Intramural NIH program supported the development of this model. Publication support was provided by Harvard Apparatus Inc. and ADInstruments Inc. The work by the authors was done as part of US government&#8211;funded research; however, the opinions expressed are not necessarily those of the National Institutes of Health.

Die nachfolgend beschriebenen Verfahren wurden im Rahmen eines Protokolls von der Animal Care und Verwenden Ausschuss des Klinikzentrums an den National Institutes of Health genehmigt durchgeführt. 1. Vorbereitung für die Chirurgie <ol><li> Gas sterilisieren Katheter und Instrumente. </li></ol> 2. Bereiten Sie den Katheter <ol><li> Reinigen Sie den Katheter mit heparinisierter Glycerin (250 IE Heparin / 1 ml Glycerin), um die Durchgängigkeit zu gewährleisten und Auslaufen zu verhindern. Stecker Ende des Katheters mit einem Metallanschlag (20 ga, 15 mm), um heparinisierte Glycerin erhalten. </li></ol> 3. Bereiten Aseptic Workstation <ol><li> Verwenden Sie 70% Alkohol, um die Workstation und Instrumentensiebe sprühen. Verwenden Sie eine sterile Abdeckung, um die OP-Tisch und Instrumentensiebe und Ort Instrumente auf dem Tablett zu decken. </li></ol> 4. Bereiten Rats für Chirurgie <ol><li> Platz Ratten einzeln in einer Lucite Kammer und setzen auf eine Betäubung; Isofluran (3-5%) Mixmit Sauerstoff ed bis bewusstlos. Entfernen Ratte aus der Kammer und rasieren Pelz von vorderen und hinteren Bereichen des Halses. Schmiermittel Salbe die Augen. </li></ol> 5. Katheter Implantation <ol><li> Zeigen narkotisierten Ratten (von Zehe Prise bestätigt) auf eine beheizte Operationstisch in der Bauchlage; legen ihre Nase in die Bugnase Anästhesie mit spontaner Atmung aufrecht zu erhalten (Isofluran; 3,5%). Reiben der OP-Bereich 3-mal abwechselnd Verwendung Betadin und 70% Alkohol. Machen Sie eine 0,5 cm Mittellinie Hautschnitt zwischen den Schulterblättern mit einer chirurgischen Schere. </li><li> Positionieren Ratte in der Rückenlage; sanft zurückhalten die Beine an jeder Seite des Tisches mit Gummibändern; Aufrechterhaltung einer Narkose. Legen Sie zwei gerollt steril 4x4 Gaze unter Nacken leicht für bessere Belichtung überstrecken. Machen Sie eine 2 cm ventralen zervikalen Hautschnitt rechts der Mittellinie des Halses auf der Ebene des Schlüsselbeins mit einem Skalpell. </li></ol> 6. RechtsVena jugularis Katheterisierung <ol><li> Mit einer Gefäßklemme, stumpf sezieren die rechte Jugularvene, scheiden sich die Speichel und Lymphgewebe, zu visualisieren und zu isolieren, eine 5 mm-Abschnitt des Schiffes. Mit 4-0 Seidennaht, legen Sie eine lose Bindung an beiden kranialen und kaudalen Enden des Schiffes, um die Belichtung des Schiffes zu maximieren. Mit einem Mikro-chirurgische Schere machen ein Einschnitt groß genug, um den Katheter mit dem Schiff zwischen den beiden Ligaturen Pass, in der Zeile und Krawatte die Schädel Ligatur rund um das Schiff. </li><li> Legen des Katheters in das Gefäß in Richtung zum Herzen mit Hilfe des Mikrosektions Haken und Pinzetten und rückt den Katheter, bis das gesamte Segment PU 3F ist im Behälter. Mithilfe der Ligaturen auf die kranialen und kaudalen Enden der Katheter in das Gefäß zu gewährleisten. </li></ol> 7. Linke Halsschlagader Katheterisierung <ol><li> Mit einer Gefäßklemme, stumpf sezieren die M. omohyoideus Längsrichtung, um die linke Halsschlagader zu entlarven und isolate eine 5mm Schnitt des Gefäßes. Achten Sie darauf, den Vagusnerv (weiße Farbe) vollständig aus der Arterie getrennt. Achten Sie darauf, nicht zu zerreißen oder brechen den Nerv. </li><li> Mit 4-0 Seidennaht, legen Sie eine lose Bindung an der kaudalen Ende des Schiffes, binden Sie die Schädel Ende des Behälters und legen Sie eine Bulldogge Klemm kaudal über der Naht, um den Blutfluss nach dem Schnitt zu stoppen. Mit Hilfe eines Mikro chirurgische Schere, einen Einschnitt machen, groß genug, um den Katheter mit dem Schiff zwischen den beiden Ligaturen übergeben, in der Schlange. Legen Sie die Arterienkatheter zum Herzen mit Hilfe des Mikropräparations Haken und Zangen. </li><li> Verwenden Sie eine glatte Nadelhalter ohne Schloss, um den Teil des Katheters innerhalb des Behälters dicht vor dem Entfernen der Bulldog Klemme zu halten. Schieben Sie den Katheter mit einer Pinzette beim Lösen Nadelhalter langsam, bis das gesamte PU 2F Segment der Katheter in das Gefäß. Binden Sie die lose Schwanz Ligatur um den Katheter und Gefäß zu sichern, aber nicht so tight so zu verschließen, den Katheter. </li></ol> 8. Mit einem Hetero Hemostat, Tunnel ein 5 cm Schlauch wieder subkutan hinter dem Ohr und durch den Einschnitt zwischen den Schulterblättern. Exteriorisieren den Katheter durch das Rohr und Entfernen Sie die U-Bahn. 9. Schließen Sie das ventrale Inzision mit drei Edelstahl-Wundklammern, und die dorsale Inzision mit 4-0 Seidennähte, um die nach außen gelegt Katheter zu befestigen. 10. Postoperative Überwachung und Pflege <ol><li> Nach Katheterisierung, beenden die Anästhesie und Wiederherstellung der Ratte in Seitenlage in einem Käfig mit Zellulose Betten. Beachten Sie die Ratten 2 h Abständen für mindestens 4 Stunden oder bis keine Anzeichen von Schmerz und dann einmal täglich. Geben Ketoprofen [5 mg / kg, subkutane Injektion (SQ)] direkt nach dem Verfahren und jede 12 Stunden, wenn die Ratten Anzeichen von Schmerzen oder Leiden. Nach unserer Erfahrung sind keine Ratten zusätzliche Analgesie für Schmerzen nach der initia erforderlichl Injektion. Eigenschaften beobachtet, die Berücksichtigung zusätzlicher Dosen von Analgesie hervorrufen würden umfassen, sind aber nicht darauf beschränkt; abnormale Körperhaltung; Zunahme / Abnahme der Atemfrequenz, unthrifty / ungroomed, Infektionen / Entzündungen der Einschnittstelle, Augenausfluss, Piloerektion (&quot;Stachelhaarkleid&quot;), Reduktion der Aktivität in Reaktion auf akustische oder taktile Reize. HINWEIS: Ratten 72 Stunden, die&gt; 10 g von der Vorschule Katheterisierung Gewichtszunahme wird in die Studie aufgenommen werden wiederhergestellt. </li></ol> 11. Anschluss an hämodynamische Systems <ol><li> Nach der Erholung, einschreiben gesunden Ratten (Gewichtszunahme&gt; 10 g) in der Studie. Platzieren Ratten in Lucite Kammer und zu betäuben, wie zuvor beschrieben. </li><li> Zeigen sterilen Tuch auf OP-Tisch mit sterilem Gefäßklemme, Mikropinzette, 1 ml Spritzen mit stumpfen Nadel auf. HINWEIS: Die Spitzen der blutstill sollte mit Gummi überzogen werden, um eine Beschädigung des Katheters zu vermeiden. Zeigen narkotisierten Ratte auf einem OP-Tabelle in der Bauchlage und Ort Nase in den Nasenkegel auf die Anästhesie (3-5%) mit spontaner Atmung aufrecht zu erhalten. </li><li> Klemm arteriellen und venösen Kathetern unter Verwendung eines Paares von Gummi capped Hämostatika gerade unterhalb der Metallsteckerstiften. Verwenden Sie eine Pinzette, um den Metallstift am Ende des Katheters zu entfernen und eine 1 ml Spritze mit Heparin Kochsalzlösung mit einer stumpfen Nadel befestigt gefüllt. Im Gegenzug, entfernen Sie die Hämostatika und ziehen 0,1 ml, um sicherzustellen, die Katheter-Patent. </li><li> Re-klemmen die Katheter, entfernen Sie die Nadel und befestigen dieses Ziel zu einer längeren Katheter (vorgespült mit Heparin Kochsalzlösung), dass ist mit einem Schwenk angeschlossen und angebunden an der Oberseite des Schuhkarton Käfig. Verbinden Sie diese Katheter zu den Wandlern für die Datenerfassung und Aufzeichnung, die Probenahme, oder Infusion. HINWEIS: Alle Katheter werden mit Spiralfeder Leitungen lang genug, um volle Bewegungsfreiheit eines Tieres im Käfig ermöglichen geschützt. </li><li> Nach Katheterverbindung beenden Anästhesie underholen, die Tiere in der Brustbeinstellung in einem Käfig mit Zellulose Betten. Um arteriellen Katheter Durchgängigkeit zu erhalten, die Linien mit 0,05 ml Heparin Kochsalzlösung (50 IU / ml) jeder 1 Stunde für 24 Stunden, die mit den regelmäßigen Bewertungen der Tiere decken Hand spülen. </li></ol> 12. Blutentnahme, Pressure Monitoring and Drug Administration <ol><li> Bringen Sie leere Spritze angeschlossen Absperrhahn Katheter arteriellen und ziehen 0,6 ml Inline-Flush. Bringen Probenspritze nehmen Probe und senden Sie das 0,6 ml Inline bündig, gefolgt von 0,7 ml heparinisierter Kochsalzlösung spülen. </li><li> Verwenden Sie Datenerfassungshardware und Software zu messen und aufzuzeichnen MAP und die Herzfrequenz kontinuierlich. </li><li> Schließen Sie den automatischen Wirkstoffabgabesystem (ADDS) mit dem Katheter. HINWEIS: ADDS stellt die Rate der Vasopressor Infusion (hoch, niedrig oder 0 Dosis) auf der Grundlage des zu wart Drücke innerhalb des normalen physiologischen Bereich erkannt MAP. </li></ol>

<ol>
	<li>Buckingham, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Indwelling+catheters+for+direct+recording+of+arterial+blood+pressure+and+intravenous+injection+of+drugs+in+the+conscious+rat.">Indwelling catheters for direct recording of arterial blood pressure and intravenous injection of drugs in the conscious rat.</a> J Pharm. Pharmacol. 28 (5), 459-461 (1976).</li><li>Buckle, J. W., Nathaniels, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proceedings:+A+dual+catheter+system+for+the+simultaneous+infusion+and+sampling+of+the+vascular+system+of+the+unrestrained+rat.">Proceedings: A dual catheter system for the simultaneous infusion and sampling of the vascular system of the unrestrained rat.</a> J. Physiol. 242 (2), 55P-56P (1974).</li><li>Solomon, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effective+dosing+of+lipid+A+analogue+E5564+in+rats+depends+on+the+timing+of+treatment+and+the+route+of+Escherichia+coli+infection.">Effective dosing of lipid A analogue E5564 in rats depends on the timing of treatment and the route of Escherichia coli infection.</a> J. Infect. Dis. 193 (5), 634-644 (2006).</li><li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacillus+anthracis+cell+wall+produces+injurious+inflammation+but+paradoxically+decreases+the+lethality+of+anthrax+lethal+toxin+in+a+rat+model.">Bacillus anthracis cell wall produces injurious inflammation but paradoxically decreases the lethality of anthrax lethal toxin in a rat model.</a> Intensive Care Med. 36 (1), 148-156 (2010).</li><li>Quezado, Z. M., Natanson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+hemodynamic+abnormalities+and+vasopressor+therapy+in+sepsis+and+septic+shock.">Systemic hemodynamic abnormalities and vasopressor therapy in sepsis and septic shock.</a> Am. J. Kidney Dis. 20 (3), 214-222 (1992).</li><li>Perdue, P. W., Kazarian, K. K., Nevola, J., Law, W. R., Williams, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+local+and+systemic+antibiotics+in+rat+fecal+peritonitis.">The use of local and systemic antibiotics in rat fecal peritonitis.</a> J. Surg. Res. 57 (3), 360-365 (1994).</li><li>Qiu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+individual+survival+benefits+of+tumor+necrosis+factor+soluble+receptor+and+fluid+administration+are+not+additive+in+a+rat+sepsis+model.">The individual survival benefits of tumor necrosis factor soluble receptor and fluid administration are not additive in a rat sepsis model.</a> Intensive Care Med. 37 (10), 1688-1695 (2011).</li><li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Severity+of+sepsis+alters+the+effects+of+superoxide+anion+inhibition+in+a+rat+sepsis+model.">Severity of sepsis alters the effects of superoxide anion inhibition in a rat sepsis model.</a> J. Appl. Physiol. 97 (4), 1349-1357 (2004).</li><li>Karzai, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protection+with+antibody+to+tumor+necrosis+factor+differs+with+similarly+lethal+Escherichia+coli+versus+Staphylococcus+aureus+pneumonia+in+rats.">Protection with antibody to tumor necrosis factor differs with similarly lethal Escherichia coli versus Staphylococcus aureus pneumonia in rats.</a> Anesthesiology. 99 (1), 81-89 (2003).</li><li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Femoral+Arterial+and+Venous+Catheterization+for+Blood+Sampling,+Drug+Administration+and+Conscious+Blood+Pressure+and+Heart+Rate+Measurements.">Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements.</a> J. Vis. Exp. (59), e3496 (2012).</li></ol>

The authors have no potential conflicts of interest.

<html> Untersuchung therapeutischer Ansätze in die klinische Krankheitsmodell erfordert die Fähigkeit, genau durchzuführen hämodynamische Monitoring, also Gefäßzugang erfordern. In unserem Modell der Sepsis stellt arteriellen Katheterisierung systemische Drucküberwachung und Katheterisierung ermöglicht die Anwendung der klinischen Standardtherapie. Die Standardtherapie bei Sepsis umfasst die Infusion von Antibiotika, um bakterielle Infektion und die Infusion von Flüssigkeiten und Vasopressoren behandeln, um arteriellen Druck im gewünschten Bereich zu halten. Beide Katheter zur Blutentnahme verwendet. Bei dieser Konstruktion ist die Anwendung von programmierbaren Infusionspumpen mit automatischer Auslösung der Vasopressor Infusionsrate, basierend auf Echtzeit den mittleren arteriellen Druck ist ein Fortschritt gegenüber der klinischen Einstellung, die manuelle Titration durch das medizinische Personal und in der präklinischen Einstellung lässt die benötigt Verwendung dieser Behandlungsform möglich, das Studium einer großen Anzahl von Tieren. . e_content &quot;&gt; Einige Komplikationen wurden früh in der Entwicklung des Modells erlebt Dazu gehörten teilweise Verstopfung des arteriellen und venösen Kathetern von Überdrehen, Krawatten auf PU2 und PU3 Komponenten (1-2%); Abhanden jugularvenöse Katheter in eine kleinen Zweig, (&lt;1%); ungeklärten plötzlichen Todes nach der Wiederherstellung (keine Lungen Thrombus oder andere Organschäden erkennbar), (1-2%) von mit O 2 Strömungsgeschwindigkeit von 2 l / min halten Isofluran-Konzentration von 2 bis 3,5% gelöst . Andere häufige chirurgischen Komplikationen von Blutungen, lokale Infektion und selbstverschuldete Schäden wurden nicht beobachtet. Nach chirurgischer Kompetenz erreicht wird, die einzelnen Verfahren sollten in der Lage, in nicht mehr als 15 Minuten abgeschlossen sein. Die Erfolgsquote, gemessen als eine gesunde Erholung und Patent Katheter, kann erwartet werden, 90% einmal voll ausgebildet. Eine zusätzliche Tier in jeder Studie überschreiten &quot;, um den Verlust von Daten und die Gesamtzahl der Tiere erforderlich und Rechnung für eine fehlgeschlagene Katheter, sein können, zu minimierenFusion nur &quot;oder Mortalität aufgrund von Komplikationen. Der wichtigste Schritt in diesem Verfahren ist die Konstruktion und die Anordnung der Katheter. Die Materialien müssen an der Spitze, weich zu sein, um nicht die Gefäßwand ohne allzu leicht Crimpen durchbohren. Der Körper des Katheters zu sein steifer (als die Spitze), um in das Gefäß ausreichend voranzutreiben, und an ihrem Platz gesichert werden. Figur 1 zeigt die 3 Durchmesser der Schläuche, die für den Arterienkatheter und 2 verschiedene Rohrdurchmesser verbunden sind, für die Venenkatheter. Diese Komponenten sind ineinander geschoben, um Katheterdurchmesser an der Spitze zu verringern, und werden zusammen mit Ankern hinzugefügt, um die Platzierung des Katheters in dem Gefäß oder Herz aufrechterhalten wird verklebt. Nach der Wiederherstellung und der Dreh- und Halteseil verbunden ist, sollten die MAP und CVP Wellenformen ähnlich den in Abbildung 2 dargestellten Daten angezeigt. Um ein arterieller Katheter patenc pflegeny während der Überwachung sollte eine stündliche Heparin Kochsalzspülung (0,05 ml) durchgeführt werden. Kontinuierliche Infusion erhält die Katheter Durchgängigkeit. Beim Leitungsanschluss und bündig, muss Aufmerksamkeit zu zahlen, um sicherzustellen, dass keine Luftblasen in der Leitung. Eine Luftblase ≥0.1ml kann in einer Embolie in der Lunge, Gehirn oder anderen Organen führen. Hämodynamische Wellenformen erfasst und über den Verlauf der Studie untersucht. Beim Komprimieren der Zeit in der x-Achse, Abbildung 3 zeigt die Entwicklung der MAP und CVP im Laufe von 1 Stunde sowie die Veränderungen der Geschwindigkeit und Wirkung Vasopressor Infusion. Das Verfahren hat mehrere potentielle Einschränkungen. In unseren Studien bleiben die Katheter Patent für bis zu 11 Tage. Es ist nicht bekannt, wie lange die Katheter würde Patent über diesen Zeitraum hinaus bleiben. Um den Katheter zu passen, wie beschrieben, gibt es eine minimale Gefäßgröße, die etwa korreliert mit Nagetier Gewicht, Tiere in dieser Studie aufgenommen erfordern, um größer zu sein200 g. Die Verwendung eines kleineren Katheterdurchmesser würde in zunehmenden Strömungswiderständen Reduktionslässigkeit führen. Das Erreichen der zentrale Venendruck Maßnahmen erfordert eine genaue Platzierung des Katheters im Atrium während der Studiendauer ausreichen, um Konto für Größe und Wachstum und kann eine Herausforderung sein. Einmal gemeistert, arterielle und Gefäßkatheter kann die Basis für eine Vielzahl von Tiermodellen erfordern hämodynamische Monitoring, Blutentnahme und Infusion von Flüssigkeiten oder Therapien bei minimalen Schmerzen und Leiden während der Instrumentierung oder Handhabungs einmal erholt werden. In der Tat, in Verbindung mit einer vorherigen JOVE Veröffentlichung 10 beschreibt Katheterisierung der Vena femoralis, haben wir erfolgreich durchgeführt, dieses Modell mit 3 implantierten Katheter.

Arterielle und venöse Katheterisierung von Ratten ist seit langem in der Laborforschung eingesetzt 1., Können 2 Katheterisierung zur Überwachung der hämodynamischen Parameter einschließlich systolischen, diastolischen und mittleren arteriellen Druck (MAP), Herzfrequenz (HR) und der zentrale Venendruck verwendet werden (CVP) . 3,4 Darüber hinaus sind diese Katheter ermöglicht die Infusion von Standardbehandlungen oder potenzielle Therapien sowie Blutentnahme, um die zugrunde liegende Mechanismus einer Krankheit oder Behandlung weiter analysieren. Daher mit Gefäßzugang in einer Kleintiermodell ist entscheidend für die Untersuchung der klinischen Messgrößen und Behandlungseffekte. Um die Ursachen der kritischen Erkrankung zu untersuchen, ist es wichtig, zunächst ein Modell der menschlichen Lebensbedingungen zu simulieren, zu entwickeln. Intratracheale Inokulation einer bekannten Menge von Bakterien wurde erfolgreich verwendet, um die Pathogenese von Lungenentzündung, eine schwere Lungeninfektion, die dann entwickelt sich Sepsis reproduzieren.3, 5 Überwachung hämodynamischen Maßnahmen und Bereitstellung von Standard-klinische Behandlung ist entscheidend für die Routine unterstützende Pflege zu simulieren. Standard-klinische Behandlung beinhaltet die Infusion von Antibiotika, die für die Klärung der zugrunde liegenden Infektion und die Verabreichung von Flüssigkeiten und Vasopressoren hilft, zwei Therapien bei septischen Patienten eingesetzt werden, um den Blutdruck aufrecht zu erhalten. 5-7 Gefäßzugang, speziell Implantation von Patent Katheter ist besonders wichtig, wenn wir studieren experimentellen Therapien für Sepsis. Seit vielen Jahren wurde die Fähigkeit, Standard-klinische Behandlung, um Nagetiere zu verwalten durch die Verfügbarkeit der Materialien mit den erforderlichen Eigenschaften für den Bau von implantierbaren Katheter und die Fähigkeit der Infusionstechnologie, um kleine Volumina genau mit der Zeit liefern, begrenzt. Darüber hinaus ermöglicht die Fähigkeit, eine Infusion als Reaktion auf die kontinuierliche Überwachung eines spezifischen hämodynamischen Maßnahme auslösen für eine konsistente und reproduzierbare Standard Behandlungsmodell bei der Verwendung von größeren Probengrößen typisch für Studien an Nagetieren. 8, 9 Diese technischen Einschränkungen in Materialien und Präzisions-Hardware, aber überwunden worden, um gleichzeitig Routinetherapien während der Überwachung hämodynamischen Parameter, muß sowohl arteriellen und venösen Gefäßzugang zur Verfügung stehen. Das Video beschreibt die Operationstechnik zur Implantation Halsschlagader und der gemeinsamen Halsschlagader-Katheter in einer narkotisierten Ratten. Nach einer 72-stündigen Erholungsphase werden die Tiere erneut betäubt und auf eine Leine und Schwenkaufbau zum Nagetier Gehäuse verwendet werden, um die implantierten Katheter in die hämodynamischen Monitoring-System zu verbinden angebracht angeschlossen werden. Während der Untersuchung kann das System für eine Fluidinfusion, die entweder auf Abgabe eines vorgegebenen Volumens an einer bestimmten Infusionsrate oder ein automatisiertes System, eine Injektionsrate in Abhängigkeit von dem mittleren arteriellen Druck erfasst, um einen gegebenen Druckbereich aufrechtzuerhalten liefert. Flüssigkeitsinfusionssystemnutzt programmierbare Spritzenpumpen, die eine Schnittstelle mit digitalen Ausgängen des Datenerfassungssystems und werden von der Software die Überwachung der MAP gesteuert. Das Fangband und Schwenk Aufbau ermöglicht eine freie Bewegung der Ratte während der Studie, während Überwachen von Drücken, Infusion von Flüssigkeit und Vasopressoren und die Durchführung der Blutentnahme, ohne die Tiere zu manipulieren. Gleichzeitige Überwachung von bis zu 12 instrumentierten Tiere mit 2 Katheter jeweils (im Setup) mit der Hardware erweiterbar auf bis zu 24 Überwachungs instrumentierten Tiere erlaubt eine hohe Flexibilität für die Untersuchung mehrere geschichtete Gruppen in jedem Experiment. Diese Katheterisierung Verfahren kann vorteilhaft für Forschungseinrichtungen, die ähnlich Nagetiermodellen Gefäßzugang für die Überwachung, Probennahme und Behandlung für bis zu 11 Tage benötigen zu verwenden. Wenn die Forschungseinrichtung der Prüfung dieser Verfahren hat Erfahrung mit Nagetieren und eine richtige Tragekonstruktion für die Pflege dieser Tiere dann developing Diese Fähigkeiten können eine erhebliche Kostenersparnis bieten, die Gesamtbetriebskosten pro katheterisiert Ratte von mehr als $ 180 bis weniger als $ 50 (einschließlich naiven Ratte, Katheter-Komponenten und technische Kosten) und zunehmende Planungsflexibilität (naive Ratten sind leicht verfügbar vs. Unternehmen Lieferplan von implantierten Ratten). Der Erfolg dieses Verfahrens hängt von den Fähigkeiten des einzelnen Durchführen der Katheterisierung. Die Trainings Tieren zur sicheren Beherrschung der dieses Verfahren geworden ist von 20 bis 40 Ratten mit einer daraus resultierenden Katheter Offenheitsrate von&gt; 90% lag.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="715">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:299px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:131px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">straight micro dissecting forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-8102</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">delicate straight hemostatic forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-7114</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">delicate curved hemostatic forceps</td>
			<td>Miltex</td>
			<td style="width:119px;">&#160;7-4</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">serrefine curved, very delicate micro clamp</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-5471</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">micro dissecting hook</td>
			<td>Miltex</td>
			<td style="width:119px;">19-220</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">angled on edge micro dissecting spring scissor</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-5618</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">light operating scissor</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-6750</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">scalpel handle and blade (#10)</td>
			<td>Cincinnati Surgical</td>
			<td style="width:119px;">RS-9843</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pack of 4-0 silk suture with curved needle</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td style="width:119px;">FS-2</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">straight micro suturing needle holder</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-6410</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">wound clip</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td style="width:119px;">59027</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sterile gauze 2&#34;x2&#34;&#160;</td>
			<td>Dynarex</td>
			<td style="width:119px;">3362</td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">gauze 4&#34;x4&#34;&#160;</td>
			<td>Covidien</td>
			<td style="width:119px;">2556</td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anesthesia vaporizer</td>
			<td>Surgivet</td>
			<td style="width:119px;">V703001</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">lucite box</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">isoflurane</td>
			<td>Baxter</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">downdraft Table</td>
			<td>Airscience</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">table top surgical platform</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">arterial Catheter</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">venous Catheter</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Data Acquisition System</td>
			<td style="width:131px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:119px;">Powerlab 16/30</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">Data Analysis software</td>
			<td style="width:131px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:119px;">LabChart v7.3</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">Programmable infusion pumps</td>
			<td style="width:131px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;">PHD Ultra</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model

Der Erfolg eines Kleintiermodell, um gegen schwere Krankheiten zu studieren, ist teilweise abhängig von der Fähigkeit des Modells, um den Zustand der Menschheit zu simulieren. Intratracheale Inokulation einer bekannten Menge von Bakterien wurde erfolgreich verwendet, um die Pathogenese von Lungenentzündung, dann entwickelt sich Sepsis reproduzieren. Überwachung hämodynamischen Parameter und Bereitstellung von Standard-klinische Behandlung einschließlich Infusion von Antibiotika, Flüssigkeiten und Medikamenten, um den Blutdruck aufrecht zu erhalten ist entscheidend für die Routine unterstützende Pflege in diesem Modell aber zu tun simulieren erfordert also sowohl arteriellen und venösen Gefäßzugang. Das Video beschreibt die Operationstechnik zur Implantation Halsschlagader und der gemeinsamen Halsschlagader-Katheter in einer narkotisierten Ratten. Nach einer 72-stündigen Erholungsphase werden die Tiere erneut betäubt und auf eine Leine und Schwenkaufbau zum Nagetier Gehäuse, die implantierten Katheter in die hämodynamischen Monitoring-System verbindet angebracht angeschlossen werden. Dieses Setup erlaubt freien derRatte während der Studie, während kontinuierlich Überwachen von Drücken, die Infusion von Flüssigkeiten und Medikamenten (Antibiotika, Vasopressoren) und die Durchführung der Blutentnahme.

Veränderungen in der Gefäßdruck werden durch die Flüssigkeit gefüllt Katheter (1) in elektrische Signale von den hämodynamischen Kurven dargestellt übertragen und umgewandelt (2, 3). Ohne Gefäßzugang könnte diese Maßnahmen nicht hergestellt werden. Echtzeit-Streaming der Wellenformen können zum Nachweis und zur Analyse der Veränderungen auf einer Schlag auf Basis schlagen (Abbildung 2). Komprimierung der Zeitskala der Wellenformen ermöglicht die Quantifizierung Änderungen, die über eine längere Dauer (Minuten bis Tage) auftreten (Abbildung 3, obere 4-Wellenformen), die mit den Veränderungen in Vasopressor Infusionsraten korreliert werden kann (Abbildung 3, untere 4-Wellenformen). <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig1.jpg" /> Abbildung 1. Katheter Ausführung: Details zu den Komponenten der arteriellen und venösen Kathetern PU Polyurethan;. PE, PolyEthylen (Segmentlänge) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig1highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig2.jpg" /> Abbildung 2. Echtzeit-MAP-Wellenformen von 4 typischen Nagetiere 7 Tage nach der Katheterisierung über 7 sec. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig2highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig3.jpg" /> Abbildung 3. Zeitdruck MAP Wellenformen von 4 typischen Nagetiere (obere 4-Wellenformen) 7 Tage nach der Katheterisierung über 1 Std., Wenn die Karte gemittelt (untere 4-Wellenformen), wird dieser Wert auf Trigger verwendet ADDS hoch (&lt;90 mmHg) , niedrig (&lt;100 mmHg) oder beenden (&gt; 110) Fluss Antwort von der Infusionspumpe. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig3highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a>

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Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Katheterisierung der Halsschlagader und Vena jugularis zur hämodynamischen Maßnahmen im Conscious Rattenmodell durchführen, Infusionen und Blutentnahme

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

71.3K Aufrufe.  National Institutes of Health. Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Serie: Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically implanted catheters permit a researcher to effectively and humanely administer substances, perform repeated blood sampling and assists in conscious direct measurements of blood pressure and heart rate. Once the catheter is implanted long-term sampling is possible. Patency and catheter life depends on multiple factors including the lock solution used, flushing regimen and catheter material. This video will demonstrate the methodology of femoral artery and venous catheterization of the rat. In addition the video will demonstrate the use of the femoral venous and arterial catheters for blood sampling, drug administration and use of the arterial catheter in taking measurements of blood pressure and heart rate in a conscious freely-moving rat. A tether and harness attached to a swivel system will allow the animal to be housed and have samples taken by the researcher with minimal disruption to the animal. To maintain patency of the catheter, careful daily maintenance of the catheter is required using lock solution (100 U/ml heparinized saline), machine-ground blunt tip syringe needles and the use of syringe filters to minimize potential contamination. With careful aseptic surgical techniques, proper catheter materials and careful catheter maintenance techniques, it is possible to sustain patent catheters and healthy animals for long periods of time (several weeks).

Chronic catheterization of blood vessels in the rat is often required for administration of substances, obtain blood sample over a period of time or for direct conscious blood pressure measurements. Femoral arterial catheterization of the rat and corresponding measurements of blood pressure in the conscious animal will be demonstrated.

Femoral arterielle und venöse Katheterisierung zur Blutentnahme, Drug Administration und Conscious Blutdruck und Herzfrequenz-Messungen

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

Forschung

Medizin

Training a Sophisticated Microsurgical Technique: Interposition of External Jugular Vein Graft in the Common Carotid Artery in Rats

Neointimal hyperplasia is one the primary causes of stenosis in arterialized veins that are of great importance in arterial coronary bypass surgery, in peripheral arterial bypass surgery as well as in arteriovenous fistulas.1-5 The experimental procedure of vein graft interposition in the common carotid artery by using the cuff-technique has been applied in several research projects to examine the aetiology of neointimal hyperplasia and therapeutic options to address it. 6-8 The cuff prevents vessel anastomotic remodeling and induces turbulence within the graft and thereby the development of neointimal hyperplasia.
Using the superior caval vein graft is an established small-animal model for venous arterialization experiment.9-11 This current protocol refers to an established jugular vein graft interposition technique first described by Zou et al., 9 as well as others.12-14 Nevertheless, these cited small animal protocols are complicated.
To simplify the procedure and to minimize the number of experimental animals needed, a detailed operation protocol by video training is presented. This video should help the novice surgeon to learn both the cuff-technique and the vein graft interposition. Hereby, the right external jugular vein was grafted in cuff-technique in the common carotid artery of 21 female Sprague Dawley rats categorized in three equal groups that were sacrificed on day 21, 42 and 84, respectively. Notably, no donor animals were needed, because auto-transplantations were performed. The survival rate was 100 % at the time point of sacrifice. In addition, the graft patency rate was 60 % for the first 10 operated animals and 82 % for the remaining 11 animals. The blood flow at the time of sacrifice was 8&plusmn;3 ml/min. In conclusion, this surgical protocol considerably simplifies, optimizes and standardizes this complicated procedure. It gives novice surgeons easy, step-by-step instruction, explaining possible pitfalls, thereby helping them to gain expertise fast and avoid useless sacrifice of experimental animals.

Neointimal hyperplasia is the primary cause of stenosis in arterialized veins. We propose a new protocol whereby the right external jugular vein is grafted using the cuff technique in the common carotid artery of Sprague Dawley rats. The survival rate was 100 % at the time point of sacrifice.

Trainieren eines Sophisticated mikrochirurgische Technik: Interposition der Vena jugularis externa Graft in der Arteria carotis communis bei Ratten

Neointimal hyperplasia is one the primary causes of stenosis in arterialized veins that are of great importance in arterial coronary bypass surgery, in ...

Adult Mouse Venous Hypertension Model: Common Carotid Artery to External Jugular Vein Anastomosis.

The understanding of the pathophysiology of brain arteriovenous malformations and arteriovenous fistulas has improved thanks to animal models. A rat model creating an artificial fistula between the common carotid artery (CCA) and the external jugular vein (EJV) has been widely described and proved technically feasible. This construct provokes a consistent cerebral venous hypertension (CVH), and therefore has helped studying the contribution of venous hypertension to formation, clinical symptoms, and prognosis of brain AVMs and dural AVFs. Equivalent mice models have been only scarcely described and have shown trouble with stenosis of the fistula. An established murine model would allow the study of not only pathophysiology but also potential genetic therapies for these cerebrovascular diseases.
We present a model of arteriovenous fistula that produces a durable intracranial venous hypertension in the mouse. Microsurgical anastomosis of the murine CCA and EJV can be difficult due to diminutive anatomy and frequently result in a non-patent fistula. In this step-by-step protocol we address all the important challenges encountered during this procedure. Avoiding excessive retraction of the vein during the exposure, using 11-0 sutures instead of 10-0, and making a carefully planned end-to-side anastomosis are some of the critical steps. Although this method requires advanced microsurgical skills and a longer learning curve that the equivalent in the rat, it can be consistently developed.
This novel model has been designed to integrate transgenic mouse techniques with a previously well-established experimental system that has proved useful to study brain AVMs and dural AVFs. By opening the possibility of using transgenic mice, a broader spectrum of valid models can be achieved and genetic treatments can also be tested. The experimental construct could also be further adapted to the study of other cerebrovascular diseases related with venous hypertension such as migraine, transient global amnesia, transient monocular blindness, etc.

We describe a method for creating a reliable model of cerebral venous hypertension in the adult mouse. This model has been widely described and tested in the rat. This new counterpart in the mice opens the possibility of using genetic modified animals and thereby broadens the applications of the model.

Erwachsene Maus venöse Bluthochdruckmodell: A. carotis communis, um äußere Jugularvene Anastomose.

The understanding of the pathophysiology of brain arteriovenous malformations and arteriovenous fistulas has improved thanks to animal models. A rat model ...

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study model. As the use of mouse models are often a vital step in preclinical drug discovery and drug development1-8, it is necessary to design a system to introduce drugs into mice in a uniform, reproducible manner. Ideally, the system should permit the collection of blood samples at regular intervals over a set time course. The ability to measure drug concentrations by mass-spectrometry, has allowed investigators to follow the changes in plasma drug levels over time in individual mice1, 9, 10. In this study, paclitaxel was introduced into transgenic mice as a continuous arterial infusion over three hours, while blood samples were simultaneously taken by retro-orbital bleeds at set time points. Carotid artery infusions are a potential alternative to jugular vein infusions, when factors such as mammary tumors or other obstructions make jugular infusions impractical. Using this technique, paclitaxel concentrations in plasma and tissue achieved similar levels as compared to jugular infusion. In this tutorial, we will demonstrate how to successfully catheterize the carotid artery by preparing an optimized catheter for the individual mouse model, then show how to insert and secure the catheter into the mouse carotid artery, thread the end of the catheter out through the back of the mouse&#8217;s neck, and hook the mouse to a pump to deliver a controlled rate of drug influx. Multiple low volume retro-orbital bleeds allow for analysis of plasma drug concentrations over time.

This method was developed with the goal of delivering a steady drug solution via the carotid artery, to assess the pharmacokinetics of novel drugs in mouse models.

Halsschlagader Infusionen für pharmakokinetischen und pharmakodynamischen Analyse von Taxanen in Mäusen

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Vascular Balloon Injury and Intraluminal Administration in Rat Carotid Artery

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and cellular mechanisms involved in vascular smooth muscle dedifferentiation, neointima formation and vascular remodeling. Male Sprague-Dawley rats are the most frequently employed animals for this model. Female rats are not preferred as female hormones are protective against vascular diseases and thus introduce a variation into this procedure. The left carotid is typically injured with the right carotid serving as a negative control. Left carotid injury is caused by the inflated balloon that denudes the endothelium and distends the vessel wall. Following injury, potential therapeutic strategies such as the use of pharmacological compounds and either gene or shRNA transfer can be evaluated. Typically for gene or shRNA transfer, the injured section of the vessel lumen is locally transduced for 30 min with viral particles encoding either a protein or shRNA for delivery and expression in the injured vessel wall. Neointimal thickening representing proliferative vascular smooth muscle cells usually peaks at 2 weeks after injury. Vessels are mostly harvested at this time point for cellular and molecular analysis of cell signaling pathways as well as gene and protein expression. Vessels can also be harvested at earlier time points to determine the onset of expression and/or activation of a specific protein or pathway, depending on the experimental aims intended. Vessels can be characterized and evaluated using histological staining, immunohistochemistry, protein/mRNA assays, and activity assays. The intact right carotid artery from the same animal is an ideal internal control. Injury-induced changes in molecular and cellular parameters can be evaluated by comparing the injured artery to the internal right control artery. Likewise, therapeutic modalities can be evaluated by comparing the injured and treated artery to the control injured only artery.

This protocol uses a balloon catheter to cause an intraluminal injury on the rat carotid artery and henceforth elicit neointimal hyperplasia. This is a well-established model for studying the mechanisms of vascular remodeling in response to injury. It is also widely used to determine the validity of potential therapeutic approaches.

Gefäßballon Verletzung und intraluminale Verwaltung in Rattenhalsschlagader

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and ...

A Rabbit Model of Durable Transgene Expression in Jugular Vein to Common Carotid Artery Interposition Grafts

Vein graft bypass surgery is a common treatment for occlusive arterial disease; however, long-term success is limited by graft failure due to thrombosis, intimal hyperplasia, and atherosclerosis. The goal of this article is to demonstrate a method for placing bilateral venous interposition grafts in a rabbit, then transducing the grafts with a gene transfer vector that achieves durable transgene expression. The method allows the investigation of the biological roles of genes and their protein products in normal vein graft homeostasis. It also allows the testing of transgenes for the activities that could prevent vein graft failure, e.g., whether the expression of a transgene prevents the neointimal growth, reduces the vascular inflammation, or reduces atherosclerosis in rabbits fed with a high-fat diet. During an initial survival surgery, the segments of right and left external jugular vein are excised and placed bilaterally as reversed end-to-side common carotid artery interposition grafts. During a second survival surgery, performed 28 days later, each of the grafts is isolated from the circulation with vascular clips and the lumens are filled (via an arteriotomy) with a solution containing a helper-dependent adenoviral (HDAd) vector. After a 20-min incubation, the vector solution is aspirated, the arteriotomy is repaired, and flow is restored. The veins are harvested at time points dictated by individual experimental protocols. The 28-day delay between the graft placement and the transduction is necessary to ensure the adaptation of the vein graft to the arterial circulation. This adaptation avoids rapid loss of transgene expression that occurs in vein grafts transduced before or immediately after grafting. The method is unique in its ability to achieve durable, stable transgene expression in grafted veins. Compared to other large animal vein graft models, rabbits have advantages of low cost and easy handling. Compared to rodent vein graft models, rabbits have larger and easier-to-manipulate blood vessels that provide abundant tissue for analysis.

This method describes the placement of interposition vein grafts in rabbits, the transduction of the grafts, and the achievement of durable transgene expression. This allows the investigation of physiological and pathological roles of transgenes and their protein products in grafted veins, and testing of gene therapies for vein graft disease.

Ein Kaninchen-Modell der dauerhafte Transgene Ausdruck in Halsschlagader, gemeinsame Halsschlagader Interposition Grafts

Vein graft bypass surgery is a common treatment for occlusive arterial disease; however, long-term success is limited by graft failure due to thrombosis, ...

Phase Contrast Magnetic Resonance Imaging in the Rat Common Carotid Artery

Phase contrast magnetic resonance imaging (PC-MRI) is a noninvasive approach that can quantify flow-related parameters such as blood flow. Previous studies have shown that abnormal blood flow may be associated with systemic vascular risk. Thus, PC-MRI can facilitate the translation of data obtained from animal models of cardiovascular diseases to pertinent clinical investigations. In this report, we describe the procedure for measuring blood flow in the common carotid artery (CCA) of rats using cine-gated PC-MRI and discuss relevant analysis methods. This procedure can be performed in a live, anesthetized animal and does not require euthanasia after the procedure. The proposed scanning parameters yield repeatable measurements for blood flow, indicating excellent reproducibility of the results. The PC-MRI procedure described in this article can be used for pharmacological testing, pathophysiological assessment, and cerebral hemodynamics evaluation.

The overall goal of this procedure is to measure the blood flow in the rat common carotid artery by using noninvasive phase contrast magnetic resonance imaging.

Phase Kontrast Magnetresonanz-Bildgebung in der Ratte gemeinsame Halsschlagader

Phase contrast magnetic resonance imaging (PC-MRI) is a noninvasive approach that can quantify flow-related parameters such as blood flow. Previous ...

A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the luminal surface area in arteries thereby reducing adequate blood flow to organs and distal tissues. Clinically, revascularization procedures such as balloon angioplasty with or without stent placement aim to restore blood flow. Although these procedures reestablish blood flow by reducing plaque burden, they damage the vessel wall, which initiates the arterial healing response. The prolonged healing response causes arterial restenosis, or re-narrowing, ultimately limiting the long-term success of these revascularization procedures. Therefore, preclinical animal models are integral for analyzing the pathophysiological mechanisms driving restenosis, and provide the opportunity to test novel therapeutic strategies. Murine models are cheaper and easier to operate on than large animal models. Balloon or wire injury are the two commonly accepted injury modalities used in murine models. Balloon injury models in particular mimic the clinical angioplasty procedure and cause adequate damage to the artery for the development of restenosis. Herein we describe the surgical details for performing and histologically analyzing the modified, pressure-controlled rat carotid artery balloon injury model. Additionally, this protocol highlights how local periadventitial application of therapeutics can be used to inhibit neointimal hyperplasia. Lastly, we present light sheet fluorescence microscopy as a novel approach for imaging and visualizing the arterial injury in three-dimensions.

The rat carotid artery balloon injury mimics the clinical angioplasty procedure performed to restore blood flow in atherosclerotic vessels. This model induces the arterial injury response by distending the arterial wall, and denuding the intimal layer of endothelial cells, ultimately causing remodeling and an intimal hyperplastic response.

Eine Ratte Carotis Arterie Druck-kontrollierte segmentale Ballonverletzung mit periadventitialen therapeutischen Anwendung

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...

Microsurgical Skills of Establishing Permanent Jugular Vein Cannulation in Rats for Serial Blood Sampling of Orally Administered Drug

Blood sampling in small laboratory animals is necessary for pharmaceutical lead optimization but can cause great harm and stress to experimental animals, which could potentially affect results. The jugular vein cannulation (JVC) in rats is a widely used model for repeated blood collection but requires adequate training of surgery skills and animal care. This article details the microsurgical procedures for establishing and maintaining a permanent JVC rat model with specific focus on the placement and sealing of the jugular cannula. The importance of monitoring physiological (e.g., body weight, food, and water intake) and hematological parameters, was highlighted with results presented for 6 days post-surgery during the rat&#39;s recovery. The drug-plasma concentration-time profile of orally administered natural phenol ellagic acid was determined in the JVC rat model.

Detailed microsurgical techniques are demonstrated to establish a longer-term jugular vein cannulation rat model for sequential blood collection in the same animal. Physiological and hematological parameters have been monitored during the rat's recovery phase. This model has been applied to study pharmacokinetics of orally administered polyphenol without inducing animal stress.

Mikrochirurgische Fähigkeiten zur Etablierung einer permanenten Jugularvenenkanülierung bei Ratten zur seriellen Blutentnahme von oral verabreichtem Medikament

Blood sampling in small laboratory animals is necessary for pharmaceutical lead optimization but can cause great harm and stress to experimental animals, ...

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

Wiederholte Blutentnahme aus der Vena subclavia einer bewussten Ratte

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...