We thank Elisha Wood-Charlson, Jackie Mueller, Karen Weynberg, and Kathy Morrow for their help and constructive input on this manuscript. We also thank the crew and captain of the Hanse explorer which provided us with a perfect working environment to conduct large parts of this research. Further we would like to thank the three anonymous reviewers for their time and helpful comments to improve the manuscript. This work was funded by the NSF Dimensions of Biodiversity and PIRE awards DEB-1046413 and OISE/IIA-1243541, respectively, the Gordon and Betty Moore Foundation, Investigator Award 3781, and the CIFAR Integrated Microbial Diversity Fellowship IMB-ROHW-141679, all to FR.

The authors have nothing to disclose.

Los métodos presentados aquí proporcionan una herramienta para generar una evaluación exhaustiva de la dinámica viral y microbiana en los ecosistemas acuáticos. Están dirigidos a cuantificar la biomasa de los recursos orgánicos e inorgánicos disponibles para las comunidades microbianas y para caracterizar la composición de la comunidad microbiana y viral presente. Junto a la cuantificación de la abundancia viral y la abundancia de biomasa microbiana y, información de la secuencia genómica revela su estructura y función de la comunidad. Todos los métodos han sido desarrollados o modificados para permitir la aplicación de campo en lugares remotos. Sin embargo, la falta de ajustes de laboratorio controladas crea inherentemente alguna posibilidad de errores. Aquí hablamos de algunas advertencias asociadas a cada uno de los parámetros evaluados. Junto al potencial de contaminación durante la manipulación de muestras algunos de los parámetros también el potencial de rendimiento para el error en el proceso analítico. Carbono orgánico disuelto La contaminación de carbono puede ocurrir durante los procedimientos de muestreo (muestreo de aguas abajo, o en las proximidades de un barco o un buceador), durante la preparación de la muestra (contaminación del equipo o la manipulación inadvertida), e incluso durante el almacenamiento de la muestra (otras muestras en el congelador que contiene orgánica disolventes volátiles /). Para evitar las diversas fuentes de contaminación conducta tan pocos pasos de manipulación como sea posible, ya que cada muestra de reubicación plantea una fuente adicional de contaminación. La muestra no debe ponerse en contacto con cualquier elemento no ácido se lava o se quema. Por último, la designación de un congelador de almacenamiento exclusivamente para muestras que no contengan sustancias orgánicas volátiles se asegurará la integridad de las muestras durante períodos de almacenamiento más largos. Si las muestras no pueden mantenerse congeladas durante un periodo de tiempo prolongado acidificación de las muestras de DOC con HCl concentrado (como se describe 38-41) puede ser una alternativa aplicable. Para verificar los materiales de referencia DOC consenso exactitud de medición se deben utilizar regcialmente durante la medición DOC ejecuta. Especialmente de agua de mar profundo (&gt; 2.000 m) las referencias son valiosos para evaluar el rendimiento de la máquina analítica, ya que es muy estable en su contenido DOC 42. Materia orgánica particulada Además de evitar la contaminación de carbono orgánico, el muestreo POM requiere una atención especial para garantizar la exactitud del volumen filtrado. Si el volumen específico de 500 ml debería desviarse por cualquier razón potencial que este necesita ser observado para relacionar la cantidad de POM capturado en el filtro para el filtrado de los cuales se deriva. Los nutrientes inorgánicos Al igual que con el muestreo de carbono orgánico, se debe prestar atención a la posible contaminación de la muestra de nutrientes generada por diversas fuentes como barcos o descargas de aguas residuales 12. Los filtros utilizados para el muestreo de carbono orgánico con un valor nominal de tamaños de poro de 0,8 micras, no pueden excluir toda la biomasa microbiana y shpor lo tanto, ould ser cambiado a 0,2 micras filtros para esta etapa de filtración. Además, los límites de detección plantean un problema con muestras de nutrientes; especialmente en las aguas superficiales oligotróficas alrededor de muchos lugares de arrecifes de coral (por ejemplo, Cotner et al., 43). Los límites de detección son más o menos alrededor de 0,1, 0,2, y 0,1 mol / L para el amonio, nitrato y nitrito, y orto-fosfato, respectivamente (ver 36,12,37) Microscopía Además de las variaciones en la concentración de análisis de imágenes de microscopía de muestras a partir de diapositivas aún más los rendimientos potencial de errores. Por ejemplo, las imágenes pueden estar fuera de foco en algunas zonas del campo de visión, y en el enfoque en otros. Como un filtro de matriz de alúmina de alta pureza es un tipo de filtro muy rígido, cualquier residuo bajo el filtro puede hacer que todo el filtro para sentarse en un ángulo a la diapositiva. Como resultado, las imágenes pueden ser consistentemente fuera de foco en diversas partes del campo de visión para un filtro dado, reindependientemente de la alineación microscopio. Volver a montar los filtros, asegurando la parte inferior del filtro está limpio, puede mejorar esta si se observa. También, en algunos casos puede haber dos planos focales en los que los virus y los microbios se pueden encontrar. Este es el resultado de los objetos manchados se desprenda desde el filtro al montar, y que flotan hasta la parte inferior de la hoja de la cubierta que puede hacer que los recuentos de poco fiable. Por lo tanto siempre es recomendable para comprobar la calidad de las muestras durante el proceso. Citometría de Flujo Al igual que con las muestras de microscopía, puede ser de origen natural diferencias entre las muestras de citometría de flujo que requieren ajustes del proceso analítico. Por ejemplo, dependiendo de la sensibilidad del instrumento, débilmente las células fluorescentes Prochlorococcus pueden estar por debajo del nivel de ruido y no serán cuantificados. Beads sirven como un control interno de la muestra (por ejemplo, para confirmar que resp del instrumentoOnse a las señales fluorescentes es consistente día a día (y se mantiene estable durante el mismo plazo). Si se añade a la muestra a concentraciones conocidas, también pueden servir como un control interno para verificar el funcionamiento volumen de muestra. Sin embargo, se recomienda ejecutar siempre una parte alícuota de una muestra de agua de mar previamente congelado &quot;estándar&quot; que se descongeló y se tiñeron junto con las muestras de interés para proporcionar un control biológico adicional para el manejo de entre las corridas de placa de 96 pocillos de muestra. Dependiendo de la ubicación, las muestras de agua de mar puede parecer muy diferentes entre sí. Clasificación poblaciones &quot;representativas&quot; y luego ver bajo un microscopio de epifluorescencia (EM) puede ser una buena manera de verificar rápidamente las poblaciones de fitoplancton, ya sea como Synechococcus sp. O eucariotas fotosintéticos. Prochlorococcus células normalmente no son visibles bajo EM porque se desvanecen demasiado rápido. Además de clorofila a, Synechococcus sp. Contener también el phphycoeurythrin otopigment (PE), que emite luz en longitudes de onda más cortas (540 a 630 nm) que la clorofila A (660-700 nm). Cuando las células Synechococcus se excitan con luz azul / verde (470-490 nm), aparecerán de oro si se observa bajo un filtro de emisión que elimina todas las longitudes de onda de la luz por debajo de 510 nm. En comparación, la fracción eucariótica se verá de color rojo, cuando se excitan con la misma longitud de onda de la luz. La metagenómica viral Es importante señalar que el proceso de concentración y el almacenamiento VLP influye en la comunidad recuperado. Pérdida partícula viral puede ocurrir en cada paso en el proceso, y por lo tanto, la selección de los protocolos de purificación y enriquecimiento virales puede afectar en última instancia la composición taxonómica observada y la diversidad de los metagenomes virales resultantes 44,45,18. Concentración de las muestras se puede hacer usando TFF 19 o basada en productos químicos de floculación 20. En el enfoque de base química, positvamente cargada iones de hierro se unen las partículas virales, naturalmente, con carga negativa que forman (&gt; 8 micras) complejos de hierro viral grandes que floculan de la solución y pueden ser recuperados utilizando 8 micras filtros. Posteriormente, el hierro está quelado fuera de las partículas virales y re-disolvió utilizando magnesio, ácido ascórbico, y EDTA, dejando partículas virales concentradas para la extracción de ácido nucleico 20. Después de la comparación de estos dos métodos actuales, llegamos a la conclusión de que el método del cloruro de hierro es menos tiempo que la concentración viral TFF, pero puede producir algunas advertencias. Se encontró que la disociación y la disolución del hierro-viral requiere una dos veces solución de magnesio-ácido ascórbico-EDTA más concentrada que informaron 20 con el fin de proceder para la disolución antes de que se degrada el ácido ascórbico. Aparte de esta cuestión, el protocolo purifica partículas virales por tamaño-fraccionamiento solo, la eliminación de contaminantes microbianos utilizando 0,2 micras de filtración. Virus grandes no pasan por el filter (por ejemplo, Yang et al. 46) y que por lo tanto no ser detectado en el metagenoma, mientras que algunas bacterias hacen (McDole, datos no publicados). Esto da lugar a la contaminación bacteriana, mientras que discriminar a los grandes virus. Esta cuestión específica sin embargo, también es relevante para la eliminación de microbios en relación con la concentración de TFF. Como se ha demostrado el tratamiento cloroformo para eliminar virus-cloroformo sensible con las membranas lipídicas externas 47 algunos estudios sugieren que 0,22 micras de filtración puede ser utilizado para eliminar la mayoría de las bacterias. También hay que señalar que el método presentado se dirige principalmente a bacteriófago, el más abundante portador de material genético en ambientes marinos. Debido a fagos se piensa generalmente que no contienen lípidos comúnmente 48 que son más resistentes al tratamiento cloroformo. A nuestro entender un método &quot;catch-all&quot; no existe hasta la fecha. El método que aquí se presenta es una adaptación del ouexperiencia de campo r en los últimos 10 años en diversos ambientes marinos tropicales que abarcan a los sistemas árticos. Microbiana metagenómica La construcción de bibliotecas metagenomic para los microbios (es decir, bacterias y arqueas) es más sencillo que metagenomes virales, ya que es más fácil de generar las concentraciones mínimas de ADN necesarios para la preparación de la biblioteca. Linker amplificación escopeta bibliotecas (LASLs) amplificación 17,49,50 y todo el genoma basado en la amplificación de desplazamiento múltiple (MDA) son los dos métodos más comúnmente utilizados para generar suficiente ADN para la secuenciación. El uso de MDA para obtener concentraciones más altas de ADN en metagenomes microbianas veces es necesario. Sin embargo, esto puede causar artefactos en los datos de secuencia, como la sobreamplificación de minicircles de dinoflagelados. Métodos de MDA son conocidos para amplificar preferentemente ADN monocatenario y circular, resultando en resultados no cuantitativos 51,52. Los LASLs optimizados se acercan a 50 puede por lo tanto sirve como una alternativa mejor en la amplificación de tanto microbiana y el ADN viral metagenomic para la secuenciación. Es importante señalar que el enfoque LASLs tiene múltiples pasos, requiere un equipo sofisticado, y se limita a plantillas de ADN de doble cadena. Además, el kit de extracción de ADN de tejidos se ha demostrado para extraer el ADN de ambos filos negativa Gram positivas y Gram, pero no ha sido verificada a taxones microbianos efectivamente lisis recalcitrante o sus estructuras asociadas (por ejemplo, seguro de arqueas, endosporas, o esporas de hongos) . Por lo tanto, puede ser necesario un paso paliza de cuentas para obtener el ADN de ciertos microbios. Estas evaluaciones completas se traducirá en una mejor comprensión del funcionamiento del ecosistema microbiano y viral. Aunque pocos estudios han llevado a cabo el esfuerzo de evaluar todos los parámetros propuestos, muchos han estado investigando los seleccionados. Nelson et al. 53 sugiere una conexión between hábitats de arrecifes específica y agotamientos en ambas concentraciones de DOC y bacterioplancton relativos a las aguas en alta mar. Estos cambios de concentración fueron acompañados por distintas diferenciaciones de bacterioplancton. Dinsdale et al. 5 mostró que el aumento de impacto antropogénico fue acompañado por 10x mayor abundancia de células microbianas y partículas similares a virus. Las comunidades microbianas en las aguas marinas que rodean las islas habitadas también tenían fracciones más grandes de heterótrofos y potenciales patógenos 5. Finalmente McDole et al. 4 mostró, mediante la introducción de la puntuación microbialization, que las actividades humanas están cambiando energía a los microbios, a expensas de los macrobios. Estos estudios, se centraron en los parámetros microbiológicos y químicos del agua específicos, proporcionan nuevos conocimientos sobre la estructura bioquímica de los ecosistemas marinos. La combinación de datos tradicionales de los esfuerzos de monitoreo de ecosistemas - como valores de temperatura y pH, la biomasa de peces y diversidad, la cubierta bentónica, o la exposición al impacto humano - con la química del agua y evaluaciones microbianas, probablemente como resultado de los esfuerzos de monitoreo ambiental más sensibles, que pueden llevar a los esfuerzos de conservación más específicamente dirigidos.

Los ecosistemas marinos son sometidos a una amplia gama de perturbaciones que resultan en cambios con respecto a la disponibilidad de nutrientes a la biomasa de los depredadores. Durante la última década, varios estudios han demostrado la importancia de las comunidades microbianas en los ecosistemas marinos 1.4. Es evidente que los cambios en la comunidad bacteriana y viral están estrechamente asociados con la degradación general de los entornos marinos 5. Estos cambios pueden ser facilitadas por la geoquímica de alteración en la columna de agua, tales como la disponibilidad de oxígeno o 6,7 remineralización de carbono. Como resultado de la interdependencia entre el macroorganismos, la química del agua y ciclos de retroalimentación de actividad microbiana puede acelerar la tasa de degradación de los ecosistemas 8. En los años 1970 y 80 se hicieron múltiples intentos de desentrañar los ciclos biogeoquímicos en los ecosistemas marinos 9.11. Uno de los principales retos para estos primeros estudios fue la faltade enfoques estandarizados para medir los parámetros biogeoquímicos evaluados. Aunque hubo protocolos disponibles, principalmente en los nutrientes del agua de mar 12,13, la evaluación de la dinámica del carbono y la estructura de la comunidad microbiana fueron limitados por las herramientas y métodos disponibles. Con la comparación de métodos JGOFS EQPac, Sharp et al. 14 sugirió por primera vez un protocolo fiable y estandarizado para las evaluaciones de concentración (DOC) de carbono orgánico disuelto. A principios de la década de 2000 los retos analíticos para determinar los recursos disponibles para la comunidad microbiana se habían resuelto de este modo en gran medida y enfoques para caracterizar las comunidades microbianas en ambientes de cultivo controladas se había establecido (ver DeLong 15). Los métodos de secuenciación tradicionales de la época se basaban en gran medida en cultivos clonales cultivadas. La secuenciación de genes ambiental adelantado de muestras naturales reveló, sin embargo, que la mayoría de la biodiversidad microbiana se había perdido por cultivmétodos basados ​​en la ación 16. En 2002, Breitbart et al. 17 utiliza la secuenciación escopeta para la primera vez para describir la comunidad viral en muestras de agua de mar ambientales se establece un método para secuenciar el genoma completo de comunidades virales uncultured marinos. Dentro de las evaluaciones microbianas existentes, los virus siguen siendo particularmente bajo estudiada, ya que la mayoría son difíciles de cultivar y que carecen de un marcador universalmente conservada como el 16S ARN ribosomal (rRNA) genes normalmente utilizados para la evaluación de la diversidad y el perfil de la comunidad. El enfoque de secuenciación metagenómica ofrece una alternativa a los métodos de cultivo y dependiente de genes orientados para el análisis de comunidades virales complejos. Mientras que los primeros metagenomes virales generados a partir de agua de mar se secuenciaron usando secuenciación de Sanger 17, el desarrollo de tecnologías de secuenciación de próxima generación y mejora de las técnicas moleculares ha llevado a un rápido aumento en los estudios de metagenómica 18 </sarriba&gt;. El flujo de trabajo de laboratorio actual de la metagenómica virales implica la separación, enriquecimiento, y / o la concentración de partículas virales, seguido de ácido nucleico (ADN o ARN) extracción, la preparación de la biblioteca, y la secuenciación 19-21. Para avanzar en el conocimiento existente sobre viral, microbiano y el funcionamiento bioquímico en los ecosistemas acuáticos, la comparación de conjuntos de datos en los diferentes sistemas en todo el mundo es esencial. Sin embargo, los protocolos establecidos en gran parte han sido desarrollados para entornos cercanos a la costa con instalaciones de laboratorio de fácil acceso. Por lo tanto, la falta de métodos de campo estandarizados dificulta estas comparaciones entre ecosistemas. Aquí presentamos probado a fondo y bien estandarizado adaptaciones de estado de los protocolos de investigación técnica para su uso en lugares remotos de campo. Estos métodos han sido probados con éxito en múltiples estudios sobre el transcurso de la última década 5,22 y se utilizan en la actualidad por diversos laboratorios marinos, así como en el de NOAAEvaluación y Programa de Monitoreo de Arrecifes (RAMP) en todo el Océano Pacífico 4. Los protocolos de muestreo incluyen parámetros de química de agua (concentraciones de carbono inorgánicos y orgánicos, concentración de nutrientes inorgánicos), la abundancia viral y microbiana (recuentos bacterianos directos, recuentos directos virales, y citometría de flujo para evaluar autotroph vs proporciones heterótrofos), y estructura de la comunidad microbiana y viral y potencial metabólico a través de análisis de metagenómica (para una visión general véase la figura 1). Los resultados obtenidos a partir de los métodos descritos aquí son necesarios con el fin de dilucidar los parámetros de fondo biogeoquímicos clave necesarios para caracterizar exhaustivamente los ecosistemas acuáticos.

<table><tbody><tr><td>Niskin collection and processing units (Hatay Niskins)</td><td></td><td></td><td>&lt;strong&gt;Figure 1&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Filtration setup</td><td></td><td></td><td>&lt;strong&gt;Figure 1&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>32-36% Hydrochloric acid (HCl)</td><td>Fisher Sci</td><td>A508-212</td><td></td></tr><tr><td>High-density polyethylene (HDPE) container</td><td></td><td></td><td>&lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, 5 Gallon HDPE UN Certified Pail with Snap-On Lid</td></tr><tr><td>Combustion oven (550 &amp;deg;C)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>60 ml HDPE vials&amp;nbsp;</td><td>Fisher Sci</td><td>02-896-2B</td><td></td></tr><tr><td>25 mm GF/F filter</td><td>Fisher Sci</td><td>09-874-64</td><td></td></tr><tr><td>Forceps&amp;nbsp;</td><td>Fisher Sci</td><td>XX62-000-06</td><td></td></tr><tr><td>Sterile, non-powdered gloves</td><td>Fisher Sci</td><td>19-170-010B</td><td></td></tr><tr><td>Bilge pump&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>&lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, Thirsty Mate 124PF</td></tr><tr><td>20 L collapsible low-density polyethylene carboy</td><td></td><td></td><td>&lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, Reliance Fold A Carrier II</td></tr><tr><td>Tangential flow filter (TFF) ultrafiltration hollow fiber cartridges</td><td>Amersham</td><td>CFP-2-E-9A</td><td></td></tr><tr><td>Platinum-cured silicon tubing for TFF</td><td>Cole Parmer</td><td>96440-82</td><td></td></tr><tr><td>Hose clamps</td><td>Cole Parmer</td><td>P-68007-23</td><td></td></tr><tr><td>Peristaltic pump</td><td>Cole Parmer</td><td>EW-77410-10</td><td></td></tr><tr><td>Sodium hydroxide (NaOH) solution</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>21162</td><td></td></tr><tr><td>0.2 &amp;micro;m Polycarbonate track-etched membrane filter</td><td>Fisher Sci</td><td>09-300-61</td><td></td></tr><tr><td>8.0 &amp;micro;m Polycarbonate track-etched membrane filter</td><td>Fisher Sci</td><td>09-300-57</td><td></td></tr><tr><td>0.22 &amp;micro;m Polyvinylidene difluoride cylindrical filter</td><td>Fisher Sci</td><td>SVGP01050</td><td></td></tr><tr><td>0.45 &amp;micro;m Polyvinylidene difluoride cylindrical filter</td><td>Fisher Sci</td><td>SVHV010RS</td><td></td></tr><tr><td>Synthetic nylon mesh</td><td>Sefar</td><td>03-125-37</td><td></td></tr><tr><td>20 ml Plastic scintillation bottle</td><td>Fisher Sci</td><td>03-341-72C</td><td></td></tr><tr><td>Clean bucket (10-20 L)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>32% Paraformaldehyde</td><td>Electron Microscopy Science</td><td>15714</td><td></td></tr><tr><td>25% Glutaraldehyde</td><td>Electron Microscopy Science</td><td>16220</td><td></td></tr><tr><td>Liquid nitrogen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>0.02 &amp;micro;m High-purity alumina matrix filter with annular polypropylene support ring&amp;nbsp;</td><td>Fisher Sci</td><td>6809-6002</td><td></td></tr><tr><td>0.2 &amp;micro;m High-purity alumina matrix filter with annular polypropylene support ring</td><td>Fisher Sci</td><td>6809-6022</td><td></td></tr><tr><td>10,000x SYBR Gold nucleic acid stain</td><td>Invitrogen</td><td>S11494</td><td></td></tr><tr><td>DAPI solution 25 &amp;micro;g/ml</td><td>Invitrogen</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>Molecular grade water</td><td>sigma aldrich</td><td>W-4502</td><td></td></tr><tr><td>Ascorbic acid</td><td>Fisher Sci</td><td>BP351-500</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate Buffered Saline (PBS)</td><td>Fisher Sci</td><td>BP399-500</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Fisher Sci</td><td>G31-500</td><td></td></tr><tr><td>Microscope slide</td><td>Fisher Sci</td><td>12-550-123</td><td></td></tr><tr><td>Coverslip</td><td>Fisher Sci</td><td>12-548-5M</td><td></td></tr><tr><td>Delicate task wipe&amp;nbsp;</td><td>Fisher Sci</td><td>06-666A</td><td></td></tr><tr><td>Slide station with vacuum pump</td><td></td><td></td><td>&lt;strong&gt;Figure 3&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>DNA extraction kit</td><td>Macherey-Nagel</td><td>740952.1</td><td>Nucleospin tissue kit</td></tr><tr><td>Proteinase K (20 mg/ml)</td><td>Lifetechnologies</td><td>AM2546</td><td></td></tr><tr><td>200-proof Ethanol</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>15058</td><td></td></tr><tr><td>Red cap: Male Luer with Lock Ring x Female Luer Coupler&amp;nbsp;</td><td>Cole Parmer</td><td>EW-45503-88</td><td></td></tr><tr><td>Cesium chloride (CsCl)</td><td>Fisher Sci</td><td>bp1595-500</td><td></td></tr><tr><td>60 ml Syringe</td><td>Fisher Sci</td><td>13-6898</td><td></td></tr><tr><td>0.02 &amp;micro;m Alumina matrix disposable syringe filter</td><td>Fisher Sci</td><td>O992613</td><td></td></tr><tr><td>Ultra-clear centrifuge tubes</td><td>Beckman Coulter</td><td>344059</td><td></td></tr><tr><td>Ultra-swinging bucket rotor</td><td>Beckman Coulter</td><td>333790</td><td>SW41 Ti Rotor&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>DNase I (100 units/&amp;micro;l)</td><td>Calbiochem</td><td>260913</td><td></td></tr><tr><td>0.5 M EDTA</td><td>Fisher Sci</td><td>BP2482-500</td><td></td></tr><tr><td>Formamide</td><td>Fisher Sci</td><td>BP228-100</td><td></td></tr><tr><td>Glycogen</td><td>sigma aldrich</td><td>G-1767</td><td></td></tr><tr><td>1x Tris-EDTA (TE) pH 8.0</td><td>Fisher Sci</td><td>BP2473-500</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Dodecyl Sulfate (SDS)</td><td>Fisher Sci</td><td>02674-25</td><td></td></tr><tr><td>20 &amp;mu;g/ml Proteinase K</td><td>Fisher Sci</td><td>BP1700-500</td><td></td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>Fisher Sci</td><td>BP1145-1</td><td></td></tr><tr><td>Phenol:Chloroform:Isoamyl alcohol 25:24:1</td><td>sigma aldrich</td><td>p3803</td><td></td></tr><tr><td>Isopropanol</td><td>Fisher Sci</td><td>BP2618-500</td><td></td></tr><tr><td>50 ml Oak Ridge tube</td><td>Fisher Sci</td><td>05-562-16B</td><td></td></tr></tbody></table>

unraveling the unseen players in the ocean - a field guide to water chemistry and marine microbiology

Aquí presentamos una serie de protocolos de investigación a fondo probados y bien estandarizados adaptados para su uso en ambientes marinos remotos. Los protocolos de muestreo incluyen la evaluación de los recursos a disposición de la comunidad microbiana (carbono orgánico disuelto, la materia orgánica particulada, nutrientes inorgánicos), y una descripción completa de las comunidades virales y bacterianas (a través de los recuentos microbianos y virales directos, la enumeración de los microbios autofluorescentes, y construcción de metagenomes virales y microbianas). Utilizamos una combinación de métodos, que representan un campo disperso de las disciplinas científicas que comprenden protocolos ya establecidos y algunas de las técnicas más recientes desarrollados. Técnicas de secuenciación metagenómica Especialmente utilizados para la caracterización viral y bacteriana de la comunidad, se han establecido sólo en los últimos años, y por lo tanto están todavía sometidos a la mejora continua. Esto ha conducido a una variedad de procedimientos de muestreo y procesamiento de las muestras Currentemente en uso. El conjunto de métodos que aquí se presenta ofrece un enfoque hasta la fecha para recoger y procesar muestras ambientales. Parámetros tratados con estos protocolos producen el mínimo de información esencial para caracterizar y comprender los mecanismos subyacentes de la dinámica de la comunidad virales y microbianas. Da fácil de seguir las directrices para llevar a cabo estudios amplios y discute los pasos críticos y advertencias potenciales pertinentes para cada técnica.

Microscopía Muestras Microscopía pueden y deben analizarse de inmediato para asegurarse de que son de la calidad deseada. Para medir la abundancia y la distribución de tamaños de la comunidad bacteriana, diapositivas DAPI serán examinadas por microscopía de epifluorescencia (excitación / emisión: 358/461 nm, ver McDole et al 2012). (Figura 6A). Condes y dimensiones celulares pueden ser recolectados a través de software de imagen (por ejemplo, ImagePro o ImageJ). A partir de los volúmenes de medidas de longitud y ancho de la celda (V) son derivados al hacer la suposición de que todas las células tienen la forma de cilindros con tapas hemisféricas utilizando la siguiente ecuación: V = π / 4 × w 2 (L - w / 3) donde L es la longitud y W es la anchura de cada 23,4 celular. Biomasa microbiana puede entonces estimarse utilizando relaciones dependientes del tamaño previamente establecidos for comunidades microbianas marinas 24. Generalmente las bacterias marinas varían en longitud desde 0,1 hasta 4 m, pero van hasta ~ 8 m en algunos lugares. Mientras que los filtros (0,2 M) teñidas con DAPI sólo mostrarán las bacterias, los filtros utilizados para la tinción SYBR Gold (0,02 micras) contienen bacterias y virus. La medición de la abundancia de los virus sigue el mismo protocolo que para los microbios, sin embargo una excitación de 325-375 nm se utilizará y el máximo de emisión es a 537 nm (Figura 6B). Con el fin de generar datos cuantitativos puede necesitar ser ajustado dependiendo de la abundancia viral en la muestra original del volumen de muestreo. El volumen correcto de filtro es mejor determinado empíricamente para una masa de agua determinada. Ejemplos de micrografías que contienen muestras con concentraciones variables virales se ilustran en la Figura 7. Los resultados de estudios anteriores sugieren que el virus de Microbioratios (VMR) generalmente van de 1 a 50 en los sistemas acuáticos 25-29, y entre 3 y 20, con una media de aproximadamente 6 en los sistemas de arrecifes de coral (Knowles datos no publicados). Citometría de Flujo Además de los recuentos directos y la estimación del tamaño de la comunidad microbiana, las evaluaciones de la relación de autótrofa a los microbios heterotróficos a través de citometría de flujo más pueden ser extraídos de las muestras recogidas (citometría de flujo ejemplar de salida dado en la Figura 8). Para determinar el número total de células de bacterias, las muestras se tiñeron con SYBR Green I y un tubo fotomultiplicador con un filtro de paso de banda 530/30 se utiliza para la detección. Un canal para la clorofila (de nuevo a los espejos LP espalda que resultan en un rango de 675 a 735 nm) y (filtro de paso de banda 585/42) ficoeritrina se utiliza para contar la abundancia de autótrofos en muestras no teñidas. Para determinar la abundancia de microbios heterotróficos, los recuentos de autótrofos de la noparte manchada continuación, se resta de la cuenta SYBR-manchado total (McDole et al. presentado). La metagenómica viral Metagenómica viral utiliza un enfoque molecular cultura independiente a la ecología viral, utilizando la información total de la secuencia genómica para determinar la estructura y la función de la comunidad. La metagenómica ha ido avanzando nuestra comprensión de la complejidad y diversidad de las comunidades virales a nivel local 17 a escala mundial 30. El reciente desarrollo de una amplia gama de herramientas bioinformáticas para el análisis de los datos de metagenómica viral ha disminuido los cuellos de botella de cómputo, lo que permite una visión más completa de la de la virosphere través de la lente de la metagenómica. Los métodos aquí presentados ponen de relieve el aislamiento y enriquecimiento de las partículas virales del agua de mar usando una combinación de pre-filtración con un gran tamaño de poro de malla de nylon para eliminar los desechos y el material celular, concentración demuestras con TFF (Figura 3) y una subsiguiente 0,45 micras de filtración para eliminar las células más grandes. Este método produce más o menos una muestra concentrada 100x (Figuras 5B-5E), que nos permite realizar procesos posteriores en volúmenes más pequeños. Con el fin de evitar el crecimiento de las células microbianas restantes en el lisado viral y por lo tanto cambios en la abundancia viral de la muestra durante el tiempo de tránsito de largo entre la estación de campo y de laboratorio, cloroformo menudo se añade a una concentración final de 2% para el almacenamiento. Tras el aislamiento y la purificación de las VLP, la microscopía de epifluorescencia con colorantes ácidos nucleicos tales como SYBR Gold se utilizan para verificar la presencia y la pureza de las partículas virales (Figuras 5B-5E). A continuación, presentamos dos metagenomes virales de los arrecifes de coral Isla Sur de la Línea, en concreto, el Starbuck (STAR7) y Millennium (CAR9; anteriormente conocida como Caroline) islas. Un volumen total de 120 L samagua PLE se recogió de cada sitio, a una profundidad de 10 metros y procesada como se describe en la sección 3.7 y 5.2. Las VLPs purificadas a partir de la centrifugación en gradiente de cloruro de cesio eran 3,3 x 10 8 partículas / ml para CAR9 (Figura 5D) y 2,9 x 10 9 partículas por ml para STAR7 como verificada de acuerdo con el método descrito en el párrafo 4 (Figura 5B). La cantidad total de ADN aislado de estas muestras fueron alrededor de 400 ng basa en la medición Nanodrop. ADN fue amplificado utilizando Phi29 polimerasa y se secuenció por la instalación Ambiental Genómica en 2011. Las características de la secuencia de datos se presentan en la Tabla 1. Sobre la base de similitud búsquedas utilizando las bases de datos existentes, la mayoría (&gt; 70%) de las secuencias terminó a menudo hasta , es decir, de origen desconocido no caracterizados y funciones. Del mismo modo, los dos viromes presentados aquí presentan más de 97% de secuencias desconocidas. Como resultado, no la base de datosSe utilizó el análisis dependiente para el análisis y abrió un nuevo brazo de oportunidades de investigación sobre la &quot;materia oscura&quot; en la metagenómica virales (Seguritan et al. en prensa). Microbiana metagenómica El análisis de metagenomes microbianos permite la caracterización de la comunidad microbiana presente y la descripción funcional de estas comunidades. Los ejemplos incluyen las estimaciones de la presencia de agentes patógenos y la virulencia 5,22 o comparaciones entre los cambios en la estructura de la comunidad macrobial o nutrientes disponibles y abundancia de las especies y sus vías metabólicas predominantes (Figura 9; Kelly et al 2014).. Química del Agua Parámetros químicos del agua generalmente toman extensa procesamiento analítico para generar los datos deseados; las muestras para el análisis de COD se medirán por medio de alta temperatura 31,3 oxidación catalítica2, la materia orgánica particulada (POM) a través de la espectrometría de masas de relación isotópica acoplado a un analizador elemental 33-35, y los nutrientes inorgánicos por inyección de flujo Análisis 36,12,37. Después de la finalización con éxito de todos los análisis, la información como se muestra en la Tabla 1 estará disponible para complementar la caracterización de la microbiana y comunidades virales. Esta información puede ser complementado con proporciones de isótopos estables de las muestras de carbono y nitrógeno orgánico (véase Haas et al. 35) y las proporciones entre autótrofos y heterótrofos (McDole et al., Presentado). <img alt="Figura 1" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/52131/52131fig1highres.jpg" width="600" /> Figura 1. Descripción general de los métodos descritos en la sección de protocolo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52131/52131fig1highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de este figu</a>re. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52131/52131fig2highres.jpg" /> Figura instalación de procesamiento de plataforma 2. Muestra. La configuración de la filtración introducido aquí (dibujo esquemático a la izquierda, la imagen real del panel derecho) no se requiere necesariamente para generar muestras pero acelerará el proceso de manera significativa. La configuración consiste en una placa posterior, en la que se montan las unidades de Hatay Niskin (1). En la salida hacia abajo, las unidades de Hatay Niskin están conectados con un tubo de silicona a los titulares de filtro en línea (2). Estos permiten el paso del agua a través del filtro de la muestra respectiva en los viales de muestreo HDPE (3) montado justo debajo. El proceso de filtración se acelera a través de aire a presión (4), que y regulada por un medidor de presión (5). Un dique de contención evita que se derrame el agua durante el cambio de los viales de polietileno de alta densidad o filtración POM. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52131/52131fig2highres.jpg" target="_blank">Por favor,</a>haga clic aquí para ver una versión más grande de esta cifra. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52131/52131fig3highres.jpg" /> Agua de la muestra la figura 3. tangencial alineación filtro de flujo (modificado de Thurber et al. 19). Nylon con malla filtrada se bombea desde el depósito (1) a través de una bomba peristáltica (2) a un filtro de flujo tangencial (3). Los retornos de agua a la muestra el depósito (1) a lo largo de la línea de retorno (4), en ausencia de contrapresión. Cuando se aplica contrapresión a través de una abrazadera de la manguera (5) en la línea de retorno, el agua pasa a través del filtro y se desecha o se entrega al depósito de filtrado (6). El agua de la muestra se sustituye, ya que se concentra fuera de la línea de filtrado hasta que todo el agua de la muestra se concentra en las líneas de tubería. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52131/52131fig4highres.jpg" /> Figura 4. Microscopio configuración filtración de diapositivas.Para distribuir uniformemente DAPI y SYBR Gold muestras teñidas en el filtro de matriz de alúmina respectiva (1), los filtros necesitan ser colocados en entre la torre de filtro (2) y el vástago del colector de filtración y se fija con una abrazadera (4). Un vacío regulado de presión (5) acelerará el proceso de filtración (arriba dibujo esquemático, imagen real panel inferior). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52131/52131fig4highres.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta cifra.</a> <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52131/52131fig5highres.jpg" /> Figura 5. La purificación y la concentración de partículas de fago. Un total de 1 ml de cada gradiente de densidad de cloruro de cesio se coloca sobre la parte superior de uno al otro antes de dirigir la muestra pretratada (A). Cada capa debe ser marcado fuera del tubo para facilitar la extracción después de la ultracentrifugación. Marcas de flechas rojas donde el tubo será perforado a exTracto la fracción VLP. (BE) Micrografías de concentrados virales: micrografías epifluorescencia de 0,45 micras filtrados-concentrados virales representativas de STAR7 (B) y CAR9 (D). Las partículas grandes, incluyendo células bacterianas eran visibles desde las 0,45 micras-filtrados de ambos STAR7 (B) y (D) CAR9 muestras, mientras que sólo VLPs (flechas blancas) permanecen después de ultracentrifugación en gradiente de cloruro de cesio; Estrella 7 (C) y CAR9 (E). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52131/52131fig5highres.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta cifra.</a> <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/52131/52131fig6highres.jpg" /> Figura 6. Ejemplo de DAPI y análisis micrografía SYBR Gold. Captura de pantalla del análisis de (A) y DAPI oro manchado ejemplo de la diapositiva (B) SYBR. (A) Longitud y anchura (m) de todos destacaron partículas(= Microbios) pueden ser evaluadas con la ayuda de un programa de formación de imágenes. Nota la agregación en el centro de la imagen. Estas agrupaciones deberán ser excluidos del análisis posterior. (B) Durante los virus y las bacterias de análisis deberá ser desechado por los umbrales de tamaño en VLP y rangos de tamaño celular (VLP rojo, verde celular). Tenga en cuenta que por lo general hay algunos VLP débiles Uncategorized por el programa de imagen respectiva. Estas VLP que aparecen como puntos blancos débiles deben ser contados y se añaden a los conteos virales automatizados manualmente. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52131/52131fig6highres.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta cifra.</a> <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/52131/52131fig7highres.jpg" /> Figura 7. Las concentraciones de SYBR Gold manchado muestras. Micrografías de un filtro de 0,02 matriz de alúmina que contiene diversas cantidades de muestras de virus SYBR manchado. El panel A muestra afILTER que contiene una cantidad adecuada de agua de mar filtrada, mientras que las concentraciones en el filtro que se muestran en B son demasiado altos y en C demasiado bajo para los recuentos fiables. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52131/52131fig7highres.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta cifra.</a> <img alt="Figura 8" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/52131/52131fig8highres.jpg" width="600" /> Figura 8. Resultados de citometría de flujo de salida de análisis de una muestra de agua de arrecife. Panel (A) muestra de agua de grado molecular sólo con microesferas de color amarillo-verde fluorescente (0,75 M), que se utilizan para verificar fondo mínimo con los ajustes del instrumento. Panel (B) representa la salida de la carrera muestra de agua de arrecife con valores idénticos y el diseño como en A. Tenga en cuenta que las cuentas aún se pueden ver en el mismo lugar, junto con varias poblaciones de autótrofos. (C) </strong&gt; La misma muestra que en (B), que se utiliza para realizar copias de puerta el citómetro de flujo, apuntando a eventos positivos SYBR (autótrofos + recuento de heterótrofos) y el fondo de la minimización. (D) La muestra representativa de agua arrecife manchado con SYBR Green I. Uso la compuerta establecida en (C), se generaron los recuentos totales de microbios y microorganismos heterótrofos y autótrofos divididas por autofluorescencia clorofila (ver McDole et al. 4). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52131/52131fig8highres.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta cifra.</a> <img alt="Figura 9" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/52131/52131fig9highres.jpg" width="600" /> Figura 9. Ejemplo de datos metagenome microbianas. Patrones entre los datos de la secuencia metagenómica microbianas y las variables dependientes del sitio. Aquí, la abundancia relativa de Synechococcus </em&gt; spp. se correlacionó positivamente con el porcentaje de cobertura de coral, mientras que Pelagibacter spp. no fue (paneles de la izquierda). La vía metabólica para la transferencia por conjugación se correlacionó positivamente con las concentraciones de nitratos, mientras que la vía metabólica para la reparación del ADN fue consistente entre todos los metagenomes (paneles de la derecha). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52131/52131fig9highres.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta cifra.</a> <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td></td><td> Estrella 7 </td><td> CAR9 </td></tr><tr><td> Número total de Lee </td><td> 939311 </td><td> 591600 </td></tr><tr><td> Número de preprocesado Lee </td><td> 579664 </td><td> 360246 </td></tr><tr><td> Secuencia de longitud media (pb) </td><td> 395 ± 131 </td><td> 451 ± 159 </td></tr><tr><td> Secuencias anotado (%) </td><td> 42,218 (7.3%) </td&gt; <td> 9.117 (2,5%) </td></tr><tr><td> Desconocido (%) </td><td> 537.446 (92,7%) </td><td> 351 129 (97,5%) </td></tr></tbody></table> Tabla 1. Características de los datos de dos viromes generados a partir de las Islas de la Línea Sur, Starbuck y del Milenio. El grado de anotación se basa en Blat utilizando el servidor de MG-RAST. <img alt="Tabla 2" fo:content-width="7in" src="/files/ftp_upload/52131/52131table2.jpg" width="700" /> Tabla 2. Los resultados representativos que muestran los datos de varios sitios durante una expedición. Los parámetros evaluados aquí incluyen mediciones de la química del agua combinados con abundancia microbiana y viral. La tabla contiene más nombres de los archivos que se refieren a los respectivos datos de metagenómica para cada lugar de muestreo. Concentraciones de carbono y nutrientes inorgánicos se dan en mmol / L. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52131/52131table2.jpg" target="_blank">Por favor,</a>haga clic aquí para ver una versión más grande de esta tabla.

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Unraveling the Unseen Players in the Ocean - A Field Guide to Water Chemistry and Marine Microbiology

Here, we present a comprehensive protocol to assess the organic and inorganic nutrient availability and the abundance and structure of microbial and viral communities in remote marine environments.

Desentrañar los jugadores invisibles en el Océano - Guía de Campo a la química del agua y Microbiología Marina

Here we introduce a series of thoroughly tested and well standardized research protocols adapted for use in remote marine environments. The sampling ...

unraveling-unseen-players-ocean-field-guide-to-water-chemistry-marine

Research

JoVE Journal

Environment

25.5K vistas.  San Diego State University. Here, we present a comprehensive protocol to assess the organic and inorganic nutrient availability and the abundance and structure of microbial and viral communities in remote marine environments. 

Video: Unraveling the Unseen Players in the Ocean - A Field Guide to Water Chemistry and Marine Microbiology

A Small Volume Bioassay to Assess Bacterial/Phytoplankton Co-culture Using WATER-Pulse-Amplitude-Modulated (WATER-PAM) Fluorometry

Conventional methods for experimental manipulation of microalgae have employed large volumes of culture (20 ml to 5 L), so that the culture can be subsampled throughout the experiment1&#8211;7. Subsampling of large volumes can be problematic for several reasons: 1) it causes variation in the total volume and the surface area:volume ratio of the culture during the experiment; 2) pseudo-replication (i.e., replicate samples from the same treatment flask8) is often employed rather than true replicates (i.e., sampling from replicate treatments); 3) the duration of the experiment is limited by the total volume; and 4) axenic cultures or the usual bacterial microbiota are difficult to maintain during long-term experiments as contamination commonly occurs during subsampling.
The use of microtiter plates enables 1 ml culture volumes to be used for each replicate, with up to 48 separate treatments within a 12.65 x 8.5 x 2.2 cm plate, thereby decreasing the experimental volume and allowing for extensive replication without subsampling any treatment. Additionally, this technique can be modified to fit a variety of experimental formats including: bacterial-algal co-cultures, algal physiology tests, and toxin screening9&#8211;11. Individual wells with an alga, bacterium and/or co-cultures can be sampled for numerous laboratory procedures including, but not limited to: WATER-Pulse-Amplitude-Modulated (WATER-PAM) fluorometry, microscopy, bacterial colony forming unit (cfu) counts and flow cytometry. The combination of the microtiter plate format and WATER-PAM fluorometry allows for multiple rapid measurements of photochemical yield and other photochemical parameters with low variability between samples, high reproducibility and avoids the many pitfalls of subsampling a carboy or conical flask over the course of an experiment.

A Small Volume Bioassay to Assess Bacterial/Phytoplankton Co-culture Using WATER-Pulse-Amplitude-Modulated WATER-PAM Fluorometry

The goal of this procedure is to demonstrate the reproducibility and adaptability of using a microtiter plate format for microalgal screening. This rapid screen combines WATER-Pulse-Amplitude-Modulated (WATER-PAM) fluorometry to measure photosynthetic yield as an indicator of Photosystem II (PSII) health with small volume bacterial-algal co-cultures.

Un ensayo biológico Volumen pequeños para evaluar bacteriana / fitoplancton Co-cultura Usando AGUA-Pulse-Amplitud Modulada (AGUA-PAM) Fluorometría

Conventional methods for experimental manipulation of microalgae have employed large volumes of culture (20 ml to 5 L), so that the culture can be ...

Investigación

Medio ambiente

Chemotactic Response of Marine Micro-Organisms to Micro-Scale Nutrient Layers

The degree to which planktonic microbes can exploit microscale resource patches will have considerable implications for oceanic trophodynamics and biogeochemical flux. However, to take advantage of nutrient patches in the ocean, swimming microbes must overcome the influences of physical forces including molecular diffusion and turbulent shear, which will limit the availability of patches and the ability of bacteria to locate them. Until recently, methodological limitations have precluded direct examinations of microbial behaviour within patchy habitats and realistic small-scale flow conditions. Hence, much of our current knowledge regarding microbial behaviour in the ocean has been procured from theoretical predictions. To obtain new information on microbial foraging behaviour in the ocean we have applied soft lithographic fabrication techniques to develop 2 microfluidic devices, which we have used to create (i) microscale nutrient patches with dimensions and diffusive characteristics relevant to oceanic processes and (ii) microscale vortices, with shear rates corresponding to those expected in the ocean. These microfluidic devices have permitted a first direct examination of microbial swimming and chemotactic behaviour within a heterogeneous and dynamic seascape. The combined use of epifluorescence and phase contrast microscopy allow direct examinations of the physical dimensions and diffusive characteristics of nutrient patches, while observing the population-level aggregative response, in addition to the swimming behaviour of individual microbes. These experiments have revealed that some species of phytoplankton, heterotrophic bacteria and phagotrophic protists are adept at locating and exploiting diffusing microscale resource patches within very short time frames. We have also shown that up to moderate shear rates, marine bacteria are able to  fight the flow  and swim through their environment at their own accord. However, beyond a threshold high shear level, bacteria are aligned in the shear flow and are less capable of swimming without disturbance from the flow. Microfluidics represents a novel and inexpensive approach for studying aquatic microbial ecology, and due to its suitability for accurately creating realistic flow fields and substrate gradients at the microscale, is ideally applicable to examinations of microbial behaviour at the smallest scales of interaction.  We therefore suggest that microfluidics represents a valuable tool for obtaining a better understanding of the ecology of microorganisms in the ocean.

The fabrication of microfluidic channels and their implementation in experiments for studying the chemotactic foraging behaviour of marine microbes within a patchy nutrient seascape and the swimming behaviour of bacteria within shear flow are described.

Respuesta quimiotáctica de los microorganismos marinos a escala micro nutrientes Capas

The degree to which planktonic microbes can exploit microscale resource patches will have considerable implications for oceanic trophodynamics and ...

Biología

VacuSIP, an Improved InEx Method for In Situ Measurement of Particulate and Dissolved Compounds Processed by Active Suspension Feeders

Benthic suspension feeders play essential roles in the functioning of marine ecosystems. By filtering large volumes of water, removing plankton and detritus, and excreting particulate and dissolved compounds, they serve as important agents for benthic-pelagic coupling. Accurately measuring the compounds removed and excreted by suspension feeders (such as sponges, ascidians, polychaetes, bivalves) is crucial for the study of their physiology, metabolism, and feeding ecology, and is fundamental to determine the ecological relevance of the nutrient fluxes mediated by these organisms. However, the assessment of the rate by which suspension feeders process particulate and dissolved compounds in nature is restricted by the limitations of the currently available methodologies. Our goal was to develop a simple, reliable, and non-intrusive method that would allow clean and controlled water sampling from a specific point, such as the excurrent aperture of benthic suspension feeders, in situ. Our method allows simultaneous sampling of inhaled and exhaled water of the studied organism by using minute tubes installed on a custom-built manipulator device and carefully positioned inside the exhalant orifice of the sampled organism. Piercing a septum on the collecting vessel with a syringe needle attached to the distal end of each tube allows the external pressure to slowly force the sampled water into the vessel through the sampling tube. The slow and controlled sampling rate allows integrating the inherent patchiness in the water while ensuring contamination free sampling. We provide recommendations for the most suitable filtering devices, collection vessel, and storing procedures for the analyses of different particulate and dissolved compounds. The VacuSIP system offers a reliable method for the quantification of undisturbed suspension feeder metabolism in natural conditions that is cheap and easy to learn and apply to assess the physiology and functional role of filter feeders in different ecosystems.

VacuSIP, an Improved InEx Method for In Situ Measurement of Particulate and Dissolved Compounds Processed by Active Suspension Feeders

We introduce the VacuSIP, a simple, non-intrusive, and reliable method for clean and accurate point sampling of water. The system was developed and evaluated for the simultaneous collection of the water inhaled and exhaled by benthic suspension feeders in situ, to cleanly measure removal and excretion of particulate and dissolved compounds.

VacuSIP, un método mejorado para InEx<em&gt; In Situ</em&gt; Medición de las partículas y compuestos disueltos procesada por Alimentadores Active Suspension

Benthic suspension feeders play essential roles in the functioning of marine ecosystems. By filtering large volumes of water, removing plankton and ...

A Simple Approach to Manipulate Dissolved Oxygen for Animal Behavior Observations

The ability to manipulate dissolved oxygen (DO) in a laboratory setting has significant application to investigate a number of ecological and organismal behavior questions. The protocol described here provides a simple, reproducible, and controlled method to manipulate DO to study behavioral response in aquatic organisms resulting from hypoxic and anoxic conditions. While performing degasification of water with nitrogen is commonly used in laboratory settings, no explicit method for ecological (aquatic) application exists in the literature, and this protocol is the first to describe a protocol to degasify water to observe organismal response. This technique and protocol were developed for direct application for aquatic macroinvertebrates; however, small fish, amphibians, and other aquatic vertebrates could be easily substituted. It allows for easy manipulation of DO levels ranging from 2 mg/L to 11 mg/L with stability for up to a 5 min animal-observation period. Beyond a 5 min observation period water temperatures began to rise, and at 10 min DO levels became too unstable to maintain. The protocol is scalable to the study organism, reproducible, and reliable, allowing for rapid implementation into introductory teaching labs and high-level research applications. The expected results of this technique should relate dissolved oxygen changes to behavioral responses of organisms.

This article describes a simple and reproducible protocol to manipulate dissolved oxygen conditions in a laboratory setting for animal behavior studies. This protocol may be used in both teaching and research laboratory settings to evaluate organismal response of macroinvertebrates, fishes, or amphibians to changes in dissolved oxygen concentration.

Un enfoque simple para manipular el oxígeno disuelto para las observaciones de comportamiento animal

The ability to manipulate dissolved oxygen (DO) in a laboratory setting has significant application to investigate a number of ecological and organismal ...

Ecotoxicological Method with Marine Bacteria Vibrio anguillarum to Evaluate the Acute Toxicity of Environmental Contaminants

Bacteria are an important component of the ecosystem, and microbial community alterations can have a significant effect on biogeochemical cycling and food webs. Toxicity testing based on microorganisms are widely used because they are relatively quick, reproducible, cheap, and are not associated with ethical issues. Here, we describe an ecotoxicological method to evaluate the biological response of the marine bacterium Vibrio anguillarum. This method assesses the acute toxicity of chemical compounds, including new contaminants such as nanoparticles, as well as environmental samples. The endpoint is the reduction of bacterial culturability (i.e., the capability to replicate and form colonies) due to exposure to a toxicant. This reduction can be generally referred to as mortality. The test allows for the determination of the LC50, the concentration that causes a 50% decrease of bacteria actively replicating and forming colonies, after a 6 h exposure. The culturable bacteria are counted in terms of colony forming units (CFU), and the &#34;mortality&#34; is evaluated and compared to the control. In this work, the toxicity of copper sulphate (CuSO4) was evaluated. A clear dose-response relationship was observed, with a mean LC50 of 1.13 mg/L, after three independent tests. This protocol, compared to existing methods with microorganisms, is applicable in a wider range of salinity and has no limitations for colored/turbid samples. It uses saline solution as the exposure medium, avoiding any possible interferences of growth medium with the investigated contaminants. The LC50 calculation facilitates comparisons with other bioassays commonly applied to ecotoxicological assessments of the marine environment.

Ecotoxicological Method with Marine Bacteria Vibrio anguillarum to Evaluate the Acute Toxicity of Environmental Contaminants

This work describes a new protocol to assess the ecotoxicity of pollutants, including emerging contaminants such as nanomaterials, using the marine bacterium Vibrio anguillarum. This method allows for the determination of the LC50, or mortality, the concentration that causes a 50% decrease in bacteria culturability, after a 6 h exposure.

Método ecotoxicológico con bacterias marinas<em&gt; Vibrio anguillarum</em&gt; Evaluar la Toxicidad Aguda de los Contaminantes Ambientales

Bacteria are an important component of the ecosystem, and microbial community alterations can have a significant effect on biogeochemical cycling and food ...

Seawater Sampling and Collection

This video documents methods for collecting coastal marine water samples and processing them for various downstream applications including biomass concentration, nucleic acid purification, cell abundance, nutrient and trace gas analyses. For today's demonstration samples were collected from the deck of the HMS John Strickland operating in Saanich Inlet. An A-frame derrick, with a multi-purpose winch and cable system, is used in combination with Niskin or Go-Flo water sampling bottles. Conductivity, Temperature, and Depth (CTD) sensors are also used to sample the underlying water mass. To minimize outgassing, trace gas samples are collected first.  Then, nutrients, water chemistry, and cell counts are determined. Finally, waters are collected for biomass filtration. The set-up and collection time for a single cast is ~1.5 hours at a maximum depth of 215 meters. Therefore, a total of 6 hours is generally needed to complete the collection series described here.

This video documents methods for collecting coastal marine water samples and processing them for various downstream applications including biomass concentration, nucleic acid purification, cell abundance, nutrient and trace gas analyses.

El agua de mar de muestreo y recolección

This video documents methods for collecting coastal marine water samples and processing them for various downstream applications including biomass ...

Large Volume (20L+) Filtration of Coastal Seawater Samples

The workflow begins with the collection of coastal marine waters for downstream microbial community, nutrient and trace gas analyses. For this method, samples were collected from the deck of the HMS John Strickland operating in Saanich Inlet. This video documents large volume (&ge;20 L) filtration of microbial biomass, ranging between 0.22&mu;m and 2.7&mu;m in diameter, from the water column. Two 20L samples can be filtered simultaneously using a single pump unit equipped with four rotating heads. Filtration is done in the field on extended trips, or immediately upon return for day trips. It is important to record the amount of water passing through each sterivex filter unit. To prevent biofilm formation between sampling trips, all filtration equipment must be rinsed with dilute HCl and deionized water and autoclaved immediately after use. This procedure will take approximately 5 hours plus an additional hour for clean up.

Large Volume 20L+ Filtration of Coastal Seawater Samples

This video documents large volume (&ge;20 L) filtration of microbial biomass, ranging between 0.22&mu;m and 2.7&mu;m in diameter, from the water column.

De gran volumen (20 litros +) Filtración de muestras de agua marina costera

The workflow begins with the collection of coastal marine waters for downstream microbial community, nutrient and trace gas analyses. For this method, ...

Small Volume (1-3L) Filtration of Coastal Seawater Samples

The workflow begins with the collection of coastal marine waters for downstream microbial community, nutrient and trace gas analyses. For today s demonstration samples were collected from the deck of the HMS John Strickland operating in Saanich Inlet. This video documents small volume (~1 L) filtration of microbial biomass from the water column. The protocol is an extension of the large volume sampling protocol described earlier, with one major difference: here, there is no pre-filtration step, so all size classes of biomass are collected down to the 0.22 &mu;m filter cut-off. Samples collected this way are ideal for nucleic acid analysis. The set-up, filtration, and clean-up steps each take about 20-30 minutes. If using two peristaltic pumps simultaneously, up to 8 samples may be filtered at the same time. To prevent biofilm formation between sampling trips, all filtration equipment must be rinsed with dilute HCl and deionized water and autoclaved immediately after use.

Small Volume 1-3L Filtration of Coastal Seawater Samples

This video documents small volume (~1 L) filtration of microbial biomass from the water column.

Volumen pequeño (1-3L) Filtración de muestras de agua marina costera

The workflow begins with the collection of coastal marine waters for downstream microbial community, nutrient and trace gas analyses. For today s ...

<meta charset="utf8"></head><body>Una configuración práctica y de bajo costo para medir metano en muestras acuosas

Measuring Dissolved Methane in Aquatic Ecosystems Using An Optical Spectroscopy Gas Analyzer

Measuring greenhouse gas (GHG) fluxes and pools in ecosystems are becoming increasingly common in ecological studies due to their relevance to climate change. With it, the need for analytical platforms adaptable to measuring different pools and fluxes within research groups also grows. This study aims to develop a procedure to use portable optical spectroscopy-based gas analyzers, originally designed and marketed for gas flux measurements, to measure GHG concentrations in aqueous samples. The protocol involves the traditional headspace equilibration technique followed by the injection of a headspace gas subsample into a chamber connected through a closed loop to the inlet and outlet ports of the gas analyzer. The chamber is fabricated from a generic mason jar and simple laboratory supplies, and it is an ideal solution for samples that may require pre-injection dilution. Methane concentrations measured with the chamber are tightly correlated (r2 &#62; 0.98) with concentrations determined separately through gas chromatography-flame ionization detection (GC-FID) on subsamples from the same vials. The procedure is particularly relevant for field studies in remote areas where chromatography equipment and supplies are not readily available, offering a practical, cheaper, and more efficient solution for measuring methane and other dissolved greenhouse gas concentrations in aquatic systems.

<meta charset="utf8"></head><body>Medición de metano disuelto en ecosistemas acuáticos mediante un analizador de gases por espectroscopia óptica

This study demonstrates an approach to measure methane gas concentrations in aqueous samples using portable optical analyzers coupled to an injection chamber in a closed loop. The results are similar to conventional gas chromatography, presenting a practical and low-cost alternative particularly suitable for remote field studies.

Medición de metano disuelto en ecosistemas acuáticos mediante un analizador de gases por espectroscopia óptica

Measuring greenhouse gas (GHG) fluxes and pools in ecosystems are becoming increasingly common in ecological studies due to their relevance to climate ...

Desentrañar los jugadores invisibles en el Océano - Guía de Campo a la química del agua y Microbiología Marina

Resumen

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Capítulos en este video

Un ensayo biológico Volumen pequeños para evaluar bacteriana / fitoplancton Co-cultura Usando AGUA-Pulse-Amplitud Modulada (AGUA-PAM) Fluorometría

Respuesta quimiotáctica de los microorganismos marinos a escala micro nutrientes Capas

VacuSIP, un método mejorado para InEx

Un enfoque simple para manipular el oxígeno disuelto para las observaciones de comportamiento animal

Método ecotoxicológico con bacterias marinas

El agua de mar de muestreo y recolección

De gran volumen (20 litros +) Filtración de muestras de agua marina costera

Volumen pequeño (1-3L) Filtración de muestras de agua marina costera

Medición de metano disuelto en ecosistemas acuáticos mediante un analizador de gases por espectroscopia óptica

Medición de metano disuelto en ecosistemas acuáticos mediante un analizador de gases por espectroscopia óptica