Este estudio fue apoyado por el Instituto Nacional sobre el Abuso de Drogas concede DA 006886 (MOW) y DA 032270 (DJB).

El mayor cuidado se debe tomar para mantener las condiciones de asepsia (como se describe en la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio 9), mientras que la preparación y la realización del procedimiento siguiente. El siguiente protocolo se encuentra en cumplimiento de la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio, y ha sido aprobado por el Cuidado de Animales y el empleo Comisión Institucional de la Universidad de Rutgers. Se estima que los procedimientos subsiguientes requerirán 3-6 horas para completar. La implantación de la matriz Microwire: <ol><li> Coloque los animales bajo anestesia utilizando 50 mg / kg de pentobarbital de sodio (IP) y administrar 10 mg / kg de nitrato de atropina de metilo (IP; glicopirrolato puede estar sustituido) y 0,25 mg de penicilina (300.000 U / ml IM) para mantener la función respiratoria y prevenir la infección , respectivamente. Nota: Con la longitud 06.03 horas de esta cirugía de implantación, pentobarbital de sodio se utiliza, ya que es rentable y limita la exposición humana aanestésicos (como podría ocurrir con el uso prolongado de los anestésicos de gas) sin dejar de ofrecer la anestesia de larga duración. La sustitución de otros anestésicos es aceptable. </li><li> Verifique que la anestesia ha hecho efecto mediante la prueba de presión de la cola antes de proceder. </li><li> Según sea necesario, dar alterna inyecciones de clorhidrato de ketamina (60 mg / kg ip) y pentobarbital sódico (5-10 mg / kg IP) para mantener la anestesia durante la cirugía. </li><li> Afeitar el cuero cabelludo con una hoja de bisturí # 22. </li><li> Desinfectar el cuero cabelludo rapado con povidona yodada. </li><li> Dar inyecciones subcutáneas de bupivacaína (~ 1 mg / kg SC, repartidas en 4 puntos de inyección) para anestesiar localmente el cuero cabelludo. Permitir 5-10 minutos para que el anestésico local para entrar en vigor. </li><li> Coloque un lubricante oftálmico sobre los ojos para mantener la humedad durante la anestesia. </li><li> Asegure el animal en las barras de oído y pinza nariz de un aparato estereotáxico. </li><li> Use puntos de referencia visuales (por ejemplo, una barra horizontal en la stermarco eotaxic) para nivelar aproximadamente la cabeza del animal. Este paso sólo es para aproximadamente a nivel del cráneo. </li><li> Hacer una incisión a lo largo de la línea media del cuero cabelludo usando un hoja de bisturí # 11 montado en un soporte de escalpelo. La incisión debe extenderse desde justo detrás de las orejas a la parte posterior del hueso nasal. </li><li> Usando una espátula de disección, desactive el cráneo de todo el tejido restante hasta que se hayan alcanzado los dos cantos laterales del cráneo y el cráneo cresta posterior. </li><li> Tire hacia atrás de la piel alrededor de la incisión utilizando una serie de pinzas hemostáticas (6x). </li><li> Limpie el cráneo de sangre y deje que se seque. Si se produce un sangrado restante, terminar el sangrado residual con una pequeña herramienta de cauterización. Asegurar que el cráneo se mantiene limpio y seco permite que el acrílico dental utilizado en las etapas posteriores para unirse al cráneo de forma permanente. </li><li> Marcar bregma y lambda (Figura 2D) mediante la interpolación de la intersección de las suturas del cráneo. Un micrófono de disecciónroscope es necesario marcar con exactitud estas posiciones. </li><li> Coloque un pequeño objeto puntiagudo (por ejemplo, un alfiler o broca dental) a un brazo estereotáxica y bajarla para determinar el dorsal / ventral (DV) de coordenadas de bregma y lambda. </li><li> Ajustar la pinza de nariz hasta que el DV coordenadas de bregma y lambda se encuentran dentro de 100 micras (0,1 mm) de cada otra. </li><li> Una vez estabilizado, registre la anterior / posterior (AP), medial / lateral (ML) y DV Coordenadas bregma junto con la posición de la pinza de nariz. Doble Vea las coordenadas de precisión, como el resto de la cirugía depende de la precisión de estas coordenadas. </li><li> Utilice las coordenadas medidas para calcular el ML y AP coordenadas de las cuatro esquinas de la &quot;ventana de cráneo&quot; en relación a bregma (es decir, la craneotomía, Figura 1). La ventana de cráneo es un rectángulo situado precisamente a través del cual pasará la matriz micro-hilo. </li><li> Utilice las coordenadas calculadas para marcar elventana cráneo coordina en el cráneo usando un accesorio estereotáxica en punta y la tinta de la pluma estilográfica. Para obtener marcas precisas, aplicar sólo una pequeña cantidad de tinta a la punta de la herramienta de marcado usando un aplicador de algodón. </li><li> Taladrar la ventana cráneo mediante la eliminación de la médula en una serie de pequeñas capas. <ol><li> Comience por la perforación de los marcados esquinas de la ventana donde se han colocado las marcas. </li><li> A continuación, conecte las esquinas y delinear la ventana. </li><li> Finalmente, limpiar el área dentro de la línea abajo a la profundidad de la duramadre. El orificio debe ser más ancha (es decir, biselado) por debajo de las capas superficiales del cráneo para asegurarse de que la ventana mantiene una anchura apropiada de arriba a abajo. </li></ol></li><li> Utilice microforceps para quitar cuidadosamente las virutas cualquier hueso restante, escombros, o duramadre dentro de la ventana de cráneo. Este paso es muy importante, ya que estos trozos de material pueden comprometer la integridad de la matriz durante el descenso. Una vez aprobado, se debe tener the ventana húmeda con solución salina bacteriostática para el resto de la cirugía. </li><li> Coloque las marcas en el cráneo durante 5 tornillos de cráneo y 1 cable de tierra (Figura 1). Estas posiciones pueden variar dependiendo de la región del cerebro específica. El headstage será más segura si un tornillo se coloca en cada uno de los 5 huesos del cráneo. Coloque los dos tornillos de cráneo y el cable de tierra en lugares que no interfieran con la colocación de matriz micro-hilo. </li><li> Perforar agujeros para los tornillos del cráneo y asegurar los tornillos en su lugar. Los tornillos deben reducirse hasta sólo 3-4 hilos están mostrando (o, si se utiliza tornillos que no sean los recomendados, lo suficientemente profundo como para atravesar el grosor del cráneo para promover la estabilidad matriz, pero no muy profundo con el fin de dañar la corteza). Limpie las roscas de los tornillos después de la colocación. </li><li> Haga un agujero para el cable de tierra. Baje el hilo lentamente (durante 1-2 minutos) a la toma DV objetivo coordinar y fijar el cable en su lugar usando el acrílico dental. </li><li> Añadir acrílico alrededor de las roscasde los tornillos del cráneo. Antes de que se seque el acrílico, eliminar el exceso de cemento que fluye lejos del cable de tierra o los tornillos del cráneo. Permita 15 minutos para el acrílico dental para secar / endurecen. </li><li> Fije el conjunto al brazo estereotáxica. Nivel la matriz y orientarla de modo que será en ángulo recto pasar a través de los límites de la ventana de cráneo. </li><li> Coloque la solución salina en la ventana del cráneo para que esté al nivel del cráneo. Baje la matriz hasta que se crea un hoyuelo en la solución salina. Esta cota se utiliza como nivel de cráneo para la matriz. Utilice este valor para calcular el DV última coordenada de la matriz. </li><li> Baje el conjunto lentamente hasta que alcanza su DV cota final. Parar cada 1 mm de bajada y esperar varios minutos con el fin de permitir que el tejido cerebral se recupere de formación de hoyuelos y para disolver la parte inferior del glicol de polietileno (PEG) en la matriz (PEG se utiliza para mantener temporalmente los cables en su conformación al tiempo que reduce , y se disuelve lentamente en solución salina). </li><li> Cuando la matriz es de 1 mmlejos de la meta, lo baja más lentamente hasta que se alcance el objetivo final. La reducción en 0,1 hasta 0,2 mm a la vez antes de permitir que el tejido para descansar por un período de 5 min se destina a preservar el tejido en el lugar de destino, así como las conexiones sinápticas proximales. Si el equipo está disponible, precisión descenso de la matriz puede ser asistido mediante un manipulador motorizado. </li><li> Disolver el resto PEG y utilizar acrílico dental para cimentar los microhilos en su lugar. Añadir múltiples capas de cemento para asegurar que los cables son seguras y luego permitir 15-20 minutos para que el cemento se endurece antes de continuar. Esto asegura que los cables no se empujaban de su colocación final. </li><li> Construir el resto de headstage del animal usando el acrílico dental. Utilice el acrílico para envolver los tornillos cráneo, cable de tierra, y un conector para los microhilos. Deje que el sombrero de acrílico se endurezca lo suficiente antes de continuar. </li><li> La sutura de la incisión del cuero cabelludo usando suturas absorbibles y administrar 2 ml of salina bacteriostática (sc) para restaurar la hidratación de la cirugía. </li><li> Retire el animal de los bares del oído y coloque el objeto en un lugar limpio. Observar el animal con frecuencia durante la recuperación post-operatoria hasta la termorregulación y la locomoción se han recuperado. Después de la recuperación de la anestesia, mover al animal en el alojamiento individual por el resto de la recuperación post-quirúrgica. </li><li> Ofrecer a los animales monitoreo postoperatorio diaria y el cuidado en los días posteriores al procedimiento. La recuperación de este procedimiento es óptimo cuando siete o más días son permitidos. </li><li> Ofrecer a los animales inyecciones de Carprofeno (5mg/kg) y enrofloxacina (5-10 mg / kg) o sus equivalentes durante la recuperación por el programa recomendado por el veterinario a cargo. </li></ol>

<ol>
	<li>Carter, M., Shieh, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrophysiology In: Guide to research techniques in neuroscience. , (2009).</li><li>Aston-Jones, G., Siggins, G. R., Kupfer, D., Bloom, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrophysiology. In: Psychopharmacology: The Fourth Generation of Progress. , (1995).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+roles+of+ventral+pallidum+subregions+during+cocaine+self-administration+behaviors.">Differential roles of ventral pallidum subregions during cocaine self-administration behaviors.</a> J. Comp. Neurol. 521 (3), 558-588 (2013).</li><li>Cardin, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissecting+local+circuits+in+vivo:+integrated+optogenetic+and+electrophysiology+approaches+for+exploring+inhibitory+regulation+of+cortical+activity.">Dissecting local circuits in vivo: integrated optogenetic and electrophysiology approaches for exploring inhibitory regulation of cortical activity.</a> (3-4), 106-103 (2012).</li><li>Ma, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amphetamine's+dose-dependent+effects+on+dorsolateral+striatum+sensorimotor+neuron+firing.">Amphetamine's dose-dependent effects on dorsolateral striatum sensorimotor neuron firing.</a> Behav. Brain Res. , (2013).</li><li>Ghitza, U. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistent+cue-evoked+activity+of+accumbens+neurons+after+prolonged+abstinence+from+self-administered+cocaine.">Persistent cue-evoked activity of accumbens neurons after prolonged abstinence from self-administered cocaine.</a> J. Neurosci. 23 (19), 7239-7245 (2003).</li><li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+activity+of+the+striatum+during+formation+of+a+motor+habit.">Changes in activity of the striatum during formation of a motor habit.</a> Eur. J. Neurosci. 25 (4), 1212-1227 (2007).</li><li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose+and+rate-dependent+effects+of+cocaine+on+striatal+firing+related+to+licking.">Dose and rate-dependent effects of cocaine on striatal firing related to licking.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 324 (2), 701-713 (2008).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=National+Research+Council.">National Research Council.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , (2011).</li><li>Fabbricatore, A. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+evidence+of+mediolateral+functional+dichotomy+in+the+rat+accumbens+during+cocaine+self-administration:+tonic+firing+patterns.">Electrophysiological evidence of mediolateral functional dichotomy in the rat accumbens during cocaine self-administration: tonic firing patterns.</a> Eur. J. Neurosci. 30 (12), 2387-2400 (2009).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Slow+phasic+and+tonic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration.">Slow phasic and tonic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 66 (2), 106-127 (2012).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid-phasic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration.">Rapid-phasic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 64 (9), 704-713 (2010).</li><li>Tang, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decreased+firing+of+striatal+neurons+related+to+licking+during+acquisition+and+overtraining+of+a+licking+task.">Decreased firing of striatal neurons related to licking during acquisition and overtraining of a licking task.</a> J. Neurosci. 29 (44), 12952-12961 .</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (1997).</li></ol>

Los autores no tienen intereses financieros en competencia a revelar.

Registros extracelulares representan una técnica experimental de gran alcance que puede incorporarse en casi cualquier preparación experimental en la neurociencia. Cables que han sido implantados en matrices organizados pueden ser rastreados como sus ejes pasan a través del cerebro y en su región diana (Figura 5A). Cuando se crea una lesión pequeña, post-experimental en la punta no aislada microhilo para crear un pequeño depósito de hierro del alambre de acero inoxidable, se puede marcar con pre...

Los registros electrofisiológicos permiten a los científicos para examinar las propiedades eléctricas de las células biológicas. En el sistema nervioso central, donde los impulsos eléctricos sirven como un mecanismo de señalización, estas grabaciones son de particular importancia para la comprensión de la función neural 1-2. Durante las grabaciones de una sola unidad de comportarse animales, un microelectrodo que se ha insertado en el cerebro es capaz de registrar los cambios en la generación de una neurona de potenciales de acción en el tiempo. Mientras que muchas técnicas permiten una para registrar la actividad cerebral, de una sola unidad de electrofisiología es uno de los métodos más precisos, permitiendo la resolución a nivel de la neurona individual. Cuando se desea un alto grado de especificidad espacial, microhilos se pueden utilizar para apuntar a los sub-conjuntos de núcleos o células dentro de la Brain3 discretas. Grabaciones de una sola unidad también se benefician de una alta resolución temporal como grabaciones son exactas a nivel de microsegundos. Y, in vivo unagrabaciones vigilia permiten interacciones circuitos intactos, con el medio natural de aferentes y eferentes proyecciones, química sistémica y las influencias hormonales, y los parámetros fisiológicos. Las señales nerviosas se derivan de la entrada sensorial, comportamientos motores, el procesamiento cognitivo, la neuroquímica / farmacología, o alguna combinación. En consecuencia, la segregación de los motores, cognitivos, sensoriales y químicas influencias requiere experimentos bien diseñados con riesgos y controles efectivos que permitan la evaluación de cada una de las influencias mencionadas. Con todo, las grabaciones en comportarse animales permiten experimentadores para observar la integración de múltiples fuentes de información dentro de un circuito de funcionamiento y para derivar un modelo más completo de la función del circuito. Grabaciones de una sola unidad también sufren de un número de desventajas de las cuales cualquier experimentador debe ser consciente. En primer lugar, las grabaciones pueden ser difíciles de llevar a cabo. De hecho, las propiedades de thamplificadores headstage e y los microhilos implantados que permiten la especificidad espacial y temporal en estas grabaciones también hace grabaciones susceptibles a la influencia de las señales eléctricas extraños (es decir, &quot;de ruido&quot; eléctrica). En consecuencia, la capacidad de solucionar problemas en un sistema electrofisiológico requiere una comprensión técnica bien desarrollada de principios y aparatos electrofisiológicos. También es importante tener en cuenta que, bajo ciertas circunstancias, las señales eléctricas registradas en grabaciones extracelulares pueden representar la suma de múltiples señales neuronales. Además, la generalización de la actividad de una sola unidad de actividad de la población dentro de una región objetivo a menudo puede ser limitado por el grado de heterogeneidad celular dentro de la región de destino (pero ver Cardin 4). Por ejemplo, los electrodos pueden estar sesgados hacia la grabación de las neuronas de salida de alta amplitud en lugar de otras células. La interpretación de las grabaciones de una sola unidad se incrementamediante la combinación de grabaciones con otras técnicas, incluyendo, pero no limitado a, eléctrica (ortodrómica o antidrómica), estimulación química (por ejemplo, iontoforética o receptor de diseñador) o optogenético 4, inactivaciones neuronales temporales, exámenes sensoriomotoras 5, procedimientos de desconexión, o inmunohistoquímica 3. En el protocolo que sigue vamos a enumerar los materiales y los pasos necesarios para implantar una matriz microhilo organizada en la rata (aunque el protocolo puede ser adaptado para su uso en otras especies). El procedimiento y el estilo de arreglos fijos utilizados en nuestro laboratorio han demostrado ser fiable para grabaciones longitudinal y pueden sostener grabaciones de la misma neurona durante más tiempo con un mes de 6-8. Esto hace que este procedimiento ideal para examinar las respuestas fásicas a los estímulos experimentales, cambios plásticos en las respuestas neuronales o mecanismos de aprendizaje y motivación.

<table>
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 1. List of Surgical Materials</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze</td>
			<td>Fisher (MooreBrand)</td>
			<td>19-898-144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Swabs</td>
			<td>Fisher (Puritan)</td>
			<td>S304659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nembutal (Pentobarbital)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P3761</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine Methyl Nitrate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>A0382</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Baytril (Enrofloxacin)</td>
			<td>Butler Shein (Bayer)</td>
			<td>1040007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine Hydrochloride</td>
			<td>Butler Shein</td>
			<td>SKU# 023061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine (Povidone-Iodine)</td>
			<td>Fisher (Perdue)</td>
			<td>19-066452&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotax</td>
			<td>Kopf</td>
			<td>Model 900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cauterizing Tool</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>59017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ445</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Drill</td>
			<td>Buffalo</td>
			<td>37800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacteriostatic Saline</td>
			<td>Bulter Schein</td>
			<td>8973</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jewlers Skrews</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51457</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microwire Array</td>
			<td>Microprobes</td>
			<td>Custom (Flexible)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ground Wire</td>
			<td>Omnetics</td>
			<td>Custom Plug</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Acrylic</td>
			<td>Fisher (BAS)</td>
			<td>50-854-402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbable Sutures</td>
			<td>Fisher (Ethicon)</td>
			<td>NC0258473</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube (Opthalamic Ointment/Lubricant)</td>
			<td>Fisher (Henry Schein)</td>
			<td>008897</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 2. List of Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Microforceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-57</td>
			<td>Multi-use (e.g. clearing debris in skull window)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Forceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-93</td>
			<td>Multi-use (e.g. tying sutures)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6x Hemostats</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-1125</td>
			<td>Clamp and open incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Small scissors</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-411</td>
			<td>Cut sutures after tying</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Tissue forceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-222</td>
			<td>Holding tissue while suturing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Needle holder</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-1259</td>
			<td>Holding suture needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Scalpel holder (with #11 blade)</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-80 (w/ #105-71 blade)</td>
			<td>Making skull incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x # 22 Scalpel blade</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td># 160-381</td>
			<td>Shaving scalp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Surgical Spatula</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-718</td>
			<td>Scraping skull to clear tissue on skull</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Machine/Jewelers Screws</td>
			<td>Various</td>
			<td>N/A</td>
			<td>0/80 x 1/8&#8221;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 3. List of Equipment for Recording Electrophysiological Signals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microwire Array &#38; Connector</td>
			<td>Micro Probe, Inc. (Gaithersburg, MD)</td>
			<td>&#160;N/A</td>
			<td>Cranially implanted in target recording region. Arrays are customized based on desired wire spacing, length, etc.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Part No. Based on array characteristics)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Unity-Gain Harness/Headstage</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1200</td>
			<td>Initial amplification of neural signal; allows for propagation of small neural signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Commutator (&#38; Optional Fluid Swivel)</td>
			<td>Plastics One, Inc. (Roanoke, VA)</td>
			<td>SL18C</td>
			<td>Allows animals to freely rotate while propagating electrical signal to preamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pre-Amplifier</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1198</td>
			<td>Differentially amplifies neural signals against a reference electrode.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter &#38; Amplifier</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1199</td>
			<td>Band-pass filters and further amplifies the differentially amplified signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acquisition Computer</td>
			<td>EnGen (Phoenix, AZ)</td>
			<td>N/A (Custom Build)</td>
			<td>Runs software and hardware for behavioral and neural data acquisition.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A/D Card&#160;</td>
			<td>Data Translation (Marlboro, MA)</td>
			<td>DT-3010</td>
			<td>Digitizes neural signals for computer sampling.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital I/O Card</td>
			<td>Measurement Computing (Norton, MA)</td>
			<td>PCI CTR-05</td>
			<td>Acquires behavioral inputs and outputs</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a procedure for implanting organized arrays of microwires for single-unit recordings in awake, behaving animals

En vivo registros electrofisiológicos en el despierto, comportándose animales proporcionan un poderoso método para comprender la señalización neuronal a nivel de una sola célula. La técnica permite que los experimentadores para examinar temporal y regionalmente patrones de descarga específicos con el fin de correlacionar los potenciales de acción grabado con el comportamiento en curso. Además, las grabaciones de una sola unidad se pueden combinar con una plétora de otras técnicas con el fin de producir explicaciones completas de la función neural. En este artículo se describe la anestesia y la preparación para la implantación de micro-hilo. Posteriormente, enumeramos los equipos necesarios y los pasos quirúrgicos para insertar correctamente una matriz micro-hilo en una estructura de destino. Por último, se describe brevemente el equipo utilizado para grabar desde cada electrodo individual en la matriz. Las matrices Microwire fijos descritos son muy adecuadas para la implantación crónica-y permiten grabaciones longitudinales de datos neurales en casi cualquier preparati del comportamientoen. Se discute el rastreo pistas de electrodos para triangular posiciones microhilo, así como maneras de combinar la implantación de micro-hilo con técnicas inmunohistoquímicas con el fin de aumentar la especificidad anatómica de los resultados registrados.

Una lista de los equipos utilizados por este laboratorio para la grabación de señales electrofisiológicas se puede encontrar en la Tabla 3. Tras la recuperación de la cirugía, unidades únicas son registradas por el taponamiento de headstage de ganancia unitaria en el conector implantado. Este headstage está conectado a través de un cable a un conmutador, que es capaz de rotación libre sin roturas en el registro electrofisiológico a través del uso de anillos deslizantes eléctricos. El conmuta...

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A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

La implantación de arreglos organizados de microhilos para su uso en una sola unidad los registros electrofisiológicos se presenta una serie de desafíos técnicos. Se describen los métodos para llevar a cabo esta técnica y el equipo necesario. Además, se discute el uso beneficioso de arrays microhilo organizados para grabar desde subregiones neuronales distintas con alta selectividad espacial.

Un procedimiento para la implantación de matrices Organizados de Microhilos para grabaciones de una sola unidad en Awake, Comportarse Animales

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

a-procedure-for-implanting-organized-arrays-microwires-for-single

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.2K vistas.  Rutgers, the State University of New Jersey.  La implantación de arreglos organizados de microhilos para su uso en una sola unidad los registros electrofisiológicos se presenta una serie de desafíos técnicos. Se describen los métodos para llevar a cabo esta técnica y el equipo necesario. Además, se discute el uso beneficioso de arrays microhilo organizados para grabar desde subregiones neuronales distintas con alta selectividad espacial. 

Video: A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal. Simultaneously recording from multiple nerves and muscles gives us precise information about the timing of neural activity. Previous recording methods have worked for two electrodes, but the study of additional nerves or muscles required combining and averaging the recordings of multiple animals, which made it difficult to determine fine details of timing and phasing, because of variability from response to response, and from animal to animal. Implanting four individual electrodes has a very low success rate due to the formation of adhesions that prevent animals from performing normal feeding movements. We developed a new method of electrode fabrication that reduces the bulk of the electrodes inside the animal allowing for normal feeding movements. Using a combination of glues to attach the electrodes results in a more reliable insulation of the electrode which lasts longer, making it possible to record for periods as long as a week. The fabrication technique that we describe could be extended to incorporate several additional electrodes, and would be applicable to vertebrate animals.

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

A technique is described for implanting four in vivo electrodes to monitor the neuromuscular control of feeding behavior in Aplysia californica.

Electrodo de fabricación e implantación de Aplysia californica Para grabaciones multi-canal neural y muscular en los animales intactos, libremente Comportarse

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

Investigación

Neurociencias

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

Una sola unidad En vivo Grabaciones de la quiasma óptico de la rata

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Marcaje fluorescente retrógrada Permite dirigida extracelular sola unidad de grabación de neuronas identificadas<em&gt; En vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

Diseño y montaje de un Microdrive ultraligero motorizado para crónicos Grabaciones neuronales en Pequeños Animales

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Simultaneous Long-term Recordings at Two Neuronal Processing Stages in Behaving Honeybees

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent and divergent anatomical connections including feed forward and feedback wiring. Furthermore, information of the same origin is partially sent via parallel pathways to different and sometimes into the same brain areas. To understand the evolutionary benefits as well as the computational advantages of these wiring strategies and especially their temporal dependencies on each other, it is necessary to have simultaneous access to single neurons of different tracts or neuropiles in the same preparation at high temporal resolution. Here we concentrate on honeybees by demonstrating a unique extracellular long term access to record multi unit activity at two subsequent neuropiles1, the antennal lobe (AL), the first olfactory processing stage and the mushroom body (MB), a higher order integration center involved in learning and memory formation, or two parallel neuronal tracts2 connecting the AL with the MB.&#160;The latter was chosen as an example and will be described in full. In the supporting video the construction and permanent insertion of flexible multi&#160;channel wire electrodes is demonstrated. Pairwise differential amplification of the micro&#160;wire electrode channels drastically reduces the noise and verifies that the source of the signal is closely related to the position of the electrode tip. The mechanical flexibility of the used wire electrodes allows stable invasive long&#160;term recordings over many hours up to days, which is a clear advantage compared to conventional extra&#160;and intracellular in vivo recording techniques.

Simultaneous extracellular long term recordings from two different brain neuropiles or two different anatomical tracts were established in honeybees. These recordings allow the investigation of temporal aspects of neuronal processing across different brain areas at the single neuron as well as at the ensemble level in a behaving animal.

Grabaciones simultáneas a largo plazo en dos etapas de procesamiento neuronal en Behaving abejas

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

Un procedimiento para el implante Cámara Espinal para Longitudinal<em&gt; En Vivo</em&gt; Imágenes de la médula espinal de ratón

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

Investigar las representaciones de objeto en la corriente Visual Dorsal de macacos usando grabaciones de una sola unidad

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...

Real-Time fMRI Brain Mapping in Animals

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a real-time fMRI platform to guide experimenters to monitor fMRI responses instantaneously during acquisition, which can be used to modify the physiology of animals to achieve desired hemodynamic responses in animal brains. The real-time fMRI set-up is based on a 14.1T preclinical MRI system, enabling the real-time mapping of dynamic fMRI responses in the primary forepaw somatosensory cortex (FP-S1) of anesthetized rats. Instead of a retrospective analysis to investigate confounding sources leading to the variability of fMRI signals, the real-time fMRI platform provides a more effective scheme to identify dynamic fMRI responses using customized macro-functions and a common neuroimage analysis software in the MRI system. Also, it provides immediate troubleshooting feasibility and a real-time biofeedback stimulation paradigm for brain functional studies in animals.

Animal brain functional mapping can benefit from the real-time functional magnetic resonance imaging (fMRI) experimental set-up. Using the latest software implemented in the animal MRI system, we established a real-time monitoring platform for small animal fMRI.

Mapeo cerebral de resonancia magnética funcional en tiempo real en animales

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

Procedimiento De Craneotomía Para La Visualización De Las Actividades Neuronales En El Hipocampo De Comportarse Ratones

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...

Injections of AAV Vectors for Optogenetics in Anesthetized and Awake Behaving Non-Human Primate Brain

Optogenetic techniques have revolutionized neuroscience research and are poised to do the same for neurological gene therapy. The clinical use of optogenetics, however, requires that safety and efficacy be demonstrated in animal models, ideally in non-human primates (NHPs), because of their neurological similarity to humans. The number of candidate vectors that are potentially useful for neuroscience and medicine is vast, and no high-throughput means to test these vectors yet exists. Thus, there is a need for techniques to make multiple spatially and volumetrically accurate injections of viral vectors into NHP brain that can be identified unambiguously through postmortem histology. Described herein is such a method. Injection cannulas are constructed from coupled polytetrafluoroethylene and stainless-steel tubes. These cannulas are autoclavable, disposable, and have low minimal-loading volumes, making them ideal for the injection of expensive, highly concentrated viral vector solutions. An inert, red-dyed mineral oil fills the dead space and forms a visible meniscus with the vector solution, allowing instantaneous and accurate measurement of injection rates and volumes. The oil is loaded into the rear of the cannula, reducing the risk of co-injection with the vector. Cannulas can be loaded in 10 min, and injections can be made in 20 min. This procedure is well suited for injections into awake or anesthetized animals. When used to deliver high-quality viral vectors, this procedure can produce robust expression of optogenetic proteins, allowing optical control of neural activity and behavior in NHPs.

As currently implemented, optogenetics in non-human primates requires injection of viral vectors into the brain. An optimal injection method should be reliable and, for many applications, capable of targeting individual sites of arbitrary depth that are readily and unambiguously identified in postmortem histology. An injection method with these properties is presented.