Somos gratos pelo apoio do Instituto Vassar College Iniciação Científica de Verão (URSI), o Fundo de Investigação Salmão Lucy Maynard, NASA prêmio Não. NX09AU90A, National Science Foundation Center for Research Excellence em Ciência e Tecnologia (NSF-CREST) ​​prêmio Não. 0630388 e NSF prêmio No. 1058385.

1. C. elegans Preparação <ol><li> Prepare placas de Petri de jovem adulto C. elegans, conforme descrito em experimentos anteriores envolvendo suspensão de C. elegans em um fluido de preenchimento da cuvete 11. </li><li> No dia da análise de vídeo, escolher nematóides jovens adultos vivos directamente numa cuvete cheia com água desionizada, destilada utilizando uma escolha de platina, tal como descrito no passo 2. </li><li> Prepare mortos C. elegans com exposição clorofórmio. Continuar seguindo o procedimento descrito para a colheita nemátodos vivos descritos no passo 2. </li></ol> 2. Configuração óptica para a Análise de Vídeo <ol><li> Montar a montagem experimental para criar imagens sombreadas conforme mostrado na Figura 1. A câmara pode ser colocado a qualquer distância da tela, enquanto que é capaz de capturar uma vista frontal da tela. Um bom lugar é ao lado da tina de frente para a tela. <ol><li> Usando pelo menos dois espelhos paraorientar a saída ajustável de laser de Hélio-Néon para um expansor de feixe Galileu modo que o feixe é expandido para um diâmetro de 12 mm. </li><li> Coloque um ou dois furos no caminho do feixe de modo que o feixe passa através dos furos sem ser obstruído. Usar os orifícios para garantir o alinhamento seja mantido. </li><li> Direcionar o feixe expandido para uma tina de quartzo montado que é de 10 mm de largura e 10 mm de profundidade e 4 cm de altura. </li><li> Amplia o feixe usando uma lente plano-convexa com uma distância focal de 75 mm para positivo. </li><li> Coloque uma tela de projeção de aproximadamente 120 cm da lente. As distâncias maiores que este trará um maior ampliação da imagem da sombra. No entanto, a qualidade da imagem diminui com uma intensidade de luz mais baixa e um aumento do noticeability de interferência de difracção. </li><li> Colocar uma câmera de alta velocidade, que é capaz de pelo menos 60 fps, mesmo ao lado da tina de frente para a tela. </li></ol></li><li> Coloque um microscópio de dissecação, perto do conjunto ópticopara rápida transferência de nematóides na cuvete. </li><li> Temporariamente garantir uma régua transparente com divisões mm para o centro do suporte do cuvete perpendicular ao feixe expandido de modo que os projectos de viga uma imagem ampliada da régua na tela. Defina a escala de comprimento para análise de vídeo. <ol><li> Na tela de projeção, marcar a distância escala usando uma régua transparente fora do centro da imagem projectada para evitar a interferência com a projeção. <a href="Video_1_633nm.MOV" target="_blank">Clique aqui para o vídeo.</a> </li><li> Grave esta imagem e medir a ampliação. Retire o governante a partir da configuração. Repita este passo para outros comprimentos de onda que o ângulo de refração da luz em cada comprimento de onda através da lente irá variar de acordo com as aberrações cromáticas. </li></ol></li><li> Substitua a tina e preenchê-lo para dentro de 1 mm da borda com água destilada. </li><li> Comece a gravar enquanto a luz da sala está na forma que a distância da escala é incluído na mesmaimagens como a imagem projetada. Desligar a luz. </li><li> Usando uma picareta fio de platina achatado fino, mova jovem adulto indivíduo C. elegans, uma de cada vez a partir da placa de agar para a cuvete tocando a escolha para a superfície da água. O nematóide se tornará visível na coluna de água quando entra no feixe devido à luz difusa. <a href="Video_2_CB678_633nm.mov" target="_blank">Clique aqui para o vídeo.</a> </li><li> Filmar as imagens projetadas dos vermes que passam pelo feixe de laser expandido. É importante notar que a imagem projectada é invertido e os vermes que aparecem a mover-se na direcção contrária do seu movimento real. Worms que estão descendo com a gravidade vai aparecer para se mover para cima na tela (Figura 2). </li></ol> 3. Vídeo Preparação Dados <ol><li> Importe o vídeo para o programa de análise de vídeo. </li><li> Defina a escala usando o fator de ampliação previamente determinado. </li><li> Track o deslocamento linear da cabeça do nematóide sombreada com pelo menos 10 pontos de dados ao longo de todo o caminho percorrido. </li><li> Encontrar a velocidade na direcção vertical, tendo derivado (&quot;Y&quot;, &quot;Tempo&quot;) e dividir este valor pelo coeficiente de ampliação determinado no passo 2.2. </li></ol> 4. Análise de Dados <ol><li> Analisar a descendência linear de um C. elegans: <ol><li> Verifique para garantir que os pontos de dados sobre a posição vertical em relação gráfico de tempo geralmente formam uma linha reta. Alguns desvios podem ser ignorados devido ao movimento da cabeça do nematóide. Se os pontos de dados em geral, formam uma linha reta, continue na etapa 4.1.2, caso contrário, a descida não é linear ea análise deve ser continuado usando o passo 5.1 neste protocolo. </li><li> Criar uma linha de regressão linear ajustando uma linha reta 12 aos dados a partir do menu Análise. O declive desta linha é então a velocidade vertical da C.elegans. O declive é a mudança de posição dividida pela mudança no tempo ao longo de um determinado intervalo. Determinar a velocidade de descida dos vermes vivos e mortos desta maneira (Figura 3). </li><li> Calcule a média das velocidades de natação verticais dos nematóides. Um tamanho de amostra de cerca de 50 vermes é suficiente. Compare velocidades de natação em vermes vivos com velocidades de deriva em vermes mortos. </li></ol></li></ol> 5. Analisar Nonlinear Moção de C. elegans <ol><li> Da Seção 3, selecione um arquivo de vídeo analisadas, o que mostra uma descida não-linear na coluna de água (Figura 4). A descida não-linear pode ser identificada usando o passo 4.1.1 neste protocolo. </li><li> Selecione &quot;Curve Fit &#39;no menu&#39; Análise &#39;no software de análise de vídeo. Selecione uma segunda ordem (quadrática) polinomial. Coloque a curva. </li><li> Para uma região de interesse, ajustar o ajuste no gráfico, deslizando os suportes em cada lado of o ajuste no gráfico até que a curva é muito perto dos pontos de dados dentro da forma e / ou bem no interior das barras de erro. O programa de adaptação dá uma expressão matemática para a curva ajustada, que é a posição vertical, em relação ao tempo. Considere os erros de curva ajustada dada pelo programa relacionado com as propriedades físicas. Um erro relativo de 15% ou inferior é normalmente aceitável. </li><li> Adicionar mais curva se encaixa para cobrir seções adicionais de dados. Spline 13 as funções para a cobertura ideal: certifique-se que a curva se ajusta sobreposição e tente alinhar as curvas adjacentes para que o jogo encostas nas regiões sobrepostas. </li><li> Obter a velocidade para uma região de interesse, tomando a derivada da curva ajustada utilizando a expressão matemática obtido no passo 5.1.3. As velocidades podem variar no tempo. Note-se que o derivado é a inclinação de uma função. O derivado pode ser obtida matematicamente ou graficamente. Neste caso, é prático usar o dado expr matemáticoessão. </li><li> Tome a segunda derivada das curvas ajustadas para obter a aceleração. A aceleração pode variar com o tempo. </li><li> Multiplique a aceleração pela massa verme para calcular o empuxo, que o worm exerce. A massa estimada razoável é de 3 mg, assumindo que o worm é composto principalmente de água. </li></ol>

<ol>
	<li>Ward, A., Lie, J., Feng, Z., Xu, Z. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-sensitive+neurons+and+channels+mediate+phototaxis+in+C.+elegans.">Light-sensitive neurons and channels mediate phototaxis in C. elegans.</a> Nature Neurosci. 11, 916-922 (2008).</li><li>Pierce-Shimomura, J. T., Chen, B. L., Mun, J. J., Ho, R., Sarkis, R., McIntire, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+analysis+of+crawling+and+swimming+locomotory+patterns+in+C.+elegans.">Genetic analysis of crawling and swimming locomotory patterns in C. elegans.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. , 105-20987 (2008).</li><li>Vidal-Gadea, A. G., Davis, S., Becker, L., Pierce-Shimomura, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coordination+of+behavioral+hierarchies+during+environmental+transitions+in+Caenorhabditis+elegans.">Coordination of behavioral hierarchies during environmental transitions in Caenorhabditis elegans.</a> Worm. 1, 5-11 (2012).</li><li>Berri, S., Boyle, J. H., Tassieri, M., Hope, I. A., Cohen, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Forward+locomotion+of+the+nematode+C.+elegans+is+achieved+through+modulation+of+a+single+gait.">Forward locomotion of the nematode C. elegans is achieved through modulation of a single gait.</a> HFSP Journal. 3, 186-193 (2009).</li><li>Keller, H. E., Pawley, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Objective Lenses for Confocal Microscopy. Handbook of Biological Confocal Microscopy. , (2006).</li><li>Conrad, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depth+of+Field+in+Depth.">Depth of Field in Depth.</a> Large Format Page Retrieved. , (2011).</li><li>Demtr&#246;der, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laser Spectroscopy Basic Concepts and Instrumentation. , (2003).</li><li>Magnes, J., Raley-Susman, K., Melikechi, N., Sampson, A., Eells, R., Bello, A., Lueckheide, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+Freely+Swimming+C.+elegans+Using+Laser+Diffraction.">Analysis of Freely Swimming C. elegans Using Laser Diffraction.</a> Open J. Biophys. 2 (3), 101-107 (2012).</li><li>Mood, A., Graybill, F., Boes, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Introduction to the Theory of Statistics. , (1974).</li><li>Taylor, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Classical Mechanics. , (2005).</li><li>Magnes, J., Susman, K., Eells, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+Locomotion+Study+of+Freely+Swimming+Micro-organisms+Using+Laser+Diffraction.">Quantitative Locomotion Study of Freely Swimming Micro-organisms Using Laser Diffraction.</a> J. Vis. Exp. (68), (2012).</li><li>Bevington, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Data Reduction and Error Analysis for the Physical Sciences. , (1969).</li><li>Lyche, T., Schumaker, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+spline+approximation+methods.">Local spline approximation methods.</a> Journal of Approximation Theory. 15 (4), 294-325 (1975).</li><li>Kim, N., Dempsey, C. M., Kuan, C. -. J., Zoval, J. V., O'Rourke, E., Ruvkun, G., Madou, M. J., Sze, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gravity+Force+Transduced+by+the+MEC-4/MEC-10+DEG/ENaC+Channel+Modulates+DAF-16/FoxO+Activity+in+Caenorhabditis+elegans.">Gravity Force Transduced by the MEC-4/MEC-10 DEG/ENaC Channel Modulates DAF-16/FoxO Activity in Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 177, 835-845 (2007).</li></ol>

Os autores não têm nada a revelar.

A técnica SWSI fornece uma maneira adicional para compreender as capacidades locomotoras de organismos microscópicos, como nematóides de vida livre. Com esta técnica, temos uma distinção entre a locomoção ativa (natação) e deriva passiva devido à gravidade operando em nematóides mortos. Além disso, quando nematóides livre-natação mudar de direção durante a locomoção na água, somos capazes de medir as forças de arrasto e forças angulares, que estão operando em nematóides e exercidas pelos nematóides. Nematóides encontrar diferentes condições ambientais no solo. Existem bolsas de água dentro do solo, assim como as partículas sólidas e materiais biológicos de diferentes formas e texturas. Além disso, nematóides existir dentro de um ambiente gravitacional que eles respondem a 14. Além disso, os nemátodos perto da superfície do solo estão expostos a diferentes comprimentos de onda de luz, alterações de temperatura e humidade, assim como biológicovariáveis ​​como bactérias, fungos predadores e outros organismos do solo. Nematóides deve responder a todas estas diferentes variáveis, nadar e rastejar em diferentes meios de comunicação, transformando e alterando as estratégias de navegação. Todos esses cálculos complexos são efectuadas por apenas 302 neurónios, um subconjunto dos quais estão envolvidas na locomoção, e 95 do corpo células musculares parede. Medidas do tipo descrito pela técnica SWSI fornecer informação importante sobre como nematóides realizar essa complexidade de navegação. Para a primeira parte, medimos a taxa de descida geral do tipo selvagem C. elegans em 633 nm de luz. Com essas medidas, podemos estimar a força de arrasto um verme encontros. Para o estudo de caso de um nematóide acelerando, as forças envolvidas mudança continuamente desde as mudanças da força de arrasto com velocidade. Há algumas indicações de que somos capazes de fazer sobre as forças que actuam sobre o worm. Como o worm desacelera e tenta swim para cima a componente vertical da força de arrasto diminui até chegar a zero no ponto mais baixo da trajetória do nematóide. Neste ponto, o sem-fim deve ter uma força ascendente para nadar até. Este método pode ser modificado de várias maneiras. Quaisquer espécies microscópicas que navega em um líquido claro pode ser monitorado usando SWSI. Os estudos podem ser realizados com qualquer comprimento de onda que são acessíveis para câmeras digitais. As câmeras digitais normalmente pegar comprimentos de onda que vão desde o UV para perto de IR. Além disso, estudos horizontal pode ser realizado por dirigir o laser verticalmente para cima. A espécie pode então ser colocada sobre uma superfície transparente horizontal, como uma lâmina de microscópio. Ajustar o expansor de feixe ou a lente de aumento após o expansor de feixe pode aguçar imagens borradas. O usuário deve ter certeza de prender todos os componentes para a mesa para garantir o alinhamento do feixe consistente e fácil. O método está limitado pela disposição de laser wavelengths e resolução. Em essência, as vantagens deste método mais microscópios existentes, que são a flexibilidade em direções e comprimentos de onda, são também pontos fracos já que a instalação é simples. A ótica sofisticados e manchas de laser limitar a resolução. Algumas dessas desvantagens podem certamente ser melhorado no futuro, incluindo filtro espacial e projetar a imagem diretamente para uma câmera CCD. Os passos mais críticos na protocolo pode ser facilmente aprendido que a experiência é realizada pela primeira vez. Colocar o nemátodo na cuvete sem a criação de turbulência é crítica. Além disso, as vibrações podem perturbar a configuração e alterar o comportamento dos vermes. Certifique-se de limitar o poder, que é usado para sombrear imagem. 2 mW de um feixe de laser que é de 1 mm de diâmetro deveria ser o máximo, para evitar os efeitos de aquecimento. A configuração deve ser testado para efeitos de dispersão ao usar outros do que a água destilada líquidos. Atualmente, a maioria microscopes operar em um plano horizontal, usando luz ou de cor filtros brancos, que ainda são muito ampla na faixa de comprimento de onda. Microscópios que verdadeiramente utilizam comprimentos de onda simples e ter flexibilidade no cenário de visualização, isto é, o posicionamento horizontal, são normalmente limitados a um ou a outro vantagem. Além disso, estes tipos de microscópios são geralmente muito caros e ainda limitado a planos focais ao contrário nosso método. Nossa configuração pode ser facilmente construído com um orçamento extremamente baixo. Este método está pronto para ser usado por escolas, empresas ambientais, bem como outras entidades que operam com poucos fundos. No futuro, este método pode ser usado em uma configuração muito sofisticado para estudar os efeitos em tempo real sobre a locomoção e mechanosensation de espécies microscópicas. Este método faz com que os estudos de comprimento de onda simples, para uma vasta gama de ângulos de visão e profundidades facilmente disponíveis.

Caenorhabditis elegans é um nematóide do solo benéfico de vida livre que é um poderoso organismo modelo para estudar mecanismos de regulação gênica, desenvolvimento e, mais recentemente, para a compreensão da biologia e comportamento sensorial. Apesar de ter apenas 302 neurônios, C. elegans são capazes de padrões complexos locomotora, comportamentos reprodutivos, navegação, quimiotaxia e muitos outros comportamentos. C. elegans possuem mecanorreceptores, quimiorreceptores e até mesmo detectar comprimentos de onda de luz azuis (Ward et al., 2008) 1. Enquanto se sabe muito sobre o circuito neural da função sensório-motor e padrões locomotores gerais C. elegans, pouco se sabe sobre as respostas a vários estímulos simultâneos ou condições ambientais mais complexos do que podem ser modelados sob um microscópio. Alguns estudos revelaram padrões locomotores mais complexas que são 2,3,4 altamente plástico. Nossa abordagem metodológica permitirá estudos de NEMatodes em solução em tempo real, onde podemos facilmente fornecer várias condições ambientais simultaneamente. Esta questão é difícil de resolver usando técnicas de imagem convencionais à base de microscópio. Desenvolvemos uma técnica de imagiologia que permite colocar nemátodos dentro de uma coluna de água para analisar os comportamentos locomotores, bem como determinar as capacidades de nemátodos para alterar a locomoção em resposta a diferentes condições ambientais. Comprimento de Onda Único Sombra Imagem (SWSI) é apresentada neste artigo, pela primeira vez de preencher as lacunas de microscópios tradicionais. Microscópios tradicionais estão limitados a observar espécies num plano focal horizontal poucos microns de profundidade 5,6. Em relação aos estudos de comprimento de onda único, a maioria dos microscópios tradicionais usam filtros de cor para filtrar a luz branca muito ampla, tipicamente, 50-100 nm. Usando um laser para SWSI restringe a selecção de comprimento de onda inferior a 1 nm, enquanto se mantém o sinalificant intensidade de luz 7. Da mesma forma, os comprimentos de onda individuais têm sido usados ​​para medir freqüências de natação de C. elegans em tempo real 8. Para a primeira demonstração de nosso método, monitorar a posição horizontal, x, e a posição vertical, y, de um C. nadar livremente elegans em uma coluna de água, ao longo de uma distância de cerca de um centímetro. Em particular, estamos interessados ​​no movimento vertical já que a gravidade atua também na vertical. A inclinação de uma correlação linear para a posição vertical dá a velocidade vertical, v y, do nemátodo que desce na coluna de água: <img alt="Fórmula" fo:content-width="0.5in" src="/files/ftp_upload/51424/51424eq1.jpg" width="50" /> (1) A raiz quadrada da média do erro (RMSE) 9 indica a qualidade do ajuste e indica se a velocidade de descida é geralmente constante. As velocidades verticais são então a média para each espécies e vermes mortos. Usando estes resultados, o arrasto, que a experiência vermes pode ser estimada. Para a segunda demonstração do nosso método, foram selecionados C. elegans que não fez descer a uma velocidade constante, ao contrário da maioria dos vermes observados. Os vermes selecionados ou se virou e nadou para cima ou pairou durante algum tempo antes de continuar a descida. Fisicamente, este estudo de caso mostra que o impulso de um microorganismo a natação pode ser calculada. As leis de Newton ditam que um corpo que muda de direção acelera, o que implica uma força resultante, <img alt="Fórmula 1" fo:content-width="0.3in" src="/files/ftp_upload/51424/51424eq.jpg" width="25" /> , É agindo sobre o corpo 10: <img alt="Fórmula 2" fo:content-width="0.7in" src="/files/ftp_upload/51424/51424eq2.jpg" width="70" /> (2) onde <img alt="p" fo:content-width="0.1in" src="/files/ftp_upload/51424/51424p.jpg" width="10" /> éo movimento linear e t é o tempo. A aceleração do sem-fim é directamente proporcional à força que age sobre o sem-fim, uma vez a massa do sem-fim permanece constante. Como resultado, a força resultante vertical é: <img alt="Fórmula 3" fo:content-width=".8in" src="/files/ftp_upload/51424/51424eq3.jpg" width="70" /> (3) onde m é a massa de um sem-fim e uma y representa a aceleração vertical. A força resultante na direção vertical representa, em seguida, o impulso verme na mesma direção. O impulso total pode ser calculado com base no componente horizontal em conta.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:852px;" width="852">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:143px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:375px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Tunable Helium-Neon laser&#160;</td>
			<td>Research Electro-Optics</td>
			<td>30602</td>
			<td>Four wavelengths can be selected between 543 nm and 633 nm.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">2 Front Surface Aluminum Mirrors</td>
			<td style="width:143px;">Thorlabs</td>
			<td>PF10-03-F01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High Speed Exilim Camera</td>
			<td style="width:143px;">Casio</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Quartz Cuvette</td>
			<td style="width:143px;">Starna Cells</td>
			<td style="width:119px;">21/G/5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">LoggerPro (Software)</td>
			<td style="width:143px;">Vernier</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>http://www.vernier.com/products/software/lp/</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mathematica 8</td>
			<td style="width:143px;">Wolfram</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>http://www.wolfram.com/</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">&#160;5x &#8211; 10x variable zoom Galilean beam expander</td>
			<td style="width:143px;">Thorlabs</td>
			<td>BE05-10-A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Plano-convex lens with a positive focal length of 75 mm</td>
			<td style="width:143px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:119px;">LA1257</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

single wavelength shadow imaging of caenorhabditis elegans locomotion including force estimates

Este estudo demonstra uma técnica de baixo custo e simples, que permite a medição de propriedades físicas, tais como a posição, velocidade, aceleração e forças envolvidas no comportamento locomotor de nemátodos suspensos na coluna de água, em resposta a comprimentos de onda individuais de luz. Demonstramos como avaliar a locomoção de um organismo microscópico usando Comprimento de Onda Único Sombra Imagem (SWSI) usando dois exemplos diferentes. O primeiro exemplo é um estudo sistemático e estatisticamente viável da descida média de C. elegans em uma coluna de água. Para este estudo, foram utilizados vivos e mortos wildtype C. elegans. Quando comparamos a velocidade e direção do nematóide movimento ativo com a descida passiva de vermes mortos dentro do campo gravitacional, este estudo não mostrou diferença na descida dos tempos. A descida média foi de 1,5 mm / s ± 0,1 mm / s para ambos os vermes vivos e mortos utilizando 633 nm coerenteluz. O segundo exemplo é um estudo de caso de select indivíduo C. elegans mudando de direção durante a descida em uma coluna vertical. Aceleração e força são analisados ​​neste exemplo. Este estudo de caso demonstra o alcance de outras propriedades físicas que podem ser avaliados usando SWSI ao avaliar o comportamento usando comprimentos de onda individuais em um ambiente que não é acessível com microscópios tradicionais. Utilizando esta análise estimou-se um nematóide indivíduo é capaz de empurrar com uma força acima de 28 nN. Nossos resultados indicam que os nematóides vivos exercer 28 nN quando virar, ou movendo-se contra o campo gravitacional. Os resultados sugerem ainda que a nematóides descer passivamente em uma coluna de água, mas pode resistir activamente a força da gravidade, principalmente pelo sentido de rotação.

Descida Firme A primeira investigação não mostra nenhuma diferença distinguível nas taxas descendentes do C. elegans durante SWSI usando 633 nm. As taxas de descendentes foram encontrados para ser constante a 1,5 mm / seg de ± 0,1 mm / s para ambos o vivo e morto a C. elegans. Um tamanho de amostra de 50 vermes gerou uma variação razoável de 7% para os vivos e vermes mortos. Não há nenhuma aceleração agindo sobre os vermes vez que a velocidade descendente é constante, de modo que a força de arrasto é igual à força gravitacional menos a força de empuxo. Isto implica que a densidade do sem-fim é ligeiramente maior que a da água; No entanto, para as estimativas abaixo ainda é prático para supor que a densidade de um nemátodo é aproximadamente a da água. Alterar Direção A segunda investigação, um estudo de caso, demonstra que nematóides são capazes de mudar de direção e pode nadar para cima contragravidade. Duas curvas foram ajustadas para o deslocamento vertical do nemátodo de modo que as segundas derivadas dessas curvas pode ser estriado para representar graficamente a aceleração em função do tempo (Figura 5). &#160; É aconselhável manter a ordem polinomial tão baixa quanto possível mantendo ao mesmo tempo um bom ajuste. A ordem polinomial inferior indica menor variação na aceleração ao longo do tempo. Os termos do polinômio de ordem superior será insignificante e, portanto, desnecessário, se a ordem do polinômio é muito alto. Este verme desacelera com uma velocidade constante de 0,110 milímetros / seg 2 ± 0,002 milímetros / seg 2, gira em torno de e acelera a mesma taxa de 0,110 milímetros / seg 2 ± 0,002 milímetros / seg 2 até pouco depois o ponto de reviravolta. O C. elegans continua a mover-se para cima, com uma aceleração de diminuir 1,252-,00708 t em mm / s 2 até o aceleração cai para zero. Tendo em mente Eq. 3, e um sem-fim de massa estimada de 3 &amp; #956; g, o worm sofre uma força resultante vertical, F Ny, de 0,33 pN até pouco depois do ponto de reviravolta. Descent: Existem três tipos de forças que atuam sobre o verme até o verme atinge o ponto de viragem: a gravidade, de arrasto, de flutuação e empuxo (Figura 6a). A força resultante é igual à soma vetorial de todas as três forças. Aqui, consideramos apenas os componentes verticais: F Ny = F Dy + F Ty-F g + F B (4) onde F B é a força de empuxo. F g é igual em magnitude, mas oposta na direcção da força de flutuação assumindo que a densidade do sem-fim é o da água. Eq. 4 pode então ser escrita da seguinte forma: F Ny = F Dy + F Ty (5) F Ny permanece constante durante a descida. Isto implica queF Dy + F Ty permanece constante até o nemátodo atinge o ponto de reviravolta. F Dy é maior na parte superior, que é o princípio do percurso, e reduz gradualmente a zero até que a velocidade é igual a zero no ponto de retorno, enquanto F Ty deve aumentar para manter constante F Ny. Turnaround: Não há nenhuma força de arrasto na direção vertical no ponto de retorno desde a velocidade vertical igual a zero nesse ponto. As únicas forças que agem na direção vertical são a gravidade, - F g, flutuabilidade, F B eo impulso verme vertical, F Ty, conforme ilustrado na Figura 6b. Neste ponto, o teor de C. elegans pode ser determinado: F Ty = F Ny (6) A pressão na parte inferior do percurso é, então, mais ou menos igual a 0,33 pN, que é de cerca de 0,001% do peso do sem-fim. Levando-se emTendo em conta que o peso estimado, F g de um C. elegans é de 28 nn, Ascent: Da mesma forma, durante a subida, o aumento de arrasto, mas é apontado para baixo (Figura 6): F = Ny-F Dy + F Ty (7) O impulso implementado pelo worm agora deve ser ainda maior e igual a soma da força de arrasto eo peso. O verme está a abrandar depois de começar a nadar para cima. Para nadar até à mesma taxa como o verme desceu, o sem-fim terá de exercer um impulso para cima de pelo menos duas vezes o seu peso. Pairando Um exemplo de um sem-fim que retarda a sua descida por cerca de 3 segundos é apresentado na Figura 7. &#160; Um polinômio de 3 º grau é um ajuste razoável para o caminho todo. Os erros na aceleração e velocidade a partir deste ajuste ficam a menos de 15%. O worm começa com um upwa significativard impulso, fica mais lento e começa a girar em torno de 68 segundos; No entanto, a aceleração vertical diminui continuamente (Figura 8) &#160; até o aceleração líquida igual a zero em torno de 68,5 seg. Isto conduz eventualmente a uma aceleração de líquido no sentido descendente, seguido por um outro ponto zero na velocidade (Figura 9) &#160; e o nemátodo começa a descer de novo em 69 seg. É interessante que o máximo de aceleração vertical observada neste caso é de 2,7 mm / s 2. A aceleração nos pontos de inflexão são 0,455 milímetros / s 2 e - 0,455 milímetros / s 2, respectivamente; cerca de quatro vezes maior do que no caso do nemátodo que se vira para cima e nada. Usando Eq. 6, pode-se estimar que o impulso para cima é de cerca de 1,32 pN no primeiro ponto de viragem. No segundo ponto de viragem, a aceleração líquida é negativa, de modo que o impulso para cima é 1,32 pN. o: manter-together.within-page = &quot;always&quot;&gt; <img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig1.jpg" /> Figura 1. Configuração Experimental. O laser, expansor de feixe, lente e tela são essenciais para a configuração experimental. Os espelhos de direcção e os encaixes pode ser omitido, mas irá fazer o alinhamento óptico menos estável. <img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig2.jpg" /> Figura 2. Imagem Única Wavelength Shadow (SWSI). Usando 2 mW de 543 nm laser a sombra de um worm é projetada em uma tela. A imagem é invertida de modo que o nemátodo parece cair para cima. 424/51424fig3highres.jpg &quot;src =&quot; / files/ftp_upload/51424/51424fig3.jpg &quot;/&gt; Figura 3. Descida vertical de um único tipo selvagem C. elegans em uma coluna de água. Este nematóide foi ensombrado por 633 nm de luz coerente. A inclinação do ajuste linear indica uma velocidade de queda de 1,09 mm / s ± 0,01 milímetros / seg. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51424/51424fig3highres.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig4.jpg" /> Figura 4. Gráfico deslocamento de um único tipo selvagem para cima natação C. elegans. Dois ataques estriados rastrear o caminho geral do nematóide. A segunda derivada do ajuste revela a aceleração. A aceleração máxima é facilmente determinada a partir do primeiro ajuste: 0,110 milímetros<html> / Seg 2 ± 0,002 milímetros / seg 2. Apenas algumas barras de erro são apresentados de modo que os pontos de dados e o ajuste permanecem visíveis. Este nematóide foi ensombrado por 633 nm de luz coerente. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51424/51424fig4highres.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 5" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig5.jpg" /> Gráfico Figura 5. Aceleração de um único tipo selvagem C. elegans. Este nematóide mantém uma aceleração para cima constante de 0,110 milímetros / seg 2 ± 0,002 milímetros / seg 2 fazendo com que ele fique lento e, em seguida, mover para cima. Logo após o ponto de retorno a aceleração diminui de forma constante e aceleração líquida diminui para zero.<html> g &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. <img alt="Figura 6" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig6highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig6.jpg" /> Diagramas Figura 6. Força para descida, ponto e subida. Flutuabilidade e gravidade girando são iguais em magnitude e oposta em direção para que o efeito dessas forças se anulam mutuamente. Eles, portanto, não são mostrados nestes diagramas. (A) O worm está descendo com arraste e impulso para cima. (B) O worm está no ponto mais baixo da trajetória, sem arrastar. Thrust está apontando para cima. (C) O worm é ascendente com drag apontando para baixo enquanto impulso está apontando para cima. &quot;Src =&quot; / files/ftp_upload/51424/51424fig7.jpg &quot;/&gt; Figura 7. Gráfico de Deslocamento único nematóide pairando. O worm desacelera e começa a girar em torno de cerca de 68 segundos, mas começa a descer cerca de 69 seg. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51424/51424fig7highres.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 8" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig8highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig8.jpg" /> .. Figura 8 gráfico Aceleração de um único nematóide pairando Este worm inicia-se com uma aceleração para cima de 2,7 mm / s 2, diminui a zero e, finalmente, tem uma aceleração de queda de -. 2,6 milímetros / seg 2 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51424/51424fig8highres.jpg" target="_blank">Por favor, clique aqui para ver uma vers maiores</a>ião desta figura. <img alt="Figura 9" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig9highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig9.jpg" /> Figura 9. Gráfico de velocidade de um único nematóide pairando. Este worm trata de uma parada em 68 segundos e começa a cabeça para cima, desacelera e atinge uma velocidade zero na direção vertical em 69 segundos seguido de uma descida. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51424/51424fig9highres.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Tabela 1" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424table1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424table1.jpg" width="400" /> Tabela 1. Velocidades de descida média de N2 C. elegans. 50 ao vivo e 50 nematóides mortos são tracked durante a sua descida. A velocidade média para as descidas é o mesmo para o vivo e as lagartas mortas: a 1,5 mm / seg de ± 0,1 mm / seg.

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Single Wavelength Shadow Imaging of Caenorhabditis elegans Locomotion Including Force Estimates

A técnica apresentada aqui mede a caminho de nadar livremente espécies microscópicas usando exposição comprimento de onda único. C. elegans são usados ​​para demonstrar imagem sombra como uma alternativa barata para microscópios caros. Esta técnica pode ser adaptada para acomodar várias orientações, ambientes e espécies para medir a direcção, velocidade, aceleração e forças.

Comprimento de Onda Único Sombra Imagem de<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Locomotion incluindo a força Estimativas

This study demonstrates an inexpensive and straightforward technique that allows the measurement of physical properties such as position, velocity, ...

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9.0K visualizações.  Vassar College.  A técnica apresentada aqui mede a caminho de nadar livremente espécies microscópicas usando exposição comprimento de onda único. C. elegans são usados ​​para demonstrar imagem sombra como uma alternativa barata para microscópios caros. Esta técnica pode ser adaptada para acomodar várias orientações, ambientes e espécies para medir a direcção, velocidade, aceleração e forças. 

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Compact Quantum Dots for Single-molecule Imaging

Single-molecule imaging is an important tool for understanding the mechanisms of biomolecular function and for visualizing the spatial and temporal heterogeneity of molecular behaviors that underlie cellular biology 1-4. To image an individual molecule of interest, it is typically conjugated to a fluorescent tag (dye, protein, bead, or quantum dot) and observed with epifluorescence or total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy. While dyes and fluorescent proteins have been the mainstay of fluorescence imaging for decades, their fluorescence is unstable under high photon fluxes necessary to observe individual molecules, yielding only a few seconds of observation before complete loss of signal. Latex beads and dye-labeled beads provide improved signal stability but at the expense of drastically larger hydrodynamic size, which can deleteriously alter the diffusion and behavior of the molecule under study.
Quantum dots (QDs) offer a balance between these two problematic regimes. These nanoparticles are composed of semiconductor materials and can be engineered with a hydrodynamically compact size with exceptional resistance to photodegradation 5. Thus in recent years QDs have been instrumental in enabling long-term observation of complex macromolecular behavior on the single molecule level. However these particles have still been found to exhibit impaired diffusion in crowded molecular environments such as the cellular cytoplasm and the neuronal synaptic cleft, where their sizes are still too large 4,6,7.
Recently we have engineered the cores and surface coatings of QDs for minimized hydrodynamic size, while balancing offsets to colloidal stability, photostability, brightness, and nonspecific binding that have hindered the utility of compact QDs in the past 8,9. The goal of this article is to demonstrate the synthesis, modification, and characterization of these optimized nanocrystals, composed of an alloyed HgxCd1-xSe core coated with an insulating CdyZn1-yS shell, further coated with a multidentate polymer ligand modified with short polyethylene glycol (PEG) chains (Figure 1). Compared with conventional CdSe nanocrystals, HgxCd1-xSe alloys offer greater quantum yields of fluorescence, fluorescence at red and near-infrared wavelengths for enhanced signal-to-noise in cells, and excitation at non-cytotoxic visible wavelengths. Multidentate polymer coatings bind to the nanocrystal surface in a closed and flat conformation to minimize hydrodynamic size, and PEG neutralizes the surface charge to minimize nonspecific binding to cells and biomolecules. The end result is a brightly fluorescent nanocrystal with emission between 550-800 nm and a total hydrodynamic size near 12 nm. This is in the same size range as many soluble globular proteins in cells, and substantially smaller than conventional PEGylated QDs (25-35 nm).

We describe the preparation of colloidal quantum dots with minimized hydrodynamic size for single-molecule fluorescence imaging. Compared to conventional quantum dots, these nanoparticles are similar in size to globular proteins and are optimized for single-molecule brightness, stability against photodegradation, and resistance to nonspecific binding to proteins and cells.

Compactas pontos quânticos para uma única molécula de imagem

Single-molecule imaging is an important tool for  understanding the mechanisms of biomolecular function and for visualizing the  spatial and temporal ...

Engenharia

Atomic Force Microscopy of Red-Light Photoreceptors Using PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping

Atomic force microscopy (AFM) uses a pyramidal tip attached to a cantilever to probe the force response of a surface. The deflections of the tip can be measured to ~10 pN by a laser and sectored detector, which can be converted to image topography. Amplitude modulation or &#8220;tapping mode&#8221; AFM involves the probe making intermittent contact with the surface while oscillating at its resonant frequency to produce an image. Used in conjunction with a fluid cell, tapping-mode AFM enables the imaging of biological macromolecules such as proteins in physiologically relevant conditions. Tapping-mode AFM requires manual tuning of the probe and frequent adjustments of a multitude of scanning parameters which can be challenging for inexperienced users. To obtain high-quality images, these adjustments are the most time consuming.
PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping (PF-QNM) produces an image by measuring a force response curve for every point of contact with the sample. With ScanAsyst software, PF-QNM can be automated. This software adjusts the set-point, drive frequency, scan rate, gains, and other important scanning parameters automatically for a given sample. Not only does this process protect both fragile probes and samples, it significantly reduces the time required to obtain high resolution images. PF-QNM is compatible for AFM imaging in fluid; therefore, it has extensive application for imaging biologically relevant materials.
The method presented in this paper describes the application of PF-QNM to obtain images of a bacterial red-light photoreceptor, RpBphP3 (P3), from photosynthetic R. palustris in its light-adapted state. Using this method, individual protein dimers of P3 and aggregates of dimers have been observed on a mica surface in the presence of an imaging buffer. With appropriate adjustments to surface and/or solution concentration, this method may be generally applied to other biologically relevant macromolecules and soft materials.

A method for investigating the structure of a protein photoreceptor using atomic force microscopy (AFM) is described in this paper. PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping (PF-QNM) reveals intact protein dimers on a mica surface.

Microscopia de Força Atômica da Red-Light fotorreceptores Usando Mapeamento PeakForce Quantitative nanomecânicos Propriedade

Atomic force microscopy (AFM) uses a pyramidal tip attached to a cantilever to probe the force response of a surface. The deflections of the tip can be ...

Preparation and Friction Force Microscopy Measurements of Immiscible, Opposing Polymer Brushes

Solvated polymer brushes are well known to lubricate high-pressure contacts, because they can sustain a positive normal load while maintaining low friction at the interface. Nevertheless, these systems can be sensitive to wear due to interdigitation of the opposing brushes. In a recent publication, we have shown via molecular dynamics simulations and atomic force microscopy experiments, that using an immiscible polymer brush system terminating the substrate and the slider surfaces, respectively, can eliminate such interdigitation. As a consequence, wear in the contacts is reduced. Moreover, the friction force is two orders of magnitude lower compared to traditional miscible polymer brush systems. This newly proposed system therefore holds great potential for application in industry. Here, the methodology to construct an immiscible polymer brush system of two different brushes each solvated by their own preferred solvent is presented. The procedure how to graft poly(N-isopropylacrylamide) (PNIPAM) from a flat surface and poly(methyl methacrylate) (PMMA) from an atomic force microscopy (AFM) colloidal probe is described. PNIPAM is solvated in water and PMMA in acetophenone. Via friction force AFM measurements, it is shown that the friction for this system is indeed reduced by two orders of magnitude compared to the miscible system of PMMA on PMMA solvated in acetophenone.

The methodology to perform friction force microscopy experiments for contacting brushes is presented: Two polymer brushes that are grafted from (a) substrates and (b) colloidal probes are slid to show that, by using two contacting immiscible brush systems, friction in sliding contacts is reduced compared to miscible brush systems.

Preparação e Friction Microscopia de Força Medidas do Insolúvel, opondo-Polymer Brushes

Solvated polymer brushes are well known to lubricate high-pressure contacts, because they can sustain a positive normal load while maintaining low ...

Investigating Single Molecule Adhesion by Atomic Force Spectroscopy

Atomic force spectroscopy is an ideal tool to study molecules at surfaces and interfaces. An experimental protocol to couple a large variety of single molecules covalently onto an AFM tip is presented. At the same time the AFM tip is passivated to prevent unspecific interactions between the tip and the substrate, which is a prerequisite to study single molecules attached to the AFM tip. Analyses to determine the adhesion force, the adhesion length, and the free energy of these molecules on solid surfaces and bio-interfaces are shortly presented and external references for further reading are provided. Example molecules are the poly(amino acid) polytyrosine, the graft polymer PI-g-PS and the phospholipid POPE (1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine). These molecules are desorbed from different surfaces like CH3-SAMs, hydrogen terminated diamond and supported lipid bilayers under various solvent conditions. Finally, the advantages of force spectroscopic single molecule experiments are discussed including means to decide if truly a single molecule has been studied in the experiment.

A protocol to couple a large variety of single molecules covalently onto an AFM tip is presented. Procedures and examples to determine the adhesion force and free energy of these molecules on solid supports and bio-interfaces are provided.

Investigando única molécula de adesão de Força Atômica Spectroscopy

Atomic force spectroscopy is an ideal tool to study molecules at surfaces and interfaces. An experimental protocol to couple a large variety of single ...

Measurement of Scattering Nonlinearities from a Single Plasmonic Nanoparticle

Plasmonics, which are based on the collective oscillation of electrons due to light excitation, involve strongly enhanced local electric fields and thus have potential applications in nonlinear optics, which requires extraordinary optical intensity. One of the most studied nonlinearities in plasmonics is nonlinear absorption, including saturation and reverse saturation behaviors. Although scattering and absorption in nanoparticles are closely correlated by the Mie theory, there has been no report of nonlinearities in plasmonic scattering until very recently. 
Last year, not only saturation, but also reverse saturation of scattering in an isolated plasmonic particle was demonstrated for the first time. The results showed that saturable scattering exhibits clear wavelength dependence, which seems to be directly linked to the localized surface plasmon resonance (LSPR). Combined with the intensity-dependent measurements, the results suggest the possibility of a common mechanism underlying the nonlinear behaviors of scattering and absorption. These nonlinearities of scattering from a single gold nanosphere (GNS) are widely applicable, including in super-resolution microscopy and optical switches. 
In this paper, it is described in detail how to measure nonlinearity of scattering in a single GNP and how to employ the super-resolution technique to enhance the optical imaging resolution based on saturable scattering. This discovery features the first super-resolution microscopy based on nonlinear scattering, which is a novel non-bleaching contrast method that can achieve a resolution as low as l/8 and will potentially be useful in biomedicine and material studies.

Saturable and reverse saturable scattering were discovered in isolated plasmonic particles and adopted as a novel non-bleaching contrast method in super-resolution microscopy. Here the experimental procedures of detecting and extracting nonlinear scattering are explained in detail, as well as how to enhance resolution with the aid of saturated excitation microscopy.

Medição da Dispersão Não-linearidades de um Nanoparticle plasmonic Individual

Plasmonics, which are based on the collective oscillation of electrons due to light excitation, involve strongly enhanced local electric fields and thus ...

Use of a Multi-compartment Dynamic Single Enzyme Phantom for Studies of Hyperpolarized Magnetic Resonance Agents

Imaging of hyperpolarized substrates by magnetic resonance shows great clinical promise for assessment of critical biochemical processes in real time. Due to fundamental constraints imposed by the hyperpolarized state, exotic imaging and reconstruction techniques are commonly used. A practical system for characterization of dynamic, multi-spectral imaging methods is critically needed. Such a system must reproducibly recapitulate the relevant chemical dynamics of normal and pathological tissues. The most widely utilized substrate to date is hyperpolarized [1-13C]-pyruvate for assessment of cancer metabolism. We describe an enzyme-based phantom system that mediates the conversion of pyruvate to lactate. The reaction is initiated by injection of the hyperpolarized agent into multiple chambers within the phantom, each of which contains varying concentrations of reagents that control the reaction rate. Multiple compartments are necessary to ensure that imaging sequences faithfully capture the spatial and metabolic heterogeneity of tissue. This system will aid the development and validation of advanced imaging strategies by providing chemical dynamics that are not available from conventional phantoms, as well as control and reproducibility that is not possible in vivo.

A multi-compartment dynamic phantom is used to simulate some biology of interest for metabolic studies using hyperpolarized magnet resonance agents.

O uso de um compartimento Multi-dinâmica única enzima Fantasma de Estudos de hyperpolarized agentes Ressonância Magnética

Imaging of hyperpolarized substrates by magnetic resonance shows great clinical promise for assessment of critical biochemical processes in real time. Due ...

Sub-nanometer Resolution Imaging with Amplitude-modulation Atomic Force Microscopy in Liquid

Atomic force microscopy (AFM) has become a well-established technique for nanoscale imaging of samples in air and in liquid. Recent studies have shown that when operated in amplitude-modulation (tapping) mode, atomic or molecular-level resolution images can be achieved over a wide range of soft and hard samples in liquid. In these situations, small oscillation amplitudes (SAM-AFM) enhance the resolution by exploiting the solvated liquid at the surface of the sample. Although the technique has been successfully applied across fields as diverse as materials science, biology and biophysics and surface chemistry, obtaining high-resolution images in liquid can still remain challenging for novice users. This is partly due to the large number of variables to control and optimize such as the choice of cantilever, the sample preparation, and the correct manipulation of the imaging parameters. Here, we present a protocol for achieving high-resolution images of hard and soft samples in fluid using SAM-AFM on a commercial instrument. Our goal is to provide a step-by-step practical guide to achieving high-resolution images, including the cleaning and preparation of the apparatus and the sample, the choice of cantilever and optimization of the imaging parameters. For each step, we explain the scientific rationale behind our choices to facilitate the adaptation of the methodology to every user's specific system.

We present a method for achieving sub-nanometer resolution images with amplitude-modulation (tapping mode) atomic force microscopy in liquid. The method is demonstrated on commercial atomic force microscopes. We explain the rationale behind our choices of parameters and suggest strategies for resolution optimization.

Sub-nanômetros de imagem resolução com Amplitude modulação Microscopia de Força Atômica no líquido

Atomic force microscopy (AFM) has become a well-established technique for nanoscale imaging of samples in air and in liquid. Recent studies have shown ...

Measurement of Quantum Interference in a Silicon Ring Resonator Photon Source

Silicon photonic chips have the potential to realize complex integrated quantum information processing circuits, including photon sources, qubit manipulation, and integrated single-photon detectors. Here, we present the key aspects of preparing and testing a silicon photonic quantum chip with an integrated photon source and two-photon interferometer. The most important aspect of an integrated quantum circuit is minimizing loss so that all of the generated photons are detected with the highest possible fidelity. Here, we describe how to perform low-loss edge coupling by using an ultra-high numerical aperture fiber to closely match the mode of the silicon waveguides. By using an optimized fusion splicing recipe, the UHNA fiber is seamlessly interfaced with a standard single-mode fiber. This low-loss coupling allows the measurement of high-fidelity photon production in an integrated silicon ring resonator and the subsequent two-photon interference of the produced photons in a closely integrated Mach-Zehnder interferometer. This paper describes the essential procedures for the preparation and characterization of high-performance and scalable silicon quantum photonic circuits.

Silicon photonic chips have the potential to realize complex integrated quantum systems. Presented here is a method for preparing and testing a silicon photonic chip for quantum measurements.

Medição de Interferência Quântica em uma fonte de silício anel ressonador Photon

Silicon photonic chips have the potential to realize complex integrated quantum information processing circuits, including photon sources, qubit ...

Fourier-Based Diffraction Analysis of Live Caenorhabditis elegans

This manuscript describes how to classify nematodes using temporal far-field diffraction signatures. A single C. elegans is suspended in a water column inside an optical cuvette. A 632 nm continuous wave HeNe laser is directed through the cuvette using front surface mirrors. A significant distance of at least 20-30 cm traveled after the light passes through the cuvette ensures a useful far-field (Fraunhofer) diffraction pattern. The diffraction pattern changes in real time as the nematode swims within the laser beam. The photodiode is placed off-center in the diffraction pattern. The voltage signal from the photodiode is observed in real time and recorded using a digital oscilloscope. This process is repeated for 139 wild type and 108 &#34;roller&#34; C. elegans. Wild type worms exhibit a rapid oscillation pattern in solution. The &#34;roller&#34; worms have a mutation in a key component of the cuticle that interferes with smooth locomotion. Time intervals that are not free of saturation and inactivity are discarded. It is practical to divide each average by its maximum to compare relative intensities. The signal for each worm is Fourier transformed so that the frequency pattern for each worm emerges. The signal for each type of worm is averaged. The averaged Fourier spectra for the wild type and the &#34;roller&#34; C. elegans are distinctly different and reveal that the dynamic worm shapes of the two different worm strains can be distinguished using Fourier analysis. The Fourier spectra of each worm strain match an approximate model using two different binary worm shapes that correspond to locomotory moments. The envelope of the averaged frequency distribution for actual and modeled worms confirms the model matches the data. This method can serve as a baseline for Fourier analysis for many microscopic species, as every microorganism will have its unique Fourier spectrum.

Fourier-Based Diffraction Analysis of Live Caenorhabditis elegans

This manuscript describes how to distinguish different nematodes using far-field diffraction signatures. We compare the locomotion of 139 wild type and 108 &#34;Roller&#34; C. elegans by averaging frequencies associated with the temporal Fraunhofer diffraction signature at a single location using a continuous wave laser.

Fourier-com base em análise de difração de viver Caenorhabditis elegans

This manuscript describes how to classify nematodes using temporal far-field diffraction signatures. A single C. elegans is suspended in a water column ...

Measurement of Dynamic Force Acted on Water Strider Leg Jumping Upward by the PVDF Film Sensor

This study aimed to make an explanation for the phenomenon in nature that water strider usually jumps or glides on the water surface easily but quickly, with its peak locomotion speed reaching 150 cm/s. First of all, we observed the microstructure and hierarchy of water strider legs using the scanning electron microscope. On the basis of the observed morphology of the legs, a theoretical model of the detachment from water surface was established, which explained water striders' capability to slide on water surface effortlessly in terms of energy reduction. Secondly, a dynamic force measurement system was devised using the PVDF film sensor with excellent sensitivity, which could detect the whole interaction process. Subsequently, a single leg in contact with water was pulled upward at different speeds, and the adhesion force was measured at the same time. The results of the departing experiment suggested a deep understanding of the fast jumping of water striders.

The protocol here is dedicated to investigating the free and quick maneuvering of water strider on water surface. The protocol includes observing the microstructure of legs and measuring the adhesion force when departing from water surface at different speeds.

Medição de força dinâmica Agida na perna de Strider da água, saltar para cima pelo Sensor de película de PVDF

This study aimed to make an explanation for the phenomenon in nature that water strider usually jumps or glides on the water surface easily but quickly, ...