Agradecemos a Kyle Stehlik, Natasha Wilkins, y Matt Runquist para la asistencia experimental. Financiado por la Fundación Craig H. Neilsen Fondo de Investigación y la Iniciativa de Educación, un componente de la Promoción de una dotación más saludable Wisconsin en el Colegio Médico de Wisconsin, y.

NOTA: Declaración de Ética: La Atención Institucional y el empleo Comités (IACUC) del Colegio Médico de Wisconsin y el VA Medical Center Clemente J. Zablocki aprobaron todos los procedimientos. 1. Preparación Animal y Vigilancia <ol><li> Anestesiar la rata en una cámara de inducción, usando 5% de isoflurano en el aire médica. Cuando el reflejo de enderezamiento está ausente y apretando la pata trasera no produce ningún reflejo de retirada, reducir la anestesia al 2% y transferir el animal para el escáner en una posición de decúbito prono de cabeza primero. Mantener 2% de isoflurano a través de un dispositivo de cono de la nariz durante todo el procedimiento, y mantener el aire médica a una velocidad de flujo de aproximadamente 1 L / min. Aplicar una pequeña cantidad de pomada lubricante para los ojos de la rata para evitar daños a la córnea, mientras que bajo anestesia. </li><li> Colocar una cinta monitorización respiratoria segura alrededor del torso de la rata. Conectar el cinturón para un sistema de control del movimiento respiratorio. Antes de avanzar a la rata en el orificio del escáner, CHEC<html> k el ordenador monitorización respiratoria para asegurar el ciclo respiratorio es clara y consistente. Ajuste la correa, si es necesario, ya que este paso es imprescindible para la calidad de imagen. </li><li> Supervisar y mantener la temperatura corporal del animal a 37 ° C a través de una sonda rectal y cálido sistema de calefacción de aire. Mantener la frecuencia respiratoria entre 30-45 respiraciones por min ajustando el nivel de anestesia entre 1,2 y 2%. </li><li> Coloque la rata en el soporte de la cabeza con una barra de mordida y tornillo-en los bares del oído (Figura 1), y deslice la cabeza en un volumen de bobina en cuadratura hasta la columna cervical se coloca en el centro de la bobina. NOTA: Los hombros de la rata pueden prevenir la progresión en la bobina. </li><li> Avanzar en la rata y los titulares de apoyo en el orificio del escáner. Si procede, ajustar la afinación y condensadores a juego de la bobina a la frecuencia adecuada y la impedancia de acuerdo con las instrucciones proporcionadas por el proveedor de la bobina. </li></ol>e_title &quot;&gt; Parámetros de exploración de resonancia magnética 2. NOTA: Los procedimientos descritos aquí utiliza un sistema pequeño animal 9.4 T taladro horizontal, pero son aplicables a otras intensidades de campo de los sistemas de RM de animales pequeños. <ol><li> Utilice procedimientos automatizados del sistema MRI para la detección de la frecuencia de resonancia, mejorando iterativamente la homogeneidad del campo magnético (calce), la calibración de la potencia de radiofrecuencia, y el ajuste de la ganancia del receptor. </li><li> El uso de la interfaz del software del sistema, obtener una exploración explorador de tres plano por defecto para asegurar un posicionamiento correcto. <ol><li> Haga clic en &quot;Nuevo análisis&quot;, seleccione TriPilot, y haga clic en el &quot;semáforo&quot; para adquirir las imágenes. </li><li> Asegúrese de que el centro de la columna cervical está alineado tanto con el centro del imán y el centro de la bobina de MRI. Para centrar la columna vertebral dentro del imán, empujar o tirar de la base y readquirir la exploración explorador para su verificación. </li><li> Para ajustar la position de la columna cervical con respecto a la bobina de resonancia magnética, retirar la base del imán de reposicionamiento. Si es necesario, repetir este proceso hasta que la posición es consistente. Si se vuelve a colocar al animal, repita el paso 2.1. </li></ol></li><li> Añadir una secuencia spin-echo ponderada nueva difusión eco-planar (DtiEpi) para el protocolo de imagen actual. <ol><li> Configurar y adquirir imágenes de difusión ponderada con la secuencia DWI con la configuración predeterminada, excepto las siguientes: </li><li> Abra la posición interfaz gráfica de rebanada de prescribir 12 rebanadas con un espesor de 0,75 mm. Orientar las rebanadas perpendicular al eje principal de la médula cervical. Asegurar el posicionamiento rebanada consistente entre diferentes animales oa través de diferentes sesiones de formación de imágenes utilizando la base del cerebelo como referencia interna. </li><li> Establecer las bandas de saturación en &#39;ON&#39;. Posición 4 bandas de saturación con un espesor de 10 mm fuera de la médula espinal para reducir al mínimo la señal de estos tejidos yreducir su potencial para inducir artefactos (Figura 3). Gating respiratoria Ajuste (&#39;módulo de activación&#39;) en &#39;on&#39;. NOTA: La compuerta de encargo respiratoria requiere conocimientos y experiencia en la programación de secuencias de pulsos. Si esto no está disponible, una solución es reducir el número de cortes de 3-5 y el TR a 1 s para asegurar que todos los cortes se obtienen en el medio hálitos del animal. Repita la secuencia completa con el otro subgrupo de rebanadas de obtener la cobertura completa de la médula cervical. </li><li> Haga clic en el icono de la caja de herramientas y haga clic en &quot;Editar método.&quot; Establecer el número de segmentos del PAI a 4. Cambiar la dirección de codificación de fase a izquierda-derecha. Otros valores predeterminados son: echo espaciamiento = 0,3234 ms, la longitud total del tren de eco por segmento EPI = 32. NOTA: La codificación de fase de establecimiento a la dirección izquierda-derecha en lugar de anterior-posterior reducirá la contaminación de movimiento de otras estructuras. </li><li> Utilice los siguientes geometriajustes de cal. Tamaño de la matriz = 128 x 128, y en el plano de campo de visión = 25,6 x 25,6 mm, resultando en una resolución espacial en el plano = 0.200 x 0.200 mm. Asegúrese de grosor de corte = 0,75 mm. Para rebanada = &#39;intercalada &quot;, brecha rebanada = 0 mm. </li><li> Utilice los siguientes parámetros de ponderación de difusión: el modo de medida DW = &#39;contraste DW&#39;, duración gradiente de difusión (δ) = 7 ms, separación gradiente de difusión (Δ) = 12 ms, el número de valores b = 8, b-valores deseados = 0 , 250, 500, 750, 1.000, 1.500, 2.500, 3.500 mm / s 2, el número de direcciones de difusión = 2, las direcciones de ponderación de difusión = [1 0 0] y [0 0 1] (hecho de estar en los planos paralelos y ortogonal al eje de la médula espinal). NOTA: Con estos ajustes, logramos b-valores de hasta 3.500 s / mm 2. Las especificaciones de hardware y otras características de rendimiento del sistema puede limitar el valor b, ya que la duración gradiente de difusión (δ) y la separación por gradiente de difusión (Δ) dependen de la grendimiento de gradiente, que en nuestro sistema fueron: (fuerza máxima gradiente: 440 mT / m, máxima velocidad de subida: 3.440 T / m / s). Para las mediciones de curtosis, 2 b-valores, con el mayor valor b de al menos 2.000 s / mm 2, se recomiendan. </li><li> Utilice los siguientes ajustes de sincronización. tiempo de eco (TE) = 27 ms (ajustado al mínimo introduciendo 0), tiempo de repetición (TR) = 1.800 ms. </li></ol></li><li> Adquirir la secuencia preparada. Con los parámetros enumerados anteriormente, el tiempo total de adquisición es de aproximadamente 25 min. </li><li> A lo largo de todas las exploraciones, controlar el software de control del movimiento respiratorio y ajustar el período de retardo entre el &quot;disparador&quot; (detección de software de la espiración) y la señal al sistema de MRI de manera que las adquisiciones se producen sólo en la porción de reposo (inmóvil) del ciclo respiratorio (Figura 2a, parte estable de la línea gris). Un retardo de disparo entre 100-400 mseg es necesario dependiendo de patrón de respiración del animal. Esto ayudará a reducir artihechos que se producen con el movimiento respiratorio (Figura 3e). </li><li> Si está disponible, repita la secuencia con la costumbre &quot;blips revertir&quot; ajustado a &quot;on&quot;, que requiere 25 minutos adicionales de tiempo de adquisición. NOTA: Si la costumbre &#39;reverse-blip&#39; secuencia 9 (necesario para la corrección de artefactos de susceptibilidad en el paso 3) no está disponible, sólo una única dirección codificación de fase EPI es posible, mientras que la modificación de la secuencia blip invertido permite la elección de la dirección de codificación de fase (derecha -a-izquierda o de izquierda a derecha). </li><li> Cuando se completa la imagen, quitar el animal del soporte y devolverlo a su jaula. No deje a un animal sin vigilancia hasta que se haya recuperado el conocimiento suficiente para mantener decúbito esternal. </li></ol> Procesamiento 3. Imagen <ol><li> Exportar datos del sistema en formato DICOM directamente desde el sistema (preferible) o convertir los datos a formato NIfTI usando costumbre o thirsoftware d-partido. </li><li> Realizar corrección de artefactos de susceptibilidad. <ol><li> Extracto de la b = 0 volúmenes de cada escanean en un solo archivo, con las utilidades proporcionadas con FSL u otros paquetes de software de resonancia magnética. Se requiere un archivo para cada dirección de codificación de fase. NOTA: Por ejemplo, si cada exploración consistió en 8 exploraciones de diferentes valores b con ponderación de difusión en la dirección transversal, seguido por 8 exploraciones de ponderación de difusión en la dirección longitudinal, el archivo de imagen contiene b = 0 exploraciones en la 1ª y 9 volúmenes th, y pueden ser extraídos y montados con el siguiente código shell: fslroi $ {up} _dwi_masked.nii.gz temp1 0 1 fslroi $ {up} _dwi_masked.nii.gz temp2 8 1 fslroi $ {abajo} _dwi_masked.nii.gz TEMP3 0 1 fslroi $ {abajo} _dwi_masked.nii.gz temp4 8 1 fslmerge -t blip_both temp1 temp2 TEMP3 temp4 (Donde en este caso $ y $ abajo son las exploraciones con normalidad y revirtió direcciones codificar fase, respectivamente). </li&gt; <li> Utilice el comando &#39;topup&#39; en fsl 10,11 para crear un archivo corregido con artefactos de distorsión de imágenes reducidas. Aplicar esta corrección a las imágenes de DWI primas que se utilizarán para la creación de mapas de parámetros. NOTA: Las instrucciones para el uso del comando se pueden encontrar en <a href="http://fsl.fmrib.ox.ac.uk/fsl/fslwiki/TOPUP/TopupUsersGuide">http://fsl.fmrib.ox.ac.uk/fsl/fslwiki/TOPUP/TopupUsersGuide</a> . Código de ejemplo para utilizar el comando en este caso es como sigue: topup --imain = blip_both_nlmf_b0images_masked.nii --datain = .. / topup_data.txt --config =. / b02b0_ratspine.cnf --out = topup_splines_nlmf --iout = $ cabo --verbose --logout = topuplog.log dwiup = `ls $ {hasta} * dwi_nlmFilt.nii` = dwidown `ls $ {abajo} * dwi_nlmFilt.nii` applytopup --imain = $ {dwiup}, $ {} dwidown --datain = .. / topup_data.txt --method = jac --inindex = 1, $ ind --topup = topup_splines_nlmf --out = DWI _ $ {cabo } -v Copiar y editar el archivo predeterminado en $ {} FSLDIR /etc/flirtsch/b02b0.cnf para el giro de la rataal cable mediante la reducción de cada uno de los valores en los --warpres y líneas --fwhm por un factor de 10. </li></ol></li><li> Si las imágenes con ponderación de difusión se adquieren a lo largo de al menos 6 direcciones no ortogonales (utilizando un esquema de DTI en Paravision o un diseño personalizado similar), utilizar paquetes de software como de difusión de herramientas de 12 o Camino de fsl 13 para calcular mapas estándar de los parámetros de DTI. Si no, utilizar un procedimiento personalizado para generar métricas útiles, que emplea la ponderación de difusión sólo a lo largo de 2 direcciones, por ejemplo, como se indica en los pasos 3.4 en adelante. </li><li> Cargue el archivo de DWI corregido emitida por Recarga en fslview y seleccione &quot;Archivo -&gt; Crear máscara&quot; en el menú. Utilice las herramientas de lápiz para dibujar una región de interés dentro de un tipo de tejido (por ejemplo, GM, WM dorsal, o ventrolateral WM). Guarde este archivo y repita para otras regiones de interés que desee para su uso posterior. NOTA: Otros procedimientos a ROI segmentos de la médula espinal se han documentado 14,15 </sarriba&gt; y puede ser preferible para los usuarios avanzados. </li><li> Utilice el archivo de ROI para enmascarar el archivo DWI y luego calcular la media de la señal en el retorno de la inversión para cada volumen de la imagen con el siguiente comando: fslstats -t DWI_corrected.nii.gz -k GM_mask.nii.gz -M </li><li> Copie los 8 primeros resultados en programa de cálculo numérico como MATLAB, como vector de señal transversal (por ejemplo llamarlo sig_T), y los segundos 8 resultados como un vector para la señal longitudinal (sig_L), donde 8 es el número de b- valores utilizados. <ol><li> Copie los valores b en un programa de cálculo numérico como un vector de 8 valores b. Los valores b para las direcciones transversales y longitudinales eran idénticos. Si es posible, el b-valor efectivo, en lugar de la b-valor nominal, deben obtenerse desde el escáner, que aparece en la ventana de parámetros del paso 2.3.5 como &quot;valor de B en vigor&quot;. </li><li> Utilice curva caja de herramientas de ajuste del programa de cálculo numérico para ajustar la señal frente a los datos b-valor de THe modelo deseado escribiendo cftools en el símbolo del sistema. Para ello, haga clic en &quot;Data ...&quot; y seleccione los vectores de señal como datos-Y y los valores b como los datos x. Haga clic en &quot;Fitting ...&quot; y en &quot;Tipo de ajuste&quot; elegir &quot;Ecuación personalizada&quot;, haga clic en &quot;Nuevo&quot; y &quot;Ecuaciones generales&quot; para introducir una ecuación para el montaje. </li></ol></li><li> Para ajustarse al modelo de difusión estándar, introduzca la ecuación: S0. * Exp (-x. * D) &quot;(1) </li><li> Para adaptarse a un modelo que incluye la difusión y un término de segundo orden (curtosis; K) para medir la desviación de difusión gaussiano 16, introduzca la ecuación: S0. * Exp (-x. * D + (1/6). * (X. * D). ^ 2. * K) &quot;(2) </li><li> Haga clic en &quot;Aceptar&quot; y &quot;Aplicar&quot;. Observe los valores estimados para difusividad (D) y la curtosis (K) en la ventana de resultados. En el &quot;Conjunto de Datos:&quot; selector, seleccione los datos sig_T (o sig_L) para su uso con la ecuación (1)o (2) y haga clic en &quot;Aplicar&quot;. </li><li> Calcular el índice de anisotropía (AI) con el transversales y longitudinales difusividades: AI = (D L D T) / (D L + D T) (3) Esto es análogo a la anisotropía fraccional (FA) calculada a partir del modelo de DTI. Un índice de anisotropía para la curtosis también se puede calcular utilizando transversal y curtosis longitudinal en lugar de difusividad. NOTA Este método da los valores de los parámetros del modelo tales como K T, D T, etc. También es posible utilizar la operación de línea de comandos de la curva de caja de herramientas de ajuste en cada voxel dentro de la columna vertebral para crear un mapa de cada parámetro del modelo . Métodos de ajuste alternativos pueden ser utilizados y se detallan en otro lugar. 17 </li></ol>

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Las tasas de publicación de este artículo fueron parcialmente patrocinado por Bruker Corporation.

Las técnicas descritas aquí pueden proporcionar difusión de alta calidad imágenes ponderadas de la médula espinal de ratas in vivo. La calidad de la imagen depende de muchos factores, pero la médula espinal tiene varios problemas únicos que son importantes. El movimiento es un problema importante que si no se corrige, se traducirá en imágenes inutilizables. Por lo tanto, se requiere una monitorización cuidadosa durante la sesión de MRI. Si se observan defectos de la imagen en la exploración inicial que sean consistentes con el movimiento, detenga la adquisición y adoptar medidas para eliminar los artefactos, ya que estos son difíciles de eliminar en el post-procesamiento. Asegúrese de que el equipo respiratorio recibe una señal fuerte y regular a partir de la unidad de monitorización respiratoria. Puede necesitar ser ajustado para la tensión correcta que proporciona una señal consistente, pero no restringir la respiración del animal El cinturón de la respiración. Mantener el nivel adecuado de anestesia en todo momento; 1,5-2,0% isofluorano se ha utilizado en nuestra experience. Asimismo, la reducción en el movimiento general del animal y la columna vertebral es otro aspecto importante para proporcionar imágenes libres de artefactos. A diferencia de la médula espinal humana, que experimenta movimiento significativo causado por la pulsación CSF relacionado con el ciclo cardíaco, la pulsación de LCR en el roedor es predominantemente asociado con el ciclo respiratorio 18. Mientras que es difícil de eliminar completamente todo el movimiento en el cable, es particularmente importante reducir el movimiento a la medida de lo posible, que se logra a menudo a través de ensayo y error. Además, las ratas con diversas lesiones o trastornos neurológicos pueden tener tasas respiratorias anormales u otras complicaciones fisiológicas que pueden requerir la adaptación de los procedimientos descritos en el presente documento. Las modificaciones a la secuencia de pulsos para control del movimiento respiratorio, junto con los procedimientos de reconstrucción de imagen adaptados para este propósito, minimizar los efectos de la distorsión causada por campos magnéticos no homogéneos que no pueden ser removcado por los ajustes realizados en el sistema de resonancia magnética. Del mismo modo, la calidad de la imagen depende de la duración de tiempo de formación de imágenes. En nuestro ejemplo, limitar el número de ponderación de difusión a lo largo de sólo dos direcciones permitió una reducción en el tiempo total de formación de imágenes. Una limitación de este enfoque es que ya no es compatible con el análisis completo tensor (DTI), que es la norma para muchos otros estudios. Alternativamente, usando un menor número de promedios y más direcciones de difusión o valores b puede permitir una mejor caracterización manteniendo el mismo tiempo de adquisición. Estudios anteriores han demostrado que el enfoque 2-dirección proporciona información consistente con el enfoque de 6 dirección (DTI) 19, pero se debe tener cuidado para asegurar que los cortes (y direcciones de difusión) están orientados precisamente a lo largo y perpendicular al cordón. Sin embargo, la adquisición de múltiples valores b permite una mejor caracterización y ajuste matemático de curtosis y se recomienda el uso de un único b-Value. Además, la secuencia completa se repitió con una dirección de codificación de fase inversa que reduce los efectos de los artefactos de susceptibilidad de campo magnético, y mejora la calidad general de la imagen a través de promediado. Por último, la resolución de imagen utilizado en nuestro protocolo proporciona una clara separación de la materia blanca y gris. Las imágenes con una resolución más alta son posibles, aunque esto viene a menudo a expensas de los tiempos de exploración más largos o la posibilidad de más artefactos. Mejoras en bobinas de radiofrecuencia, las secuencias de pulsos, y los métodos de post-procesamiento tendrán el efecto de mejora de formación de imágenes de la médula espinal en futuras adaptaciones de este método. Por ejemplo, bobinas de superficie pueden ser beneficiosos para mejorar la calidad de imagen similar a la observada en ratones. 20 Estas medidas tienen una alta probabilidad de ser útiles como biomarcadores para el diagnóstico clínico y el tratamiento de las lesiones de la médula espinal.

La resonancia magnética (RM) es una herramienta no invasiva que proporciona una ventana en el cerebro y la médula espinal en la salud y la enfermedad. RM ha revolucionado el diagnóstico clínico, pero también es una herramienta valiosa para la investigación de laboratorio. Los modelos animales de lesión o enfermedad neurológica proporcionan una plataforma para entender la fisiopatología y acelerar el descubrimiento de terapias. En este informe, demuestran la aplicación de la resonancia magnética a un modelo de rata de lesión de la médula espinal para investigar posibles biomarcadores de daño microestructural 1 utilizando imágenes de tensor de difusión (DTI). El potencial descubrimiento de biomarcadores de imagen le ayudará en el diagnóstico y manejo de pacientes con lesión de la médula espinal. Estos marcadores pueden desempeñar un papel en el descubrimiento de terapias en modelos preclínicos y permitir la observación o el pronóstico en su traducción a la práctica clínica. DTI es una forma especializada de la RM que mide el movimiento microscópico demoléculas de agua (es decir de difusión). DTI ha sido particularmente ventajosa en el sistema nervioso debido a la presencia de los axones donde la difusión es desproporcionadamente más rápido a lo largo de los axones que perpendicular a ellos, lo que proporciona información con respecto a su orientación y composición microestructural. Índices escalares derivados de DTI, incluyendo una medida de la difusión general dentro del tejido, la difusividad (MD), y una medida de la dependencia de la orientación de la difusión decir, la anisotropía fraccional (FA) 2,3, han visto aplicaciones extensas en la caracterización de la microestructura del sistema nervioso, tanto en la salud y la enfermedad 4. Estas métricas han revelado características microscópicas de tejidos que son invisibles a través de la mayoría de los otros métodos de resonancia magnética. Los esfuerzos previos demostraron que DTI detecta cambios microestructurales remotos dentro de la médula cervical siguiente torácica SCI en ratas 1. Los cambios DTI remotos desde la lesión probablemente reflejan cómo todo el res de la médula espinalestanques a lesiones, y son potencialmente un marcador de lesión secundaria. Imagine la médula espinal de ratas in vivo presenta varios desafíos únicos. Más notablemente, la médula espinal se ve afectada por el movimiento respiratorio y requiere una cuidadosa atención a minimizar el movimiento utilizando varios métodos. En estudios anteriores, los dispositivos de inmovilización eliminan el movimiento de la columna vertebral durante el escaneado 5. Para imágenes de la médula cervical, utilizamos la restricción física en la forma de un soporte de cabeza y bares del oído, que atenúa, pero no elimina el movimiento causado por la respiración. Además, utilizamos un esquema de gating respiratorio personalizado para sincronizar la adquisición de imágenes con el ciclo respiratorio de una manera eficiente. Estas modificaciones permiten la eliminación de los artefactos causados ​​por el movimiento de otra forma a granel a gran escala causada por la respiración 6. DWI es muy sensible al movimiento microscópico, incluyendo el flujo de CSF y la pulsación de sangre, y estas fuentes más pequeñas de movimiento contamination También se alivian por el régimen de control del movimiento respiratorio. Además, la médula espinal tiene una pequeña área en sección transversal y representa sólo una fracción del campo de vista. Para imágenes de la columna cervical, en el que la médula espinal está situado profundo dentro del cuerpo del animal, se necesita una bobina de radiofrecuencia cilíndrica con penetración de la señal adecuada a la imagen de la médula espinal cervical con alta resolución. Una reducción en el campo de visión se logra por la supresión volumen exterior (OVS), que también sirve para cancelar, o echarse a perder, la señal de los tejidos fuera de la médula espinal. Este método, llamado gradientes alerón o supresión volumen exterior, también sirve para reducir la contaminación de movimiento residual animal, flujo del LCR, o pulsación de sangre dentro de estos tejidos. La disposición de la médula espinal también puede ser explotado para simplificar el protocolo de formación de imágenes. Los axones de la médula espinal en la materia blanca (WM) son casi todos orientados paralelos al eje principal de la médula espinal. Thnosotros, mientras DWI del cerebro requiere mediciones a lo largo de al menos 6 direcciones para asegurar que los resultados no dependen de la posición dentro del imán (un proceso llamado tensor de difusión), las mediciones en la médula espinal pueden ser adquiridos sólo a lo largo de 2 direcciones paralela y perpendicular al cable de 7,8, en lo sucesivo, longitudinal y transversal, respectivamente. Por lo tanto, la difusividad y otros parámetros se miden a lo largo de las 2 direcciones por separado y permiten inferencias en la microestructura del tejido tanto en la salud y la enfermedad o lesión.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="619">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:117px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Small animal imaging RF coil</td>
			<td style="width:117px;">Doty</td>
			<td style="width:119px;">SAIP400-H-38-S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Respiratory gating system</td>
			<td style="width:117px;">SA Instruments</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">MR scanner</td>
			<td style="width:117px;">Bruker</td>
			<td style="width:119px;">Biospec 94/30 USR</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

diffusion imaging in the rat cervical spinal cord

Magnetic resonance imaging (MRI) is the state of the art approach for assessing the status of the spinal cord noninvasively, and can be used as a diagnostic and prognostic tool in cases of disease or injury. Diffusion weighted imaging (DWI), is sensitive to the thermal motion of water molecules and allows for inferences of tissue microstructure. This report describes a protocol to acquire and analyze DWI of the rat cervical spinal cord on a small-bore animal system. It demonstrates an imaging setup for the live anesthetized animal and recommends a DWI acquisition protocol for high-quality imaging, which includes stabilization of the cord and control of respiratory motion. Measurements with diffusion weighting along different directions and magnitudes (b-values) are used. Finally, several mathematical models of the resulting signal are used to derive maps of the diffusion processes within the spinal cord tissue that provide insight into the normal cord and can be used to monitor injury or disease processes noninvasively.

Los procedimientos apropiados para minimizar los artefactos de movimiento como resultado de difusión de alta calidad imágenes ponderadas de la rata médula espinal cervical. Usando gating encargo respiratorio (Figura 2), saturando señal no deseada de los tejidos fuera de la columna vertebral (figuras 3B y C), y el campo de corrección de la distorsión susceptibilidad magnética produce imágenes de difusión ponderada tales como los de las Figuras 4 y 5. Imágenes inadecuadas o que no sean cerrada dará lugar a artefactos en la forma de la imagen secundaria (Figura 3E), mientras que gating correcta es libre de artefactos. La inspección visual de las imágenes ponderadas de difusión a través de las 12 rebanadas revela características de la médula espinal que se refiere a su microestructura. En concreto, una difusión más rápida de los resultados de tejido en una mayor pérdida de señal en las imágenes ponderadas de difusión, que se exacerba con mayor ponderación de difusión (b-value). Con ponderación de difusión realizada perpendi- cularular al eje de la médula espinal, la materia blanca a lo largo de la periferia del cable aparece brillante, ya que la difusión es lento y restringido perpendicular a los axones. En contraste, la materia gris dentro de la región central del cable aparece más oscura, ya que se compone de axones y cuerpos celulares que no están todos alineados a lo largo de una sola dirección. En comparación, la ponderación de difusión de los resultados de dirección paralelas en la sustancia blanca con un aspecto más oscuro, ya que la difusión es rápida a lo largo de los axones, mientras que la materia gris es relativamente más brillante. Es importante señalar que la difusión ponderada imágenes separadas se muestran para diferentes valores b, ya que las direcciones paralelas y perpendiculares tienen el mejor contraste entre la materia blanca y gris en diferentes valores b. Combinando todas las de difusión ponderada imágenes utilizando formalismos matemáticos permite mapas de los parámetros de difusión para mostrar. Las señales de la media de la materia blanca y gris se representan frente a la diffactor de ponderación de fusión (b-value) para las direcciones paralelas y perpendiculares. Estos datos cuantitativos refuerza las imágenes de difusión ponderada mostrados en la Figura 4. En concreto, la materia blanca tiene una fuerte dependencia de la dirección de la ponderación de difusión (longitudinal o transversal), mientras que la materia gris es menos dependiente de la dirección. Del mismo modo, ajuste de la señal en cada voxel usando la ecuación para los rendimientos de curtosis difusión mapas cuantitativos de parámetros de difusión (Figura 6b), que ponen de relieve esta misma dependencia. La materia blanca tiene un alto grado de anisotropía, tanto para la difusión (AID) y mediciones de curtosis (AIK). Por lo tanto, la difusión transversal y curtosis revelan la microestructura subyacente de la médula espinal que se conoce a partir de estudios histológicos. Estos parámetros de difusión, que se adquieren en vivo, pero los animales anestesiados, reflejan las propiedades del tejido microscópicos tales como la densidad de axones y diámetro. Las alteraciones en elmedidas en sí causadas por lesiones y enfermedades serán útiles para evaluar de forma no invasiva las consecuencias de las lesiones y los efectos de terapias prometedoras. La difusión de imágenes ponderado de la rata de la médula espinal cervical, por tanto, puede convertirse en una herramienta para estudios preclínicos de lesión de la médula espinal y enfermedades de la médula espinal. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52390/52390fig1highres.jpg" /> Figura 1:. Diseño de la bobina y soporte para la médula espinal cervical MRI Una bobina de cuadratura volumen personalizado (Doty Scientific Inc) se utilizó para la imagen de la columna vertebral cervical con alta sensibilidad y la uniformidad. Anestesia y aire médica son entregados por los puertos de gas indicado en el cono de nariz, que se ajusta cómodamente alrededor de la nariz de la rata. Gas exhalado y el exceso es capturada por la línea de escape bajo ligero vacío. La cabeza de la rata se asegura con la barra de bocado colocado alrededor de los incisivos y el delic bares oído colocadotamente en el canal auditivo. No se muestran otros componentes de supervisión fisiológicos, incluyendo el monitor respiratorio y sonda de temperatura. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52390/52390fig2highres.jpg" /> Figura 2: Esquema de gating respiratorio. Una traza típica respiratorio (gris) y el gatillo (rojo) de la unidad de gating se muestran esquemáticamente (A). En la implementación típica de gating (B), un solo disparador se usa para adquirir todos los cortes (líneas verticales; 12 se muestra aquí) en momentos espaciados uniformemente dentro del tiempo de repetición (TR). Si el TR excede el período típico, pueden ocurrir varias rodajas durante una respiración y ser susceptible al movimiento (rojo). En el esquema modificado (C), un subconjunto de las rebanadas se adquieren rápidamente después de que el gatillo (6 muestra aquí) seguido por un retardo, con las otras rebanadas adquiridos después del disparo posterior. Eficazmente, El TR es idéntico entre ambos esquemas reordenando los retrasos en la secuencia. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52390/52390fig3highres.jpg" /> Figura 3:. Posicionamiento rebanada MRI, bandas de saturación, y el movimiento de control Doce cortes axiales se dispusieron en la imagen Scout (A) con la rebanada más anterior situado a una distancia constante desde la intersección del tronco encefálico y el cerebelo. Se añadieron bandas de saturación (B) para eliminar señales no deseadas fuera de la zona de interés. Una imagen sin ponderación de difusión (C) y uno con ponderación de difusión (D) con el esquema de gating encargo empleada muestran claramente la anatomía de la cuerda y está libre de artefactos. Con el esquema no optimizado gating o control del movimiento respiratorio inadecuado, difusión imágenes ponderadas muestran artefactos (E) como una pérdida<html> de la señal en el cable, o múltiples &quot;fantasmas&quot; fuera de la cuerda que el análisis posterior corrupto. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52390/52390fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52390/52390fig4highres.jpg" /> Figura 4:. Representante de difusión imágenes ponderadas Uso de las optimizaciones descritas en el texto, imágenes ponderadas de difusión de alta calidad se obtuvieron con transversal ponderación de difusión aplicada (A) y longitudinal (B) al eje principal de la médula espinal. Diferentes valores b se muestran para cada dirección que proporcionan el mejor contraste entre la sustancia blanca y gris con fines ilustrativos. Para cada dirección o b-valor, los 12 rebanadas fueron adquiridos en aproximadamente 90 segundos.<html> carga / 52390 / 52390fig4large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52390/52390fig5highres.jpg" /> Figura 5:. Invertida proceso de corrección de fase a codificar la columna de la izquierda muestra una sola rebanada fotografiado con la secuencia DWI mencionadas en este (&quot;blip&quot; la imagen) protocolo. La columna central muestra la secuencia adquirió una segunda vez con los &quot;revertir&quot; repuntes en &#39;ON&#39;. Tenga en cuenta cómo las características que aparecen se extendían en la primera imagen aparecen comprimidos en la columna central. La columna derecha muestra las imágenes de difusión ponderada corregidos utilizando Recarga. La fila superior es la no difusión de imagen ponderada, la fila del medio es un ejemplo con ponderación de difusión aplicada en la dirección transversal, y la fila inferior es un ejemplo con ponderación de difusión aplicada en la dirección longitudinal.//www.jove.com/files/ftp_upload/52390/52390fig5large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/52390/52390fig6highres.jpg" /> Figura 6:. Mapas de difusividad y curtosis computarizada La señal normalizada (intensidad de la imagen) se representa gráficamente (A) como una función de ponderación de difusión (b-valor) para la transversal (T) y la dirección longitudinal de codificación (L) de difusión. Mapas de alta calidad (B) de la difusividad (D), la curtosis (K) y la anisotropía (AI) se calculan a partir de la señal en cada voxel y revelan características únicas del tejido de la médula espinal. En concreto, hay una diferencia clara en los parámetros entre la sustancia blanca y gris, así como las diferencias regionales en las regiones de materia blanca. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52390/52390fig6large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí a vi</a>ew una versión más grande de esta figura.

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Diffusion Imaging in the Rat Cervical Spinal Cord

The goal of this protocol is to obtain high-quality diffusion weighted magnetic resonance imaging (DWI) of the rat spinal cord for noninvasive characterization of tissue microstructure. This protocol describes optimizations of the MRI sequence, radiofrequency coil, and analysis methods to enable DWI images free from artifacts.

Imágenes de difusión en la médula espinal de rata Cervical

Magnetic resonance imaging (MRI) is the state of the art approach for assessing the status of the spinal cord noninvasively, and can be used as a ...

diffusion-imaging-in-the-rat-cervical-spinal-cord

Research

JoVE Journal

Neuroscience

11.6K vistas.  Medical College of Wisconsin. The goal of this protocol is to obtain high-quality diffusion weighted magnetic resonance imaging (DWI) of the rat spinal cord for noninvasive characterization of tissue microstructure. This protocol describes optimizations of the MRI sequence, radiofrequency coil, and analysis methods to enable DWI images free from artifacts.

Video: Diffusion Imaging in the Rat Cervical Spinal Cord

In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

In vivo imaging using two-photon microscopy 1 in mice that have been genetically engineered to express fluorescent proteins in specific cell types 2-3 has significantly broadened our knowledge of physiological and pathological processes in numerous tissues in vivo 4-7. In studies of the central nervous system (CNS), there has been a broad application of in vivo imaging in the brain, which has produced a plethora of novel and often unexpected findings about the behavior of cells such as neurons, astrocytes, microglia, under physiological or pathological conditions 8-17. However, mostly technical complications have limited the implementation of in vivo imaging in studies of the living mouse spinal cord. In particular, the anatomical proximity of the spinal cord to the lungs and heart generates significant movement artifact that makes imaging the living spinal cord a challenging task.
We developed a novel method that overcomes the inherent limitations of spinal cord imaging by stabilizing the spinal column, reducing respiratory-induced movements and thereby facilitating the use of two-photon microscopy to image the mouse spinal cord in vivo. This is achieved by combining a customized spinal stabilization device with a method of deep anesthesia, resulting in a significant reduction of respiratory-induced movements. This video protocol shows how to expose a small area of the living spinal cord that can be maintained under stable physiological conditions over extended periods of time by keeping tissue injury and bleeding to a minimum. Representative raw images acquired in vivo detail in high resolution the close relationship between microglia and the vasculature. A timelapse sequence shows the dynamic behavior of microglial processes in the living mouse spinal cord. Moreover, a continuous scan of the same z-frame demonstrates the outstanding stability that this method can achieve to generate stacks of images and/or timelapse movies that do not require image alignment post-acquisition. Finally, we show how this method can be used to revisit and reimage the same area of the spinal cord at later timepoints, allowing for longitudinal studies of ongoing physiological or pathological processes in vivo.

In vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord Using Two-photon Microscopy

A minimally invasive protocol to stabilize the mouse spinal column and perform repetitive in vivo spinal cord imaging using two-photon microscopy is described. This method combines a spinal stabilization device and an anesthetic regimen to minimize respiratory-induced movements and produce raw imaging data that require no alignment or other post-processing.

Imágenes in vivo de la médula espinal de ratón Utilizando microscopía de dos fotones

In vivo imaging using two-photon microscopy 1 in mice that have been genetically engineered to express fluorescent proteins in specific cell types 2-3 has ...

Investigación

Neurociencias

Spinal Cord Transection in the Larval Zebrafish

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability to reinitiate spinal neurogenesis. However, some anamniotes including the zebrafish Danio rerio exhibit both sensory and functional recovery even after complete transection of the spinal cord. The adult zebrafish is an established model organism for studying regeneration following spinal cord injury, with sensory and motor recovery by 6&#160;weeks post-injury. To take advantage of in vivo analysis of the regenerative process available in the transparent larval zebrafish as well as genetic tools not accessible in the adult, we use the larval zebrafish to study regeneration after spinal cord transection. Here we demonstrate a method for reproducibly and verifiably transecting the larval spinal cord. After transection, our data shows sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury (dpi), with the C-bend movement detectable by 3 dpi and resumption of free swimming by 5 dpi. Thus we propose the larval zebrafish as a companion tool to the adult zebrafish for the study of recovery after spinal cord injury.

After spinal transection, adult zebrafish have functional recovery by six weeks post-injury. To take advantage of larval transparency and faster recovery, we present a method for transecting the larval spinal cord. After transection, we observe sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury, and C-bend movement by 3 days post-injury.

La transección de la médula espinal en el pez cebra larval

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

Un procedimiento para el implante Cámara Espinal para Longitudinal<em&gt; En Vivo</em&gt; Imágenes de la médula espinal de ratón

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Two-photon Imaging of Cellular Dynamics in the Mouse Spinal Cord

Two-photon (2P) microscopy is utilized to reveal cellular dynamics and interactions deep within living, intact tissues. Here, we present a method for live-cell imaging in the murine spinal cord. This technique is uniquely suited to analyze neural precursor cell (NPC) dynamics following transplantation into spinal cords undergoing neuroinflammatory demyelinating disorders. NPCs migrate to sites of axonal damage, proliferate, differentiate into oligodendrocytes, and participate in direct remyelination. NPCs are thereby a promising therapeutic treatment to ameliorate chronic demyelinating diseases. Because transplanted NPCs migrate to the damaged areas on the ventral side of the spinal cord, traditional intravital 2P imaging is impossible, and only information on static interactions was previously available using histochemical staining approaches. Although this method was generated to image transplanted NPCs in the ventral spinal cord, it can be applied to numerous studies of transplanted and endogenous cells throughout the entire spinal cord. In this article, we demonstrate the preparation and imaging of a spinal cord with enhanced yellow fluorescent protein-expressing axons and enhanced green fluorescent protein-expressing transplanted NPCs.

A new ex vivo preparation for imaging the mouse spinal cord. This protocol allows for two-photon imaging of live cellular interactions throughout the spinal cord.

De dos fotones de imágenes de Dinámica Celular en la médula espinal de ratón

Two-photon (2P) microscopy is utilized to reveal cellular dynamics and interactions deep within living, intact tissues. Here, we present a method for ...

Imaging Serotonergic Fibers in the Mouse Spinal Cord Using the CLARITY/CUBIC Technique

Long descending fibers to the spinal cord are essential for locomotion, pain perception, and other behaviors. The fiber termination pattern in the spinal cord of the majority of these fiber systems have not been thoroughly investigated in any species. Serotonergic fibers, which project to the spinal cord, have been studied in rats and opossums on histological sections and their functional significance has been deduced based on their fiber termination pattern in the spinal cord. With the development of CLARITY and CUBIC techniques, it is possible to investigate this fiber system and its distribution in the spinal cord, which is likely to reveal previously unknown features of serotonergic supraspinal pathways. Here, we provide a detailed protocol for imaging the serotonergic fibers in the mouse spinal cord using the combined CLARITY and CUBIC techniques. The method involves perfusion of a mouse with a hydrogel solution and clarification of the tissue with a combination of clearing reagents. Spinal cord tissue was cleared in just under two weeks, and the subsequent immunofluorescent staining against serotonin was completed in less than ten days. With a multi-photon fluorescent microscope, the tissue was scanned and a 3D image was reconstructed using Osirix software.

Supraspinal projections are important for pain perception and other behaviors, and serotonergic fibers are one of these fiber systems. The present study focused on the application of the combined CLARITY/CUBIC protocol to the mouse spinal cord in order to investigate the termination of these serotonergic fibers.

Las fibras serotoninérgicos proyección de imagen en la médula espinal de ratón El uso de la claridad / Técnica CÚBICO

Long descending fibers to the spinal cord are essential for locomotion, pain perception, and other behaviors. The fiber termination pattern in the spinal ...

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in adult mammalian animals remains elusive. In this study, we describe an experimental procedure for measuring calcium dynamics through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy. This method enables recordings and quantifications of neural activity in bilateral mouse brain regions one at a time in the same experiment for a prolonged period in vivo. Key aspects of this method, which can be completed within an hour, include minimally invasive surgery procedures for creating dual optical windows, and the use of 2P imaging. Although we only demonstrate the technique in the S1 area, the method can be applied to other regions of the living brain facilitating the elucidation of structural and functional complexities of brain neural networks.

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

We describe an experimental procedure for measuring neuronal activity through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy in vivo.

Imágenes de la actividad neuronal en la corteza somatosensorial primaria usando Thy1-ratones transgénicos GCaMP6s

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in ...

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated digital vaporizer is utilized to achieve a stable plane of anesthesia at a low-flow rate of isoflurane. A single vertebral spine is removed, and a commercially available cover-glass is overlaid on a thin agarose bed. A 3D-printed plastic backplate is then affixed to the adjacent vertebral spines using tissue adhesive and dental cement. A stabilization platform is used to reduce motion artifact from respiration and heartbeat. This rapid and clamp-free method is well-suited for acute multi-photon fluorescence microscopy. Representative data are included for an application of this technique to two-photon microscopy of the spinal cord vasculature in transgenic mice expressing eGFP:Claudin-5 &#8212; a tight junction protein.

This protocol describes implantation of a glass window onto the spinal cord of a mouse to facilitate visualization by intravital microscopy.

Laminectomía e implantación de la ventana de la médula espinal en el ratón

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Diffusion Tensor Magnetic Resonance Imaging in Chronic Spinal Cord Compression

Chronic spinal cord compression is the most common cause of spinal cord impairment in patients with nontraumatic spinal cord damage. Conventional magnetic resonance imaging (MRI) plays an important role in both confirming the diagnosis and evaluating the degree of compression. However, the anatomical detail provided by conventional MRI is not sufficient to accurately estimate neuronal damage and/or assess the possibility of neuronal recovery in chronic spinal cord compression patients. In contrast, diffusion tensor imaging (DTI) can provide quantitative results according to the detection of water molecule diffusion in tissues. In the present study, we develop a methodological framework to illustrate the application of DTI in chronic spinal cord compression disease. DTI fractional anisotropy (FA), apparent diffusion coefficients (ADCs), and eigenvector values are useful for visualizing microstructural pathological changes in the spinal cord. Decreased FA and increases in ADCs and eigenvector values were observed in chronic spinal cord compression patients compared to healthy controls. DTI could help surgeons understand spinal cord injury severity and provide important information regarding prognosis and neural functional recovery. In conclusion, this protocol provides a sensitive, detailed, and noninvasive tool to evaluate spinal cord compression.

Here, we present a protocol for the application of diffusion tensor imaging parameters to evaluate spinal cord compression.

Imagen de resonancia magnética del tensor de difusión en compresión de médula espinal crónica

Chronic spinal cord compression is the most common cause of spinal cord impairment in patients with nontraumatic spinal cord damage. Conventional magnetic ...

Direct Injection of a Lentiviral Vector Highlights Multiple Motor Pathways in the Rat Spinal Cord

Introducing proteins of interest into cells in the nervous system is challenging due to innate biological barriers that limit access to most molecules. Injection directly into spinal cord tissue bypasses these barriers, providing access to cell bodies or synapses where molecules can be incorporated. Combining viral vector technology with this method allows for introduction of target genes into nervous tissue for the purpose of gene therapy or tract tracing. Here a virus engineered for highly efficient retrograde transport (HiRet) is introduced at the synapses of propriospinal interneurons (PNs) to encourage specific transport to neurons in the spinal cord and brainstem nuclei. Targeting PNs takes advantage of the numerous connections they receive from motor pathways such as the rubrospinal and reticulospinal tracts, as well as their interconnection with each other throughout spinal cord segments. Representative tracing using the HiRet vector with constitutively active green fluorescent protein (GFP) shows high fidelity details of cell bodies, axons and dendritic arbors in thoracic PNs and in reticulospinal neurons in the pontine reticular formation. HiRet incorporates well into brainstem pathways and PNs but shows age dependent integration into corticospinal tract neurons. In summary, spinal cord injection using viral vectors is a suitable method for introduction of proteins of interest into neurons of targeted tracts.

This protocol demonstrates injection of a retrogradely transportable viral vector into rat spinal cord tissue. The vector is taken up at the synapse and transported to the cell body of target neurons. This model is suitable for retrograde tracing of important spinal pathways or targeting cells for gene therapy applications.

Inyección directa de un Vector lentivirales destaca múltiples caminos del Motor en la médula espinal de rata

Introducing proteins of interest into cells in the nervous system is challenging due to innate biological barriers that limit access to most molecules. ...

Thoracic Spinal Cord Hemisection Surgery and Open-Field Locomotor Assessment in the Rat

Spinal cord injury (SCI) causes disturbances in motor, sensory, and autonomic function below the level of the lesion. Experimental animal models are valuable tools to understand the neural mechanisms involved in locomotor recovery after SCI and to design therapies for clinical populations. There are several experimental SCI models including contusion, compression, and transection injuries that are used in a wide variety of species. A hemisection involves the unilateral transection of the spinal cord and disrupts all ascending and descending tracts on one side only. Spinal hemisection produces a highly selective and reproducible injury in comparison to contusion or compression techniques that is useful for investigating neural plasticity in spared and damaged pathways associated with functional recovery. We present a detailed step-by-step protocol for performing a thoracic hemisection at the T8 vertebral level in the rat that results in an initial paralysis of the hindlimb on the side of the lesion with graded spontaneous recovery of locomotor function over several weeks. We also provide a locomotor scoring protocol to assess functional recovery in the open-field. The locomotor assessment provides a linear recovery profile and can be performed both early and repeatedly after injury in order to accurately screen animals for appropriate time points in which to conduct more specialized behavioral testing. The hemisection technique presented can be readily adapted to other transection models and species, and the locomotor assessment can be used in a variety of SCI and other injury models to score locomotor function.

The rat thoracic spinal hemisection is a valuable and reproducible model of unilateral spinal cord injury to investigate the neural mechanisms of locomotor recovery and treatment efficacy. This article includes a detailed step-by-step guide to perform the hemisection procedure and to assess locomotor performance in an open-field arena.

Cirugía de hemisección de la médula espinal torácica y evaluación locomotora de campo abierto en la rata

Spinal cord injury (SCI) causes disturbances in motor, sensory, and autonomic function below the level of the lesion. Experimental animal models are ...