This work was supported by Interdisciplinary Centre for Clinical Research IZKF Aachen (junior research group to E.A.L.) within the faculty of Medicine at RWTH Aachen University. We are grateful Dr. Rusu and Ashley Christina Vourakis for critical review of the manuscript and Mrs. Roya Soltan for the professional help with immunohistochemistry staining.

NOTA: Los experimentos presentados en este trabajo se realizan de acuerdo al bajo alemán y de las directrices europeas para el cuidado de los animales. Los animales son criados en las instalaciones de los Animales de Laboratorio Instituto de Ciencia Animal, Universiy hospital de Aquisgrán, Alemania, bajo la supervisión del Prof. Dr. R. Tolba y el Dr. A. Teubner (encargado del bienestar animal). 1. Cuidado de Animales <ol><li> Mantenga los ratones en una unidad de atención especializada, asegurando el acceso adecuado a los alimentos y el control veterinario especializado y tratamiento. Si los animales se mueven o se compran fuera, por favor asegurar un semana antes de someterse al procedimiento. </li></ol> 2. La intubación <ol><li> Anestesiar 8-10 semanas de edad de sexo masculino C57BL / 6 ratones de tipo salvaje, 25-27 g mediante inyección intraperitoneal de 100 mg / kg de ketamina y 10 mg / kg de xilazina. Vigilar el nivel de anestesia por reflejos de pellizco del dedo del pie. Coloca un ungüento veterinario en los ojos para evitar la sequedad durante el procedimiento. </li><li&gt; Administrar terapia del dolor con subcutáneamente peso buprenorfina 0,1 mg / kg de peso corporal antes de iniciar el procedimiento quirúrgico, siguiendo las pautas de cuidado de animales de su institución. </li><li> Asegurar el mantenimiento de condiciones estériles para evitar infecciones durante la cirugía mediante el uso de materiales e instrumentos estériles. </li><li> Coloca el ratón anestesiado en posición supina sobre una mesa de cirugía climatizada. Eliminar el pelo de ambos área del cuello ventral y media izquierda del tórax usando una pequeña maquinilla de afeitar y desinfectar con alcohol al 70% antes de la incisión. <ol><li> Realice una pequeña incisión mediana de 0,5 cm utilizando tijeras de cirugía en el centro del cuello. Debajo de la piel, ir a través de los cuerpos grasos 2 con unas pinzas curvas estériles y visualizar la tráquea bajo microscopio estereoscópico a través de la transparencia de la cubierta muscular. </li></ol></li><li> Presentar oralmente la cánula de intubación en la tráquea bajo vista utilizando el microscopio estereoscópico (Figura 1). Distinguir la cánula de metal excelentes referenciasugh el tejido transparente. Y comprobar, la posición y ubicación durante la operación en cualquier momento (Figura 1B). </li><li> Conectar la cánula para el pequeño ventilador para animales y ajustar la configuración de ventilación de acuerdo fabrica directrices (volumen corriente entre 100-150 l y una tasa de respiración entre 100-150 por minuto). </li></ol> 3. Infarto de Miocardio Inducción <ol><li> Realizar una incisión en la piel de menos de 0,5 cm en el medio de una línea entre xifoides y axila izquierda. El uso de fórceps para separar la capa muscular de las costillas subyacentes. </li><li> Realice una pequeña incisión entre las costillas mediante el uso de una pequeña tijera hasta que la cavidad torácica se abre 17. Para miocardio crónico, realizar la incisión en el espacio intercostal 5 TH (Figura 1C) y / o para el modelo de isquemia / reperfusión, en el 4º espacio intercostal (Figura 1D): para un número enfoque más fácil desde debajo de la 2 ª y la 3 ª </sup&gt; espacio intercostal, respectivamente). </li><li> Coloque los retractores en la incisión para abrir la cavidad torácica y para visualizar el corazón. </li><li> Retire con cuidado el pericardio para evitar procesos fibróticos excesivas. </li><li> Visualice la arteria coronaria izquierda descendente (LAD) como un recipiente de color rojo claro profunda posicionado. Si el muchacho no se puede visualizar, considerar algunos puntos de referencia para aumentar la reproducibilidad. <ol><li> Para el modelo de miocardio crónico, coloque la ligadura en el centro de la parte ventral del corazón (entre la aurícula y el ápice), teniendo como referencia la vena como se muestra en la Figura 1C. Enlazar las dos ramas de la arteria mediante sutura de seda 0/7 para obtener una anterior y posterior de miocardio transmural. El color gris indica la posición de la ligadura y se puede repetir si es necesario (Figura 1C). </li><li> Para isquemia modelo / reperfusión, coloque la ligadura bajo la aurícula, sobre el cuerpo principal de LAD (Figura 1D). El ligature se encuentra sobre un tubo de silicona para proteger la integridad de la vasija. El color gris indica la zona infartada y deberá aparecer en todo el corazón (Figura 1D). Coloque suturas temporales en las costillas durante el período de isquemia y humedecer usando una compresa para evitar la desecación de los tejidos. Después de la isquemia, retire el tubo de silicona y cortar la sutura con unas tijeras pequeñas para visualizar la reperfusión. </li></ol></li><li> Al lado de los anestésicos y analgésicos utilizados al principio del procedimiento (pasos 2.1 y 2.2), utilice 0,5% isoflurano durante la cirugía para asegurar el confort adecuado del animal, o seguir las instrucciones de cuidado de animales de su institución. </li></ol> 4. Sutura y Recuperación <ol><li> Eliminar el aire residual del tórax rellenando con una cálida solución salina isotónica. </li><li> Cierre el tórax con 3 suturas 0/6 (como se muestra en la Figura 2A y 2B). Coloque las suturas medial en un ángulo de 90 °, para asegurar comocierre de las costillas ealed, como se muestra en la Figura 2 (Figura 2A, B). </li><li> Cierre la capa muscular con 2 suturas (Figura 2C) y la piel con suturas 3-4 0/6 (Figura 2D). Realizar estas suturas por separado para obtener una ventana adecuada para su posterior medición ecocardiográfica. </li><li> Desconectar la cánula de intubación desde el ventilador y permitir la respiración espontánea. Para la identificación después, marcar el ratón usando el sistema local (informarse con el encargado del bienestar animal de su institución). </li><li> Establecer el ratón en la parte izquierda bajo la luz roja hasta que se despierte. No deje a un animal sin vigilancia hasta que se haya recuperado el conocimiento suficiente. No permita que un animal que ha sido sometido a una cirugía para estar en compañía de otros animales hasta que se recupere totalmente. </li><li> Administrar el tratamiento del dolor con buprenorfina 0,1 mg / kg de peso corporal, por vía subcutánea durante los próximos 3 días, siguiendo las pautas de cuidado de animales de su institución. </li&gt; </ol> 5. Análisis de la infarto de miocardio <ol><li> Supervisar regularmente el funcionamiento del corazón por medio de la ecocardiografía (Figura 3): la fracción de eyección, fracción de acortamiento, el gasto cardíaco y las dimensiones del corazón. </li><li> Anestesiar los animales usando inyección intraperitoneal de 100 mg / kg de ketamina y 10 mg / kg de xilazina. Confirmar anestesia adecuada antes de la cirugía por la falta de reflejos. </li><li> Abra la cavidad torácica y extirpar el corazón, colocándolo en estéril lavado solución de PBS ampliamente la sangre restante. </li><li> Si es necesario, recoger la sangre directamente del corazón, evitando la lesión de las regiones infracted, o después de la extracción del corazón, de la cavidad torácica. </li><li> Después del lavado, se detiene el corazón en Diastola en solución KCl saturado (steril filtra 3M KCl en PBS). Para el análisis histológico fijar el corazón en 10% de formalina y proceder con el paso 5.7. </li><li> Si es necesario, medir la viabilidad del cochecélulas diac por cloruro de tetrazolio Evans-Blue / Trifenil (TTC) tinción. Después de la reconstrucción de la ligadura en el lugar inicial, perfundir el corazón con 200 l 1% Solución Azul Evans utilizando una cánula aórtica y congelar el corazón de una pequeña bolsa de plástico a -20 ° C, sin lavar. <ol><li> Después de 2 horas, realice 5 diapositivas transversalmente utilizando un bisturí afilado y incubarlos durante 10-15 minutos en una solución de TTC a 37 ° C, según lo descrito por manufacturado. Fijar los portaobjetos durante 10 minutos en formol al 10% y los puso entre las diapositivas microscópicas para su posterior análisis. </li><li> Insertar el tejido cardíaco en parafina, colocando el corazón en la punta, para realizar el seccionamiento transversal. Realizar la sección de serie de 5 micras. Recoge las primeras 20 secciones y deseche el próximo 300 micras. Continuar el protocolo sección hasta que se ha alcanzado el nivel de la válvula mitral (Figura 3A, B). Serial secciones, 400 micras aparte a lo largo de todo el corazón se recogen y se pueden teñir fo el análisis cualitativo y cuantitativo. </li></ol></li><li> Medir el tamaño del infarto mediante tinción 6-8 de un solo paso de Gomori. </li><li> Analizar la angiogénesis, el contenido de colágeno o células reclutamiento inflamatorio en la sección de serie utilizando tinción inmunohistoquímico usual. </li></ol>

<ol>
	<li>Liehn, E. A., Postea, O., Curaj, A., Marx, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repair+after+myocardial+infarction,+between+fantasy+and+reality:+the+role+of+chemokines.">Repair after myocardial infarction, between fantasy and reality: the role of chemokines.</a> J Am Coll Cardiol. 58 (23), 2357-2362 (2011).</li><li>Liehn, E. A., Radu, E., Schuh, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemokine+contribution+in+stem+cell+engraftment+into+the+infarcted+myocardium.">Chemokine contribution in stem cell engraftment into the infarcted myocardium.</a> Curr Stem Cell Res Ther. 8 (4), 278-283 (2013).</li><li>Alexander, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repetitive+transplantation+of+different+cell+types+sequentially+improves+heart+function+after+infarction.">Repetitive transplantation of different cell types sequentially improves heart function after infarction.</a> J Cell Mol Med. 16 (7), 1640-1647 (2012).</li><li>Liehn, E. 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A., Koenen, R. R., Weber, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anti-inflammatory+therapeutic+approaches+to+reduce+acute+atherosclerotic+complications.">Anti-inflammatory therapeutic approaches to reduce acute atherosclerotic complications.</a> Curr Pharm Biotechnol. 13 (1), 37-45 (2012).</li><li>Liehn, E. A., Zernecke, A., Postea, O., Weber, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemokines:+inflammatory+mediators+of+atherosclerosis.">Chemokines: inflammatory mediators of atherosclerosis.</a> Arch Physiol Biochem. 112 (4-5), 229-238 (2006).</li><li>Kolk, M. V. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=LAD-Ligation:+A+Murine+Model+of+Myocardial+Infarction.">LAD-Ligation: A Murine Model of Myocardial Infarction.</a> J. Vis. Exp. (32), 1438 (2009).</li><li>Ryu, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implantation+of+bone+marrow+mononuclear+cells+using+injectable+fibrin+matrix+enhances+neovascularization+in+infarcted+myocardium.">Implantation of bone marrow mononuclear cells using injectable fibrin matrix enhances neovascularization in infarcted myocardium.</a> Biomaterials. 26 (3), 319-326 (2005).</li><li>Frobert, A., Valentin, J., Cook, S., Lopes-Vicente, J., Giraud, M. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell-based+Therapy+for+Heart+Failure+in+Rat:+Double+Thoracotomy+for+Myocardial+Infarction+and+Epicardial+Implantation+of+Cells+and+Biomatrix.">Cell-based Therapy for Heart Failure in Rat: Double Thoracotomy for Myocardial Infarction and Epicardial Implantation of Cells and Biomatrix.</a> J. Vis. Exp. (91), e51390 (2014).</li><li>Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Murine+Model+of+Myocardial+Ischemia-reperfusion+Injury+through+Ligation+of+the+Left+Anterior+Descending+Artery.">A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery.</a> J. Vis. Exp. (86), e51329 (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Durante el procedimiento, hay algunos puntos críticos que se destacaron: la intubación, la apertura de la cavidad torácica y la ligadura LAD. El primer paso fundamental es la intubación del animal antes experiements. Muchos grupos están utilizando un soporte vertical para la fijación del ratón y una fuente de luz para insertar la cánula directamente en la tráquea. Este método tiene la incertidumbre relativa a la correcta inserción de la cánula en la tráquea y es el más propenso al fracaso por los novicios. Realización de una pequeña incisión, la posición de la cánula puede ser controlada durante toda la maniobra, lo que disminuye la tasa predeterminada. Por otra parte, la traqueotomía es superada, disminuyendo así las complicaciones y reducir el tiempo de operación. El siguiente paso fundamental es la apertura de la cavidad torácica. La esternotomía media representa una maniobra de alto riesgo retrasar la recuperación de los animales. La incisión lateral izquierdo que implica el corte de 2-3 costillas 15 </sup&gt;, conduce a la recuperación deficiente y aumento de la mortalidad. Se utilizó en el modelo de incisión pequeña, discreta entre las costillas que ofrecen carga mínima. Los animales se recuperan muy rápidamente después de la cirugía y no lo hacen defectos presentes o curación perturbado. El espacio inter-costal inferior se toma como punto de referencia. Teniendo en cuenta esto, el acceso adecuado y diferenciado al lugar de ligadura crónica e isquemia / reperfusión modelo, no plantea problemas serios. La ligadura en sí representa el paso más crítico. La arteria coronaria descendente izquierda es difícil de ser visualizado, y a menudo necesita ser consolidado sin vista. Por lo tanto, algunos puntos de referencia anatómicos se señalan para ayudar al cirujano para realizar la ligadura correcta. Para el modelo de miocardio crónico, la ligadura se coloca en el centro de la parte ventral del corazón, entre la aurícula y el ápice, sobre el final de la vena principal anterior (Figura 2B). La eficiencia se puede controllena mediante la visualización de la aparición del color gris en las zonas afectadas. Si el área infartada aparece anterior y no incluye la pared posterior, una nueva sutura puede ser colocado a la izquierda de la primera sutura. La raíz principal de LAD es siempre visible bajo la aurícula 18, y por lo tanto no presenta serios problemas en la detección de esta parte. Sin embargo, la aurícula presenta el mayor riesgo de sangrado y debe ser manejado con cuidado. El procedimiento está limitado por la existencia de un equipo apropiado. Un ventilador y sistema de anestesia apropiada para los animales pequeños son caros y requieren conexiones a gas y sistema de ventilación de la habitación. Además, una estrecha supervisión de los animales es necesario en la primera semana después del procedimiento para detectar la posible clínico. Para examinar la función del corazón durante el experimento, se requieren de alta resolución de ultrasonido, complejo sistema de perfusión Langendorf, o pequeñas mediciones catéter intraventricular, involving altos costos y experiencia adicional. Teniendo en cuenta el infarto de miocardio, no hay métodos alternativos disponibles para reproducir la complejidad de los eventos in vitro. Dependiendo del punto de interés, ex vivo de perfusión de un corazón aislado en el sistema de Langendorff proporciona información sobre la contractilidad, la función del corazón y de la viabilidad miocárdica en respuesta a diferentes estímulos o drogas. Sin embargo, se excluyen todas las interferencias de componentes de la sangre y el sistema inmunológico, y no está indicada para largos estudios de remodelación y la curación después de un infarto de miocardio. Después de realizar el procedimiento de infarto de miocardio, todos los demás análisis funcional se puede llevar a cabo, como mediciones de la presión intraventricular, ultrasonido (sistemas de ultrasonido pequeño de animales) o corazón aislado de Langendorff-perfusión. Por otra parte, todos los análisis biológica y molecular se puede realizar para identificar las células, proteínas, ARNm, microRNAs, genes u otros biomarcadores, que se pueden utilizar como dianas terapéuticas para desarrollar nuevas estrategias de tratamiento para el infarto de miocardio.

El infarto de miocardio es una de las principales causas de muerte en los países industrializados. A pesar del progreso innegable de los enfoques diagnósticos y terapéuticos, las enfermedades cardiovasculares siguen siendo la principal causa de mortalidad. Dada la esperanza de vida mejorado y riesgos relacionados con la vida, se espera un aumento continuo de la incidencia de enfermedades cardiovasculares en el futuro. Por lo tanto, existe una fuerte necesidad de establecer y validar nuevos enfoques para el tratamiento de la enfermedad cardiovascular. La información de estudios en humanos sufren de sus limitaciones, estos estudios por lo general no son suficientes para explicar y entender los mecanismos a nivel molecular, siendo incapaz de dar soluciones a estos problemas de salud importantes. Por otra parte, la investigación básica ha sido limitada debido a la complejidad y dificultad de reproducir los mecanismos de la enfermedad cardiovascular en el laboratorio. Por lo tanto, para aumentar nuestro conocimiento sobre la fisiopatología de cardioenfermedades vasculares, es esencial para validar modelos animales 1,2. Sin embargo, para identificar todas las cascadas de eventos moleculares implicados en la curación después de infarto de miocardio, el análisis en diferentes puntos temporales es necesario, causando un gran número de animales experimentos. Experimentos con infarto de miocardio con frecuencia se realizan mediante el uso de modelos animales. La inducción de infarto de miocardio en animales pequeños 3-11 es el modelo más adecuado y eficiente empleado para investigar los eventos celulares y moleculares que los modelos animales grandes. Por otra parte, ninguna otra especie presenta la disponibilidad de cepas transgénicas o como ratones knockout 12. Estos modelos de ratón son muy útiles en otras enfermedades, incluyendo patologías cardiovasculares (tales como la aterosclerosis, la restenosis en stent) 13,14. Además, el período de embarazo de bajo y el alto número de progenie califican modelos de ratón como el sistema más atractivo para estudiar los mecanismos moleculares de INFA infartorction 12. Sin embargo, el tamaño del corazón en ratones espera de alta precisión de la manipulación durante la microcirugía. La enseñanza de este personal de cirugía calificados y capacitados es un tiempo y proceso de trabajo intensivo. Por lo tanto, aquí presentamos un procedimiento de microcirugía detallada, incluyendo consejos y trucos para guiar colaboradores, incluso con calificaciones promedio, como los estudiantes o técnicos para llevar a cabo el complejo modelo de infarto de miocardio en ratones. Inicialmente, la intubación se realiza por medio de una cánula corta sin utilizar la traqueotomía. La incisión torácica se encuentra en la zona intercostal, evitando la lesión de nervios o / y el tejido circundante. Esta sub-paso es de gran importancia para asegurar una rápida recuperación y la curación 15. La ligadura se hace diferenciado para los modelos de isquemia crónica y la isquemia / reperfusión, por una alta tasa de supervivencia mientras que todavía mantiene un tamaño significativo de miocardio. Nuestra experiencia muestra that usando sutura de seda asegura una reproducibilidad más alta en comparación con crio-lesiones 16. En conclusión, el método aquí descrito es aplicable tanto en la isquemia crónica y modelos de isquemia / reperfusión en animales pequeños. Los trucos y consejos presentados en este procedimiento están destinadas a permitir que el personal con incluso bajo o promedio de calificación de aplicarlo en modelos animales pequeños.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="573">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:71px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Stereomicroscope</td>
			<td style="width:71px;">Olympus</td>
			<td style="width:119px;">SZ/X9</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Mouse ventilator</td>
			<td style="width:71px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;">730043</td>
			<td style="width:167px;">Model Minient 845</td>
		</tr>
		<tr height="126">
			<td height="126" style="height:126px;width:216px;">Dual Anesthesia System (Tabletop Version)</td>
			<td style="width:71px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Selfcontained isofluranebased anesthesia unit for use on lab tables, with a compact 8&#34; x 11&#34; footprint.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Intubation cannula</td>
			<td style="width:71px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;">732737</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Forceps</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td style="width:119px;">9119700</td>
			<td style="width:167px;">standard tip curved 0.17 mm x 0.1 mm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Scissors</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td style="width:119px;">9146011</td>
			<td style="width:167px;">straight</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Vannas scissor</td>
			<td style="width:71px;">Aesculap, Germany</td>
			<td style="width:119px;">OC 498 R</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Retractors</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td>1820010</td>
			<td>2.5mm wide</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Retractors</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td>1820011</td>
			<td>5mm wide</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Wire handles</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td>1820005</td>
			<td>&#160;10cm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Wire handles</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td>1820006</td>
			<td>&#160;14cm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Ketamine 10%</td>
			<td style="width:71px;">CEVA, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Xylazine 2%</td>
			<td style="width:71px;">Medistar, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Bepanthene eye and nose cream</td>
			<td style="width:71px;">Bayer, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="105" rowspan="3" style="height:105px;width:216px;">Silicon tube</td>
			<td rowspan="3" style="width:71px;">IFK Isofluor, Germany</td>
			<td rowspan="3" style="width:119px;">custommade&#160; product</td>
			<td style="width:167px;">diameter 500&#181;m</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:167px;">section thickness 100 &#181;m</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:167px;">polytetrafluorethylene catheter</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">PROLENE Suture 6/0&#160;</td>
			<td style="width:71px;">ETHICON</td>
			<td style="width:119px;">8707H</td>
			<td style="width:167px;">polypropylene monofilament suture, unresorbable, needle CC1, 13mm, 3/8 Circle</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">7/0 Silk</td>
			<td style="width:71px;">Seraflex</td>
			<td style="width:119px;">IC 1005171Z</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Ultrasound&#160;</td>
			<td style="width:71px;">Vevo, Canada</td>
			<td style="width:119px;">770 Vevo</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

minimal invasive surgical procedure of inducing myocardial infarction in mice

El infarto de miocardio sigue siendo la principal causa de muerte en los países occidentales, a pesar de los considerables progresos en el área de desarrollo de stent en las últimas décadas. Para el esclarecimiento de los mecanismos subyacentes y el desarrollo de nuevas estrategias terapéuticas, la disponibilidad de modelos animales válidos son obligatorios. Puesto que necesitamos nuevos conocimientos sobre mecanismos patogénicos de las enfermedades cardiovasculares en condiciones in vivo para luchar contra el infarto de miocardio, la validez del modelo animal es un aspecto crucial. Sin embargo, la protección de los animales son de gran relevancia en este contexto. Por lo tanto, establecemos un modelo mínimamente invasivo y sencillo de infarto de miocardio en ratones, lo que asegura una alta reproducibilidad y la tasa de supervivencia de los animales. Por lo tanto, este modelo cumple con las exigencias del principio 3R (reemplazo, refinamiento y reducción) para los experimentos con animales y asegurar la información científica necesaria para su posterior desarrollo de estrategias terapéuticas para cardiovenfermedades ascular.

El procedimiento de infarto de miocardio se produce dentro de 25 a 30 minutos y muestra una tasa de mortalidad del 10%. Después de la cirugía, los ratones se recuperan de la anestesia en los próximos 15 minutos. Sin impedimento físico se observó que el ratón funciona. Sin embargo, hay un mayor riesgo de ruptura del corazón una semana después de infarto de miocardio post-crónica, si los procesos de reparación son perturbados durante la fase inflamatoria. Desde el corazón es capaz de cambiar significativamente sus dimensiones durante el bombeo, es importante para todos los corazones recogidos para ser detenidos en la misma posición, por ejemplo en Diastola. Esto se puede lograr por perfusión del corazón con una solución de KCl saturado. Aumento de bloques concentración extracelular de K + de las bombas iónicas, disminuye el potencial de reposo de membrana de las células cardíacas, resultando en una detención de la actividad cardiaca diastólica. El área de infarto se puede ver en el análisis de ultrasonido (Figura 3A, panel inferior). En comparación conel miocardio normal, regiones isquémicas aparece delgada y hipocinética (Figura 3A, panel superior). Dependiendo del modelo utilizado, el tamaño del infarto será diferente. El modelo de infarto de miocardio crónico induce circular, transmural del ápice (Figura 3B), mientras que la isquemia / reperfusión induce un, medio de pared delgada y a lo largo de todo el corazón (Figura 3C). Hay muchos métodos para determinar el tamaño del infarto. Si el objetivo es analizar el efecto directo sobre la viabilidad cardiaca, un Evans-Blue / TTC tinción 18 está indicado para ser realizado por lo menos 2 horas después de la reperfusión, para ser capaz de ver cualquier cambio en el miocardio. Las secciones pueden ser analizados inmediatamente (Figura 3B, panel central) después de teñir o se pueden mantener entre portaobjetos de vidrio en formalina durante 2-3 días (Figura 3C, panel central). La zona azul representa el miocardio sano, no se ve afectado por la isquemia. El área roja representa el miocardio viable dentro ªe área isquémica (miocardio riesgo), y el área blanca representa el tejido muerto. Por lo general, el tamaño del infarto se expresa como porcentaje de la zona de riesgo. La cicatriz madura resultante después de la remodelación de procesos se puede medir fácilmente por immunohistolgy mediante la tinción de un solo paso de Gomori. Zonas azules manchados infartados y manchadas de rojo saludables ventriculares (Figura 3B y C, paneles de la derecha) se determinan en la primera sección de cada nivel hasta que la válvula mitral. Para evitar la variación debido a la unión de LAD a diferentes niveles, el infarto de toda la sección se considera y se expresó como un porcentaje del volumen ventricular izquierda total. Un volumen de infarto de 15-20% en el modelo de miocardio crónico y de 10-15% después de modelo de isquemia / reperfusión se puede lograr. Además, el modelo de miocardio crónico induce una dilatación acentuada, no se observa en el modelo de isquemia / reperfusión (Figura 3B y C right panel). Procedimientos de tinción convencionales pueden ser utilizados, tales como: la tinción de CD31 utilizado para revelar la angiogénesis (rojo, Figura 4A) o tinción de actina de músculo liso para determinar miofibroblastos (verde, Figura 4B). Doble tinción de fluorescencia también se puede aplicar para identificar moléculas diana diferentes en el área de miocardio, ya que la ausencia de los cardiomiocitos no da ninguna auto-inmunofluorescencia (Figura 4C). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig1.jpg" /> Figura 1: Incisión medial y la inserción de la cánula de la intubación (A). La visualización estereomicroscópica de la cánula de metal a través de la transparencia del tejido (B). Los anillos traqueales (flechas azules) y la cánula (flecha negro) se señalan. La incisión intercostal para el mes de miocardio crónicodel y la ligadura de LAD (C). La ligadura se encuentra en medio del corazón (entre la aurícula y el ápice, negro en el panel inferior), tomando como referencia el extremo de la vena (esquemática en azul, panel inferior). Ambas ramas de la arteria deben estar unidos (rojo en el panel inferior). El color gris indica área infartada y aparece en la parte media inferior del corazón (panel inferior derecho). La ligadura para el modelo de isquemia / reperfusión se realiza bajo la aurícula, la unión del cuerpo principal de LAD (rojo en el panel inferior) sobre un tubo de silicio (lado derecho) (D). El color gris indica el área infartada, que está presente en todo el corazón (panel inferior derecho). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52197/52197fig1large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig2.jpg" /> Figura 2: </strong&gt; Los sellos de sutura la incisión torácica costillas si las suturas mediales están posicionados en un ángulo de 90 ° en tanto crónica (A) y la isquemia / reperfusión modelo (B, panel izquierdo). En vivo de imágenes de las costillas de sutura (C, panel izquierdo ), sutura muscular (C, panel central) y la sutura de la piel (C, panel derecho). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52197/52197fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig3.jpg" /> Figura 3: imágenes ecocardiográficas. Imágenes de normal (A, panel superior) y áreas infartadas (A, panel inferior), se adquieren en el eje largo (longitudinal, paneles de la izquierda) o en el eje corto (transversal, paneles de la derecha) .. miocardio inducido por ligadura crónica(B) y por una isquemia hr seguido por reperfusión (C). Evans Blue / TTC de tinción permite la identificación de perfundido (azul) / áreas no perfundido, así como la viable (rojo) / (blanco) miocardio muerto (B, C, paneles de media). Tinción de un solo paso de Gomori permite la identificación de las zonas infartadas (Azules), y los diferencia de las regiones normales (rojo) (B, C, paneles de la derecha). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52197/52197fig3large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig4.jpg" /> Figura 4: diferentes coloraciones se pueden realizar en la zona infartada, como se describe a CD31 neo-angiogénesis (A, simples, flechas rojas), o actina de músculo liso para miofibroblastos (B g,reen, flechas simples), así como doble tinción (C, CD31-rojo / verde-actina del músculo liso), contratinción con DAPI para los núcleos (azul). Los miofibroblastos se pueden diferenciar fácilmente de las células del músculo liso de las arterias pequeñas o grandes, que siempre van acompañados de una capa endotelial (C, flechas). Flechas dobles indican la autofluorescencia eritrocitos. Escala de barras de 50 micras.

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Minimal Invasive Surgical Procedure of Inducing Myocardial Infarction in Mice

A highly reproducible model for myocardial infarction in mice with minimal invasive manipulations is described. The model can be easily performed, resulting in a high reproducibility and survival rate. Thus, the described model will reduce the number of required animals as requested by the 3R principle (Replacement, Refinement and Reduction).

Mínimo procedimiento quirúrgico invasivo de inducir infarto de miocardio en ratones

Myocardial infarction still remains the main cause of death in western countries, despite considerable progress in the stent development area in the last ...

minimal-invasive-surgical-procedure-inducing-myocardial-infarction

Research

JoVE Journal

Medicine

27.1K vistas.  RWTH Aachen University, Germany. A highly reproducible model for myocardial infarction in mice with minimal invasive manipulations is described. The model can be easily performed, resulting in a high reproducibility and survival rate. Thus, the described model will reduce the number of required animals as requested by the 3R principle (Replacement, Refinement and Reduction).

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Acute Myocardial Infarction in Rats

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular diseases. Animal models that mimic human cardiac disease, such as myocardial infarction (MI) and ischemia-reperfusion (IR) that induces heart failure as well as pressure-overload (transverse aortic constriction) that induces cardiac hypertrophy and heart failure (Goldman and Tarnavski), are useful models to study cardiovascular disease. In particular, myocardial ischemia (MI) is a leading cause for cardiovascular morbidity and mortality despite controlling certain risk factors such as arteriosclerosis and treatments via surgical intervention (Thygesen). Furthermore, an acute loss of the myocardium following myocardial ischemia (MI) results in increased loading conditions that induces ventricular remodeling of the infarcted border zone and the remote non-infarcted myocardium. Myocyte apoptosis, necrosis and the resultant increased hemodynamic load activate multiple biochemical intracellular signaling that initiates LV dilatation, hypertrophy, ventricular shape distortion, and collagen scar formation. This pathological remodeling and failure to normalize the increased wall stresses results in progressive dilatation, recruitment of the border zone myocardium into the scar, and eventually deterioration in myocardial contractile function (i.e. heart failure). The progression of LV dysfunction and heart failure in rats is similar to that observed in patients who sustain a large myocardial infarction, survive and subsequently develops heart failure (Goldman). The acute myocardial infarction (AMI) model in rats has been used to mimic human cardiovascular disease; specifically used to study cardiac signaling mechanisms associated with heart failure as well as to assess the contribution of therapeutic strategies for the treatment of heart failure. The method described in this report is the rat model of acute myocardial infarction (AMI). This model is also referred to as an acute ischemic cardiomyopathy or ischemia followed by reperfusion (IR); which is induced by an acute 30-minute period of ischemia by ligation of the left anterior descending artery (LAD) followed by reperfusion of the tissue by releasing the LAD ligation (Vasilyev and McConnell). This protocol will focus on assessment of the infarct size and the area-at-risk (AAR) by Evan's blue dye and triphenyl tetrazolium chloride (TTC) following 4-hours of reperfusion; additional comments toward the evaluation of cardiac function and remodeling by modifying the duration of reperfusion, is also presented. Overall, this AMI rat animal model is useful for studying the consequence of a myocardial infarction on cardiac pathophysiological and physiological function.

The rat model of acute myocardial infarction (AMI) is useful to study the consequence of a MI on cardiac pathophysiological and physiological function.

Infarto agudo de miocardio en ratas

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular ...

Investigación

Medicina

Induction of Myocardial Infarction in Adult Zebrafish Using Cryoinjury

The mammalian heart is incapable of significant regeneration following an acute injury such as myocardial infarction1. By contrast, urodele amphibians and teleost fish retain a remarkable capacity for cardiac regeneration with little or no scarring throughout life2,3. It is not known why only some non-mammalian vertebrates can recreate a complete organ from remnant tissues4,5. To understand the molecular and cellular differences between regenerative responses in different species, we need to use similar approaches for inducing acute injuries.
In mammals, the most frequently used model to study cardiac repair has been acute ischemia after a ligation of the coronary artery or tissue destruction after cryoinjury6,7. The cardiac regeneration in newts and zebrafish has been predominantly studied after a partial resection of the ventricular apex2,3. Recently, several groups have established the cryoinjury technique in adult zebrafish8-10. This method has a great potential because it allows a comparative discussion of the results obtained from the mammalian and non-mammalian species.
Here, we present a method to induce a reproducible disc-shaped infarct of the zebrafish ventricle by cryoinjury. This injury model is based on rapid freezing-thawing tissue, which results in massive cell death of about 20% of cardiomyocytes of the ventricular wall. First, a small incision was made through the chest with iridectomy scissors to access the heart. The ventricular wall was directly frozen by applying for 23-25 seconds a stainless steel cryoprobe precooled in liquid nitrogen. To stop the freezing of the heart, fish water at room temperature was dropped on the tip of the cryoprobe. The procedure is well tolerated by animals, with a survival rate of 95%.
To characterize the regenerative process, the hearts were collected and fixed at different days after cryoinjury. Subsequently, the specimen were embedded for cryosectioning. The slides with sections were processed for histological analysis, in situ hybridization and immunofluorescence. This undertaking enhances our understanding of the factors that are required for the regenerative plasticity in the zebrafish, and provide new insights into the machinery of cardiac regeneration. A conceptual and molecular understanding of heart regeneration in zebrafish will impact both developmental biology and regenerative medicine.

Zebrafish represents a valuable model to study the mechanisms of heart regeneration in vertebrates. Here, we present a protocol for induction of a heart infarct in adult zebrafish using cryoinjury. This method results in massive cell death within 20% of the ventricular wall, similar to that observed in mammalian infarcts.

La inducción de infarto de miocardio en adultos de pez cebra Uso de Cryoinjury

The mammalian heart is incapable of significant regeneration following an acute injury such as myocardial infarction1. By contrast, urodele amphibians and ...

MRI and PET in Mouse Models of Myocardial Infarction

Myocardial infarction is one of the leading causes of death in the Western world. The similarity of the mouse heart to the human heart has made it an ideal model for testing novel therapeutic strategies.
In vivo magnetic resonance imaging (MRI) gives excellent views of the heart noninvasively with clear anatomical detail, which can be used for accurate functional assessment. Contrast agents can provide basic measures of tissue viability but these are nonspecific. Positron emission tomography (PET) is a complementary technique that is highly specific for molecular imaging, but lacks the anatomical detail of MRI. Used together, these techniques offer a sensitive, specific and quantitative tool for the assessment of the heart in disease and recovery following treatment.
In this paper we explain how these methods are carried out in mouse models of acute myocardial infarction. The procedures described here were designed for the assessment of putative protective drug treatments. We used MRI to measure systolic function and infarct size with late gadolinium enhancement, and PET with fluorodeoxyglucose (FDG) to assess metabolic function in the infarcted region. The paper focuses on practical aspects such as slice planning, accurate gating, drug delivery, segmentation of images, and multimodal coregistration. The methods presented here achieve good repeatability and accuracy maintaining a high throughput.

We describe how to perform MRI and PET imaging of the mouse heart. The protocol is tailored to assess treatment efficacy in models of myocardial infarction and heart failure.

Resonancia magnética y PET en modelos de ratón de infarto de miocardio

Myocardial infarction is one of the leading causes of death in the Western world. The similarity of the mouse heart to the human heart has made it an ...

Myocardial Infarction and Functional Outcome Assessment in Pigs

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One important prerequisite is a good understanding of all safety and efficacy aspects obtained in a large animal model that validly reflect the human scenario of myocardial infarction (MI). Pigs are widely used in this regard since their cardiac size, hemodynamics, and coronary anatomy are close to that of humans. Here, we present an effective protocol for using the porcine MI model using a closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. This approach is based on 90 min of myocardial ischemia, inducing large left ventricle infarction of the anterior, septal and inferoseptal walls. Furthermore, we present protocols for various measures of outcome that provide a wide range of information on the heart, such as cardiac systolic and diastolic function, hemodynamics, coronary flow velocity, microvascular resistance, and infarct size. This protocol can be easily tailored to meet study specific requirements for the validation of novel cardioregenerative biologics at different stages (i.e. directly after the acute ischemic insult, in the subacute setting or even in the chronic MI once scar formation has been completed). This model therefore provides a useful translational tool to study MI, subsequent adverse remodeling, and the potential of novel cardioregenerative agents.

This protocol describes the porcine myocardial infarction (MI) model using a 90 min closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. Furthermore, the protocol for several outcome parameters, such as cardiac function, hemodynamics, microvascular resistance, and infarct size, are also presented.

Infarto de miocardio y la evaluación de resultados funcionales en los cerdos

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One ...

Primary Outcome Assessment in a Pig Model of Acute Myocardial Infarction

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are therefore required to confine cardiac damage, promote survival and reduce the disease burden of heart failure. Large animal experiments are an essential part in the translational process from experimental to clinical therapies. To optimize clinical translation, robust and representative outcome measures are mandatory. The present manuscript aims to address this need by describing the assessment of three clinically relevant outcome modalities in a pig acute myocardial infarction (AMI) model: infarct size in relation to area at risk (IS/AAR) staining, 3-dimensional transesophageal echocardiography (TEE) and admittance-based pressure-volume (PV) loops. Infarct size is the main determinant driving the transition from AMI to heart failure and can be quantified by IS/AAR staining. Echocardiography is a reliable and robust tool in the assessment of global and regional cardiac function in clinical cardiology. Here, a method for three-dimensional transesophageal echocardiography (3D-TEE) in pigs is provided. Extensive insight into cardiac performance can be obtained by admittance-based pressure-volume (PV) loops, including intrinsic parameters of myocardial function that are pre- and afterload independent. Combined with a clinically feasible experimental study protocol, these outcome measures provide researchers with essential information to determine whether novel therapeutic strategies could yield promising targets for future testing in clinical studies.

Reliable and accurate outcome assessment is the key for translation of preclinical therapies into clinical treatment. The current paper describes how to assess three clinically relevant primary outcome parameters of cardiac performance and damage in a pig acute myocardial infarction model.

La evaluación de resultado primaria en un modelo porcino de infarto agudo de miocardio

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are ...

Myocardial Infarction in Neonatal Mice, A Model of Cardiac Regeneration

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and regeneration, and to define new targets for therapeutics. For decades, models of complete heart regeneration existed in amphibians and fish, but a mammalian counterpart was not available. The recent discovery of a postnatal window during which mice possess regenerative capabilities has led to the establishment of a mammalian model of cardiac regeneration. A surgical model of mammalian cardiac regeneration in the neonatal mouse is presented herein. Briefly, postnatal day 1 (P1) mice are anesthetized by isoflurane and placed on an ice pad to induce hypothermia. After the chest is opened, and the left anterior descending coronary artery (LAD) is visualized, a suture is placed around the LAD to inflict myocardial ischemia in the left ventricle. The surgical procedure takes 10-15 min. Visualizing the coronary artery is crucial for accurate suture placement and reproducibility. Myocardial infarction and cardiac dysfunction are confirmed by triphenyl-tetrazolium chloride (TTC) staining and echocardiography, respectively. Complete regeneration 21 days post myocardial infarction is verified by histology. This protocol can be used to as a tool to elucidate mechanisms of mammalian cardiac regeneration after myocardial infarction.

This protocol describes a highly reproducible model of cardiac regeneration by surgical induction of myocardial infarction in the left ventricle of postnatal day 1 mice. The method involves induction of hypothermic anesthesia and ligation of the left anterior descending coronary artery.

El infarto de miocardio en ratones recién nacidos, un modelo de regeneración cardiaca

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and ...

Real-time Pressure-volume Analysis of Acute Myocardial Infarction in Mice

Acute myocardial infarction can lead to acute heart failure and cardiogenic shock. The evaluation of hemodynamics is critical for the evaluation of any potential therapeutic approach directed against acute left ventricular (LV) dysfunction. Current imaging modalities (e.g., echocardiography and magnetic resonance imaging) have several limitations since data on LV pressure cannot directly be measured. LV catheterization in mice undergoing coronary artery occlusion could serve as a novel method for a real-time evaluation of LV function.
At the beginning of the procedure, mice were anesthetized followed by endotracheal intubation. For LV catheterization, the right carotid artery was exposed via middle-neck incision. The catheter was introduced and placed into the LV cavity. Left thoracotomy was conducted and the left main coronary artery (LCA) was ligated. To induce reperfusion, the suture was released after 45 min. Pressure-volume data was recorded at all times.
Ligation of the LCA caused a decrease in LV systolic function as evidenced by a 30% reduction in stroke volume, LV ejection fraction (EF), and cardiac output. Maximum dP/dt as a parameter for LV contractility was also significantly reduced and diastolic function was severely impaired (minimum dP/dt -40%). Reperfusion over a period of 20 min did not lead to a complete recovery of LV function.
Real-time pressure-volume analysis served as a valid procedure for monitoring cardiac function during acute myocardial infarction in mice. Maintaining stable anesthesia and a standardized surgical approach was crucial to ensure valid results. As the early phase of acute myocardial infarction is critical for morbidity and mortality, the delineated method could be beneficial for preclinical evaluation of new strategies for cardioprotection.

Acute myocardial infarction in mice induces acute but incompletely characterized changes in left ventricular (LV) function. LV catheterization in mice undergoing coronary artery occlusion serves as a novel method for a real-time evaluation of LV function.

Análisis en tiempo real de presión-volumen del infarto agudo de miocardio en ratones

Acute myocardial infarction can lead to acute heart failure and cardiogenic shock. The evaluation of hemodynamics is critical for the evaluation of any ...

A Cryoinjury Model to Study Myocardial Infarction in the Mouse

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we demonstrate a murine cryoinjury infarct model that generates precise infarct sizes with high reproducibility and replicability. In brief, after intubation and sternotomy of the animal, the heart is lifted from the thorax. The probe of a handheld liquid nitrogen delivery system is applied onto the myocardial wall to induce cryoinjury. Impaired ventricular function and electrical conduction can be monitored with echocardiography or optical mapping. Transmural myocardial remodeling of the infarcted area is characterized by collagen deposition and loss of cardiomyocytes. Compared to other models (e.g., LAD-ligation), this model utilizes a handheld liquid nitrogen delivery system to generate more uniform infarct sizes.

This article demonstrates a model to study cardiac remodeling after myocardial cryoinjury in mice.

Un modelo de criolesiones para estudiar el infarto de miocardio en el ratón

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we ...

Semi-Minimal Invasive Method to Induce Myocardial Infarction in Rats and the Assessment of Cardiac Function by an Isolated Working Heart System

Myocardial infarction (MI) remains the main contributor to morbidity and mortality worldwide. Therefore, research on this topic is mandatory. An easily and highly reproducible MI induction procedure is required to obtain further insight and better understanding of the underlying pathological changes. This procedure can also be used to evaluate the effects or potency of new and promising treatments (as drugs or interventions) in acute MI, subsequent remodeling and heart failure (HF). After intubation and pre-operative preparation of the animal, an anesthetic protocol with isoflurane was performed, and the surgical procedure was conducted&#160;quickly. Using a minimally invasive approach, the left anterior descending artery (LAD) was located and occluded by a ligature. The occlusion can be performed acutely for subsequent reperfusion (ischemia/reperfusion injury). Alternatively, the vessel can be ligated permanently to investigate the development of chronic MI, remodeling or HF. Despite common pitfalls, the drop-out rates are minimal. Various treatments such as remote ischemic conditioning can be examined for their cardioprotective potential pre-, peri- and post-operatively. The post-operative recovery was quick as the anesthesia was precisely controlled and the duration of the operation was short. Post-operative analgesia was administered for three days. The minimally invasive procedure reduces the risk of infection and inflammation. Furthermore, it facilitates rapid recovery. The &#8220;working heart&#8221; measurements were performed ex vivo and enabled precise control of preload, afterload and flow. This procedure requires specific equipment and training for adequate performance. This manuscript provides a detailed step-by-step introduction for conducting these measurements.

This article presents an efficient method to perform myocardial ischemia and subsequent chronic reperfusion in rats using a minimally invasive approach. In addition, left ventricular hemodynamic function of rats is assessed by echocardiography and isolated working heart methods.&#160;

Método invasivo semiseminal para inducir el infarto de miocardio en ratas y la evaluación de la función cardíaca mediante un sistema cardíaco de trabajo aislado

Myocardial infarction (MI) remains the main contributor to morbidity and mortality worldwide. Therefore, research on this topic is mandatory. An easily ...

A Modified Simple Method for Induction of Myocardial Infarction in Mice

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI remodeling and evaluation of novel therapeutics. Different methods (e.g., isoproterenol treatment, cryoinjury, coronary artery ligation, etc.) have been used to induce MI. Compared with isoproterenol treatment and cryoinjury, coronary artery ligation may better reflect the ischemic response and chronic remodeling after MI. However, traditional methods for coronary ligation in mice are technically challenging. The current study describes a simple and efficient process for induction of MI in mice with readily available materials. The mouse chest skin was cut open under stable anesthesia. The heart was immediately externalized through the intercostal space after blunt separation of the pectoralis major and pectoralis minor. The left anterior descending branch (LAD) was ligated with a 6-0 suture 3 mm from its origin. Following LAD ligation, staining with 2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride (TTC) indicated successful induction of MI and temporal changes of post-MI scar size. Meanwhile, survival analysis results showed overt mortality within 7 days after MI, mainly due to cardiac rupture. Moreover, post-MI echocardiographic assessment demonstrated successful induction of contractile dysfunction and ventricular remodeling. Once mastered, an MI model can be established in mice within 2-3 min with readily available materials.

Under adequate anesthesia, the mouse heart was externalized through the intercostal space, and myocardial infarction was successfully induced by ligating the left anterior descending artery (LAD) using materials readily available in most laboratories.

Un método simple modificado para la inducción de infarto de miocardio en ratones

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI ...