Damos las gracias a Katharina Haberland para la edición de imágenes. Financiación: El autor principal, recibió una subvención de KKF la Technische Universität München, para establecer un nuevo laboratorio de investigación.

NOTA: Antes de la implementación del modelo presentado, las leyes de protección animal correspondiente deben ser consultados y deben obtener permiso de las autoridades locales. En este trabajo, todos los experimentos se llevaron a cabo de conformidad con los principios rectores de los animales de investigación que involucra y la legislación alemana sobre protección de los animales. Los experimentos fueron aprobados por el comité local de cuidado de los animales. 1. Preparación de Animales y elevación quirúrgica del colgajo <ol style="margin-left: 40px;"><li> Mantener a los animales en jaulas individuales a temperatura ambiente de 22-24 ° C y con una humedad relativa de 60-65% con un ciclo de día y noche de 12 horas. Permitir ratones libre acceso al agua potable y comida estándar de laboratorio. Siempre mantener condiciones estériles durante la cirugía de la supervivencia. </li><li> Anestesiar el ratón por vía intraperitoneal (ip) de inyección de 0,1 ml de solución salina por 10 g de peso corporal que contiene 90 mg / kg de peso corporal clorhidrato de ketamina y 25 mg /kg de peso corporal clorhidrato dihydroxylidinothiazine. La anestesia es necesario para la preparación animal, la cirugía y la microscopía subsiguiente. Confirmar anestesia adecuada por el control de la respuesta a un estímulo doloroso. Durante el tiempo de anestesia, aplique ungüento veterinario en los ojos para evitar la sequedad. </li><li> Después de la inducción de la anestesia suficiente, depilarse la espalda con una rasuradora eléctrica. De aquí en adelante, aplique crema de depilación a la zona de afeitado para eliminar el resto del cabello. </li><li> Durante el tiempo de residencia de la crema de depilación de ~ 7-10 min, preparar instrumentos, incluyendo fórceps de la piel y micro forceps, tijeras y micro tijeras, material de sutura y un rotulador. Desinfectar y preparar la cámara de titanio mediante la aplicación de los dos tornillos con la tuerca en la base de la cámara y por la fijación autoadhesiva de espuma (Fig. 1 AC) alrededor de la ventana de la contraparte de la cámara para garantizar la estanqueidad del sistema de cámara. </li><li> Quite toda la crema de depilación de la parte posterior por lavadoapagado con agua tibia. Entonces seco y desinfectar la piel con una solución que contiene alcohol. </li><li> Coloque el ratón en posición prona y definir la línea media de la espalda. Sujete la piel de forma centralizada y levántela para crear un pliegue (Fig. 2A). Por trans-iluminación utilizando cualquier tipo de fuente de luz, decidir dónde colocar provisoriamente el marco de titanio (Fig. 2B). Asegúrese de que las ramas distales de la arteria torácica lateral (LTA) craneal y la arteria circunfleja ilíaca profunda (DCIA) caudalmente curso a través del centro de la ventana de la cámara (Fig. 2B-D). Una vez que el posicionamiento de la cámara se hace, perforar ambas capas de la piel en la parte inferior de la tapa para la fijación posterior del marco de titanio. Ahora retire el marco de titanio, coloque el ratón en posición prona y redefinir la línea media de la espalda si es necesario. </li><li> Esquema de la aleta perpendicular a la columna vertebral a partir de la línea media con una relación entre anchura y longitud de 15 x 11 mm para dar como resultado un colgajo de base lateral y perfundido al azar. Luego delinear un área de la piel adicional de 2 mm que se extienden hacia el lado contralateral (Fig. 2C, D). Esta área se recogió con las pinzas y posteriormente se sutura a la estructura de titanio sin interferir con el área de la aleta visible. </li><li> Tras el marcado final, incisión del colgajo. Al hacerlo, seccionar tanto el LTA y DCIA y elevar la tapa (Fig. 2E). No es necesario para la coagulación o la ligadura de los vasos seccionados. </li><li> Coloque el tornillo de la cámara a través de las perforaciones de la piel previamente realizadas (Fig. 2F) y fijar el pliegue cutáneo, tanto anterior y posteriormente dentro del marco de la cámara de la solapa elevada a la parte trasera del bastidor usando los agujeros del marco de la cámara y un 5-0 suturas interrumpidas (Fig. 2G). </li><li> Suturar las extremidades verticales de la solapa posterior a la piel circundante por medio de suturas interrumpidas 5-0 ( <strong&gt; Fig. 2H, I). </li><li> Extirpar una zona de hemi-circular de la piel lateral a la tira pequeña de la piel de 2 mm, es decir, en el otro lado de la aleta para observar la vasculatura del colgajo. Esto permite la visión directa a través de la ventana de observación de la cámara que tiene una superficie de 90 mm ​​2. </li><li> Retire el tejido areolar suelto gelatinoso del músculo estriado utilizando instrumentos de microcirugía y lente de aumento óptico o microscopio con el fin de mejorar la calidad de la imagen durante la microscopía. Trate de no dañar los vasos dentro de las capas de tejidos musculares. </li><li> Finalmente, sellar la cámara mediante el montaje de la contraparte de la trama que ha sido previamente dotado con tiras auto adherentes de espuma anteriormente, cranealmente y posteriormente, bedew la solapa con bisbenzimide tópica y solución salina (Fig. 2J). A partir de entonces, aplicar la ventana de observación con una cubierta de vidrio utilizando un anillo de retención. Trate de no atrapar ningún ampollas de aire bajo el cristal (fig. 2 K, L). La piel se adhiere a la cubierta de vidrio por las fuerzas de adhesión. </li></ol> 2. intravital microscopía de epifluorescencia <ol style="margin-left: 40px;"><li> Espere 24 horas después de la preparación quirúrgica para el primer análisis microscópico de la calidad óptica ideal. Este análisis representa la línea de base de la microscopía y se repite en el día 3, 5, 7 y 10 después de la cirugía. Cada vez, anestesiar el ratón como se describe en el paso 1.2. Colocar el animal en posición decúbito lateral en un soporte de plexiglás hechos a medida. De esa manera, las capas de tejido musculares del colgajo se adhiere a la cubierta de vidrio queden mirando hacia arriba-hacia. </li><li> Inyectar 0,05 ml de 5% de dextrano de fluorescencia verde (peso molecular 150.000) y 0,05 ml de 1% de colorante de la familia altamente fluorescente Rodamina en una vena de la cola o el plexo venoso retro-bulbar. El dextrano fluorescente verde tiñe los componentes no celulares de la sangre si se aplica por vía intravenosa (iv). El fluorescente rodamina manchas de leucocitos y plaquetas que puede ser distinguished de otros componentes celulares y no celulares. Finalmente, bisbenzimide tiñe componentes nucleares que emiten más o menos la fluorescencia de acuerdo con el estado de la condensación. </li><li> Posteriormente, colocar el ratón bajo el microscopio. Asegúrese de que el microscopio incluye un sistema de LED - LED para combinaciones de haces 470 y 425 nm, 365 y 490 nm, y 540 y 580 nm, así como los conjuntos de filtros correspondientes (62 HE BFP / GFP / HcRed, rango de 1: 350 a 390 nm longitud de onda de excitación, divide 395 nm / 402-448 nm; intervalo de 2: 460-488 nm, divide 495 nm / 500 hasta 557 nm, rango 3: 567-602 nm, divide 610 nm / 615 nm a 20 Rodamina infinita, gama. : 540-552 nm, divide 560 nm, emisión de 575 a 640 nm). </li><li> Registre las imágenes fijas y en movimiento-imágenes usando una cámara de vídeo del dispositivo de acoplamiento de carga y guardarlos en un disco duro de la computadora para el análisis adicional fuera de línea. </li><li> Utilice diferentes objetivos (2.5 veces, NA (apertura numérica) = 0,06 para las vistas panorámicas de la cámara; 5X,NA = 0,16; 10X, NA = 0,32; 20X, NA = 0,50; 50X, NA = 0,55) para las grabaciones de las regiones de interés. </li><li> Prácticamente, dividir la superficie de la pestaña que es visible a través de la ventana de la cámara en tres áreas de igual altura, es decir, una proximal, una central, y una zona distal más alejada de la entrada vascular (Fig. 3F). Para la adquisición de imágenes, proceda de la siguiente manera en cada punto de tiempo de observación: <ol><li> Escanear la imagen del tejido por imagen dentro de la ventana de la cámara de proximal a distal usando el objetivo de 5X. </li><li> En cada área de la solapa, seleccione las arteriolas de segundo o tercer orden y sus vénulas acompañan con patrones de ramificación fácilmente identificables. Usando el objetivo de 5X, 10X, 20X o, hacer impresiones de los haces de arteriovenosas con el fin de volver a localizar fácilmente los haces durante todo el período de observación. </li><li> Con el objetivo de 20X y el objetivo 50X, otros campos capilares récord de 5-6 y &quot;apoptótica&quot;campos por área de la aleta, respectivamente. Todas las imágenes grabadas con la 10X y 20X objetivos usan la luz azul (dextrano fluorescente) y la luz verde (rodamina) filtro, mientras que las imágenes grabadas con el 5X y 50X uso objetivo de color azul claro (dextrano fluorescente) y la luz blanca (bisbenzimide) filtro, respectivamente . </li></ol></li></ol> 3. El análisis de los datos registrados NOTA: Con el uso de un sistema de análisis de imagen asistido por ordenador cuantificar todos los parámetros registrados fuera de línea 29 de la siguiente manera. <ol style="margin-left: 40px;"><li> Medición de la zona de no-perfundido, el tejido necrótico, respectivamente (mm 2). <ol><li> Utilice la imagen completa cámara de escaneado ventana grabado con el objetivo de 5X (de 2.6.1) y el dextrano fluorescente para medir tejido no perfundido respectivamente necrótico. Utilice la función &quot;AreaBo&quot; para medir el área no perfundida oscuro: Frontera de la zona para no perfundido y calcular el área en mm 2 mediante el uso de algoritmos de medición de área del software. </li></ol></li><li> Medición de diámetro microvascular en las arteriolas, capilares y vénulas (M). <ol><li> Carga de vídeo o imágenes de los AV-haces grabados o los campos de capilares en el software. Para obtener los mejores resultados, utilice los alambiques o videos con la más alta magnificación, donde las fronteras definitivas de la embarcación son claramente visibles. </li><li> Utilice la función &quot;DiamPe&quot; del software para asegurarse de que las mediciones se realizan perpendicular a la pared del vaso. Para ello marca de dos puntos en la pared del recipiente y con la tercera marca clic el diámetro perpendicular de la embarcación. El software realizará la medición en micras. </li><li> Repita las mediciones en los mismos buques de todas las grabaciones en el mismo lugar. Mida múltiples capilares para acumular diámetro medio. </li></ol></li><li> Análisis de la velocidad de glóbulos rojos (RBC) en las arteriolas, capilares unnd vénulas (mm / seg). <ol><li> Para las arteriolas de glóbulos rojos (RBC) de velocidad (mm / s) mediciones utilizan la función &quot;VeloLSD&quot; del software y eligen los mismos buques en la ventana de dextrano fluorescente para el que se han medido los diámetros. </li><li> Analizar con el sistema de análisis de imagen asistido por ordenador usando el método de desplazamiento de la línea, que está en la base de la medición del desplazamiento (mm) de un patrón de nivel de gris intravascular individuo con el tiempo (sec). </li></ol></li><li> Medición del flujo sanguíneo en los vasos volumétrica (pl / seg). <ol><li> Calcular el flujo volumétrico de la sangre (pl / seg) en las arteriolas, vénulas y capilares a partir de la velocidad y el recipiente de área de sección transversal RBC (π * r 2) de acuerdo con la ecuación de Gross y Aroesty, es decir, Q = V * π * r 2 , suponiendo un recipiente de forma cilíndrica 30. </li></ol></li><li> Medida de la densidad capilar funcional de los capilares perfundidos-RBC (perfusión nutritivo: cm / cm <sup&gt; 2). <ol><li> Cargar un campo capilar fluorescente grabado con 20X aumento del objetivo en el software. Utilice la función &quot;DensLA&quot; para medir la densidad capilar funcional de microvasos perfundidos-RBC. </li><li> Traza los capilares perfundidos con el cursor y marcar los vasos perfundidos. No marque no perfundido capilares, arteriolas o vénulas. El software medir la densidad capilar funcional de los capilares perfundidos en cm / cm 2. Repita los pasos para los otros campos capilares registrados. </li></ol></li><li> La medición de la tortuosidad de los microvasos (remodelación microvascular), los primeros signos de la angiogénesis tales como brote y brote de formación de microvasos y de nueva formación. <ol><li> Cargar vídeos o marcos de campos capilares fluorescentes registró en el software. Identificar los vasos Gyrose y utilizar la función de &quot;TorqIx&quot; del software. Trazar el flujo recipiente definitivo con el curso y terminar con un clic derecho. El software lo harádibujar una línea recta por el camino directo y pondrá en relación con el camino trazado. NOTA: Tenga cuidado con los signos de la angiogénesis tales como yemas, brotes y capilares recién formados, que por lo general emanan perpendicularmente desde los capilares preexistentes. Medir la densidad de estos vasos recién formados como se describe en el paso 3.5. </li></ol></li><li> Identificación de las características de la muerte celular por apoptosis, tales como la condensación nuclear, la fragmentación y / o marginación (células / mm 2). <ol><li> Cargar vídeos grabados-bisbenzimide (objetivo 50X) en el software. Utilice la función &quot;DenseNA&quot;. Marque las células apoptóticas de acuerdo con las características mencionadas, tales como la condensación nuclear, la fragmentación y la marginación con un clic izquierdo. </li><li> Después de marcar todas las células característicos de todo el video, haga clic en &quot;N / A&quot; en el software, que contará de forma automática todas las células marcadas y se divide en toda la zona. El resultado será apoptóticacélulas / mm 2. </li></ol></li><li> Análisis de la adhesión de leucocitos al endotelio vascular representa la inflamación. Adherencia intermitente de los leucocitos (leucocitos de rodadura; adherencia &lt;30 s: número de rodillos / mm 2 de superficie endotelial) y la adhesión firme de los leucocitos (leucocitos se pegue; adherencia&gt; 30 s: número de pegatinas / mm 2 de superficie endotelial). <ol><li> Analizar la respuesta inflamatoria mediante el recuento del número de leucocitos de rodamina que se adhirieron al revestimiento endotelial de las vénulas post-capilares para un período de tiempo de ≥30 seg (&quot;pegatinas&quot;) y los leucocitos se adhieren de forma intermitente marcado (&lt;30 seg, &quot;rodillos&quot;) . La adhesión de leucocitos venular se expresa como células por mm 2 de superficie endotelial. </li></ol></li><li> Medición de niveles de gris intravasculares e intersticiales como un parámetro para la fuga microvascular (extravasación macromolecular E = E1 / E2). <ol><li> Evaluar l macromoleculareakage como un parámetro de la permeabilidad microvascular después de una inyección iv de un dextrano fluorescente. Densitométricamente determinar múltiples niveles de gris en el tejido directamente adyacente a la pared del vaso capilar (E1), así como en el plasma libre de células marginal del recipiente (E2). A continuación, calcular la extravasación macromolecular (E) como la relación de E1 / E2 31. </li></ol></li></ol> 4. Cuidado Postoperatorio <ol style="margin-left: 40px;"><li> Volver al animal en una jaula separada para evitar la compañía de otros animales hasta que se recupere completamente. No deje un animal sin vigilancia hasta que se haya recuperado el conocimiento suficiente para mantener el decúbito esternal. Monitorear los animales todos los días para el sangrado, local y signos sistémicos de infección y la posición de la cámara. </li><li> Evaluar el estado general del animal mediante la observación de la actividad motora, el peso corporal, signos de dolor, la tolerancia al apósito y auto-mutilación. </li><li> Mantener los ratones uno por jaula para evitar Mutual manipulación de la cámara. En cualquier señal de dolor, aplique buprenorfina a una dosis de 0,05 a 0,1 mg / kg de peso corporal, por vía subcutánea en intervalos de 8 h. </li></ol> 5. La eutanasia y Explantación de la Cámara de los pliegues cutáneos <ol style="margin-left: 40px;"><li> En el día 10, sacrificar los animales utilizando una sobredosis de un fármaco anestésico (150 mg / kg de pentobarbital). </li><li> Retire la cámara y muestra el tejido colgajo para ensayos de proteínas inmunohistoquímicos y moleculares. Tejidos de muestra para histología convencional (formol) y ensayos de proteínas cuantificables (nitrógeno líquido o hielo seco). </li></ol>

<ol>
	<li>McFarlane, R., De Young, G., Henry, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+design+of+a+pedicle+flap+in+the+rat+to+study+necrosis+and+its+prevention.">The design of a pedicle flap in the rat to study necrosis and its prevention.</a> Plast Reconstr Surg. 35, 177-182 (1965).</li><li>Finseth, F., Cutting, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+experimental+neurovascular+island+skin+flap+for+the+study+of+the+delay+phenomenon.">An experimental neurovascular island skin flap for the study of the delay phenomenon.</a> Plast Reconstr Surg. 61, 412-420 (1978).</li><li>Petry, J. J., Wortham, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+anatomy+of+the+epigastric+flap+in+the+experimental+rat.">The anatomy of the epigastric flap in the experimental rat.</a> Plast Reconstr Surg. 74, 410-413 (1984).</li><li>Achauer, B. M., Black, K. S., Litke, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcutaneous+PO2+in+flaps:+a+new+method+of+survival+prediction.">Transcutaneous PO2 in flaps: a new method of survival prediction.</a> Plast Reconstr Surg. 65, 45-45 (1980).</li><li>Vollmar, B., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+microvascular+oxygen+supply+and+tissue+oxygenation+in+hepatic+ischemia/reperfusion.">Assessment of microvascular oxygen supply and tissue oxygenation in hepatic ischemia/reperfusion.</a> Adv. Exp. Med. Biol. 428, 403-408 (1997).</li><li>Menger, M. D., Barker, J. H., Messmer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capillary+blood+perfusion+during+postischemic+reperfusion+in+striated+muscle.">Capillary blood perfusion during postischemic reperfusion in striated muscle.</a> Plast Reconstr Surg. 89, 1104-1114 (1992).</li><li>Uhl, E., R&#246;sken, F., Curri, S. B., Menger, M. D., Messmer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduction+of+skin+flap+necrosis+by+transdermal+application+of+buflomedil+bound+to+liposomes.">Reduction of skin flap necrosis by transdermal application of buflomedil bound to liposomes.</a> Plast Reconstr Surg. 102, 1598-1604 (1998).</li><li>Pang, C. Y., Neligan, P., Nakatsuka, T., Sasaki, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+the+fluorescein+dye+test+for+prediction+of+skin+flap+viability+in+pigs.">Assessment of the fluorescein dye test for prediction of skin flap viability in pigs.</a> J Surg Res. 41, 173-181 (1986).</li><li>Hjortdal, V. E., Hansen, E. S., Henriksen, T. B., Kjolseth, D., Soballe, K., Djurhuus, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+microcirculation+of+myocutaneous+island+flaps+in+pigs+studied+with+radioactive+blood+volume+tracers+and+microspheres+of+different+sizes.">The microcirculation of myocutaneous island flaps in pigs studied with radioactive blood volume tracers and microspheres of different sizes.</a> Plast Reconstr Surg. 89, 116-122 (1992).</li><li>Pang, C. Y., Neligan, P., Nakatsuka, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+microsphere+technique+for+measurement+of+capillary+blood+flow+in+random+skin+flaps+in+pigs.">Assessment of microsphere technique for measurement of capillary blood flow in random skin flaps in pigs.</a> Plast Reconstr Surg. 74, 513-521 (1984).</li><li>Sandison, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+for+the+microscopic+study+of+living+growing+tissues+by+the+introduction+of+a+transparent+chamber+in+the+rabbit's+ear.">A new method for the microscopic study of living growing tissues by the introduction of a transparent chamber in the rabbit's ear.</a> The Anatomical Record. 28, 281-287 (1924).</li><li>Algire, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Adaptation+of+the+Transparent-Chamber+Technique+to+the+Mouse.">An Adaptation of the Transparent-Chamber Technique to the Mouse.</a> Journal of the National Cancer Institute. 4, 1-11 (1943).</li><li>Lehr, H. A., Leunig, M., Menger, M. D., Nolte, D., Messmer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dorsal+skinfold+chamber+technique+for+intravital+microscopy+in+nude+mice.">Dorsal skinfold chamber technique for intravital microscopy in nude mice.</a> Am J Pathol. 4, 1055-1062 (1993).</li><li>Barker, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+animal+model+to+study+microcirculatory+changes+associated+with+vascular+delay.">An animal model to study microcirculatory changes associated with vascular delay.</a> Br J Plast Surg. 52, 133-142 (1999).</li><li>Erni, D., Sakai, H., Banic, A., Tschopp, H. M., Intaglietta, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+microhemodynamics+in+ischemic+skin+flap+tissue+by+intravital+microscopy.">Quantitative assessment of microhemodynamics in ischemic skin flap tissue by intravital microscopy.</a> Ann Plast Surg. 43, 405-414 (1999).</li><li>Roesken, F., Sch&#228;fer, T., Spitzer, W. J., Vollmar, B., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+analysis+of+the+microcirculation+of+osteomyocutaneous+flaps+using+fluorescence+microscopy.">In vivo analysis of the microcirculation of osteomyocutaneous flaps using fluorescence microscopy.</a> Br J Plast Surg. 52, 644-652 (1999).</li><li>Harder, Y., Amon, M., Erni, D., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+of+ischemic+tissue+injury+in+a+random+pattern+flap:+a+new+mouse+model+using+intravital+microscopy.">Evolution of ischemic tissue injury in a random pattern flap: a new mouse model using intravital microscopy.</a> J Surg Res. 121, 197-205 (2004).</li><li>Harder, Y., Contaldo, C., Klenk, J., Banic, A., Jakob, S. M., Erni, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preconditioning+with+monophosphoryl+lipid+A+improves+survival+of+critically+ischemic+tissue.">Preconditioning with monophosphoryl lipid A improves survival of critically ischemic tissue.</a> Anesth Analg. 100, 1786-1792 (2005).</li><li>Rezaeian, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Erythropoieton+protects+critically+perfused+flap+tissue.">Erythropoieton protects critically perfused flap tissue.</a> Ann Surg. 248, 919-929 (2008).</li><li>Harder, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Erythropoietin+reduces+necrosis+in+critically+ischemic+myocutaneous+tissue+by+protecting+nutritive+perfusion+in+a+dose-dependent+manner.">Erythropoietin reduces necrosis in critically ischemic myocutaneous tissue by protecting nutritive perfusion in a dose-dependent manner.</a> Surgery. 145, 10-1016 (2009).</li><li>Rezaeian, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Erythropoietin-induced+upregulation+of+endothelial+nitric+oxide+synthase+but+not+vascular+endothelial+growth+factor+prevents+musculocutaneous+tissue+from+ischemic+damage.">Erythropoietin-induced upregulation of endothelial nitric oxide synthase but not vascular endothelial growth factor prevents musculocutaneous tissue from ischemic damage.</a> Lab Invest. 90, 40-51 (2010).</li><li>Rezaeian, F., Ong, M. F., Harder, Y., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=N-acetylcysteine+attenuates+leukocytic+inflammation+and+microvascular+perfusion+failure+in+critically+ischemic+random+pattern+flaps.">N-acetylcysteine attenuates leukocytic inflammation and microvascular perfusion failure in critically ischemic random pattern flaps.</a> Microvasc Res. 82, 28-34 (2011).</li><li>Rezaeian, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ghrelin+protects+musculocutaneous+tissue+from+ischemic+necrosis+by+improving+microvascular+perfusion.">Ghrelin protects musculocutaneous tissue from ischemic necrosis by improving microvascular perfusion.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 302, 603-610 (2012).</li><li>Rezaeian, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+preconditioning+with+Erythropoietin+reduces+ischemia-induced+skin+necrosis.">Long-term preconditioning with Erythropoietin reduces ischemia-induced skin necrosis.</a> Microcirculation. , (2013).</li><li>Harder, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heat+shock+preconditioning+reduces+ischemic+tissue+necrosis+by+heat+shock+protein+(HSP)-32-mediated+improvement+of+the+microcirculation+rather+than+induction+of+ischemic+tolerance.">Heat shock preconditioning reduces ischemic tissue necrosis by heat shock protein (HSP)-32-mediated improvement of the microcirculation rather than induction of ischemic tolerance.</a> Ann Surg. 242, 869-878 (2005).</li><li>Tobalem, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+shockwave-induced+capillary+recruitment+improves+survival+of+musculocutaneous+flaps.">Local shockwave-induced capillary recruitment improves survival of musculocutaneous flaps.</a> J Surg Res. 184, 1196-1204 (2013).</li><li>Lindenblatt, N., Calcagni, M., Contaldo, C., Menger, M. D., Giovanoli, P., Vollmar, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+model+for+studying+the+revascularization+of+skin+grafts+in+vivo:+the+role+of+angiogenesis.">A new model for studying the revascularization of skin grafts in vivo: the role of angiogenesis.</a> Plast Reconstr Surg. 122, 169-1680 (2008).</li><li>Schweizer, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphology+and+hemodynamics+during+vascular+regeneration+in+critically+ischemic+murine+skin+studied+by+intravital+microscopy+techniques.">Morphology and hemodynamics during vascular regeneration in critically ischemic murine skin studied by intravital microscopy techniques.</a> Eur Surg Res. 47, 222-230 (2011).</li><li>Klyscz, T., J&#252;nger, M., Jung, F., Zeintl, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cap+image&#8212;a+new+kind+of+computer-assisted+video+image+analysis+system+for+dynamic+capillary+microscopy.">Cap image&#8212;a new kind of computer-assisted video image analysis system for dynamic capillary microscopy.</a> Biomed. Tech. 42, 168-1675 (1997).</li><li>Gross, J. F., Aroesty, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mathematical+models+of+capillary+flow:+a+critical+review.">Mathematical models of capillary flow: a critical review.</a> Biorheology. 9, 225-264 (1972).</li><li>Menger, M. D., Pelikan, S., Steiner, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microvascular+ischemiareperfusion+injury+in+striated+muscle:+significance+of+&#8216;reflow+paradox.">Microvascular ischemiareperfusion injury in striated muscle: significance of &#8216;reflow paradox.</a> Am J Physiol. 263 (6 part 2), 1901-1906 (1992).</li></ol>

Con el fin de disminuir las complicaciones isquémicas y así mejorar el resultado clínico, se requiere un conocimiento más detallado de los procesos fisiopatológicos en el tejido perfundido aleta críticamente. El desarrollo de nuevos modelos animales que imitan la isquemia aguda persistente tanto, es obligatorio. En consecuencia, hemos sido capaces de desarrollar un modelo fácilmente reproducible y fiable que permite repetitivo evaluación morfológica, dinámica y funcional en tiempo real de varios parámetros de...

Cobertura de material de tendón, hueso y el implante expuesto en la cirugía reconstructiva se basa en el uso de colgajos. Un colgajo es un bloque de tejido que se transfiere en su pedículo vascular que garantiza el flujo arterial y flujo de salida venoso. A pesar de una amplia experiencia y la disponibilidad de una variedad de aletas para ser transferidos, que aún se registran complicaciones inducidas por la isquemia que van desde la ruptura de la herida a la pérdida total del tejido. Mientras que el tratamiento conservador y la curación por segunda intención se puede esperar después de la necrosis del tejido menor, necrosis del colgajo significativa por lo general requiere revisión quirúrgica, incluyendo el desbridamiento, el acondicionamiento de la herida y reconstrucción secundaria. Esto aumenta la morbilidad, prolonga la estancia hospitalaria y en consecuencia conduce a un aumento de los costos de atención de salud. Flaps con un patrón definido de la vasculatura o áreas perfundidos al azar en la zona distal más alejada del flujo de entrada arterial son particularmente propensos a daño isquémico. Acco<html> rdingly, numerosos estudios experimentales y clínicos han evaluado el desarrollo de necrosis en tanto, colgajos de patrón axial (suministro de sangre definida) y colgajos de patrón aleatorio (suministro de sangre no definido) 3.1. Las principales conclusiones se basan comúnmente en la evaluación macroscópica de la extensión de la zona necrótica. Con el fin de evaluar las causas y mecanismos de la necrosis de los tejidos más en detalle, varios estudios se centraron en el análisis de la microcirculación. Diferentes técnicas han sido utilizadas para medir la perfusión del tejido, incluyendo el análisis de la tensión de oxígeno del tejido usando electrodos polarográficos 4-5, así como la medición del flujo de sangre usando flujometría láser Doppler 6-7, tinte de difusión 8, y las microesferas 9-10. Estas técnicas, sin embargo, sólo permiten medir parámetros indirectos de la perfusión tisular y no permiten ningún análisis morfológico de los procesos microhemodynamic dentro de una zona individual de interés de un colgajo. t &quot;&gt; Sandison es conocido por ser el primero que ha utilizado una cámara transparente para prolongada en los estudios in vivo, que se realizó en conejos 11 En 1943 -. aproximadamente 20 años más tarde - Algire fue el primero en adaptar una cámara de tan transparente que es aplicable en ratones con el fin de estudiar el comportamiento de los micro-implantes de células tumorales 12. Debido al hecho de que los ratones son los llamados animales de piel suelta y después de algunas mejoras técnicas en los años siguientes, Lehr y compañeros de trabajo fueron capaces de adaptar tales una cámara de pliegue cutáneo dorsal desarrollo de una cámara de titanio más pequeño y ligero. Esta cámara de activar la evaluación mediante microscopía de fluorescencia intravital, una técnica que permite la visualización directa y repetitiva de un número de características morfológicas y de la microcirculación y sus cambios en el tiempo bajo diferentes condiciones fisiológicas y fisiopatológicas, tales como la lesión por isquemia-reperfusión 13. En la investigación del PErfusion de colgajos de piel, músculo y hueso en condiciones normales y patológicas dos tendencias se produjo: En primer lugar, los modelos de solapa &quot;agudos&quot; que no utilizan la cámara del pliegue cutáneo dorsal como la oreja pediculado en el ratón 14, el colgajo de piel isla basada lateralmente en el hámster 15 y la solapa de material compuesto pediculado en la rata 16. En segundo lugar, el modelo de aleta &quot;crónica&quot; donde la combinación de una aleta con una cámara lo permite pliegues cutáneos dorsal de la microcirculación repetitivo analiza lo largo de varios días con microscopía de fluorescencia intravital. Se compone de un colgajo musculocutáneo perfundido al azar que está integrado en la cámara de los pliegues cutáneos del ratón 17. Su proporción entre anchura y longitud que se eligió una situación de isquemia aguda persistente como resultado consistentemente en ~ 50% de necrosis tisular aleta 10 a 14 días después de la elevación del colgajo. Esta medida reproducible de necrosis de los tejidos permite una evaluación posterior de ambos, de protección (es decir, el desarrollo de less necrosis) y factores perjudiciales (es decir, desarrollo de más necrosis) en la fisiopatología solapa. Durante los últimos años, varias publicaciones experimentales que demuestren el efecto de diferentes pre, peri y procedimientos post-acondicionamiento, incluyendo la administración de sustancias de protección de tejido 18-24 y la aplicación local de factores de estrés fisiológicos tales como el calor 25 y 26 de ondas de choque, han surgido. Los análisis cuantitativos de la necrosis, la morfología microvascular y los parámetros de la microcirculación más pueden ser correlacionados a los análisis inmunohistoquímicos y ensayos de proteínas. Diferentes proteínas y moléculas, incluyendo el factor de crecimiento endotelial vascular (VEGF), óxido nítrico sintasas (NOS), factor nuclear kappa B (NF-kB) y proteínas de choque térmico (HSP-32: hemo-oxigenasa 1 (HO-1) y HSP- 70) han sido demostrado que desempeñan un papel en la protección de los tejidos. Basándose en este modelo tapa de la cámara, dos modificaciones se han desarrollado en order para analizar la neovascularización y la microcirculación de la piel durante la cicatrización del injerto 27 y desarrollos angiogénicos en un colgajo pediculado con el patrón axial perfusión 28. Presentamos un modelo reproducible y fiable que incluye un colgajo musculocutáneo isquémicamente desafiado en la cámara de los pliegues cutáneos del ratón. Este modelo permite la visualización y cuantificación de la microcirculación y la hemodinámica por intravital microscopía de epi-fluorescencia.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1611">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;"><a name="RANGE!A1:D55">Name of Reagent/ Equipment</a></td>
			<td style="width:244px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:931px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">C57Bl/6 mice 6-8w 20-22g</td>
			<td style="width:244px;">Charles River</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">depilation cream</td>
			<td style="width:244px;">Veet</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>any depilation cream</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">titanium chamber</td>
			<td style="width:244px;">Irola</td>
			<td align="right" style="width:119px;">160001</td>
			<td>Halteblech M</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">slotted cheese head screw</td>
			<td style="width:244px;">Screws and More</td>
			<td align="right">842210</td>
			<td>DIN84 M2x10</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">hexagon full nut</td>
			<td style="width:244px;">Screws and More</td>
			<td align="right">93422</td>
			<td>DIN934 M2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">snap ring</td>
			<td style="width:244px;">Schaefer-Peters</td>
			<td align="right">472212</td>
			<td>DIN472 J12x1,0</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">cover glass</td>
			<td style="width:244px;">Volab</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>custom-made cover glass 11,8mm in diameter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">fixing foam</td>
			<td style="width:244px;">tesamoll</td>
			<td>05559-100</td>
			<td>tesamoll Standard I-Profile</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">ketamine hydrochloride</td>
			<td style="width:244px;">Parke Davis</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Ketavet&#174;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">dihydroxylidinothiazine hydrochloride</td>
			<td style="width:244px;">Bayer</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Rompun&#174;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Buprenorphin</td>
			<td style="width:244px;">Essex Pharma</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Temgesic&#174;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Saline 0,9%</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">desinfection alcohol</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Vicryl 5-0</td>
			<td style="width:244px;">Ethicon</td>
			<td style="width:119px;">V 490 H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Ethilon 5-0</td>
			<td style="width:244px;">Ethicon</td>
			<td style="width:119px;">EH 7823 H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">1ml syringes</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">surgical skin marker with flexible ruler</td>
			<td style="width:244px;">Purple surgical</td>
			<td>PS3151</td>
			<td>any surgical skin marker and flexible ruler</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;"></td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">pointed scissors</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Micro-Scissors</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">normal scissors</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">2 clamps</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">fine anatomic forceps</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">micro-forceps</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;"></td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">hex nuter driver</td>
			<td style="width:244px;">wiha</td>
			<td>1018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">screwdriver</td>
			<td style="width:244px;">wiha</td>
			<td style="width:119px;">685</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">snap ring plier</td>
			<td style="width:244px;">Knipex</td>
			<td style="width:119px;">4411J1</td>
			<td>12-25mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">wire cutter</td>
			<td style="width:244px;">Knipex</td>
			<td style="width:119px;">70 02 160</td>
			<td>Wire cutter is used to cut screws short; 160mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;"></td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">trans-illumination light</td>
			<td style="width:244px;">IKEA</td>
			<td>501.632.02</td>
			<td>LED light Jansj&#246;; any light&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">magnification glasses</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;"></td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">intravital microscope</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>490035-0001-000</td>
			<td>Scope.A1.Axiotech</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">LED system</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>423052-9501-000</td>
			<td>Colibri.2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">LED module 365nm</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>423052-9011-000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">LED module 470nm</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>423052-9052-000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">LED module 540-580nm</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>423052-9121-000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Filter set 62 62 HE BFP + GFP + HcRed</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>489062-9901-000</td>
			<td>range 1: 350-390nm excitation wavelength split 395 / 402-448nm; range 2: 460-488nm, split 495nm / 500-557nm; range 3: 567-602nm, split 610nm / 615-infinite</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Filter set 20 Rhodamine</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>485020-0000-000</td>
			<td>540-552nm, split 560, emission 575-640nm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">2,5x objective NA=0,06</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>421020-9900-000</td>
			<td>A-Plan 2,5x/0.06</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">5x objective NA=0,16</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>420330-9901-000</td>
			<td>EC Plan-Neofluar 5x/0.16 M27</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">10x objetive NA=0,30</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>420340-9901-000</td>
			<td>EC Plan-Neofluar 10x/0.30 M27</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">20x objective NA=0.50</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>420350-9900-000</td>
			<td>EC Plan-Neofluar 20x/0.50 M27</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">50x objective NA=0,55</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>422472-9960-000</td>
			<td>LD Epiplan-Neofluar 50x/0.55 DIC 27</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;"></td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">ZEN imaging software</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>ZenPro 2012</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">CapImage</td>
			<td style="width:244px;">Dr. Zeintl</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;"></td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Fluorescein isothiocyanate-dextran</td>
			<td style="width:244px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">45946</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">bisBenzimide H 33342 trihydrochloride</td>
			<td style="width:244px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">B2261</td>
			<td>harmful if swallowed; causes severe skin burns and eye damage, may cause repiratory irritat</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Rhodamine 6G chloride</td>
			<td style="width:244px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">R634</td>
			<td>harmful if swallowed; may cause genetic defects; may cause cancer; may damage fertility or the unborn child</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:319px;"></td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Pentobarbital</td>
			<td style="width:244px;">Merial</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Narcoren&#174;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

ischemic tissue injury in the dorsal skinfold chamber of the mouse: a skin flap model to investigate acute persistent ischemia

A pesar de la experiencia profunda y técnicas quirúrgicas avanzadas, las complicaciones inducidas por la isquemia que van desde la ruptura de la herida a la extensa necrosis de los tejidos siguen ocurriendo, sobre todo en la cirugía de colgajo reconstructiva. Se han desarrollado varios modelos experimentales de solapa para analizar las causas y los mecanismos subyacentes e investigar estrategias de tratamiento para prevenir complicaciones isquémicas. El factor limitante de la mayoría de los modelos es la posibilidad de que carecen para visualizar directamente y repetitivamente arquitectura microvascular y la hemodinámica. El objetivo del protocolo es presentar un modelo de ratón bien establecida afiliarse estos elementos carecen antes mencionados. Harder et al. Han desarrollado un modelo de un colgajo musculocutáneo con un patrón al azar de perfusión que sufre la isquemia aguda y persistente resultados en ~ 50% de necrosis después de 10 días si se mantiene sin tratar. Con la ayuda de intravital microscopía de epi-fluorescencia, este modelo de cámara permite la visualización repetitiva demorfología y la hemodinámica en diferentes regiones de interés con el tiempo. Procesos asociados, tales como la apoptosis, la inflamación, la fuga microvascular y la angiogénesis pueden ser investigados y correlacionados con ensayos de proteínas inmunohistoquímicos y moleculares. Hasta la fecha, el modelo ha demostrado la factibilidad y reproducibilidad en varios estudios experimentales publicados que investigaron el efecto de pre, peri y poscondicionamiento de tejido isquémicamente desafiado.

Necrosis El objetivo principal de este modelo - necrosis de tejidos después de la elevación del colgajo (es decir, la inducción de la isquemia aguda persistente) - se mide y se ilustra macroscópicamente como se muestra en la Figura 3 durante un período de 10 días repetidamente. Demarcación final de necrosis del colgajo ocurre generalmente entre 5 y 7 días después de la cirugía y se caracteriza por una franja roja, es decir, la zon...

Watch this Scientific Journal Video about Ischemic Tissue Injury in the Dorsal Skinfold Chamber of the Mouse: A Skin Flap Model to Investigate Acute Persistent Ischemia at JoVE.com

Ischemic Tissue Injury in the Dorsal Skinfold Chamber of the Mouse: A Skin Flap Model to Investigate Acute Persistent Ischemia

La ventana de la cámara de pliegue cutáneo dorsal murino presentado visualiza una zona de isquemia aguda persistente de un colgajo musculocutáneo. Intravital permisos de microscopía de fluorescencia para epi-evaluación directa y repetitiva de la microvasculatura y la cuantificación de la hemodinámica. Morfológicas y resultados hemodinámicos más pueden ser correlacionados con los análisis histológicos y moleculares.

Lesiones tejido isquémico en la Cámara de los pliegues cutáneos dorsal del ratón: Un modelo de la piel de la aleta para Investigar la isquemia aguda persistente

Despite profound expertise and advanced surgical techniques, ischemia-induced complications ranging from wound breakdown to extensive tissue necrosis are ...

ischemic-tissue-injury-dorsal-skinfold-chamber-mouse-skin-flap-model

Research

JoVE Journal

Medicine

16.6K vistas.  Technische Universität München.  La ventana de la cámara de pliegue cutáneo dorsal murino presentado visualiza una zona de isquemia aguda persistente de un colgajo musculocutáneo. Intravital permisos de microscopía de fluorescencia para epi-evaluación directa y repetitiva de la microvasculatura y la cuantificación de la hemodinámica. Morfológicas y resultados hemodinámicos más pueden ser correlacionados con los análisis histológicos y moleculares. 