We acknowledge Stephanie Gorgeard, Thierry Scheerlink (Toshiba France), and Christophe Lazare (Bracco France).

NOTA: Los procedimientos descritos en este manuscrito fueron aprobados por el Comité de Bioética de la Facultad de Medicina de Lariboisière, París, Francia (CEEALV / 2011-08-01). 1. Preparación de instrumentos <ol><li> Preparar y limpiar los siguientes instrumentos para la inserción del catéter: micro-micro-pinzas, tijeras, pinza microvascular, grandes tijeras, hilo quirúrgico (seda trenzada Negro 4-0) y un catéter 14 G. Heparinizar el catéter con una solución de heparina (5.000 U / ml). </li><li> Preparar y limpiar los siguientes instrumentos para la laminectomía: grandes tijeras, bisturí y un cortador de hueso. Realizar laminectomía con un cortador de hueso a medida diseñado para reducir el riesgo de dañar la médula espinal durante la laminectomía (Figura 1). </li><li> Puesta en marcha del marco 3D utilizado para el posicionamiento y la estabilización del animal. El marco de encargo se construye con los elementos de un fijador externo Hoffman 3 en asociación con fórceps, which han sido curvados con el fin de adaptarse a la columna lumbar del animal. </li><li> Prepare el dispositivo de peso-drop (impactador) utilizado para la lesión de la médula espinal biomecánico. NOTA: El dispositivo de impactación medida fue diseñado con un software 3D e impreso en 3D. </li><li> Encienda la máquina de ultrasonido. </li><li> Preparar el kit para la reconstitución del agente de contraste. NOTA: El kit incluye 1 vial que contiene 25 mg de polvo liofilizado, 1 jeringa precargada que contiene 5 ml de cloruro de sodio y un sistema de transferencia mini-pico (Figura 2). Los pasos para la reconstitución del agente de contraste se detallan a continuación (en la sección 5). </li></ol> 2. vena yugular cateterismo (Figura 3) <ol><li> Anestesiar al animal con 4% de isoflurano. Colocar el animal en posición supina. Confirmar anestesia adecuada, garantizando que el animal no responde cuando las patas queden atrapados con una pinza. Aplique un ungüento veterinario en los ojos para evitar la sequedad mientras undanestesia er. </li><li> Afeitarse el cuello y limpiar la piel. Hacer una incisión en la línea media del cuello. Retraer el músculo sternocleidomastoidian para encontrar la vena yugular interna. Apretar una ligadura en la parte rostral de la vena. </li><li> Aplicar una pinza microvascular en la vena, 1 cm por debajo de la ligadura. Pasar otro hilo alrededor de la vena, justo debajo de la abrazadera con el nudo listo para ser apriete cuando se suelta la abrazadera. </li><li> Abra la pared de la vena (venotomía) entre la abrazadera y la ligadura rostral. Introducir un G catéter 14 en el lumen de la vena y empujarlo hacia el corazón. </li><li> Cuando se trata en contra de la abrazadera, suelte el último y empujar el catéter más. Asegurar el catéter en la vena, por apretar firmemente el nudo en la vena con el catéter dentro. </li><li> Evaluar la permeabilidad del catéter mediante la retirada de una pequeña cantidad de sangre venosa en el catéter y, posteriormente, a continuación, lavado con solución salina heparinizada. Esto evita la obstrucción de la catheter por un potencial coágulo de sangre. </li><li> Conectar un tubo flexible al catéter para su posterior inyección de agente de contraste (microburbujas). Manténgalo cerrado (cerrado) hasta que esté listo para su uso. </li></ol> 3. Acceso a la columna vertebral, laminectomía y la rata de posicionamiento (en el marco 3D) <ol><li> Colocar el animal en una posición horizontal propensos plana. Afeitado y limpiar la parte posterior (región torácica) del animal. </li><li> Identificar la última costilla (el XIII en la rata) por palpación (Figura 4). Esto permite estimar la ubicación de la vértebra torácica XIII (ThXIII). </li><li> Hacer una incisión en la piel 4 cm en la línea media, centrada en ThXIII. Abra la incisión de la piel, así como la bursa subyacente. Observar la aponeurosis de los músculos de espalda, así como las puntas de los procesos de la columna vertebral. </li><li> Localizar con cuidado el proceso de la columna vertebral de ThXIII palpando las costillas XIII. NOTA: La costilla XIII está conectado a ThXIII y por lo tanto representa un fácil locahito anatómico te para la identificación de ThXIII. Este paso permite la localización de la ThXII a thix apófisis espinosa, así como L1 y L2 (primera y segunda vértebras lumbares). </li><li> Cortar la aponeurosis muscular y separar los músculos a cada lado para exponer las apófisis espinosas, las láminas y las articulaciones facetarias desde thix a L2. Exponer los aspectos laterales de L1 y L2 separando los músculos de las apófisis transversas. </li><li> Enganche incisivos dientes del animal en el marco 3D para asegurar la posición (Figura 5). Sujete las vértebras L1 y L2 con el fórceps modificados. Conectar los fórceps modificado al bastidor 3D con el fin de estabilizar el animal. </li><li> Tire suavemente caudalmente las pinzas que sujetan la columna lumbar con el fin de apretar toda la columna vertebral y de elevar el tórax desde el banquillo. NOTA: Con la disposición descrita el animal debe ser capaz de respirar. Además, a pesar de los movimientos respiratorios de la caja torácica, la columna vertebral y la médulaespinal también debe permanecer inmóvil. </li><li> Retire el PROCESOS espinosa de Thix a ThXII. Introduzca suavemente la hoja inferior de la cuchilla de hueso debajo de la lámina izquierda del ThXII y cierre el cortador de hueso con el fin de cortar la lámina (Figura 6). </li><li> Repita la misma maniobra de la lámina derecha y eliminar sucesivamente el arco posterior. Repetir los pasos anteriores para el ThXI vértebras a thix a fin de lograr una laminectomía de cuatro niveles. Retire las dos carillas articulares de cada vértebra. NOTA: Durante todo el procedimiento, limpiar el campo quirúrgico de una hemorragia local. Para ello, utilizar hisopos de algodón y la irrigación con solución salina tibia. La hemostasia se produce sistemáticamente en cuestión de minutos. </li></ol> 4. CEU Sonda Posicionamiento <ol><li> Cubra la duramadre con gel de ultrasonido. Esto permite la transmisión efectiva de las ondas de ultrasonido entre la sonda y la médula espinal (Figura 7). </li><li> Estabilizar el ingenio sonda de ultrasonidopinza ha que se puede conectar posteriormente a la 3D-frame por un brazo articulado. Posicionar manualmente la sonda. Asegúrese de que la sonda está orientada a obtener una rebanada sagital longitudinal oblicua. En una posición correcta, la médula espinal es estrictamente horizontal en la imagen y el canal central de la médula espinal es visible a lo largo del segmento completo de la médula espinal. NOTA: Posicionamiento debe estar guiada por la imagen en modo B en tiempo real que se muestra en la pantalla de la máquina de ultrasonido. La distancia focal de la sonda de ultrasonido debe estar alineado con el canal central de la médula espinal. En este momento, la cara posterior de la médula espinal es accesible que en última instancia permitir el posicionamiento del impactador. </li><li> Cuando óptima, bloquee el brazo articulado para estabilizar la posición. </li></ol> 5. Preparación del agente de contraste - microburbujas Reconstitución <ol><li> Usando el contenido de un kit comercial de la reconstitución y conectar el vástago de émbolo por su fijación tightly en la jeringa (en sentido horario). Abra la ampolla sistema de transferencia y retire la tapa de la punta de la jeringa. Abra la tapa del sistema de transferencia y conectar la jeringa al sistema de transferencia (sujetar firmemente). </li><li> Retire el disco protector del vial. Deslice el vial en la manga transparente del </li><li> sistema de transferencia y presione firmemente para bloquear el vial en el lugar. </li><li> Vaciar el contenido de la jeringa en el vial presionando sobre el vástago de émbolo. Agitar vigorosamente durante 20 segundos para mezclar todos los contenidos en el vial para obtener un líquido homogéneo de color blanco lechoso. </li><li> Invertir el sistema y retirar cuidadosamente el agente de contraste en la jeringa. Desenroscar la jeringa del sistema de transferencia. Después de la reconstitución (como se indica), 1 ml de la dispersión resultante contiene 8 l hexafluoruro de azufre en las microburbujas. Dibujar la suspensión de microburbujas en una jeringa de 100 ml. Inserte la jeringa 100 ml dentro de la bomba eléctrica. Cierre la tapa. </li><li> Iniciar agitación constante de la remicroburbujas constituidas. Agitación constante obtenida por rotación lenta de la jeringa, que mantiene la suspensión de microburbujas. Conectar la bomba al catéter yugular a través del tubo flexible. Ajuste la máquina de ultrasonido para &quot;Modo Armónico&quot;. NOTA: Este último corresponde al modo en el que las microburbujas pueden detectarse específicamente y se visualizaron. Este modo tiene un índice mecánico bajo, que no destruye las microburbujas en comparación con el modo B. </li><li> Purgar el catéter mediante la infusión de una primera dosis (400 l) de agente de contraste. Durante esta primera infusión, compruebe que las microburbujas aparecen en la pantalla del ultrasonido. Esto confirma que todo el circuito (de la jeringa al torrente sanguíneo de la rata) está intacto y abierto. </li><li> Ajuste la máquina de ultrasonido a &quot;B-mode&quot; para visualizar el parénquima de la médula espinal y la destrucción de las pocas microburbujas restantes en el torrente sanguíneo. La alta frecuencia de la &quot;B-Mode&quot; tranalta energía smits a las microburbujas, lo que les permite a la ruptura. </li><li> Deje que el animal se quedó inmóvil durante aproximadamente 30 min. Este periodo permite la estabilización de los parámetros hemodinámicos. </li></ol> 6. Evaluación de SCPF en la médula espinal intacta <ol><li> Ajuste la máquina de ultrasonido para el &quot;Modo de armónicos&quot;. Iniciar simultáneamente (1) de infusión de agente de contraste (400 l) y (2) el cronómetro. NOTA: Durante la infusión, la concentración de microburbujas en el torrente sanguíneo debe aumentar, lo que permite la imaginación contraste de la médula espinal (Figura 8). Dado que las microburbujas se destruyen rápidamente, la concentración en sangre de microburbujas comienza a disminuir una vez que se ha completado la inyección que genera una disminución progresiva en contraste visualización de la médula espinal. </li><li> Después de que el botón de &quot;Clip Store&quot; en la máquina de ultrasonido 1 min, seleccione (pulse). Esto permitirá a uno para salvar a 1 min de la raw datos de la ecografía y la grabación de vídeo de imagen (que se mostró previamente en la pantalla de ultrasonido). </li><li> Ajuste la máquina de ultrasonido a &quot;B-Mode&quot;. Esto eliminará las microburbujas restantes. </li></ol> 7. Experimental SCI <ol><li> Utilizando el micromanipulador conectado al bastidor 3D, posicionar el dispositivo de impactación peso soltar de manera que la punta del impactador entra en contacto con la duramadre (en la línea media de la médula espinal), en la unión entre THX y ThXI (Figura 9) . NOTA: Este nivel debe corresponder a la mitad del segmento de la médula espinal observado con el dispositivo de ultrasonido. El delantero y el cuerpo del impactador son 8 mm de diámetro. La punta del impactador, que generará la lesión, es de 3 mm de diámetro. </li><li> Coloque el delantero del dispositivo de retención en una posición 10 cm de alto. Inducir el SCI experimental soltando el delantero del dispositivo de retención. El delantero cae y libera the impactador, hiriendo a la médula espinal. La impactación por encargo ofrece un impacto equivalente a un 10 g de peso cayó desde una altura de 10 cm. </li></ol> 8. Evaluación de SCPF 5 min post-SCI <ol><li> Repita los pasos descritos en la sección 6 (Evaluación de SCPF). Las microburbujas serán incapaces de pasar a través de la microvasculatura dañado y el epicentro lesión permanecerá oscuro (Figura 10). </li></ol> 9. El sacrificio de animales <ol><li> La eutanasia a los animales con una inyección letal intra-peritoneal de pentobarbital (100 mg). </li></ol> 10. La cuantificación de SCPF por Análisis Desconectado <ol><li> Inicie el software de Ultra-Extender utilizado para la cuantificación (en la máquina de ultrasonido). Seleccione &quot;Archivo&quot; y luego seleccionar los datos en bruto previamente guardados y abrir los archivos asociados. Active el &quot;modo de cuantificación&quot; pulsando el botón &quot;Chi Q&quot; (selección). Select (botón) y elija la forma circular &quot;Set ROI&quot;. </li><li> Seleccione &quot;Dibuja ROI&quot; (botón) y dibuje siete regiones circulares adyacentes de interés (ROI) en la médula espinal (Figura 11). Abra el menú &quot;montaje&quot; y seleccione la función &quot;valor Curve&quot;. Observe el software se presentan varias curvas, cada uno correspondiente a los cambios de la concentración de microburbujas dentro de una ROI. NOTA: Cada curva tiene un perfil &quot;perfusión deperfusion&quot;. La primera fase de la curva es plana y se corresponde con el período anterior a la llegada de microburbujas. En la segunda fase, la concentración de microburbujas aumenta rápidamente como resultado de la infusión. En la tercera fase, que comienza cuando la infusión se ha completado, la concentración de microburbujas disminuye progresivamente a medida que disintegratse en el torrente sanguíneo. </li><li> Coloque la primera línea vertical al comienzo de la segunda fase de la cUrve y seleccione &quot;SET&quot;. Esto informa al software dónde empezar análisis. </li><li> Coloque la segunda línea vertical al final de la grabación y una vez más, seleccione &quot;SET&quot;. Esto informa al software donde parar análisis. </li><li> Mira el menú &quot;Cv&quot; y registre el valor &quot;AUC&quot;, que corresponde a la &quot;área bajo la curva&quot; analizada. Este valor es proporcional a la SCPF dentro de la ROI correspondiente. </li></ol>

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	<li>Cadotte, D. W., Fehlings, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+injury:+a+systematic+review+of+current+treatment+options.">Spinal cord injury: a systematic review of current treatment options.</a> Clin Orthop Relat Res. 469 (3), 732-741 (2011).</li><li>Beattie, M. S., Farooqui, A. A., Bresnahan, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Review+of+current+evidence+for+apoptosis+after+spinal+cord+injury.">Review of current evidence for apoptosis after spinal cord injury.</a> J Neurotrauma. 17 (10), 915-925 (2000).</li><li>MacDonald, J. W., Sadowsky, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal-cord+injury.">Spinal-cord injury.</a> Lancet. 359 (9304), 417-425 (2002).</li><li>Mautes, A. E., Weinzierl, M. R., Donovan, F., Noble, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+events+after+spinal+cord+injury:+contribution+to+secondary+pathogenesis.">Vascular events after spinal cord injury: contribution to secondary pathogenesis.</a> Phys Ther. 80 (7), 673-687 (2000).</li><li>Martirosyan, N. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+supply+and+vascular+reactivity+of+the+spinal+cord+under+normal+and+pathological+conditions.">Blood supply and vascular reactivity of the spinal cord under normal and pathological conditions.</a> J Neurosurg Spine. 15 (3), 238-251 (2011).</li><li>Blight, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+morphology+of+chronic+spinal+cord+injury+in+the+cat:+analysis+of+myelinated+axons+by+line-sampling.">Cellular morphology of chronic spinal cord injury in the cat: analysis of myelinated axons by line-sampling.</a> Neuroscience. 10 (2), 521-543 (1983).</li><li>Bassingthwaighte, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Validity+of+microsphere+depositions+for+regional+myocardial+flows.">Validity of microsphere depositions for regional myocardial flows.</a> Am J Physiol. 253 (1 Pt 2), H184-H193 (1987).</li><li>Drescher, W. R., Weigert, K. P., Bunger, M. H., Hansen, E. S., Bunger, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+blood+flow+in+24-hour+megadose+glucocorticoid+treatment+in+awake+pigs.">Spinal blood flow in 24-hour megadose glucocorticoid treatment in awake pigs.</a> J Neurosurg. 99 (3 Suppl), 286-290 (2003).</li><li>Golanov, E. V., Reis, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+of+oxygen-sensitive+neurons+of+the+rostral+ventrolateral+medulla+to+hypoxic+cerebral+vasodilatation+in+the+rat.">Contribution of oxygen-sensitive neurons of the rostral ventrolateral medulla to hypoxic cerebral vasodilatation in the rat.</a> J Physiol. 495 (Pt 1), 201-216 (1996).</li><li>Ueda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+on+spinal+cord+blood+flow+and+function+by+interruption+of+bilateral+segmental+arteries+at+up+to+three+levels:+experimental+study+in+dogs).">Influence on spinal cord blood flow and function by interruption of bilateral segmental arteries at up to three levels: experimental study in dogs).</a> Spine (Phila Pa 1976). 30 (20), 2239-2243 (2005).</li><li>Carlson, G. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sustained+spinal+cord+compression:+part+II:+effect+of+methylprednisolone+on+regional+blood+flow+and+recovery+of+somatosensory+evoked+potentials).">Sustained spinal cord compression: part II: effect of methylprednisolone on regional blood flow and recovery of somatosensory evoked potentials).</a> J Bone Joint Surg Am. 85-A (1), 95-101 (2003).</li><li>Hamamoto, Y., Ogata, T., Morino, T., Hino, M., Yamamoto, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+direct+measurement+of+spinal+cord+blood+flow+at+the+site+of+compression:+relationship+between+blood+flow+recovery+and+motor+deficiency+in+spinal+cord+injury.">Real-time direct measurement of spinal cord blood flow at the site of compression: relationship between blood flow recovery and motor deficiency in spinal cord injury.</a> Spine (Phila Pa 1976). 32 (18), 1955-1962 (2007).</li><li>Horn, E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+intrathecal+hypotension+on+tissue+perfusion+and+pathophysiological+outcome+after+acute+spinal+cord+injury).">The effects of intrathecal hypotension on tissue perfusion and pathophysiological outcome after acute spinal cord injury).</a> Neurosurg Focus. 25 (5), E12 (2008).</li><li>Phillips, J. P., George, K. J., Kyriacou, P. A., Langford, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Investigation+of+photoplethysmographic+changes+using+a+static+compression+model+of+spinal+cord+injury.">Investigation of photoplethysmographic changes using a static compression model of spinal cord injury.</a> Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2009, 1493-1496 (2009).</li><li>Phillips, J. P., George, K. J., Kyriacou, P. A., Langford, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Investigation+of+photoplethysmographic+changes+using+a+static+compression+model+of+spinal+cord+injury.">Investigation of photoplethysmographic changes using a static compression model of spinal cord injury.</a> Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2009, 1493-1496 (2009).</li><li>Ishikawa, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Platelet+adhesion+and+arteriolar+dilation+in+the+photothrombosis:+observation+with+the+rat+closed+cranial+and+spinal+windows.">Platelet adhesion and arteriolar dilation in the photothrombosis: observation with the rat closed cranial and spinal windows.</a> J Neurol Sci. 194 (1), 59-69 (2002).</li><li>Soubeyrand, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+and+spatial+quantification+using+contrast-enhanced+ultrasonography+of+spinal+cord+perfusion+during+experimental+spinal+cord+injury.">Real-time and spatial quantification using contrast-enhanced ultrasonography of spinal cord perfusion during experimental spinal cord injury.</a> Spine (Phila Pa 1976). 37 (22), E1376-E1382 (1976).</li><li>Huang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+spinal+cord+perfusion+by+using+contrast-enhanced+ultrasound+in+a+porcine+model+with+acute+spinal+cord+contusion).">Quantitative assessment of spinal cord perfusion by using contrast-enhanced ultrasound in a porcine model with acute spinal cord contusion).</a> Spinal Cord. 51 (3), 196-201 (2012).</li><li>Postema, M., Gilja, O. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contrast-enhanced+and+targeted+ultrasound.">Contrast-enhanced and targeted ultrasound.</a> World J Gastroenterol. 17 (1), 28-41 (2011).</li><li>Soubeyrand, M., Badner, A., Vawda, R., Chung, Y. S., Fehlings, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Very+High+Resolution+Ultrasound+Imaging+for+Real-Time+Quantitative+Visualisation+of+Vascular+Disruption+After+Spinal+Cord+Injury.">Very High Resolution Ultrasound Imaging for Real-Time Quantitative Visualisation of Vascular Disruption After Spinal Cord Injury.</a> J Neurotrauma. , (2014).</li><li>Akhtar, A. Z., Pippin, J. J., Sandusky, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+in+spinal+cord+injury:+a+review.">Animal models in spinal cord injury: a review.</a> Rev Neurosci. 19 (1), 47-60 (2008).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial conflict of interest. The ultrasound machine was graciously lent by the Toshiba France company. The Vueject pump was graciously lent by the Bracco France company.

Aunque hemos descrito cómo utilizar CEU en un modelo de rata contusión SCI, este protocolo puede ser modificado para adaptarse a otros objetivos experimentales o modelos SCI. Hemos elegido para medir SCPF a sólo dos puntos de tiempo (antes de la lesión y 15 minutos después de la SCI), sin embargo el número de puntos de tiempo y el retraso entre las medidas SCPF se pueden adaptar para satisfacer las necesidades de los otros estudios. Por ejemplo, en nuestro trabajo anterior 17, hemos medido SCPF en cinco...

Lesión medular traumática (SCI) es una enfermedad devastadora que conduce a un deterioro significativo de motor, sensorial y funciones autónomas. Hasta la fecha, ninguna terapia ha demostrado su eficacia en los pacientes. Por tal razón, es importante identificar las nuevas técnicas que mejoren la evaluación de los posibles tratamientos y puede aclarar aún más pathiophysiology lesiones 1. SCI se divide en dos fases secuenciales, que se refiere a las lesiones como primarios y secundarios. La lesión primaria corresponde al insulto mecánica inicial. Considerando que los grupos de lesiones secundarias una cascada de varios eventos biológicos (tales como la inflamación, el estrés oxidativo y la hipoxia) que contribuyen más a la expansión progresiva de la lesión inicial, daños en los tejidos y, por tanto, 2,3 déficit neurológico. En la fase aguda de la lesión medular, terapias neuroprotectoras están dirigidas a reducir la patología lesión secundaria y shen consecuencia ould mejorar los resultados neurológicos. Entre los muchos eventos de lesiones secundarias, isquemia desempeña un papel 4,5 crucial. En el nivel del epicentro SCI, los microvasos del parénquima dañados impiden el flujo de sangre de la médula espinal efectiva (SCPF). Por otra parte, SCPF también se reduce significativamente en la región que rodea el epicentro lesión, un área específicamente conocida como la &quot;zona de penumbra isquémica&quot;. Si SCPF no se puede restaurar rápidamente dentro de estas regiones, la isquemia puede conducir a la necrosis del parénquima suplementario y daños en los tejidos más nervioso. Como incluso la preservación de tejido más ligero puede tener efectos sustanciales de la función, es de gran interés para el desarrollo de fármacos y terapias que pueden reducir la isquemia post-SCI. Para poner de relieve este fenómeno, el trabajo previo ha demostrado que la preservación de sólo el 10% de los axones mielinizados fue suficiente para permitir caminar en los gatos después de la SCI 6. Aunque varias técnicas se han descrito para evaluar SCPF, lay todos tienen limitaciones significativas. Por ejemplo, el uso de microesferas radioactivas 7,8 y C14-iodopyrine autorradiografía 9 requiere el sacrificio de animales posterior y no puede repetirse a posteriores puntos de tiempo. La técnica de limpieza de hidrógeno al 10 depende de la inserción de electrodos intraespinales, que pueden dañar aún más la médula espinal. Mientras Doppler láser, fotopletismografía 14,15 e in vivo microscopía de luz 16 tiene una profundidad muy limitada / zona de medida 11-13. Nuestro equipo ha demostrado previamente que un mayor contraste de ultrasonidos de formación de imágenes (CEU) se puede utilizar para evaluar en tiempo real e in vivo los cambios SCPF en el parénquima de la médula espinal de rata 17. Es importante señalar que una técnica similar se aplicó por Huang et al., En un modelo porcino de SCI 18. CEU se aplica un modo específico de imágenes de ultrasonido que permite asociar im morfológica de escala de grisesedades (obtenidos por el modo B convencional) con la distribución espacial del flujo de sangre 19. La imagen SCPF y cuantificación se basa en la inyección intravascular de agentes de eco-contraste. El agente de contraste está compuesto de microburbujas de hexafluoruro de azufre (diámetro de significar sobre 2,5 micras y 90% tienen un diámetro inferior a 6 micras) estabilizada por fosfolípidos. Las microburbujas reflejan el haz de ultrasonido emitido por la sonda mejorando así la ecogenicidad de la sangre y el aumento de contraste de los tejidos en función de su flujo sanguíneo. Por tanto, es posible evaluar el flujo sanguíneo en una región determinada de interés según la intensidad de la señal reflejada. Las microburbujas también son seguros y que se han aplicado clínicamente en seres humanos. El hexafluoruro de azufre se elimina rápidamente (media vida media terminal es de 12 min) y más de 80% de la hexafluoruro de azufre administrada se recuperó en el aire exhalado dentro de 2 min después de la inyección. Este protocolo proporciona una forma sencilla de utilizar CEU imenvejecimiento para evaluar los cambios en SCPF rata.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1154">
	<tbody>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:397px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:229px;">Company</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td style="width:299px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:397px;">External Fixator Hoffman 3</td>
			<td style="width:229px;">Stryker, Kalamazoo, USA</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td>Modular system used to build the custom made 3D frame and the jointed arm holding the ultrasound probe</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:397px;">Toshiba Applio</td>
			<td style="width:229px;">Toshiba, Tokyo, Japan</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td>Ultrasound machine</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:397px;">Sonovue</td>
			<td style="width:229px;">Bracco, Milan, Italy</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td>Contrast agent : microbubbles</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:397px;">Vueject pump</td>
			<td style="width:229px;">Bracco, Milan, Italy</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td>Electric pump for infusion of microbubbles bolus</td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:397px;">Aquasonic Ultrasound Gel</td>
			<td style="width:229px;">Parker Laboratories, Fairfield, NJ, USA</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td>Ultrasound gel used to transmit the ultrasound waves</td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:397px;">Isovet</td>
			<td style="width:229px;">Piramal Healthcare, Mumbai, India</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td>Isoflurane used for anesthesia</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:397px;">Ultra Extend</td>
			<td style="width:229px;">Toshiba, Tokyo, Japan</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td>Software used for quantification of spinal cord blood flow</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:397px;">Mastercraft Five-piece Mini-pliers Set, Product #58-4788-6</td>
			<td style="width:229px;">Canadian Tire, Toronto, Canada</td>
			<td style="width:229px;"></td>
			<td>Set of pliers for Do-it-yourself job</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

contrast enhanced ultrasound imaging for assessment of spinal cord blood flow in experimental spinal cord injury

Flujo reducido de sangre de la médula espinal (SCPF) (es decir, isquemia) desempeña un papel clave en la lesión medular traumática (SCI) fisiopatología y en consecuencia es un objetivo importante para las terapias neuroprotectoras. Aunque varias técnicas se han descrito para evaluar SCPF, todos ellos tienen limitaciones significativas. Para superar este último, se propone la utilización de imágenes de contraste mejorado de ultrasonido en tiempo real (CEU). Aquí se describe la aplicación de esta técnica en un modelo de rata de la contusión SCI. Un catéter yugular se implanta primero para la inyección repetida de agente de contraste, una solución de cloruro de sodio de hexafluoruro de azufre microburbujas encapsuladas. La columna vertebral se estabiliza luego con un 3D-marco a medida y la médula espinal duramadre está expuesto por una laminectomía en Thix-ThXII. La sonda de ultrasonido se coloca entonces en el aspecto posterior de la duramadre (recubierta con gel de ultrasonido). Para evaluar SCPF línea de base, una sola inyección intravenosa (400 l) de contraagente st se aplica para registrar su paso a través de la microvasculatura de la médula espinal intacta. Un dispositivo de peso soltar se utiliza posteriormente para generar un modelo experimental reproducible contusión de SCI. Agente de contraste se re-inyecta 15 min después de la lesión para evaluar los cambios post-SCI SCPF. CEU permite en tiempo real e in-vivo evaluación de los cambios SCPF siguiente SCI. En el animal está sano, la ecografía mostró flujo sanguíneo irregular a lo largo de la médula espinal intacta. Además, 15 min después de la SCI, hubo isquemia crítica en el nivel del epicentro SCPF mientras permaneció conserva en las zonas más remotas intacto. En las regiones adyacentes al epicentro (tanto rostral y caudal), SCPF se redujo significativamente. Esto corresponde a la descrita previamente &quot;zona de penumbra isquémica&quot;. Esta herramienta es de gran interés para la evaluación de los efectos de las terapias destinadas a limitar la isquemia y la necrosis tisular resultante después de la SCI.

Con el protocolo descrito anteriormente, es posible mapear la SCPF a lo largo de un segmento de médula espinal sagital longitudinal. En la médula espinal intacta, no parece haber irregularidades SCPF dentro del parénquima (Figura 12). Esto se puede explicar por la distribución variable de las arterias-radiculo medular (RMA) de un animal a otro. RMA se refiere a segmentaria arterias que llegan a la arteria espinal anterior (ASA) y por lo tanto proporcionan el suministro d...

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Contrast Enhanced Ultrasound Imaging for Assessment of Spinal Cord Blood Flow in Experimental Spinal Cord Injury

Contrast Enhanced Ultrasound imaging is a reliable in-vivo tool for quantifying spinal cord blood flow in an experimental rat spinal cord injury model. This paper contains a comprehensive protocol for application of this technique in association with a contusion model of thoracic spinal cord injury.

Contraste mejorado las imágenes por ultrasonido para la Evaluación de la Médula Espinal flujo sanguíneo en Experimental Spinal Cord Injury

Reduced spinal cord blood flow (SCBF) (i.e., ischemia) plays a key role in traumatic spinal cord injury (SCI) pathophysiology and is accordingly an ...

contrast-enhanced-ultrasound-imaging-for-assessment-spinal-cord-blood

Research

JoVE Journal

Medicine

13.9K vistas.  Faculté de Médecine Paris Diderot Paris VII, U942. Contrast Enhanced Ultrasound imaging is a reliable in-vivo tool for quantifying spinal cord blood flow in an experimental rat spinal cord injury model. This paper contains a comprehensive protocol for application of this technique in association with a contusion model of thoracic spinal cord injury.

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Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Aguda y crónica Prueba sensorial táctil después de la lesión de la médula espinal en ratas

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

Investigación

Medicina

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Un modelo Contusión de la lesión de la médula espinal severa en ratas

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment (RMCA) in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination is disrupted by spinal cord injury (SCI), control of respiratory muscles innervated below the injury level is compromised1,2 leading to respiratory muscle dysfunction and pulmonary complications. These conditions are among the leading causes of death in patients with SCI3. Standard pulmonary function tests that assess respiratory motor function include spirometrical and maximum airway pressure outcomes: Forced Vital Capacity (FVC), Forced Expiratory Volume in one second (FEV1), Maximal Inspiratory Pressure (PImax) and Maximal Expiratory Pressure (PEmax)4,5. These values provide indirect measurements of respiratory muscle performance6. In clinical practice and research, a surface electromyography (sEMG) recorded from respiratory muscles can be used to assess respiratory motor function and help to diagnose neuromuscular pathology. However, variability in the sEMG amplitude inhibits efforts to develop objective and direct measures of respiratory motor function6. Based on a multi-muscle sEMG approach to characterize motor control of limb muscles7, known as the voluntary response index (VRI)8, we developed an analytical tool to characterize respiratory motor control directly from sEMG data recorded from multiple respiratory muscles during the voluntary respiratory tasks. We have termed this the Respiratory Motor Control Assessment (RMCA)9. This vector analysis method quantifies the amount and distribution of activity across muscles and presents it in the form of an index that relates the degree to which sEMG output within a test-subject resembles that from a group of healthy (non-injured) controls. The resulting index value has been shown to have high face validity, sensitivity and specificity9-11. We showed previously9 that the RMCA outcomes significantly correlate with levels of SCI and pulmonary function measures. We are presenting here the method to quantitatively compare post-spinal cord injury respiratory multi-muscle activation patterns to those of healthy individuals.

Evaluation of Respiratory Muscle Activation Using Respiratory Motor Control Assessment RMCA in Individuals with Chronic Spinal Cord Injury

The purpose of this publication is to present our original work on a multi-muscle surface electromyographic approach to quantitatively characterize respiratory muscle activation patterns in individuals with chronic spinal cord injury using vector-based analysis.

Evaluación de activación muscular respiratoria Utilizar evaluaciones de control de motores respiratoria (RMCA) en personas con lesión de la médula espinal crónica

During breathing, activation of respiratory muscles is coordinated by integrated input from the brain, brainstem, and spinal cord. When this coordination ...

Implanting Glass Spinal Cord Windows in Adult Mice with Experimental Autoimmune Encephalomyelitis

Experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) in adult rodents is the standard experimental model for studying autonomic demyelinating diseases such as multiple sclerosis. Here we present a low-cost and reproducible glass window implantation protocol that is suitable for intravital microscopy and studying the dynamics of spinal cord cytoarchitecture with subcellular resolution in live adult mice with EAE. Briefly, we surgically expose the vertebrae T12-L2 and construct a chamber around the exposed vertebrae using a combination of cyanoacrylate and dental cement. A laminectomy is performed from T13 to L1, and a thin layer of transparent silicone elastomer is applied to the dorsal surface of the exposed spinal cord. A modified glass cover slip is implanted over the exposed spinal cord taking care that the glass does not directly contact the spinal cord. To reduce the infiltration of inflammatory cells between the window and spinal cord, anti-inflammatory treatment is administered every 2 days (as recommended by ethics committee) for the first 10 days after implantation. EAE is induced only 2-3 weeks after the cessation of anti-inflammatory treatment.
Using this approach we successfully induced EAE in 87% of animals with implanted windows and, using Thy1-CFP-23 mice (blue axons in dorsal spinal cord), quantified axonal loss throughout EAE progression. Taken together, this protocol may be useful for studying the recruitment of various cell populations as well as their interaction dynamics, with subcellular resolution and for extended periods of time. This intravital imaging modality represents a valuable tool for developing therapeutic strategies to treat autoimmune demyelinating diseases such as EAE.

We describe a method for implanting and maintaining glass windows over the exposed spinal cords of adult mice for studying experimental autoimmune encephalomyelitis. These windows provide chronic optical access to the spinal cord for monitoring cell dynamics at the subcellular level in live animals using two-photon microscopy.

Experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) in adult rodents is the standard experimental model for studying autonomic demyelinating diseases such as ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Controlado Modelo de Impacto cortical de la lesión cerebral traumática

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

Un sistema de radio-telemetría para monitorizar la función cardiovascular en ratas con la médula espinal y transección Embryonic Stem Neural injertos de células

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Synergetic Use of Neural Precursor Cells and Self-assembling Peptides in Experimental Cervical Spinal Cord Injury

Spinal cord injuries (SCI) cause serious neurological impairment and psychological, economic, and social consequences for patients and their families. Clinically, more than 50% of SCI affect the cervical spine1. As a consequence of the primary injury, a cascade of secondary mechanisms including inflammation, apoptosis, and demyelination occur finally leading to tissue scarring and development of intramedullary cavities2,3. Both represent physical and chemical barriers to cell transplantation, integration, and regeneration. Therefore, shaping the inhibitory environment and bridging cavities to create a supportive milieu for cell transplantation and regeneration is a promising therapeutic target4. Here, a contusion/compression model of cervical SCI using an aneurysm clip is described. This model is more clinically relevant than other experimental models, since complete transection or ruptures of the cord are rare. Also in comparison to the weight drop model, which in particular damage the dorsum columns, circumferential compression of the spinal cord appears advantageous. Clip closing force and duration can be adjusted to achieve different injury severity. A ring spring facilitates precise calibration and constancy of clip force. Under physiological conditions, synthetic self-assembling peptides (SAP) self-assemble into nanofibers and thus, are appealing for application in SCI5. They can be injected directly into the lesion minimizing damage to the cord. SAPs are biocompatible structures erecting scaffolds to bridge intramedullary cavities and thus, equip the damaged cord for regenerative treatments. K2(QL)6K2 (QL6) is a novel SAP introduced by Dong et al.6 In comparison to other peptides, QL6 self-assembles into &#946;-sheets at neutral pH6.14 days after SCI, after the acute stage, SAPs are injected into the center of the lesion and neural precursor cells (NPC) are injected into adjacent dorsal columns. In order to support cell survival, transplantation is combined with continuous subdural administration of growth factors by osmotic micro pumps for 7 days.

Treating cervical spinal cord injury with both self-assembling peptides (SAP) and neural precursor cells (NPC), together with growth factors, is a promising approach to promote regeneration and recovery. A contusion/compression aneurysm clip rat model of cervical SCI and combined treatment involving SAP injection and NPC transplantation is established.

El uso sinérgico de las células precursoras neuronales y Péptidos de autoensamblaje en Experimental cervical Lesión de la Médula Espinal

Spinal cord injuries (SCI) cause serious neurological impairment and psychological, economic, and social consequences for patients and their families. ...

Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can be used both to investigate the biological responses to injury and to test potential therapies. Contusion or compression injury delivered to the surgically exposed spinal cord are the most widely used models of the pathology. In this report the experimental contusion is performed by using the Infinite Horizon (IH) Impactor device, which allows the creation of a reproducible injury animal model through definition of specific injury parameters. Stem cell transplantation is commonly considered a potentially useful strategy for curing this debilitating condition. Numerous studies have evaluated the effects of transplanting a variety of stem cells. Here we demonstrate an adapted method for spinal cord injury followed by tail vein injection of cells in CD1 mice. In short, we provide procedures for: i) cell labeling with a vital tracer, ii) pre-operative care of mice, iii) execution of a contusive spinal cord injury, and iv) intravenous administration of post mortem neural precursors. This contusion model can be utilized to evaluate the efficacy and safety of stem cell transplantation in a regenerative medicine approach.

Spinal cord injury is a traumatic condition that causes severe morbidity and high mortality. In this work we describe in detail a contusion model of spinal cord injury in mice followed by a transplantation of neural stem cells.

Neural Trasplante de células madre en Experimental contuso Modelo de Lesión de la Médula Espinal

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibrado Pinzas Modelo de Lesión Medular Compresión

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

Un ratón neonatal lesión de médula espinal de compresión Modelo

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...