Darryl A. Boyd y Michael A. Daniele son becarios postdoctorales del Consejo Nacional de Investigación. El trabajo fue apoyado por las Unidades de Trabajo ONR/NRL 4286 y 9899. Los puntos de vista son los de los autores y no representan la opinión o la política de la Marina de los Estados Unidos o el Departamento de Defensa.

Este protocolo describe la fabricación de una fibra hueca usando química fotoiniciada del teto-yne. El microcanal tiene ranuras chevron o "rayas" como características de conformación en la parte inferior y superior del canal (Figura 1). Se introducen tres fluidos que se dirigen en corrientes concéntricas; desde las corrientes de fluidos internas hasta externas, estas se conocen como el núcleo, el revestimiento y el fluido de la vaqueta. Sólo el flujo de revestimiento se polimeriza para formar la fibra hueca. Los materiales seleccionados son los siguientes:
<ol type="a"><li>Fluido central: PEG (M.W. = 400), ~ 100mPa. seg (20 ºC)</li>
	<li>Fluido de revestimiento: Polímero tiol-yne (PETMP + ODY), iniciador (DMPA)</li>
	<li>Fluido de la hella: PEG (M.W. = 400), ~100mPa. seg (20 ºC)</li>
</ol>El dispositivo de microcanal se ensambló a partir de piezas de aluminio y plástico fabricadas por fresado CNC y fundición PDMS. El flujo a través del microcanal fue controlado por tres bombas de la jeringuilla.
1. Diseño y Simulación de Microcanal
Al calcular tanto la velocidad del fluido como la convección/difusión dentro del microcanal, es fundamental asignar la viscosidad adecuada a cada fluido entrante.
<ol><li>Cree un modelo informático del microcanal deseado que se importará al software de dinámica de fluidos computacional (COMSOL). El ejemplo de la Figura 1 se generó con el software CAD de Autodesk Inventor. Los siguientes pasos son en referencia al uso de COMSOL Multiphysics para el cálculo del flujo de fluidos dentro de un microcanal.</li>
	<li>Después de la importación del microcanal diseñado en COMSOL, las tasas de flujo de fluido iterativas se pueden introducir en el solucionador Navier-Stokes.<ol>
<li>Inicialice la configuración del programa y elija 3D Laminar Flow+Convection/Diffusion Equations. Los números bajos de Reynolds generados en los microcanales permiten un flujo laminar completo dentro del dispositivo.</li>
		<li>Diseñe una malla de elementos finitos en la que realizar los cálculos numéricos. La malla debe ser más refinada (tener divisiones pequeñas) en áreas donde las propiedades cambian rápidamente. Se sugiere refinar la malla tanto en la función de modelado como en la salida a < 1 μm de longitud lateral. Esto proporciona una visualización "nítida" de la interfaz de fluido núcleo-lecho.</li>
		<li>Propiedades del material de entrada para el flujo de fluidos, es decir, viscosidad, constante de difusión y concentración. En este momento, también establezca las condiciones de contorno para el flujo de salida. Sugerimos cero tensión viscosa para simular una salida abierta.</li>
		<li>Calcule los estudios de velocidad del flujo de fluidos recorriendo iterativamente una serie de caudales de entrada. Por ejemplo, fluido del núcleo = 7,5 μl/min, fluido de la maza = 30 μl/min.</li>
		<li>Importe las soluciones de campo de velocidad como los valores iniciales para resolver las propiedades de convección/difusión del flujo de microcanal. La solución a los problemas de convección/difusión ilustrará la interfaz fluido núcleo-vaina y ayudará a predecir la forma del flujo final del fluido y la fibra producida.</li>
	</ol>
</li>
</ol>A partir de los resultados computacionales, se puede predecir el número y el tipo de entidades de modelado requeridos para lograr la forma de fibra deseada. Las entradas de caudal de fluido también se correlacionarán con las tasas de flujo necesarias para generar las fibras. Con estas predicciones, se puede fabricar un dispositivo microcanal para la extrusión de fibras poliméricas.
2. Fabricación de componentes del aparato de flujo de la leath
Se puede utilizar una combinación de micromilling directo, grabado en caliente y/o fundición de polímeros para crear los componentes del dispositivo de flujo de vainja. Dependiendo de los recursos, elija la estrategia en consecuencia. El ejemplo presentado es un proceso de fresado directo que utiliza un código numérico por computadora (CNC). Hay cinco capas que se deben hacer (de arriba a abajo), que se representan en la Figura 2:1. Mandril de entrada (aluminio), 2. Placa de sujeción (aluminio), 3. Capa superior de microcanal (copolímero de olefinas cíclico, COC o PDMS), 4. Capa inferior de microcanal (COC o cetona del éter del poliéter, MIRADA), 5. Placa de sujeción (aluminio). (Los archivos de ejemplo para fresado directo están disponibles en formato *.stl en la información de soporte)
<ol><li>Utilizando un diseño compatible con las simulaciones COMSOL, desarrolle un modelo 3D del sistema a través de dibujo asistido por ordenador (CAD). Cree un archivo CAD independiente para cada capa del dispositivo.</li>
	<li>Cuando se va a fabricar una capa a través de micromilling directo, importe los modelos CAD en una aplicación de mecanizado asistida por computadora para generar código numérico (NC) que será interpretado por el molino controlado numéricamente por computadora (CNC) para producir el dispositivo.</li>
	<li>Adquirir 5 láminas de 30,5 cm × materiales de capa de sacrificio de 30,5 cm que tienen un mínimo de 3,2 mm de espesor.</li>
	<li>Adquirir 1 hoja cada uno de COC, PEEK, aluminio y poli (metilmetacrilato) de 30,5 cm × 30,5 cm y 3,2 mm de espesor.</li>
	<li>Adquirir 1 lámina de aluminio de 30,5 cm × 30,5 cm y 9,5 mm de espesor.</li>
	<li>Coloque cada una de las hojas en los pasos 2.4-2.5 a una hoja de culata de sacrificio del paso 2.3 con adhesivo de doble cara. Asegúrese de que, como máximo, exista un borde exterior sin grabar de 2,5 cm. La cinta sirve para mantener el material de trabajo en su lugar mientras se muele y para protegerlo una vez que la parte molida se corta lejos del material de stock al final del ciclo de fresado.</li>
	<li>Suba el material de sacrificio COC + a la mesa del fresado CNC, cargue las herramientas citadas en el código numérico (NC) y calibre las herramientas y los materiales de stock (trabajo) en x, y y z.</li>
	<li>Cargue el código NC y fresar la capa COC.</li>
	<li>Retire la hoja de material del molino y retire cuidadosamente la parte mecanizar del sustrato. Durante este proceso, el refrigerante del molino saturará la pieza y el stock. Enjuague bien antes de retirar suavemente la pieza. Lavar con un detergente suave, seguido de lavar con un 70% de alcohol isopropílico. El detergente suave eliminará los residuos aceitosos, y el alcohol eliminará el adhesivo residual. Si las rebabas están atrapadas en las microarquitctuaciones, la sonicación puede ser necesaria para desalojarlas.</li>
	<li>Repita los pasos 2.7 y 2.9 para cada una de las otras capas que se utilizarán para crear el dispositivo de flujo de vaina.</li>
	<li>Con la excepción de la capa PMMA, cada una de las capas que se han preparado hasta este punto se utilizará en el dispositivo directamente. El PMMA se utilizará para preparar una capa PDMS combinando 10 partes de la base Sylgard 184 con 1 parte de agente de curado y mezclándola a fondo mediante agitación. Esta información se proporciona en caso de que uno preferiría reemplazar una de las capas coc con el material pdms tipo junta.</li>
	<li>Vierta el Sylgard 184 en la cavidad de molde de PMMA preparada antes, asegurándose de que se eliminen las burbujas de aire. Si es necesario, las burbujas se pueden eliminar en el vacío. El PDMS se puede curar a temperatura ambiente durante 48 horas, 45 minutos a 100 °C, 20 min a 125 °C o 10 min a 150 °C.</li>
</ol>3. Montaje del aparato de flujo de vatina
<ol><li>Monte el dispositivo de flujo de la vaina de abajo hacia arriba colocando una placa de sujeción en la parte inferior, luego la capa COC seguida de la otra capa COC y la placa de sujeción restante (Figura 2). Asegúrese de que las ranuras de modelado se alineen entre sí a lo largo de los bordes del canal y que las geometrías de modelado de fluidos en las capas COC se superpongan perfectamente. Un microscopio de disección se puede utilizar para ayudar en la alineación.</li>
	<li>Inserte los pernos en el centro del dispositivo y apriete las tuercas y los pernos para sujetar el dispositivo.</li>
	<li>Alternando de izquierda a derecha del centro, repita el paso 3.2 desde el centro hacia fuera para bloquear la alineación y evitar fugas. Agregue el mandril de entrada cuando se alcancen sus orificios de montaje y continúe montando los tornillos de manera alternada.</li>
	<li>Utilice accesorios de HPLC estándar para interconectar el dispositivo de flujo de la vainguilla con el tubo y las jeringas que contienen el líquido de la vainguilla y la solución del prepolímero. El apretón de manos es suficiente para todas las conexiones.</li>
	<li>Monte el dispositivo verticalmente con un soporte de anillo y una abrazadera. Asegúrese de que el dispositivo es vertical utilizando un nivel en la parte superior. Si el dispositivo de flujo de la vainera no es vertical, la fibra puede tocar la pared del microcanal y causar obstrucción.</li>
	<li>Coloque la fuente UV perpendicularmente ~ 1 cm de la cara COC del dispositivo de flujo de la vainilla de tal manera que se irradi 3-5 cm de los últimos 3-5 cm del microcanal. La fuente UV debe calibrarse para entregar ~ 200 mW / cm2.</li>
</ol>4. Preparación de la solución
Como se indicó anteriormente, muchos materiales se pueden utilizar para crear microfibras utilizando protocolos análogos y sistemas de flujo de vainas, pero aquí se utiliza la química tiol-yne. Prepare la solución de prepolímero inmediatamente antes de comenzar el proceso de extrusión de fibra para evitar el aumento de la viscosidad que puede ocurrir con el tiempo en el almacenamiento.
<ol><li>Prepare una alícuota de polietilenglicol 400 (PEG 400) para que sirva como líquido de la vaija.</li>
	<li>Llene una jeringa con punta Luer de 1 ml con PEG 400 para servir como un líquido central no polimerizable, y llene una jeringa con punta Luer de 30 ml con PEG 400 para servir como líquido de la vainguilla.</li>
	<li>Preparar una solución de prepolímero que contenga 0,01 mol de pentaeritritol tetrakis 3-mercaptopropionato (PETMP) y 0,01 mol 1,7-octadiyne (ODY). Asegúrese de que los dos componentes estén bien mezclados a lo largo del experimento, minimice la exposición de todos los reactivos de prepolímeros a fuentes de luz UV, incluida la luz ambiental(por ejemplo, envuelva jeringas con papel de aluminio).</li>
	<li>Complemente la solución PETMP/ODY con 4 x 10-4 mol de fotoiniciador de 2,2-dimetoxi-2-fenilacetofenona (DMPA). Continúe asegurándose de que las soluciones estén bien mezcladas y que no estén expuestas a la luz UV cubriendo los contenedores con papel de aluminio.</li>
	<li>Cargue una jeringa de 5 ml envuelta en papel de aluminio con punta Luer con la solución de prepolímero.</li>
</ol>5. Producción de microfibra (enfoque de video)
<ol><li>Asegúrese de que la salida del canal microfluídico esté en contacto con una solución en el baño de recogida (Figura 3). Para estructuras complejas, la solución en el baño de recolección debe coincidir con la viscosidad con los fluidos del núcleo y la vaina, pero para las fibras huecas simples, el agua es suficiente.</li>
	<li>Configure el núcleo, el revestimiento y las bombas de jeringa de fluido de vainguillas para que se infunden a 1, 30 y 120 μl/min, respectivamente. Asegúrese de que los diámetros respectivos de la jeringa se hayan introducido correctamente en las bombas de la jeringuilla.</li>
	<li>Monte las jeringas en sus bombas de jeringa correspondientes y conéctelas al dispositivo de flujo de la vaina con un tubo Tygon protector UV.</li>
	<li>Inicie el fluido de la vatina para preparar el dispositivo de flujo de la vatina y eliminar el aire del sistema. Inspeccione visualmente el microcanal, asegurándose de que no queden burbujas de aire en el microcanal antes de pasar al siguiente paso. Preste especial atención a las rayas. Un microscopio de disección se puede utilizar para ayudar en la inspección de microcanales. Si hay burbujas de aire presentes, agita el dispositivo girando y/o tocando suavemente mientras está bajo flujo para eliminar las burbujas de aire del dispositivo.</li>
	<li>Inicie el fluido de revestimiento, permitiendo también que el flujo se estabilice. Asegúrese de que no queden burbujas de aire en el microcanal antes de pasar al siguiente paso. Preste especial atención a las ranuras de conformación. Si existen burbujas de aire, agita el dispositivo mientras está bajo flujo para eliminar las burbujas de aire del dispositivo.</li>
	<li>Finalmente, inicie el fluido central; de nuevo, asegúrese de que las burbujas no estén presentes en el sistema.</li>
	<li>Encienda la fuente UV y observe el baño de recolección para la producción continua de la microfibra hueca(Figura 4A)a medida que se expulsa con el fluido de la vainada. Recupere la fibra del baño de recolección utilizando una espátula modificada o un bucle inoculante, y permita que la fibra continua se recoja en un carrete motorizado (Figura 3).</li>
</ol>

<ol>
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Las patentes enumeradas en las referencias están disponibles para licencia del Departamento de la Marina (<a href="http://www.nrl.navy.mil/doing-business/tech-transfer/">http://www.nrl.navy.mil/doing-business/tech-transfer/</a>).

La fabricación de fibras poliméricas utilizando el enfoque de flujo de vainia tiene múltiples ventajas en comparación con otras técnicas de fabricación de fibras. Una de esas ventajas es la capacidad de fabricar fibras utilizando varias combinaciones de reactivos. Aunque una combinación específica del tiol-yne fuera presentada aquí, varias otras combinaciones de la química del tecleo del tiol (tiol-ene incluyendo) trabajan igualmente bien. Se puede emplear una amplia variedad de otras combinaciones para producir fibras siempre y cuando la solución de la vainta sea miscible con el material del núcleo a polimerizar. Las inclusiones como nanofibras, partículas y células también son posibles siempre que se tengan en cuenta las contribuciones de estos aditivos a la viscosidad de la solución de prepolímero.
La química del clic del tiol es un subconjunto de la familia de la química del tecleo en la cual un complejo con un grupo del tiol se puede unir covalente a un complejo con un grupo funcional del alqueno (doble enlace) o del alkyne (enlace triple) por la fotopolimerización de la luz ULTRAVIOLETA. Las reacciones que involucran alqueos se denominan reacciones tiol-ene, y las reacciones que involucran alquines se denominan reacciones tiol-yne. Un enlace pi (de un alqueno o alquino) se unirá a un grupo tiol tras la irradiación de la luz UV. El proceso encaja bien dentro de la familia de reacciones click y se ha utilizado eficazmente en nuestro canal microfluídico para producir fibras de varias formas(por ejemplo, redondas, en forma de cinta, doble anclaje) a partir de numerosos componentes iniciales de tiol click.
Una ventaja específica del método descrito aquí en comparación con la mayoría de los otros procesos similares es la capacidad de controlar tanto la forma como el tamaño de las fibras producidas (Figuras 4A-H). Al diseñar un canal para que tenga rayas, chevrones o espigas, la fibra producida tendrá una forma de sección transversal diferente. En general, las rayas son útiles para producir formas redondas o para la introducción de corrientes de vaeda adicionales para rodear completamente las corrientes con forma anterior y alejarlas de las paredes del canal antes de la polimerización. Los chevrones reducen la dimensión vertical en el centro de la corriente formada, manteniendo la simetría horizontal. Las espinas de arenque reducen la dimensión vertical de un lado de la corriente en forma, produciendo asimetría. Estas herramientas de modelado se pueden mezclar en innumerables combinaciones. El número de características equivalentes(es decir, 7 chevrones frente a 10 chevrones) también se puede utilizar para producir fibras con diferentes perfiles transversales.
Además de la capacidad de controlar la forma de la fibra, la metodología de fabricación de fibras presentada también permite controlar el tamaño de las fibras fabricadas, incluso utilizando un conjunto de flujo de una sola vainca(por ejemplo, figura 1). El ajuste de la relación vagía:caudal del núcleo es un medio de fabricar fibras con diferentes áreas transversales. También es posible controlar el tamaño de la fibra ajustando el diseño del canal para tener etapas de ensancamiento adicionales. Ya sea que la conformación se produzca en una o más etapas, se puede usar una etapa final simple para reducir el tamaño del núcleo sin cambiar la forma.
La facilidad con la que se pueden utilizar multitud de combinaciones de reactivos para producir fibras de diversas formas y tamaños utilizando este diseño de canal microfluídico resultará útil en una amplia gama de aplicaciones, desde la ingeniería de tejidos hasta las comunicaciones ópticas y los textiles inteligentes.

Los andamios de tejidos1,los materiales compuestos2,las comunicaciones ópticas3y los materiales híbridos conductores4 son áreas de investigación que utilizan fibras poliméricas especializadas. Los métodos convencionales para la fabricación de fibras incluyen extrusión de fusión, hilado, dibujo, fundición y electrospinning. La mayoría de las fibras poliméricas producidas por estos métodos exhiben secciones transversales redondas engendradas por la tensión superficial entre el polímero y el aire durante la fabricación. Sin embargo, las fibras con secciones transversales no redondeadas pueden mejorar las propiedades mecánicas de los materiales compuestos5,6,aumentar las relaciones superficie-área-volumen, controlar la humectación o el wicking7,y ser utilizadas como guías de onda8 o polarizadores9.
La producción de fibras poliméricas especializadas por sistemas microfluídicos que emplean una corriente (flujo de vainas) para rodear y dar forma a otra corriente (flujo de núcleo) son atractivas debido a las condiciones suaves y la capacidad de producción continua de fibras altamente reproducibles. Los experimentos iniciales produjeron fibras redondas con tamaños que dependían de las tasas de flujo relativas de los fluidos del prepolímero y la silla10-12. El descubrimiento de que las ranuras en la parte superior e inferior del canal microfluídico podían desviar la vainta para producir una forma predeterminada para la corriente central13,14 condujo a la tecnología para generar formas de fibra máscomplejas 10-12,15-17.
Los investigadores de NRL han demostrado las siguientes características técnicas críticas13-21:
<ol><li>Se puede utilizar una variedad de características de conformación para dirigir el fluido de la vainas para dar forma a la corriente central: las ranuras o crestas se pueden configurar como rayas, chevrones o espinas de arenque.</li>
	<li>Una caja de herramientas de estas características se puede asignar al resultado de flujo deseado.</li>
	<li>Los microcanales se pueden crear utilizando técnicas de litografía, moldeo, fresado o impresión. Los materiales del sustrato no deben disolverse ni erosionarse en las soluciones de prepolímeros o vaina, y para las polimerizaciones foto iniciadas, las capas externas deben ser transparentes a la luz ultravioleta.</li>
	<li>La forma creada por un único conjunto de entidades de modelado se puede modificar cambiando las velocidades de flujo a través del canal. Las simulaciones multifísicas COMSOL del flujo de fluidos en los microcanales son capaces de predecir las formas resultantes de fluidos y fibras.</li>
	<li>Hacer coincidir la viscosidad y la fase (hidrofilicidad) de la vaina y los fluidos del núcleo es fundamental para evitar la inestabilidad de tipo pandeo, derivada de la variación en la tensión de cizallamiento a través de la interfaz del fluido. Si hay una gran viscosidad o discordancia de fase, puede ocurrir pandeo viscoso, posiblemente deformando la forma final de la fibra o incluso obstruyendo el microcanal.</li>
	<li>Las fibras se pueden formar por fundición o polimerización, pero la polimerización proporciona más control sobre la forma.</li>
	<li>La polimerización (solidificación del fluido central) debe ocurrir antes de salir del microcanal. Sin embargo, una polimerización más lenta dentro del canal puede causar un aumento en la viscosidad, afectando la forma de la fibra o incluso obstruyendo el canal. El tiempo y la ubicación de los eventos de polimerización deben controlarse cuidadosamente.</li>
	<li>Debido a su cinética de reacción rápida, las polimerizaciones de radicales libres fotoinducidos, especialmente las químicas de clic basadas en tiol, son particularmente adecuadas para la producción de fibras.</li>
	<li>Las tasas de flujo relativas se pueden cambiar durante la fabricación para crear diámetros de fibra no uniforme.</li>
	<li>Se pueden integrar varios grupos de entidades de modelado en un solo canal por las siguientes razones:<ol type="a">
<li>Para separar las funciones de modelado y tamaño</li>
		<li>Para crear fibras multicapa o huecas</li>
		<li>Para producir múltiples fibras a partir de un solo canal microfluídico</li>
	</ol>
</li>
	<li>Los mesógenos de cristal líquido incorporados en el polímero a concentraciones muy bajas exhiben birrefringencia bajo luz polarizada, lo que sugiere que las moléculas de polímero se pueden alinear a lo largo del eje de las fibras.</li>
	<li>Las células pueden ser incorporadas en prepolímeros de hidrogel biocompatibles y sobrevivir al proceso de fabricación con alta viabilidad22.</li>
</ol>Al fabricar fibras poliméricas utilizando el enfoque hidrodinámico por una corriente de vainas para dar forma a una corriente de prepolímero, la selección de materiales poliméricos es un primer paso práctico. Los polímeros apropiados, las químicas iniciadora correspondientes y los fluidos de vainas deben identificarse dentro de las siguientes directrices:
<ol><li>Los fluidos poliméricos y de la leca son miscibles y tienen una viscosidad similar. Por ejemplo, una solución acuosa de monómero podría utilizar agua como un fluido de la maza viable, pero no podría emplear hexano como el fluido de la maza.</li>
	<li>El mecanismo de polimerización debe tener una cinética de velocidad lo suficientemente rápida como para solidificar el fluido central después de la conformación e inmediatamente antes de que la fibra salga del canal.</li>
</ol>Una vez seleccionados los materiales, se debe diseñar un microcanal para generar la forma y el tamaño de fibra deseados. Para determinar las características de conformación requeridas (rayas, espigas, chevrones), se puede utilizar el software de dinámica de fluidos computacional para predecir los patrones de flujo de fluidos. Las características de conformación transportan el fluido de la red alrededor del fluido central. En general, las rayas mueven el fluido de la va banda a través de la parte superior e inferior del canal de un lado al otro, mientras que las espinas de arenque y los chevrones mueven el fluido lejos de los lados hacia la parte superior y / o inferior del canal y luego hacia el centro del canal directamente debajo del punto de la estructura. El número de surcos repetitivos en la parte superior e inferior del canal afecta el grado al que se dirige el fluido de la vatina. La relación de caudales del núcleo y el fluido de la cosedra también median el efecto. Las simulaciones que utilizan el software COMSOL Multiphysics han demostrado ser confiables en la evaluación de las interacciones de las características de modelado y las relaciones de velocidad de flujo para predecir la forma de la sección transversal. Estas simulaciones también proporcionan información útil sobre la difusión de solutos entre el núcleo y la cosella con el tamaño del canal, la viscosidad y las tasas de flujo propuestas.
Si se desea una forma compleja, como el "doble anclaje" descrito en Boyd et al. 23, es útil separar las funciones de modelado y dimensionamiento. Se puede crear una forma compleja con un conjunto de características y luego se puede usar una estructura de ranura única estratégicamente colocada en la entrada de una segunda corriente de encuado para disminuir el área de sección transversal de la corriente polimerizable sin alterar significativamente su forma.
Otro ejemplo de diseño de microcanales complejos puede generar fibras multicapa. En este diseño, se introducen conjuntos secuenciales de características de conformación y fluidos de revestimiento adicionales. Estos flujos concéntricos se pueden solidificar en fibras sólidas de revestimiento de núcleo o tubos huecos. Un ejemplo de este dispositivo se presentará a continuación.
Una vez elegido el diseño del dispositivo microfluídico, puede comenzar el proceso de fabricación de microcanales. Las herramientas de fabricación que se pueden utilizar incluyen litografía suave, fresado CNC, relieve en caliente e impresión 3D. Independientemente de las herramientas utilizadas, es importante darse cuenta de que las características introducidas accidentalmente en la pared del canal microfluídico también dirigirán el flujo de la vainera y pueden resultar en desviaciones altamente reproducibles en la forma de la sección transversal de todas las fibras hechas con ese dispositivo. Los materiales de sustrato microcanal también deben seleccionarse cuidadosamente para que sean físicamente robustos, químicamente inertes y resistentes al daño por los rayos UV. Por ejemplo, el polidimetilsiloxano (PDMS) se puede funder fácilmente, proporciona sellos similares a juntas y es transparente a los rayos UV; PDMS es útil para la parte superior transparente del canal, pero no los lados y la parte inferior del canal, que necesitan más rigidez.
En última instancia, al introducir los fluidos de núcleo y vaina seleccionados correctamente a las tasas de flujo predichas por las simulaciones de dinámica de fluidos, las características de conformación generarán el perfil de fluido apropiado y la lámpara de curado UV aguas abajo solidificará las fibras de polímero diseñadas. La extrusión continua de las fibras polimerizadas del canal puede proporcionar fibras reproducibles en longitudes limitadas solo por el volumen de los depósitos de fluido.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="685">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">Pentaerythritol tetrakis 3-mercaptopropionate</td>
			<td style="width:99px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">381462</td>
			<td style="width:251px;">See references</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:197px;">1.7-Octadiyne</td>
			<td style="width:99px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">161292</td>
			<td style="width:251px;">See references</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">2,2-Dimethoxy-2-phenylacetophenone</td>
			<td style="width:99px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">196118</td>
			<td style="width:251px;">See references</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:197px;">Polyethylene glycol 400</td>
			<td style="width:99px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">202398</td>
			<td style="width:251px;">Polyethylene glycol 200 or 600, dextrose, or glycerol may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">Sylgard 184&#160;</td>
			<td style="width:99px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:139px;">761036</td>
			<td style="width:251px;">QSIL 216, OptiTec 7020, or GS RTV 615 may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td colspan="2" height="22" style="height:22px;">Table of Specific Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:197px;">Equipment</td>
			<td style="width:99px;">Company</td>
			<td style="width:139px;">Catalogue number</td>
			<td style="width:251px;">Comments</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">MiniMill</td>
			<td style="width:99px;">Haas</td>
			<td style="width:139px;">MINIMILL</td>
			<td style="width:251px;">Any NC code interpreting 2.5 axis (or higher) mill may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:197px;">Syringe pumps (3)</td>
			<td style="width:99px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:139px;">702212</td>
			<td style="width:251px;">Syringe pumps that can be programmed to deliver the desired volume flow rates may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">Tygon tubing (3 m)</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">14-169-13A</td>
			<td style="width:251px;">NA</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">PEEK tubing</td>
			<td style="width:99px;">Upchurch Scientific</td>
			<td style="width:139px;">1435</td>
			<td style="width:251px;">NA</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">HPLC fittings</td>
			<td style="width:99px;">Upchurch Scientific</td>
			<td style="width:139px;">1457</td>
			<td style="width:251px;">NA</td>
		</tr>
		<tr height="67">
			<td height="67" style="height:67px;width:197px;">BlueWave 200 UV lamp with stand and light guides</td>
			<td style="width:99px;">Dymax</td>
			<td style="width:139px;">38905; 38477; 39700</td>
			<td style="width:251px;">Any guided UV source that delivers 300-450 nm, &#62;200 mW/cm2 may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:197px;">500 ml beaker</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">FB-100-600</td>
			<td style="width:251px;">Any vessel of approximately the same size and shape may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:197px;">Ring stand</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">S47807</td>
			<td style="width:251px;">Any ring stand capable of mounting a clamped sheath flow apparatus above the level of the syringe pumps may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:197px;">Ring stand clamp holder (2)</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">S02625</td>
			<td style="width:251px;">Any ring stand clamp holder capable of holding the clamps may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:197px;">Ring stand clamps (2)</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">02-216-352</td>
			<td style="width:251px;">Any ring stand clamp capable of holding the clamped sheath flow apparatus and light guides may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:197px;">1, 5, and 60 ml Syringes</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">14-823-16H; 14-823-16D; 14-820-11</td>
			<td style="width:251px;">Any syringe with known inner diameter and sufficient volume may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">Poly(methylmethacrylate) (3.2 mm)</td>
			<td style="width:99px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:139px;">8560K239</td>
			<td style="width:251px;">Polycarbonate and cyclic olefin copolymer may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">Polyether ether ketone (3.2 mm)</td>
			<td style="width:99px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:139px;">8504K25</td>
			<td style="width:251px;">Solvent resistant machinable materials may be substituted</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:197px;">Aluminum (3.2, 9.5 mm)</td>
			<td style="width:99px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:139px;">1651T41; 9246K23</td>
			<td style="width:251px;">Substitute other materials as needed</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

microfluidic fabrication of polymeric and biohybrid fibers with predesigned size and shape

Un fluido de "vainas" que pasa a través de un canal microfluídico en el número bajo de Reynolds puede dirigirse alrededor de otra corriente "central" y usarse para dictar la forma, así como el diámetro de una corriente central. Las ranuras en la parte superior e inferior de un canal microfluídico se diseñaron para dirigir el fluido de la vainada y dar forma al fluido central. Al igualar la viscosidad y la hidrofilicidad de la vaina y los fluidos centrales, los efectos interfaciales se minimizan y se pueden formar formas complejas de fluidos. El control de las tasas de flujo relativas de la cose y los fluidos del núcleo determina el área transversal del fluido del núcleo. Las fibras se han producido con tamaños que van desde 300 nm a ~ 1 mm, y las secciones transversales de fibra pueden ser redondas, planas, cuadradas o complejas como en el caso de las fibras de doble anclaje. La polimerización del fluido central aguas abajo de la región de conformación solidifica las fibras. Las químicas de clic foto iniciadas son adecuadas para la polimerización rápida del fluido central por irradiación con luz ultravioleta. Las fibras con una amplia variedad de formas se han producido a partir de una lista de polímeros que incluyen cristales líquidos, poli (metilmetacrilato), resinas de tiol-ene y tiol-yne, polietilenglicol y derivados del hidrogel. La cizalladura mínima durante el proceso de conformación y las condiciones de polimerización suaves también hacen que el proceso de fabricación sea adecuado para la encapsulación de células y otros componentes biológicos.

Se utilizó un diseño simple de 2 etapas, utilizando ranuras de conformación y tres entradas de solución, para crear fibras huecas (Figura 1). Se utilizaron simulaciones COMSOL para determinar las relaciones de caudal adecuadas para obtener el tamaño de sección transversal deseado(Figura 1,Vídeo ESI). Una combinación de fresado y moldeo produjo los componentes para el conjunto de flujo de vainta para fabricar las fibras (Figura 2). El montaje completo incluyó el dispositivo de flujo de vainguilla, el láser UV acoplado a fibra óptica, tres bombas de jeringa, un baño de recolección (beaker) y un carrete de recolección de fibra(Figura 3).
La polimerización del material de revestimiento fue iniciada por la fuente de luz UV, y las fibras huecas fueron extruidas del microcanal en el baño de la colección. La fibra se formó y se recogió continuamente hasta que se apagó la luz UV. La producción de fibras continuó durante minutos y generó una sola fibra de más de un metro de longitud. Las fibras fabricadas en estas condiciones tenían aproximadamente 200 μm de diámetro. La estructura de las fibras fue visualizada usando microscopia óptica y electrónica. Las fibras tenían una forma ovalada con un núcleo hueco. Se utilizó la acción capilar para introducir líquido y burbujas en el interior de la fibra y se confirmó que la estructura hueca era continua a lo largo de la fibra(Figura 4A).
<img alt="Figure 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50958/50958fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50958/50958fig1.jpg"> Figura 1. Diseño de dispositivos de flujo de la pestaña y datos COMSOL. El dispositivo de fabricación de dos secciones con ranuras rectas se seleccionó para producir una fibra hueca (girada alrededor del eje x 45 °). Las simulaciones COMSOL de la izquierda demuestran cómo las relaciones de flujo núcleo:revestimiento:vaina (números por debajo de cada simulación) afectan el tamaño final de las fibras huecas. La sección transversal del microcanal es de 1 mm x 0,75 mm, y las rayas son de 0,38 mm de ancho y 250 μm de profundidad. Las rayas están en un ∠45° en relación con el canal.
<img alt="Figure 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50958/50958fig2highres.jpg" width="500"> Figura 2. Vista explotada del conjunto de flujo de la vatina. De arriba a abajo,(A)mandril de entrada,(B)placa de sujeción,(C)cubierta de microcanal,(D)base de microcanal,(E)placa de sujeción. Los componentes están fabricados de aluminio, aluminio, COC (o PDMS), COC (o PEEK) y aluminio, respectivamente. Los agujeros espaciados regularmente acomodan tornillos de montaje.
<img alt="Figure 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50958/50958fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50958/50958fig3.jpg"> Figura 3. Foto de maquetación y visión general esquemática. La configuración incluye el ensamblaje del flujo de la vainguilla asegurado verticalmente sobre el beaker que contiene el baño de agua, el laser de fibra óptica para la fotopolimerización, tres bombas de la jeringuilla, y el husillo para recoger las fibras del polímero. El recuadro muestra el montaje de fabricación con iluminación UV. (A)Varilla y entradas de núcleo,(B)canal microfluídico,(C)luz UV,(D)reservorio de recolección,(E)fibra polimerizada que se está recolectando.
<img alt="Figure 4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50958/50958fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50958/50958fig4.jpg"> Figura 4. Imágenes ópticas y de micrografía electrónica de barrido de fibras realizadas con enfoque hidrodinámico. Las fibras se han fabricado en las siguientes formas utilizando el enfoque hidrodinámico:(A)Tubos huecos,(B)Cintas rectangulares,(C)Cintas elásticas delgadas,(D)Triángulos,(E)Frijoles,(F)Cadena de perlas,(G)Fibra redonda con nanofibra de carbono incrustada, y(H)Doble anclaje en forma. Las fibras están hechas de diversos materiales, incluyendo acrilatos, metacrilatos y tiol-enes.
 <a href="/files/ftp_upload/50958/ESI_Video.mp4" target="_blank">Vídeo ESI.</a> Parcela de rebanada producida en COMSOL Multiphysics que representa la mitad del microcanal con fluidos de núcleo, revestimiento y revestimiento que entran en el dispositivo y atraviesan las ranuras de rayas diagonales que alteran el flujo de dos etapas. Las tasas de flujo del núcleo, el revestimiento y la asa de la red simuladas son de 1, 28 y 256 μl/min, respectivamente. El video representa ~ 6 segundos en tiempo real, ralentizado 6 veces para fines ilustrativos.

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Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape

Dos fluidos adyacentes que pasan a través de un canal microfluídico ranurado pueden ser dirigidos para formar una vainta alrededor de un núcleo de prepolímero; determinando así tanto la forma como la sección transversal. La polimerización fotoiniciada, como la química de tiol click, es muy adecuada para solidificar rápidamente el fluido central en una microfibra con tamaño y forma predeterminados.

Fabricación Microfluídica De Fibras Poliméricas Y Biohíbridas Con Tamaño y Forma Prediseñados

A &#8220;sheath&#8221; fluid passing through a microfluidic channel at low Reynolds number can be directed around another &#8220;core&#8221; stream and ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.4K vistas.  US Naval Research Laboratory. Dos fluidos adyacentes que pasan a través de un canal microfluídico ranurado pueden ser dirigidos para formar una vainta alrededor de un núcleo de prepolímero; determinando así tanto la forma como la sección transversal. La polimerización fotoiniciada, como la química de tiol click, es muy adecuada para solidificar rápidamente el fluido central en una microfibra con tamaño y forma predeterminados.

Video: Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape

Microfluidic Chip Fabrication and Method to Detect Influenza

Fast and effective diagnostics play an important role in controlling infectious disease by enabling effective patient management and treatment. Here, we present an integrated microfluidic thermoplastic chip with the ability to amplify influenza A virus in patient nasopharyngeal (NP) swabs and aspirates. Upon loading the patient sample, the microfluidic device sequentially carries out on-chip cell lysis, RNA purification and concentration steps within the solid phase extraction (SPE), reverse transcription (RT) and polymerase chain reaction (PCR) in RT-PCR chambers, respectively. End-point detection is performed using an off-chip Bioanalyzer (Agilent Technologies, Santa Clara, CA). For peripherals, we used a single syringe pump to drive reagent and samples, while two thin film heaters were used as the heat sources for the RT and PCR chambers. The chip is designed to be single layer and suitable for high throughput manufacturing to reduce the fabrication time and cost. The microfluidic chip provides a platform to analyze a wide variety of virus and bacteria, limited only by changes in reagent design needed to detect new pathogens of interest.

An integrated microfluidic thermoplastic chip has been developed for use as a molecular diagnostic. The chip performs nucleic acid extraction, reverse transcriptase, and PCR. Methods for fabricating and running the chip are described.

Fabricación de chips de microfluidos y método para detectar la influenza

Fast  and effective diagnostics play an important role in controlling infectious  disease by enabling effective patient management and treatment. Here, we ...

Investigación

Bioingeniería

Microfluidic Picoliter Bioreactor for Microbial Single-cell Analysis: Fabrication, System Setup, and Operation

In this protocol the fabrication, experimental setup and basic operation of the recently introduced microfluidic picoliter bioreactor (PLBR) is described in detail. The PLBR can be utilized for the analysis of single bacteria and microcolonies to investigate biotechnological and microbiological related questions concerning, e.g.&#160;cell growth, morphology, stress response, and metabolite or protein production on single-cell level. The device features continuous media flow enabling constant environmental conditions for perturbation studies, but in addition allows fast medium changes as well as oscillating conditions to mimic any desired environmental situation. To fabricate the single use devices, a silicon wafer containing sub micrometer sized SU-8 structures served as the replication mold for rapid polydimethylsiloxane casting. Chips were cut, assembled, connected, and set up onto a high resolution and fully automated microscope suited for time-lapse imaging, a powerful tool for spatio-temporal cell analysis. Here, the biotechnological platform organism Corynebacterium glutamicum&#160;was seeded into the PLBR and cell growth and intracellular fluorescence were followed over several hours unraveling time dependent population heterogeneity on single-cell level, not possible with conventional analysis methods such as flow cytometry. Besides insights into device fabrication, furthermore, the preparation of the preculture, loading, trapping of bacteria, and the PLBR cultivation of single cells and colonies is demonstrated. These devices will add a new dimension in microbiological research to analyze time dependent phenomena of single bacteria under tight environmental control. Due to the simple and relatively short fabrication process the technology can be easily adapted at any microfluidics lab and simply tailored towards specific needs.

In this protocol the fabrication, setup and basic operation of a microfluidic picoliter bioreactor (PLBR) for single-cell analysis of prokaryotic microorganisms is introduced. Industrially relevant microorganisms were analyzed as proof of principle allowing insights into growth rate, morphology, and phenotypic heterogeneity over certain time periods, hardly possible with conventional methods.

In this protocol the fabrication, experimental setup and basic operation of the recently introduced microfluidic picoliter bioreactor (PLBR) is described ...

Polymeric Microneedle Array Fabrication by Photolithography

This manuscript describes the fabrication of polymeric microneedle (MN) arrays by photolithography. It involves a simple mold-free process by using a photomask consisting of embedded micro-lenses. Embedded micro-lenses were found to influence MN geometry (sharpness). Robust MN arrays with tip diameters ranging between 41.5 &#181;m &#177; 8.4 &#181;m and 71.6 &#181;m &#177; 13.7 &#181;m, with two different lengths (1,336 &#181;m &#177; 193 &#181;m and 957 &#181;m &#177; 171 &#181;m) were fabricated. These MN arrays may provide potential applications in delivery of low molecular and macromolecular therapeutic agents through skin.

Here, we present a protocol describing a mold-free fabrication process of the polymeric microneedles by photolithography.

Fabrication polimérico matriz de microagujas por fotolitografía

This manuscript describes the fabrication of polymeric microneedle (MN) arrays by photolithography. It involves a simple mold-free process by using a ...

Fabrication of a Bioactive, PCL-based "Self-fitting" Shape Memory Polymer Scaffold

Tissue engineering has been explored as an alternative strategy for the treatment of critical-sized cranio-maxillofacial (CMF) bone defects. Essential to the success of this approach is a scaffold that is able to conformally fit within an irregular defect while also having the requisite biodegradability, pore interconnectivity and bioactivity. By nature of their shape recovery and fixity properties, shape memory polymer (SMP) scaffolds could achieve defect &#8220;self-fitting.&#8221; In this way, following exposure to warm saline (~60 &#186;C), the SMP scaffold would become malleable, permitting it to be hand-pressed into an irregular defect. Subsequent cooling (~37 &#186;C) would return the scaffold to its relatively rigid state within the defect. To meet these requirements, this protocol describes the preparation of SMP scaffolds prepared via the photochemical cure of biodegradable polycaprolactone diacrylate (PCL-DA) using a solvent-casting particulate-leaching (SCPL) method. A fused salt template is utilized to achieve pore interconnectivity. To realize bioactivity, a polydopamine coating is applied to the surface of the scaffold pore walls. Characterization of self-fitting and shape memory behaviors, pore interconnectivity and in vitro bioactivity are also described.

Fabrication of a Bioactive, PCL-based &quot;Self-fitting&quot; Shape Memory Polymer Scaffold

Scaffolds capable of fitting within cranio-maxillofacial (CMF) bone defects while exhibiting osteoconductivity and bioactivity are of interest. This protocol describes the preparation of a shape memory scaffold based on polycaprolactone diacrylate (PCL-DA) using a solvent-casting particulate-leaching (SCPL) method employing a fused salt template and application of a bioactive polydopamine coating.

La fabricación de una memoria de forma &quot;Auto-ajuste&quot; basado en PCL Bioactivos, Polymer Andamios

Tissue engineering has been explored as an alternative strategy for the treatment of critical-sized cranio-maxillofacial (CMF) bone defects. Essential to ...

A Microfluidic Platform for Precision Small-volume Sample Processing and Its Use to Size Separate Biological Particles with an Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. However, to achieve robust sample manipulation it is necessary to address device integration with the macroscale environment. To realize repeatable, sensitive particle separation with microfluidic devices, this protocol presents a complete automated and integrated microfluidic platform that enables precise processing of 0.15&#8211;1.5 ml samples using microfluidic devices. Important aspects of this system include modular device layout and robust fixtures resulting in reliable and flexible world to chip connections, and fully-automated fluid handling which accomplishes closed-loop sample collection, system cleaning and priming steps to ensure repeatable operation. Different microfluidic devices can be used interchangeably with this architecture. Here we incorporate an acoustofluidic device, detail its characterization, performance optimization, and demonstrate its use for size-separation of biological samples. By using real-time feedback during separation experiments, sample collection is optimized to conserve and concentrate sample. Although requiring the integration of multiple pieces of equipment, advantages of this architecture include the ability to process unknown samples with no additional system optimization, ease of device replacement, and precise, robust sample processing.

This protocol describes a system architecture for performing automated small volume (0.15&#8211;1.5 ml) particle separations using a microfluidic device, and discusses methods to optimize acoustofluidic device performance and operation.

Una plataforma de microfluidos para el procesamiento de precisión de pequeño volumen de la muestra y su uso para Tamaño partículas biológicas separadas con un Microdevice acústica

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. ...

Image-guided, Laser-based Fabrication of Vascular-derived Microfluidic Networks

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic networks embedded in PEGDA hydrogels. Here, we describe the creation of virtual masks that allow for image-guided laser control; the photopolymerization of a micromolded PEGDA hydrogel, suitable for microfluidic network fabrication and pressure head-driven flow; the setup and use of a commercially available laser scanning confocal microscope paired with a femtosecond pulsed Ti:S laser to induce hydrogel degradation; and the imaging of fabricated microfluidic networks using fluorescent species and confocal microscopy. Much of the protocol is focused on the proper setup and implementation of the microscope software and microscope macro, as these are crucial steps in using a commercial microscope for microfluidic fabrication purposes that contain a number of intricacies. The image-guided component of this technique allows for the implementation of 3D image stacks or user-generated 3D models, thereby allowing for creative microfluidic design and for the fabrication of complex microfluidic systems of virtually any configuration. With an expected impact in tissue engineering, the methods outlined in this protocol could aid in the fabrication of advanced biomimetic microtissue constructs for organ- and human-on-a-chip devices. By mimicking the complex architecture, tortuosity, size, and density of in vivo vasculature, essential biological transport processes can be replicated in these constructs, leading to more accurate in vitro modeling of drug pharmacokinetics and disease.

This protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation to fabricate vascular-derived, biomimetic microfluidic networks embedded in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) hydrogels. These biomimetic microfluidic systems may be useful for tissue engineering applications, generation of in vitro disease models, and fabrication of advanced "on-a-chip" devices.

Guiada por imagen, fabricación basada en láser de Redes de microfluidos derivados-vascular

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic ...

Fabrication of Three-dimensional Paper-based Microfluidic Devices for Immunoassays

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and directed within a layer of paper. Moreover, stacking multiple layers of patterned paper creates sophisticated three-dimensional microfluidic networks that can support the development of analytical and bioanalytical assays. Paper-based microfluidic devices are inexpensive, portable, easy to use, and require no external equipment to operate. As a result, they hold great promise as a platform for point-of-care diagnostics. In order to properly evaluate the utility and analytical performance of paper-based devices, suitable methods must be developed to ensure their manufacture is reproducible and at a scale that is appropriate for laboratory settings. In this manuscript, a method to fabricate a general device architecture that can be used for paper-based immunoassays is described. We use a form of additive manufacturing (multi-layer lamination) to prepare devices that comprise multiple layers of patterned paper and patterned adhesive. In addition to demonstrating the proper use of these three-dimensional paper-based microfluidic devices with an immunoassay for human chorionic gonadotropin (hCG), errors in the manufacturing process that may result in device failures are discussed. We expect this approach to manufacturing paper-based devices will find broad utility in the development of analytical applications designed specifically for limited-resource settings.

We detail a method to fabricate three-dimensional paper-based microfluidic devices for use in the development of immunoassays. Our approach to device assembly is a type of multilayer, additive manufacturing. We demonstrate a sandwich immunoassay to provide representative results for these types of paper-based devices.

La fabricación de dispositivos de microfluidos basados ​​en papel tridimensional para inmunoensayos

Paper wicks fluids autonomously due to capillary action. By patterning paper with hydrophobic barriers, the transport of fluids can be controlled and ...

Dry Film Photoresist-based Electrochemical Microfluidic Biosensor Platform: Device Fabrication, On-chip Assay Preparation, and System Operation

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An easy-to-use and low-cost sensor platform is highly desired to measure various types of analytes (e.g., biomarkers, hormones, and drugs) quantitatively and specifically. For this reason, dry film photoresist technology - enabling cheap, facile, and high-throughput fabrication - was used to manufacture the microfluidic biosensor presented here. Depending on the bioassay used afterwards, the versatile platform is capable of detecting various types of biomolecules. For the fabrication of the device, platinum electrodes are structured on a flexible polyimide (PI) foil in the only clean-room process step. The PI foil serves as a substrate for the electrodes, which are insulated with an epoxy-based photoresist. The microfluidic channel is subsequently generated by the development and lamination of dry film photoresist (DFR) foils onto the PI wafer. By using a hydrophobic stopping barrier in the channel, the channel is separated into two specific areas: an immobilization section for the enzyme-linked assay and an electrochemical measurement cell for the amperometric signal readout.
The on-chip bioassay immobilization is performed by the adsorption of the biomolecules to the channel surface. The glucose oxidase enzyme is used as a transducer for electrochemical signal generation. In the presence of the substrate, glucose, hydrogen peroxide is produced, which is detected at the platinum working electrode. The stop-flow technique is applied to obtain signal amplification along with rapid detection. Different biomolecules can quantitatively be measured by means of the introduced microfluidic system, giving an indication of different types of diseases, or, in regard to therapeutic drug monitoring, facilitating a personalized therapy.

A microfluidic biosensor platform was designed and fabricated using low-cost dry film photoresist technology for the rapid and sensitive quantification of various analytes. This single-use system allows for the electrochemical readout of on-chip-immobilized enzyme-linked assays by means of the stop-flow technique.

Seca de la película basada en la fotoresistencia el Biosensor electroquímico de microfluidos plataforma: Fabricación de dispositivo, preparación del análisis de la en-viruta y el funcionamiento del sistema

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An ...

Scalable Fabrication of Stretchable, Dual Channel, Microfluidic Organ Chips

A significant number of lead compounds fail in the pharmaceutical pipeline because animal studies often fail to predict clinical responses in human patients. Human Organ-on-a-Chip (Organ Chip) microfluidic cell culture devices, which provide an experimental in vitro platform to assess efficacy, toxicity, and pharmacokinetic (PK) profiles in humans, may be better predictors of therapeutic efficacy and safety in the clinic compared to animal studies. These devices may be used to model the function of virtually any organ type and can be fluidically linked through common endothelium-lined microchannels to perform in vitro studies on human organ-level and whole body-level physiology without having to conduct experiments on people. These Organ Chips consist of two perfused microfluidic channels separated by a permeable elastomeric membrane with organ-specific parenchymal cells on one side and microvascular endothelium on the other, which can be cyclically stretched to provide organ-specific mechanical cues (e.g., breathing motions in lung). This protocol details the fabrication of flexible, dual channel, Organ Chips through casting of parts using 3D printed molds, enabling combination of multiple casting and post-processing steps. Porous poly (dimethyl siloxane) (PDMS) membranes are cast with micrometer sized through-holes using silicon pillar arrays under compression. Fabrication and assembly of Organ Chips involves equipment and steps that can be implemented outside of a traditional cleanroom. This protocol provides researchers with access to Organ Chip technology for in vitro organ- and body-level studies in drug discovery, safety and efficacy testing, as well as mechanistic studies of fundamental biological processes.

Here, we present a protocol that describes the fabrication of stretchable, dual channel, organ chip microfluidic cell culture devices for recapitulating organ-level functionality in vitro.

Fabricación escalable de elástico, doble canal, Chips microfluídicos órgano

A significant number of lead compounds fail in the pharmaceutical pipeline because animal studies often fail to predict clinical responses in human ...

A Microfluidic Platform for Stimulating Chondrocytes with Dynamic Compression

Mechanical stimuli are known to modulate biological functions of cells and tissues. Recent studies have suggested that compressive stress alters growth plate cartilage architecture and results in growth modulation of long bones of children. To determine the role of compressive stress in bone growth, we created a microfluidic device actuated by pneumatic pressure, to dynamically (or statically) compress growth plate chondrocytes embedded in alginate hydrogel cylinders. In this article, we describe detailed methods for fabricating and characterizing this device. The advantages of our protocol are: 1) Five different magnitudes of compressive stress can be generated on five technical replicates in a single platform, 2) It is easy to visualize cell morphology via a conventional light microscope, 3) Cells can be rapidly isolated from the device after compression to facilitate downstream assays, and 4) The platform can be applied to study mechanobiology of any cell type that can grow in hydrogels.

This article provides detailed methods for fabricating and characterizing a pneumatically actuating microfluidic device for chondrocyte compression.

Una plataforma microfluídica para estimular los condrocitos con compresión dinámica

Mechanical stimuli are known to modulate biological functions of cells and tissues. Recent studies have suggested that compressive stress alters growth ...