neuronal Cell Death) <ol><li> Sacrificio de los animales, diseccionar el hippocampus, y preparar 12 micras secciones como se describe anteriormente. </li><li> Deje que las secciones se secan durante 30 minutos a temperatura ambiente. </li><li> Fijar las secciones en PFA al 4% durante 40 min a temperatura ambiente. </li><li> Lavan brevemente las secciones 3 veces con ddH 2 O. </li><li> Incubar las secciones con permanganato de potasio 0,06% (KMnO4) durante 10 min bajo continua, una agitación suave. </li><li> Lave las secciones 3 veces con ddH 2 O. </li><li> Incubar las secciones con solución de C fluoro-Jade 0,002% durante 20 min a temperatura ambiente. </li><li> (OPCIONAL) Para tinciones nucleares simultáneas, solución 0,002% fluoro-Jade C se puede complementar con 10 mg / ml DAPI. </li><li> Lavan brevemente las secciones 3 veces con ddH 2 O. </li><li> Deje que las secciones se secan durante 30 minutos a temperatura ambiente. </li><li> Incubar las secciones con xileno (1 min) </li><li> Montar las secciones usando un medio de montaje basado en Xileno (DPX). </li></ol>

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Los autores declaran que no tienen ningún conflicto de intereses.

Neurogénesis adulta, y la posibilidad de su manipulación a través de la inhibición de NF-kB en las neuronas, y su reactivación posterior a través de la doxiciclina, ofrece un sistema fascinante para la investigación de las neuronas recién nacidas en el cerebro adulto, así como en la neuronal, y de re-generación . La belleza de este sistema es que la inhibición de la vía de señalización NF-kB en las neuronas no sólo se traduce en cambios en la muerte neuronal celular, la proliferación de progenitores y la...

Ontológicamente, el hipocampo es una de las estructuras cerebrales anatómicas más antiguos conocidos. Es responsable de diversas tareas complejas, como las funciones clave en la regulación de la memoria a largo plazo, la orientación espacial y la formación y consolidación de la memoria respectiva. Anatómicamente, el hipocampo consiste en capas de células piramidales (estrato piramidal), incluyendo el cuerno de Ammonis (CA1, CA2, CA3, CA4 y) regiones y la circunvolución dentada (dentatus circunvolución), que contiene las células granulares y unos progenitores neuronales dentro de su zona subgranular . Las células granulares proyectan hacia la región CA3 a través de los llamados fibras musgosas (axones de las células granulares). Hasta finales del siglo pasado, el cerebro de los mamíferos adultos se cree que es un órgano estático que carecen de plasticidad celular y la neurogénesis. Sin embargo, durante las últimas dos décadas, una cantidad creciente de evidencia demuestra claramente la neurogénesis adulta que tiene lugar en al menosdos regiones del cerebro, la zona subventricular (SVZ) y la zona subgranular del hipocampo. Nuestros estudios previos y los de otros grupos, han demostrado que el factor de transcripción NF-kB es uno de los reguladores moleculares cruciales de la neurogénesis adulta, y que sus resultados de-regulación en los defectos del hipocampo estructurales graves y alteraciones cognitivas 1-6. NF-kappa B es el nombre genérico de un factor de transcripción inducible por compuesto de diferentes combinaciones diméricas de cinco subunidades de unión al ADN: p50, p52, c-Rel, RelB, y p65 (de RelA), los tres últimos de los cuales tienen dominios de transactivación. Dentro del cerebro, la forma más abundante encontrada en el citoplasma es un heterodímero de p50 y p65, que se mantiene en una forma inactiva por el inhibidor de kappa B (IkB)-proteínas. Para estudiar y manipular directamente la neurogénesis impulsado por NF-kB, utilizamos modelos de ratones transgénicos para permitir simple inhibición de toda la subun NF-kBsu, específicamente en el cerebro anterior 7 (ver Figura 1). Con este fin, hemos mestizos, las siguientes líneas de ratones transgénicos, IkB / - y -/tTA. El transgénico IkB / - line se generó usando un mutante negativo trans-dominante de NF-kB-inhibidor IκBa (super-represor IκBa-AA1) 8. En contraste con la de tipo salvaje IκBα, IκBα-AA1 tiene dos residuos de serina mutado a alaninas (V32 y V36), que impiden la fosforilación y la degradación proteasómica subsiguiente del inhibidor. Para prosencéfalo neuronal específica la expresión de la IκBa-AA1-transgén, IkB / - ratones fueron cruzadas criados con ratones que albergan una quinasa de calcio-calmodulina dependiente IIα (CAMKIIα)-promotor que puede ser accionado por tetraciclina trans-activador (TTA) 9. p65 ratones knock-out tienen un fenotipo letal embrionaria, debido a la apoptosis masiva del hígado 10, por lo que el enfoque se muestra aquí ofrece un método elegantepara investigar el papel de NF-kappa B en posnatal y la neurogénesis adulta. La prueba de comportamiento clásico para estudiar el aprendizaje espacial y la memoria se describe en la década de 1980 por Richard Morris, una prueba conocida como el laberinto de agua de Morris (MWM) 11. En este campo abierto-laberinto de agua, los animales aprenden a escapar del agua opaca a una plataforma de búsqueda basado en la orientación y extra-laberinto señales. Una variante seco de MWM es el denominado laberinto de Barnes (BM) 12. Esta prueba utiliza una placa circular con 20 orificios circulares dispuestos en el borde de un plato, con un agujero definido como una caja de escape, y visuales señales extra-laberinto de orientación. Ambos paradigmas experimentales se basan en el comportamiento de vuelo inducida por una aversión al roedor `s al agua, o espacios abiertos, bien iluminado. Ambas pruebas permiten una investigación de la orientación espacial, y el rendimiento de la memoria relacionados. Aunque el hipocampo desempeña un papel general y esencial en la formación de la memoria espacial, el hipocampo rEGIONES involucrados difieren dependiendo de la prueba aplicada. La memoria a prueba en BM surge de la actividad neuronal entre la corteza enthorinal (CE) y las neuronas piramidales ubicadas en el CA1-región del hipocampo sin una contribución de la DG 13-16. En particular, el clásico BM se basa principalmente en la navegación a través de la vía temporo-amónico monosináptico de CE III de la CA1 a CE V. Es importante destacar que, la DG se crucial que participan en la llamada de reconocimiento de patrón espacial 17, lo que implica no sólo el procesamiento de información visual y espacial, sino también la transformación de las representaciones o recuerdos similares en representaciones diferentes, que no se superponen. Esta tarea requiere un circuito tri-sináptica funcional de la CE a la DG II a CA3 a CA1 y EC VI, que no puede ser probado en el BM 15. Para hacer frente a estos desafíos, hemos ideado SPS-BM como una prueba de comportamiento para probar específicamente el rendimiento cognitivo gyrus dentado dependiente en coanimales ntrol, y en el modelo de super-represor IkB / TTA consecuencia de la inhibición de NF-kB. Es importante destacar que, en contraste con el MWM o el BM, la MSF-BM puede revelar anomalías de comportamiento sutiles resultantes de deterioro de la neurogénesis. Desde espacial-pattern-separación es estrictamente dependiente de un circuito funcional entre EC II y la DG y CA3 y CA1 y EC VI, esta prueba es muy sensible a los cambios potenciales en la neurogénesis, modificaciones de la vía de las fibras musgosas o alteraciones de la homeostasis del tejido dentro de la DG. Técnicamente, la puesta a punto de nuestra prueba se basa en el estudio de Clelland et al., En la que el patrón de separación espacial fue probada usando una madera de 8 brazos brazo radial laberinto (RAM) 19. En nuestra configuración modificada, los ocho brazos fueron sustituidos por siete casas de comida amarillas idénticas. En resumen, los métodos que se muestran aquí, incluyendo el análisis de las células que expresan doblecortina (DCX +) en el hipocampo, las proyecciones de fibras musgosas, neuronal de células death y particularmente el SPS-BM presenta aquí, se puede aplicar a las investigaciones de otros modelos de ratones que incorporan los transgenes que tienen un impacto en la neurogénesis adulta. Otras aplicaciones pueden incluir el estudio de los agentes farmacológicos y la medición de su impacto en la separación patrón DG y espacial.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="872">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:447px;">Moria MC17 Perforated Spoon&#160;</td>
			<td style="width:127px;">FST</td>
			<td style="width:132px;">10370-18</td>
			<td style="width:167px;">removal of the brains</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Dissecting microscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>Stemi SV8</td>
			<td>removal of the brains</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgical scissors&#160;</td>
			<td style="width:127px;">FST</td>
			<td>14084-08</td>
			<td>removal of the brains</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgical scissors&#160;</td>
			<td style="width:127px;">FST</td>
			<td>14381-43</td>
			<td>removal of the brains</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Dumont #5 forceps</td>
			<td style="width:127px;">FST</td>
			<td>11254-20</td>
			<td>removal of the brains</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:447px;">SuperFrost Slides</td>
			<td>Carl Roth&#160;</td>
			<td align="right">1879</td>
			<td>slides for immunohistochemistry</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:447px;">Paraformaldehyde</td>
			<td style="width:127px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td>P6148</td>
			<td>fixative</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:447px;">TissueTek OCT compound</td>
			<td>Sakura Finetek</td>
			<td style="width:132px;">1004200018</td>
			<td>embedding of the brains</td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:447px;">Normal Goat Serum</td>
			<td style="width:127px;">Jackson Immunolabs</td>
			<td style="width:132px;">005-000-001</td>
			<td>blocking in IHC</td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:447px;">Normal Rabbit Serum</td>
			<td style="width:127px;">Jackson Immunolabs</td>
			<td style="width:132px;">011-000-001</td>
			<td>blocking in IHC</td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;">Normal Donkey Serum</td>
			<td style="width:127px;">Jackson Immunolabs</td>
			<td style="width:132px;">017-000-001</td>
			<td>blocking in IHC</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">anti-Neurofilament-M antibody</td>
			<td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td>
			<td>2H3</td>
			<td>IHC, Dilution 1:200</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">anti-doublecortin&#160;antibody</td>
			<td>sc-8066</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>IHC, Dilution 1:800</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:447px;">anti-GFP antibody</td>
			<td>ab290</td>
			<td>abcam</td>
			<td>IHC, Dilution 1:2000</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:447px;">anti-BrdU antibody</td>
			<td>OBT0030G</td>
			<td>Accurate Chemicals</td>
			<td>IHC, Dilution 1:2000&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:447px;">Fluoro Jade-C</td>
			<td>FJ-C</td>
			<td>HistoChem</td>
			<td>Determination of neuronal cell death</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:447px;">Betadine</td>
			<td style="width:127px;">&#160;MUNDIPHARMA</td>
			<td>D08AG02&#160;</td>
			<td>disinfectant</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">cryomicrotome</td>
			<td>Leica</td>
			<td>CM1900</td>
			<td>preparation of brain slices</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:447px;">Heparin sodium salt</td>
			<td style="width:127px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:132px;">H3393</td>
			<td>perfusion</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">circular plate made from hard-plastic (diameter 120 cm)</td>
			<td style="width:127px;">lab made</td>
			<td style="width:132px;">none</td>
			<td>plate for SPS-BM, diameter 120cm</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Buraton rapid disinfectant&#160;</td>
			<td style="width:127px;">Sch&#252;lke &#38; Mayr</td>
			<td style="width:132px;">113 911</td>
			<td>disinfectant</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">video-tracking system TSE VideoMot 2 with Software Package VideoMot2</td>
			<td>tse systems</td>
			<td style="width:132px;">302050-SW-KIT</td>
			<td>tracking and analysis of SPS-BM</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Triton X-100&#160;</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>T8787</td>
			<td>permeabilisation/IHC</td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:447px;">cryotome</td>
			<td style="width:127px;">Reichert&#160; Jung/Leica</td>
			<td style="width:132px;">Frigomobil 1206</td>
			<td>preparation of 40&#181;m brain slices</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:447px;">Mowiol 4-88</td>
			<td style="width:127px;">Carl Roth&#160;</td>
			<td>Art.-Nr. 0713</td>
			<td>embedding of the slides</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:447px;">SYTOX green</td>
			<td style="width:127px;">Invitrogen</td>
			<td>S7020</td>
			<td>Nuclear staining</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:447px;">Food pellets (Kellog`s Froot Loops)</td>
			<td>Kellog`s</td>
			<td style="width:132px;"></td>
			<td>SPS-BM</td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:447px;">Prism, Version 3.0</td>
			<td style="width:127px;">Graph Pad Software, San Diego, USA&#160;</td>
			<td style="width:132px;"></td>
			<td>Statistical evaluation of SPS-BM</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:447px;">Zen 2008 or Zen 2011 Software</td>
			<td style="width:127px;">Carl Zeiss</td>
			<td style="width:132px;"></td>
			<td>Software (Confocal microscope)</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:447px;">D.P.X</td>
			<td style="width:127px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:132px;">317616</td>
			<td>mounting medium for Fluoro Jade C staining</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

methods for the modulation and analysis of nf-&#954;b-dependent adult neurogenesis

El hipocampo desempeña un papel fundamental en la formación y consolidación de los recuerdos episódicos, y en la orientación espacial. Históricamente, el hipocampo adulto ha sido vista como una región anatómica muy estática del cerebro de los mamíferos. Sin embargo, hallazgos recientes han demostrado que el giro dentado del hipocampo es un área de enorme plasticidad en los adultos, con la participación no sólo de las modificaciones de los circuitos neuronales existentes, sino también la neurogénesis adulta. Esta plasticidad está regulada por redes de transcripción complejas, en la que el factor de transcripción NF-kB desempeña un papel prominente. Para estudiar y manipular la neurogénesis adulta, un modelo de ratón transgénico para la inhibición neuronal del cerebro anterior-específica de la actividad de NF-kappa B puede ser utilizado. En este estudio, se describen métodos para el análisis de la neurogénesis NF-KB dependiente, incluyendo sus aspectos estructurales, la apoptosis neuronal y la proliferación de células progenitoras, y la significación cognitiva, which se evaluó específicamente a través de un giro dentado (DG) dependiente de la prueba de comportamiento, el patrón espacial de separación-Barnes laberinto (SPS-BM). El protocolo de MSF-BM podría ser simplemente adaptado para su uso con otros modelos de animales transgénicos diseñados para evaluar la influencia de los genes particulares en la neurogénesis del hipocampo adulto. Además, MSF-BM podría ser utilizado en otros entornos experimentales destinados a investigar y la manipulación de aprendizaje DG-dependiente, por ejemplo, el uso de agentes farmacológicos.

El cruzamiento de las IkB / - líneas de ratones transgénicos y TTA conduce a la inhibición condicional de la actividad de NF-kappa B en el hipocampo. Para investigar la expresión de la IκBα-AA1-transgén en el ratón transgénico doble (Figura 1A), se aislaron, cryosectioned y se tiñeron utilizando un anticuerpo frente a GFP (proteína verde fluorescente) cerebros. Microscopía confocal de barrido láser reveló una alta expresión del transgén en la...

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Methods for the Modulation and Analysis of NF-&amp;#954;B-dependent Adult Neurogenesis

Se describen métodos para la manipulación y análisis de NF-kappa B dependiente de neurogénesis en el hipocampo adulto. Un protocolo detallado se presenta para una prueba de comportamiento circunvolución dentada-dependiente (denominado el patrón espacial de separación-Barnes laberinto) para la investigación de resultado cognitivo en ratones. Esta técnica también debería ayudar a permitir investigaciones en otros parámetros experimentales.

Los métodos para la modulación y Análisis de NF-KB dependiente de la neurogénesis adulta

The hippocampus plays a pivotal role in the formation and consolidation of episodic memories, and in spatial orientation. Historically, the adult ...

methods-for-modulation-analysis-nf-b-dependent-adult

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Methods for the Modulation and Analysis of NF-&#954;B-dependent Adult Neurogenesis

14.2K vistas.  University of Bielefeld.  Se describen métodos para la manipulación y análisis de NF-kappa B dependiente de neurogénesis en el hipocampo adulto. Un protocolo detallado se presenta para una prueba de comportamiento circunvolución dentada-dependiente (denominado el patrón espacial de separación-Barnes laberinto) para la investigación de resultado cognitivo en ratones. Esta técnica también debería ayudar a permitir investigaciones en otros parámetros experimentales. 

Video: Methods for the Modulation and Analysis of NF-&#954;B-dependent Adult Neurogenesis

Cerebrovascular Casting of the Adult Mouse for 3D Imaging and Morphological Analysis

Vascular imaging is crucial in the clinical diagnosis and management of cerebrovascular diseases, such as brain arteriovenous malformations (BAVMs). Animal models are necessary for studying the etiopathology and potential therapies of cerebrovascular diseases. Imaging the vasculature in large animals is relatively easy. However, developing vessel imaging methods of murine brain disease models is desirable due to the cost and availability of genetically-modified mouse lines. Imaging the murine cerebral vascular tree is a challenge. In humans and larger animals, the gold standard for assessing the angioarchitecture at the macrovascular (conductance) level is x-ray catheter contrast-based angiography, a method not suited for small rodents.
In this article, we present a method of cerebrovascular casting that produces a durable skeleton of the entire vascular bed, including arteries, veins, and capillaries that may be analyzed using many different modalities. Complete casting of the microvessels of the mouse cerebrovasculature can be difficult; however, these challenges are addressed in this step-by-step protocol. Through intracardial perfusion of the vascular casting material, all vessels of the body are casted. The brain can then be removed and clarified using the organic solvent methyl salicylate. Three dimensional imaging of the brain blood vessels can be visualized simply and inexpensively with any conventional brightfield microscope or dissecting microscope. The casted cerebrovasculature can also be imaged and quantified using micro-computed tomography (micro-CT)1. In addition, after being imaged, the casted brain can be embedded in paraffin for histological analysis.
The benefit of this vascular casting method as compared to other techniques is its broad adaptation to various analytic tools, including brightfield microscopic analysis, CT scanning due to the radiopaque characteristic of the material, as well as histological and immunohistochemical analysis. This efficient use of tissue can save animal usage and reduce costs. We have recently demonstrated application of this method to visualize the irregular blood vessels in a mouse model of adult BAVM at a microscopic level2, and provide additional images of the malformed vessels imaged by micro-CT scan. Although this method has drawbacks and may not be ideal for all types of analyses, it is a simple, practical technique that can be easily learned and widely applied to vascular casting of blood vessels throughout the body.

In this article, we present a simple, practical technique for cerebrovascular casting that is easy to perform and can be utilized to image the vascular tree of the adult mouse brain.

Fundición cerebrovascular del ratón adulto de imágenes en 3D y el análisis morfológico

Vascular imaging is crucial in the clinical diagnosis and management of cerebrovascular diseases, such as brain arteriovenous malformations (BAVMs). ...

Investigación

Neurociencias

Functional Interrogation of Adult Hypothalamic Neurogenesis with Focal Radiological Inhibition

The functional characterization of adult-born neurons remains a significant challenge. Approaches to inhibit adult neurogenesis via invasive viral delivery or transgenic animals have potential confounds that make interpretation of results from these studies difficult. New radiological tools are emerging, however, that allow one to noninvasively investigate the function of select groups of adult-born neurons through accurate and precise anatomical targeting in small animals. Focal ionizing radiation inhibits the birth and differentiation of new neurons, and allows targeting of specific neural progenitor regions. In order to illuminate the potential functional role that adult hypothalamic neurogenesis plays in the regulation of physiological processes, we developed a noninvasive focal irradiation technique to selectively inhibit the birth of adult-born neurons in the hypothalamic median eminence. We describe a method for Computer tomography-guided focal irradiation (CFIR) delivery to enable precise and accurate anatomical targeting in small animals. CFIR uses three-dimensional volumetric image guidance for localization and targeting of the radiation dose, minimizes radiation exposure to nontargeted brain regions, and allows for conformal dose distribution with sharp beam boundaries. This protocol allows one to ask questions regarding the function of adult-born neurons, but also opens areas to questions in areas of radiobiology, tumor biology, and immunology. These radiological tools will facilitate the translation of discoveries at the bench to the bedside.

The function of adult-born mammalian neurons remains an active area of investigation. Ionizing radiation inhibits the birth of new neurons. Using computer tomography-guided focal irradiation (CFIR), three-dimensional anatomical targeting of specific neural progenitor populations can now be used to assess the functional role of adult neurogenesis.

Interrogatorio funcional de adultos hipotalámica neurogénesis con focal Radiológica Inhibición

The functional characterization of adult-born neurons remains a significant challenge. Approaches to inhibit adult neurogenesis via invasive viral ...

Heat-Induced Antigen Retrieval: An Effective Method to Detect and Identify Progenitor Cell Types during Adult Hippocampal Neurogenesis

Traditional methods of immunohistochemistry (IHC) following tissue fixation allow visualization of various cell types. These typically proceed with the application of antibodies to bind antigens and identify cells with characteristics that are a function of the inherent biology and development. Adult hippocampal neurogenesis is a sequential process wherein a quiescent neural stem cell can become activated and proceed through stages of proliferation, differentiation, maturation and functional integration. Each phase is distinct with a characteristic morphology and upregulation of genes. Identification of these phases is important to understand the regulatory mechanisms at play and any alterations in this process that underlie the pathophysiology of debilitating disorders. Our heat-induced antigen retrieval approach improves the intensity of the signal that is detected and allows correct identification of the progenitor cell type. As discussed in this paper, it especially allows us to circumvent current problems in detection of certain progenitor cell types.

During adult hippocampal neurogenesis, a distinct set of genetic markers are expressed when a quiescent neural stem cell sequentially progresses and develops into a functionally integrated neuron in the circuit. Using heat-induced antigen retrieval, progenitor cell types that are otherwise difficult to detect are identified with improved effectiveness.

Heat-inducida por antígenos de recuperación: un método eficaz para detectar e identificar tipos de células progenitoras durante la neurogénesis del hipocampo adulto

Traditional  methods of immunohistochemistry (IHC) following tissue fixation allow visualization  of various cell types. These typically proceed with the ...

Stab Wound Injury of the Zebrafish Adult Telencephalon: A Method to Investigate Vertebrate Brain Neurogenesis and Regeneration

Adult zebrafish have an amazing capacity to regenerate their central nervous system after injury. To investigate the cellular response and the molecular mechanisms involved in zebrafish adult central nervous system (CNS) regeneration and repair, we developed a zebrafish model of adult telencephalic injury.
In this approach, we manually generate an injury by pushing an insulin syringe needle into the zebrafish adult telencephalon. At different post injury days, fish are sacrificed, their brains are dissected out and stained by immunohistochemistry and/or in situ hybridization (ISH) with appropriate markers to observe cell proliferation, gliogenesis, and neurogenesis. The contralateral unlesioned hemisphere serves as an internal control. This method combined for example with RNA deep sequencing can help to screen for new genes with a role in zebrafish adult telencephalon neurogenesis, regeneration, and repair.

To shed light on the cellular and molecular mechanisms of zebrafish adult neurogenesis and regeneration, we developed a protocol for invasive surgery causing mechanical injuries in the zebrafish adult telencephalon and subsequent monitoring of changes in the stabbed hemisphere by immunohistochemistry or in situ hybridization.

Puñalada de Lesiones de la herida del pez cebra Telencéfalo adultos: un método para investigar Vertebrados Cerebro neurogénesis y Regeneración

Adult zebrafish have an amazing capacity to regenerate their central nervous system after injury. To investigate the cellular response and the molecular ...

Immunohistochemistry and Multiple Labeling with Antibodies from the Same Host Species to Study Adult Hippocampal Neurogenesis

Adult neurogenesis is a highly regulated, multi-stage process in which new neurons are generated from an activated neural stem cell via increasingly committed intermediate progenitor subtypes. Each of these subtypes expresses a set of specific molecular markers that, together with specific morphological criteria, can be used for their identification. Typically, immunofluorescent techniques are applied involving subtype-specific antibodies in combination with exo- or endogenous proliferation markers. We herein describe immunolabeling methods for the detection and quantification of all stages of adult hippocampal neurogenesis. These comprise the application of thymidine analogs, transcardial perfusion, tissue processing, heat-induced epitope retrieval, ABC immunohistochemistry, multiple indirect immunofluorescence, confocal microscopy and cell quantification. Furthermore we present&#160;a sequential multiple immunofluorescence protocol which circumvents problems usually arising from the need of using primary antibodies raised in the same host species. It allows an accurate identification of all hippocampal progenitor subtypes together with a proliferation marker within a single section. These techniques are a powerful tool to study the regulation of different progenitor subtypes in parallel, their involvement in brain pathologies and their role in specific brain functions.

This video article illustrates a comprehensive protocol to detect and quantify all stages of adult hippocampal neurogenesis within the same tissue section. We elaborated a method to overcome the limitations of indirect multiple immunofluorescence that arise when suitable antibodies from different host species are unavailable.

La inmunohistoquímica y Etiquetado múltiple con anticuerpos de la misma especie anfitrión para adultos estudio del hipocampo neurogénesis

Adult neurogenesis is a highly regulated, multi-stage process in which new neurons are generated from an activated neural stem cell via increasingly ...

Assessing Primary Neurogenesis in Xenopus Embryos Using Immunostaining

Primary neurogenesis is a dynamic and complex process during embryonic development that sets up the initial layout of the central nervous system. During this process, a portion of neural stem cells undergo differentiation and give rise to the first populations of differentiated primary neurons within the nascent central nervous system. Several vertebrate model organisms have been used to explore the mechanisms of neural cell fate specification, patterning, and differentiation. Among these is the African clawed frog, Xenopus, which provides a powerful system for investigating the molecular and cellular mechanisms responsible for primary neurogenesis due to its rapid and accessible development and ease of embryological and molecular manipulations. Here, we present a convenient and rapid method to observe the different populations of neuronal cells within Xenopus central nervous system. Using antibody staining and immunofluorescence on sections of Xenopus embryos, we are able to observe the locations of neural stem cells and differentiated primary neurons during primary neurogenesis.

Assessing Primary Neurogenesis in Xenopus Embryos Using Immunostaining

This article presents a convenient and rapid method for visualizing different neuronal cell populations in the central nervous system of Xenopus embryos using immunofluorescent staining on sections.

La neurogénesis en la evaluación primaria<em&gt; Xenopus</em&gt; Los embriones Usando Inmunoticción

Primary neurogenesis is a dynamic and complex process during embryonic development that sets up the initial layout of the central nervous system. During ...

Analyzing Synaptic Modulation of Drosophila melanogaster Photoreceptors after Exposure to Prolonged Light

The nervous system has the remarkable ability to adapt and respond to various stimuli. This neural adjustment is largely achieved through plasticity at the synaptic level. The Active Zone (AZ) is the region at the presynaptic membrane that mediates neurotransmitter release and is composed of a dense collection of scaffold proteins. AZs of Drosophila melanogaster (Drosophila) photoreceptors undergo molecular remodeling after prolonged exposure to natural ambient light. Thus the level of neuronal activity can rearrange the molecular composition of the AZ and contribute to the regulation of the functional output.
Starting from the light exposure set-up preparation to the immunohistochemistry, this protocol details how to quantify the number, the spatial distribution, and the delocalization level of synaptic molecules at AZs in Drosophila photoreceptors. Using image analysis software, clusters of the GFP-fused AZ component Bruchpilot were identified for each R8 photoreceptor (R8) axon terminal. Detected Bruchpilot spots were automatically assigned to individual R8 axons. To calculate the distribution of spot frequency along the axon, we implemented a customized software plugin. Each axon&#39;s start-point and end-point were manually defined and the position of each Bruchpilot spot was projected onto the connecting line between start and end-point. Besides the number of Bruchpilot clusters, we also quantified the delocalization level of Bruchpilot-GFP within the clusters. These measurements reflect in detail the spatially resolved synaptic dynamics in a single neuron under different environmental conditions to stimuli.

Analyzing Synaptic Modulation of Drosophila melanogaster Photoreceptors after Exposure to Prolonged Light

Here we show how to quantify the number and spatial distribution of synaptic active zones in Drosophila melanogaster&#160;photoreceptors, highlighted with a genetically encoded molecular marker, and their modulation after prolonged exposure to light.

Analizando Synaptic Modulación de<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Los fotorreceptores después de la exposición prolongada a la luz

The nervous system has the remarkable ability to adapt and respond to various stimuli. This neural adjustment is largely achieved through plasticity at ...

The Mouse Hindbrain As a Model for Studying Embryonic Neurogenesis

The mouse embryo forebrain is the most commonly employed system for studying mammalian neurogenesis during development. However, the highly folded forebrain neuroepithelium is not amenable to wholemount analysis to examine organ-wide neurogenesis patterns. Moreover, defining the mechanisms of forebrain neurogenesis is not necessarily predictive of neurogenesis in other parts of the brain; for example, due to the presence of forebrain-specific progenitor subtypes. The mouse hindbrain provides an alternative model for studying embryonic neurogenesis that is amenable to wholemount analysis, as well as tissue sections to observe the spatiotemporal distribution and behavior of neural progenitors. Moreover, it is easily dissected for other downstream applications, such as cell isolation or molecular biology analysis. As the mouse hindbrain can be readily analyzed in the vast number of cell lineage reporter and mutant mouse strains that have become available, it offers a powerful model for studying the cellular and molecular mechanisms of developmental neurogenesis in a mammalian organism. Here, we present a simple and quick method to use the mouse embryo hindbrain for analyzing mammalian neural progenitor cell (NPC) behavior in wholemount preparations and tissue sections.

This article demonstrates how the mouse embryonic hindbrain can be used as a model for studying developmental neurogenesis in both whole organ and tissue section preparations.

El cerebelo de ratón como modelo para el estudio de la neurogénesis embrionaria

The mouse embryo forebrain is the most commonly employed system for studying mammalian neurogenesis during development. However, the highly folded ...

Metabolic Analysis of Drosophila melanogaster Larval and Adult Brains

This protocol describes a method for measuring the metabolism in Drosophila melanogaster larval and adult brains. Quantifying metabolism in whole organs provides a tissue-level understanding of energy utilization that cannot be captured when analyzing primary cells and cell lines. While this analysis is ex vivo, it allows for the measurement from a number of specialized cells working together to perform a function in one tissue and more closely models the in vivo organ. Metabolic reprogramming has been observed in many neurological diseases, including neoplasia, and neurodegenerative diseases. This protocol was developed to assist the D. melanogaster community&#39;s investigation of metabolism in neurological disease models using a commercially available metabolic analyzer. Measuring metabolism of whole brains in the metabolic analyzer is challenging due to the geometry of the brain. This analyzer requires samples to remain at the bottom of a 96-well plate. Cell samples and tissue punches can adhere to the surface of the cell plate or utilize spheroid plates, respectively. However, the spherical, three-dimensional shape of D. melanogaster brains prevents the tissue from adhering to the plate. This protocol requires a specially designed and manufactured micro-tissue restraint that circumvents this problem by preventing any movement of the brain while still allowing metabolic measurements from the analyzer&#39;s two solid-state sensor probes. Oxygen consumption and extracellular acidification rates are reproducible and sensitive to a treatment with metabolic inhibitors. With a minor optimization, this protocol can be adapted for use with any whole tissue and/or model system, provided that the sample size does not exceed the chamber generated by the restraint. While basal metabolic measurements and an analysis after a treatment with mitochondrial inhibitors are described within this protocol, countless experimental conditions, such as energy source preference and rearing environment, could be interrogated.

Metabolic Analysis of Drosophila melanogaster Larval and Adult Brains

We present a protocol for measuring oxygen consumption and extracellular acidification in Drosophila melanogaster larval and adult brains. A metabolic analyzer is utilized with an adapted and optimized protocol. Micro-tissue restraints are a critical component of this protocol and were designed and created specifically for their use in this analysis.

Análisis metabólico del cerebro adulto y Larval de Drosophila melanogaster

This protocol describes a method for measuring the metabolism in Drosophila melanogaster larval and adult brains. Quantifying metabolism in whole organs ...

Isolation of Adult Spinal Cord Nuclei for Massively Parallel Single-nucleus RNA Sequencing

Probing an individual cell&#39;s gene expression enables the identification of cell type and cell state. Single-cell RNA sequencing has emerged as a powerful tool for studying transcriptional profiles of cells, particularly in heterogeneous tissues such as the central nervous system. However, dissociation methods required for single cell sequencing can lead to experimental changes in the gene expression and cell death. Furthermore, these methods are generally restricted to fresh tissue, thus limiting studies on archival and bio-bank material. Single nucleus RNA sequencing (snRNA-Seq) is an appealing alternative for transcriptional studies, given that it accurately identifies cell types, permits the study of tissue that is frozen or difficult to dissociate, and reduces dissociation-induced transcription. Here, we present a high-throughput protocol for rapid isolation of nuclei for downstream snRNA-Seq. This method enables isolation of nuclei from fresh or frozen spinal cord samples and can be combined with two massively parallel droplet encapsulation platforms.

Here, we present a protocol to rapidly isolate high-quality nuclei from the fresh or frozen tissue for downstream massively parallel RNA sequencing. We include detergent-mechanical and hypotonic-mechanical tissue disruption and cell lysis options, both of which can be used for isolation of nuclei.

Aislamiento de núcleos de adultos de la médula espinal para secuenciación masivamente paralela solo núcleo ARN

Probing an individual cell&#39;s gene expression enables the identification of cell type and cell state. Single-cell RNA sequencing has emerged as a ...