DPS acknowledges past and present support in part from grant #2665 and #2934, respectively, from the PVA Research Foundation. PKS is an Alberta Innovates &#8211; Health Solutions Scientist, operating funds were provided by the Leblanc Chair for Spinal Cord Research, University of Calgary.

NOTA: Todos los animales procedimientos se realizaron bajo las directrices establecidas por el Cuidado y Uso de Animales Comité Institucional de la Universidad de Louisville, conforme a las normativas federales. 1. Preparación de Baja Ca 2+ y 2 mM de Ca 2+ líquido cefalorraquídeo artificial (ACSF) perfundidos <ol><li> Preparar 2x bajo Ca 2 + (0,1 mM) Stock tampón C, 2x Ca normales 2+ (2 mM) Stock un tampón, y tampón 2x Stock B como se describe en la Tabla 1. Las soluciones madre individuales permiten la modificación del contenido de iones (por ejemplo, bajo o cero Ca 2+) y puede almacenarse a 4 ° C durante un máximo de un mes. </li><li> Para la perfusión intracardiaca durante la disección, añadir 100 ml de 2x bajo Ca 2+ Stock C y 100 ml de 2x Stock B en una botella de plástico a fin de bajo Ca 2 + 1x LCRa. Mezclar y guardar toda la noche a 4 ° C o hacer fresco. </li><li> Para la perfusión ex vivo de la médula espinal durante imagING, añadir 500 ml de 2x normal de Ca 2+ Stock A y 500 ml de 2x Stock B en una botella de vidrio de 1 L para generar 1x LCRa. Mezclar y almacenar durante la noche a temperatura ambiente o hacer fresco. </li><li> Ajustar el pH de los tampones aCSF a 7,4. Mientras se mantiene el LCRa a temperatura ambiente, colocar el bajo Ca 2 + LCRa en hielo y luego burbuja ambos buffers con gas carbógeno (95% O 2; 5% de CO 2) durante 30 min antes de su uso y continuamente durante la perfusión. </li></ol> 2. Preparación de Ex Vivo cámara de imágenes <ol><li> Envuelva una manta de calefacción (sin apagado automático) alrededor de la botella LCRa y ajustar el fuego a bajo entorno / medio. </li><li> Inserte una línea dedicada de perfusión LCRa en la botella conectado a una bomba de perfusión y calentador en línea que es controlada por una sonda de temperatura controlador de temperatura y la retroalimentación bipolar como se muestra en la Figura 1A. </li><li> Adjunte una etapa de inserción microscopio plana (152 x 102 mm) a la de 2 fotones de excitación / confplatina del microscopio vecinal equipado con un contenedor de derrame. </li><li> Colocar una cámara de perfusión en baño abierto grande (W x L x H; 12 x 24 x 8 mm) en el recipiente de derrame para acomodar y proporcionar un flujo continuo de fresca oxigenada LCRa a la médula espinal ex vivo (véase la Figura 1B para una ex adecuado vivo de imágenes diseño de la cámara). </li><li> Conectar el puerto de salida de metal del calentador en línea a la cámara de formación de imágenes ex vivo usando un tubo apropiado. Coloque una almohadilla absorbente delgada debajo de la cámara de formación de imágenes ex vivo para ayudar a mantener la temperatura del tampón / tejido durante la formación de imágenes. </li><li> Adherir la cámara de formación de imágenes ex vivo a la parte inferior del inserto recipiente derrame / etapa usando extraíble tachuela pegajosa. La maleabilidad de la tachuela pegajosa permitirá que la cámara sea ajustada como sea necesario para asegurar la trayectoria de la luz del objetivo es perpendicular a la superficie del tejido. Si es necesario, utilice un nivel diana para ajustar la cámara. </li><li> Asegure unsonda en-línea de realimentación calentador de temperatura cerca de la cámara de entrada de fluido y un tubo de succión de acero inoxidable conectado a una línea de vacío en la salida de la cámara. Titulares de cinta magnética y micropipeta apropiada son útiles a este respecto. Encienda la fuente de vacío. </li><li> Encienda la bomba de perfusión para comenzar a llenar la cámara de imágenes con LCRa oxigenada. Ajuste la bomba de perfusión de 1,5 a 2 ml por min. </li><li> Controlar el volumen de LCRa en la cámara de formación de imágenes mediante el ajuste de la línea de vacío. Es importante que haya suficiente LCRa en la cámara de formación de imágenes para cubrir el segmento de la médula espinal y permitir suficiente distancia de trabajo entre un objetivo de inmersión de agua y la superficie del tejido. La mielina y axones pueden verse afectadas negativamente si el segmento de tejido no está completamente sumergido en fresco oxigenada LCRa líder artefactos inducidos por el experimentador. </li><li> Ajuste el controlador de temperatura del calentador en línea para que la temperatura perfundido en la cámara de formación de imágenes es a temperatura ambiente. </li></ol> &lt;p class = &quot;jove_title&quot;&gt; 3. Disección de adulto murino cervical de la médula espinal <ol><li> La eutanasia a un adulto 6-10 semanas de edad thy1-YFP ratón transgénico (uso cepa apropiada que tiene la expresión de la proteína fluorescente en las neuronas ganglionares de la raíz dorsal) mediante la inyección de una sobredosis de la anestesia pentobarbital sódico (200 mg / kg) mediante inyección intraperitoneal. </li><li> Una vez bajo el nivel adecuado de anestesia (por ejemplo, ninguna reacción a pizca dedo del pie y pérdida de reflejo de parpadeo), afeitado cuidadosamente la piel que cubre la médula espinal y el cerebro con una maquinilla quirúrgicos. Limpie la piel usando betadine y 70% de etanol almohadillas. </li><li> Rocíe pecho / área del abdomen con etanol al 70%, entonces perfundir el tema transcardially usando refrigeradas, bajo Ca carbógeno-burbujear 2+ LCRa. (Vea la figura 1C para banco de disección sugerido superior configurado). </li><li> Como palidece el hígado, asegure la aguja de perfusión en el corazón con un pequeño clip. Gire el tema para tener acceso al lado dorsal afeitada deel sujeto y limpie la zona afeitada con etanol al 70%. </li><li> Hacer una incisión en la piel dorsal a lo largo de la línea media a partir de la nariz a la cadera utilizando tijeras de disección para exponer el cerebro y la columna vertebral (Figura 2). Asegurar la preparación mediante la colocación de pasadores en la nariz y la cadera. </li><li> Utilizando un microscopio de disección partir de este punto, firmemente cortar a través de la superficie dorsal del cráneo a nivel de los bulbos olfativos. Inserte una de las puntas de las tijeras en los bordes laterales de la incisión y cortar a lo largo de los bordes de la bóveda del cráneo bilateralmente hasta el cerebelo. NOTA: No extirpar completamente la bóveda del cráneo, ya que se necesita después de levantar el tejido que recubre desde la médula espinal a lo largo de la disección (ver Figura 2B). </li><li> Levante la tapa del cráneo para exponer el cerebro. Cortar suavemente los bordes izquierdo y derecho de la médula interparietal (situado en el cerebelo) y tire de él hacia atrás en sentido caudal para exponer el tronco cerebral / de la médula espinal (Figura 2C </strong&gt;). </li><li> Con unas tijeras de punta fina celebradas en un ángulo de 45 ° respecto a la superficie de la mesa y cortar las vértebras bilateralmente justo por debajo de las raíces nerviosas posterior. NOTA: Evite el contacto con las columnas dorsales de color blanco brillante. Estas fibras son las que serán fotografiadas (Figura 2D) y se pueden dañar fácilmente. </li><li> Levante la superficie de casquete y dorsal de la columna vertebral con unas pinzas de punta fina, tirando suavemente el tejido suprayacente en una sola pieza como se hacen cortes para exponer la médula espinal. Continuar para cortar las vértebras a nivel torácico superior para aislar un segmento de 1-2 cm de la médula cervical para la posterior formación de imágenes (Figura 2E). </li><li> Utilice unas tijeras para cortar el paralelo tejido / hueso de la columna vertebral y el tejido transparente debajo de la columna. Hacer estos recortes como nivel posible. Es muy importante que el tejido esté plana en la cámara de modo que el cable es el nivel de formación de imágenes. </li><li> Utilice un bisturí # 11 para seccionar el tronco cerebral (más allá de lala terminación de las fibras fascículo gracile) y en el nivel superior torácica para aislar el segmento de la médula espinal cervical (Ver Figura 2F). Utilice unas tijeras para cortar el tejido / hueso en estos mismos dos puntos. El tejido aislado debe contener 2/3 de la columna vertebral que abarca el tronco cerebral caudal, la ampliación cervical, y la médula espinal torácica superior (Figura 2G). </li><li> Colocar la columna vertebral aislado en una placa Petri de carbógeno-burbujeó, bajo Ca 2 + LCRa refrigerada. Si es necesario, cortar el tejido debajo de la columna vertebral hasta que quede plana en el plato. </li><li> Transferir la columna vertebral aislada a la cámara de formación de imágenes ex vivo y aumentar gradualmente la temperatura perfundido durante 1 hora a 36-37 ° C. Mantener esta temperatura durante la exploración. </li></ol> 4. Colocación de los ex vivo de la médula espinal en la Cámara de Imágenes e mielina Etiquetado con Rojo Nilo <ol><li> Asegurar cuidadosamente la columna vertebral en el icámara maging con una rodaja de ajuste apropiado mantenga presionada modificado con una plataforma de rejilla vertical que consiste en hilos de lycra fina (quitar las hebras medias de rejilla plataforma para dar espacio a la médula espinal; ver Figura 3A). </li><li> Descongelar una alícuota de Rojo Nilo (madre 5 mM en DMSO y 0,22 micras filtrada; pueden almacenarse durante 1 mes a 4 ° C, o 6 meses a -20 ° C en la oscuridad). Justo antes de la adición de Rojo Nilo a la cámara de formación de imágenes, reducir el flujo de la bomba de perfusión y ajustar la línea de vacío para asegurar el fluido en la cámara siempre cubre la médula espinal. </li><li> Añadir 5-10 l solución madre de Rojo Nilo a la cámara de formación de imágenes cerca del extremo caudal de la cuerda (Figura 3B). Utilice una pipeta de 1 ml para mezclar suavemente Rojo Nilo en toda la cámara. Permita Rojo Nilo para permanecer en la cámara durante 1-2 minutos, luego coloque la línea de vacío, retroceder y ajustar la bomba de perfusión de 1,5 a 2 ml por minuto para la perfusión continua de la médula espinal. </li><li> Levante con cuidado la platina del microscopioy alinear el objetivo con el centro del segmento de la médula espinal y medialmente sobre las columnas dorsales hasta que el objetivo de inmersión en agua es de aproximadamente 10 mm de la superficie de la LCRa en la cámara. Utilice el microscopio rueda de enfoque revólver para llevar lentamente el objetivo hasta que toque suavemente la superficie de la LCRa. Utilice una fuente de luz de epifluorescencia para enfocar las columnas dorsales en el campo de visión (Figura 3C). </li></ol> 5. Ex vivo de imágenes de la médula espinal de ratón con TPLSM y la médula espinal inducida por láser Lesiones (Lisci) NOTA: La vena posterior proporciona un marcador útil para centrar el tejido a medida que las fibras fascículo grácil (originados por el cuerpo celular de ganglios de la raíz dorsal y ascienden desde T6 y por debajo a lo largo de la línea media de la médula espinal) en paralelo a este vaso sanguíneo. Los más gruesas YFP + proyecciones de la raíz dorsal cervical también proporcionan un marcador útil como fibras ascienden y descienden lateralmente a la YFibras de PF + fascículo grácil que son más pequeños de diámetro. <ol><li> Una vez que el tejido de la médula espinal está alineado apropiadamente, cambie al modo de escaneo láser para realizar las imágenes de referencia de el fascículo grácil fibras mielinizadas ascendentes. Para excitar tanto YFP y Rojo Nilo, utilizar una fuente de láser de dos fotones sintonizado a 950 nm de longitud de onda (~ 17 mW medida en la salida de un 25X, 1,1 objetivo NA) y dicroicos apropiados (DM) y los filtros de paso de banda para aislar la emisión fluorescente de los fluoróforos (usamos DM560 525/50, 600/60 DM640, y 685/70, para separar YFP, y Rojo Nilo en amarillo-naranja, y canales rojo extendidas, respectivamente). <ol><li> Si más de 3% de los axones muestran esferoides axonales durante la exploración de línea de base (30-60 min), desechar la preparación debido a los artefactos inducidos por el experimentador. </li></ol></li><li> Inducir un aumento Lisci por el campo de visión a 30.3X (para crear una ablación ~ 20 m de diámetro). Tune el láser a 800 nm, y aumentar la potencia del láser a ~ 110 mW ala muestra. Permitir 5 campo completo de exploraciones visión láser para asegurar fibras están completamente seccionados. </li><li> Confirme Lisci cambiando la configuración de láser a los ajustes de imagen (950 nm, 17 mW en la muestra, 2.08X) y escanear el tejido de visualizar la ablación. Compruebe el diámetro de la ablación y que los axones primarios ablación se secciona completamente (véase la figura 3D). Utilice la configuración de lapso de tiempo en el microscopio combinado con captura z para registrar la respuesta dinámica de los axones y mielina a la lesión hasta 10.8 + horas después del daño. NOTA: Si la ablación es incompleta (es decir, la transección incompleta de fibras), desechar la preparación, como la determinación de los mecanismos de lesión primaria y secundaria se confundió. Además, aislados segmentos de la médula espinal se pueden obtener imágenes de hasta 24 horas después de la Lisci con sólo leves daños en los tejidos Lisci-independiente a moderada. </li></ol>

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L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+cellular+imaging+of+entire+cortical+columns+in+awake+mice+using+microprisms.">Chronic cellular imaging of entire cortical columns in awake mice using microprisms.</a> Neuron. 80, 900-913 (2013).</li><li>Nimmerjahn, A., Mukamel, E. A., Schnitzer, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+behavior+activates+Bergmann+glial+networks.">Motor behavior activates Bergmann glial networks.</a> Neuron. 62, 400-412 (2009).</li><li>Tsutsui, S., Stys, P. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metabolic+injury+to+axons+and+myelin.">Metabolic injury to axons and myelin.</a> Exp Neurol. 246, 26-34 (2013).</li><li>Matute, C., Ransom, B. 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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=White+matter+NMDA+receptors:+an+unexpected+new+therapeutic+target.">White matter NMDA receptors: an unexpected new therapeutic target.</a> Trends Pharmacol Sci. 28, 561-566 (2007).</li><li>Baltan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surviving+anoxia:+a+tale+of+two+white+matter+tracts.">Surviving anoxia: a tale of two white matter tracts.</a> Crit Rev Neurobiol. 18, 95-103 (2006).</li><li>Stirling, D. P., Stys, P. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+axonal+injury:+internodal+nanocomplexes+and+calcium+deregulation.">Mechanisms of axonal injury: internodal nanocomplexes and calcium deregulation.</a> Trends Mol Med. 16, 160-170 (2010).</li><li>Wang, H., Fu, Y., Zickmund, P., Shi, R., Cheng, J. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coherent+anti-stokes+Raman+scattering+imaging+of+axonal+myelin+in+live+spinal+tissues.">Coherent anti-stokes Raman scattering imaging of axonal myelin in live spinal tissues.</a> Biophys J. 89, 581-591 (2005).</li><li>Beirowski, B., Nogradi, A., Babetto, E., Garcia-Alias, G., Coleman, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+axonal+spheroid+formation+in+central+nervous+system+Wallerian+degeneration.">Mechanisms of axonal spheroid formation in central nervous system Wallerian degeneration.</a> J Neuropathol Exp Neurol. 69, 455-472 (2010).</li><li>Shi, R., Asano, T., Vining, N. C., Blight, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+membrane+sealing+in+injured+mammalian+spinal+cord+axons.">Control of membrane sealing in injured mammalian spinal cord axons.</a> J Neurophysiol. 84, 1763-1769 (2000).</li><li>Stirling, D. P., Cummins, K., Wayne Chen, ., R, S., Stys, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axoplasmic+reticulum+Ca(2+)+release+causes+secondary+degeneration+of+spinal+axons.">Axoplasmic reticulum Ca(2+) release causes secondary degeneration of spinal axons.</a> Ann Neurol. 75, 220-229 (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Se describe un método de formación de imágenes ex vivo de la médula espinal axones mielinizados (es decir, fascículo gracile) combinado con una lesión de la médula espinal inducida por láser para estudiar la dinámica de la progresión de la degeneración axonal tanto mielinizadas primaria y secundaria con el tiempo. Ex vivo de imágenes de la superficie de la médula espinal supera muchas de las complicaciones asociadas con la formación de imágenes in vivo tales como artefa...

La degeneración de los axones es una causa importante de morbilidad que abarca varias condiciones neurológicas incluyendo neurotrauma, accidente cerebrovascular, enfermedades autoinmunes, y enfermedades neurodegenerativas. A diferencia del sistema nervioso periférico (PNS), el sistema nervioso central (SNC) axones tienen una capacidad limitada para regenerar una vez heridos debido tanto a las barreras intrínsecas y extrínsecas (es decir, moléculas inhibidoras del crecimiento axonal producido durante la formación de la cicatriz y liberado durante la degeneración de mielina) 1 -7. Aunque varias de estas barreras se han explorado ampliamente, las intervenciones terapéuticas dirigidas a prevenir CNS degeneración axonal, promover la regeneración axonal robusta, y restaurar connectively funcional, siguen siendo limitados. Los axones una vez separados de su soma someten a un proceso estereotipada de la degeneración conocida como degeneración walleriana que se caracteriza por hinchazón axonal, la formación de esferoides y eventual fragmentación (revisado en 8). EnPor el contrario, el muñón proximal que permanece en continuidad con el soma de un axón periférico seccionado, forma una hinchazón en su extremo, muere de nuevo al nodo más cercano de Ranvier y, a continuación puede iniciar la formación del cono de crecimiento, un requisito previo vital necesaria para la regeneración axonal subsiguiente 9-11. En contraste, las terminaciones axonales proximales de muchos axones centrales forman &quot;endbulbs&quot; característicos o bombillas de retracción, no se forman conos de crecimiento, y en lugar de retraer lejos del sitio de la lesión donde permanecen durante meses después de la lesión 12-15. Además de la lesión axonal primaria, daño axonal / pérdida adicional también puede ocurrir a los axones que se salvaron en gran parte de la lesión inicial. Esta pérdida axonal retraso de los axones librado inicialmente se denomina degeneración axonal como secundario. Esta respuesta inherente de los axones del SNC a una lesión hace que la regeneración axonal funcional un objetivo aún más difícil de lograr en el cerebro y la médula espinal. Aunque hallmarks de lesión axonal (por ejemplo, la formación de esferoides, bombillas de retracción) han sido bien caracterizados a partir de modelos experimentales de la degeneración axonal tejido post-mortem y, elucidación de los mecanismos moleculares que subyacen a estos procesos dinámicos ha sido restringido. La mayoría de estos estudios se basó en observaciones de punto final estáticas que intrínsecamente no lograron capturar respuestas axonal individuales en el tiempo. Aunque aplicadas exógenamente trazadores axonal han sido útiles para dilucidar las respuestas axonal de secciones estáticas y durante imágenes en vivo, la disponibilidad de marcadores axonal codificados genéticamente ha mejorado en gran medida nuestra capacidad de visualizar los axones en tiempo real, utilizando microscopía de fluorescencia. De hecho, un informe seminal de Kerschensteiner y colegas proporcionan primera evidencia directa de la degeneración axonal y la regeneración in vivo utilizando ratones Thy1 GFP-S que codifican la proteína fluorescente verde en subconjuntos de neuronas que envían sus proyecciones en las columnas dorsales de la médulacable de 16. Imágenes en vivo enfoques utilizando dos fotones microscopía de barrido láser (TPLSM) y genéticas etiquetado proteína fluorescente de células de interés continúa proporcionando evidencia directa y visión mecanicista en muchos diversos procesos dinámicos tales como la degeneración axonal, Ca 2 + señalización, la regeneración axonal, la fisiología de los astrocitos, fisiología microglial, y la respuesta a la lesión 17-25. A diferencia de los axones, se sabe muy poco de las respuestas a la lesión de la mielina en tiempo real. La mielina es un componente vital de la sustancia blanca producida y mantenida por los oligodendrocitos en las células del sistema nervioso central y de Schwann en el SNP. La mielina aísla 99% de la superficie de los axones y de esta manera proporciona una alta resistencia, la cubierta protectora de baja capacitancia que soporta rápida y eficaz la propagación del impulso saltatoria, revisado recientemente por Buttimore et al., 26. Para capturar la respuesta dinámica de la mielina a las lesiones usamos la solvatocrómico, lipófilocolorante fluorescente Nilo 27 Red. Las propiedades solvatocrómico de este colorante vital permiten desplazamientos espectrales de su espectro de emisión que es dependiente del entorno físico-químico 28,29. Estas propiedades son útiles para comprender mejor los mecanismos de lesión axomyelinic y pueden ser visualizados usando dicroicas adecuadamente seleccionados y filtros de emisión o resolverse mediante microscopía espectral 27. Por ejemplo, el espectro de emisión del Rojo Nilo es desplazada al azul en entornos menos polares, ricas en lípidos tales como los encontrados en los adipocitos y la mielina del SNC normal (pico de emisión ~ 580-590 nm) 27. En contraste, los picos del espectro de emisión de este colorante vital en ~ 625 nm en endbulbs formados como axones sufren muerte regresiva axonal 27. Aunque los mecanismos exactos que subyacen a estos desplazamientos espectrales específicamente en endbulbs frente a la mielina normal, siguen sin estar claros, tales cambios espectrales pueden revelar alteraciones subyacentes en la acumulación de proteínas o desorganización que lleva ala exposición de sitios de unión hidrófobos 27. Mientras imágenes in vivo es la métrica final para la observación de la dinámica de la médula espinal de lesión axonal en su entorno nativo, es técnicamente difícil y requiere experiencia quirúrgica considerable y, a menudo repetir cirugías para exponer la columna dorsal que puede introducir artefactos experimentales (por ejemplo, la inflamación y la cicatriz formación). Además, un equipo costoso es a menudo necesaria para permitir la suspensión y posicionamiento de un animal intacto bajo la lente del objetivo de microscopio. Los animales deben ser supervisados ​​cuidadosamente, así como asegurar que se mantienen cálidas, para garantizar los líquidos se reponen, y para garantizar que no haya signos de hipoxia debido a las sesiones de formación de imágenes anestesiados prolongados. Esto último es muy importante como axones y mielina absolutamente requieren perfusión constante y los niveles de oxígeno adecuados para seguir siendo viable. Sin embargo, esto a menudo no se informó ni controlado en la mayoría de los estudios in vivo afecha. Además, los artefactos de movimiento debido a la frecuencia cardíaca y la respiración (isoflurano anestesiados ratón adulto: ~ 300 a 450 latidos por minuto (BPM) es óptima para mantener la saturación de oxígeno 97 a 98% (normal tasa de ~ 632 BPM) y ~ 55-65 respiraciones por minuto (tarifa normal es de ~ 163 respiraciones por minuto), respectivamente)) 30 encontrados durante in vivo de la médula espinal make imágenes diferenciar respuestas lesión axonal primaria y secundaria mediante microscopía de fluorescencia de alta resolución desafiante ya que incluso los más rápidos escaneos láser inevitablemente están sujetos a estos movimientos artefactos. Los avances en los escáneres de resonancia ultrarrápidos combinados con un vertebral rígida ventana enmarcada implantable puede permitir imágenes de la médula espinal murino en animales despiertos, pero los tiempos de exploración más rápido reducen inevitablemente la relación señal a ruido de calidad de imagen degradante. Otras mejoras en las técnicas de imagen de la médula espinal se utilizan en la actualidad para las imágenes cerebrales pueden superar muchos de estos obstáculos y limitar posibles confusiones introducidas por inala perfusión tisular dequate, por ejemplo, 31-33. Mucho de lo que se conoce sobre blanco fisiología y mecanismos de la lesión de la sustancia blanca cuestión se ha determinado utilizando in vitro o preparados ex vivo de la sustancia blanca del nervio óptico, el nervio periférico, y tiras de la médula espinal de la sustancia blanca 34-41. Estas preparaciones continúan avanzar en el conocimiento de los mecanismos de lesión de la sustancia blanca, ya que permiten cambios en los factores ambientales, la aplicación controlada de fármacos y reactivos, evaluaciones funcionales utilizando electrofisiología, y observaciones de microscopía de fluorescencia directa de los axones y mielina en el tejido vivo controlados. Sin embargo, algunos de los enfoques anteriores para observar los axones de las tiras de la columna dorsal de la médula espinal o las tiras de materia blanca ventral inevitablemente dañar los axones superficiales durante la etapa de eliminación que pueden influir en la respuesta de los axones de cerca opuestos. Para sacar provecho de las manipulaciones experimentales anteriores y evitar daños en el cincofibras ry bajo investigación, utilizamos un modelo de la médula espinal cervical ex vivo, ya que evita el contacto directo de la cara dorsal de la médula. Por lo tanto, la arquitectura de la piamadre y axones columna dorsal superficial adyacentes permanecen viables e imperturbable durante el aislamiento. Aquí se describe un enfoque relativamente simple que permite la visualización directa de los axones mielinizados centrales para que puedan responder dinámicamente a una lesión focal en tiempo real hasta 8 - 10+ horas después del daño. El modelo de lesión medular inducida por láser (Lisci) permite la diferenciación entre los mecanismos de lesión axonal primaria y secundaria como el (lugar de ablación) lesión primaria permanece espacialmente limitadas en el tiempo. La cámara de imágenes en baño abierto es accesible para la intervención terapéutica, la entrega de reactivos y manipulaciones ambientales. Agentes protectores axomyelinic putativos pueden ser evaluados rápidamente en tiempo real por observaciones directas frente a experimentos largos y costosos que implican proceso de tejidoing, seccionamiento, inmunotinción, captura de imágenes, y el análisis y por lo tanto proporciona un modelo sustituto útil para evaluar las respuestas agudas y manipulaciones de protección antes de probar los agentes experimentales en animales vivos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="968">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">Material/ Equipment</td>
			<td style="width:139px;">Company</td>
			<td style="width:113px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:341px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Large bath chamber with slice supports</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>RC-27L</td>
			<td>For ex vivo imaging chamber</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Standard Slice Supports</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>SS-3</td>
			<td>For ex vivo imaging chamber</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Plastic Slice hold-down for RC-27L and RC-29 chambers</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>SHD-27LP/10</td>
			<td>For ex vivo imaging chamber</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">Suction Tube, Series 20 Classic Design, left handed</td>
			<td style="width:139px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:113px;">ST-1L</td>
			<td>For ex vivo imaging chamber</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Solution In-line heater/cooler</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>SC-20</td>
			<td>To regulate perfusate temperature during imaging</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">Bipolar temperature controller</td>
			<td style="width:139px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:113px;">CL-100</td>
			<td>To regulate perfusate temperature during imaging</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">Liquid Cooling System</td>
			<td style="width:139px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:113px;">LCS-1</td>
			<td>To regulate perfusate temperature during imaging</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">Cable assembly for heater controllers</td>
			<td style="width:139px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:113px;">CC-28</td>
			<td>To regulate perfusate temperature during imaging</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">Replacement bead thermisitor for CC-28 cable</td>
			<td style="width:139px;">Warner Instruments</td>
			<td style="width:113px;">TS-70B</td>
			<td>To regulate perfusate temperature during imaging</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">Magnetic holder with suction tubing</td>
			<td style="width:139px;">Bioscience Tools</td>
			<td style="width:113px;">MTH-S</td>
			<td>To hold the stainless steel vacuum suction tubing&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">Adjustable holder</td>
			<td style="width:139px;">Bioscience Tools</td>
			<td style="width:113px;">MTH</td>
			<td>To hold the temperature probe</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">clear silicone sealant</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For ex vivo imaging chamber</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">superglue</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For ex vivo imaging chamber</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">thin plexiglass strips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For ex vivo imaging chamber</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:376px;">nile red</td>
			<td style="width:139px;">Life Technologies</td>
			<td>N-1142</td>
			<td>For labeling myelin</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

an ex vivo laser-induced spinal cord injury model to assess mechanisms of axonal degeneration in real-time

Axones lesionados del SNC no se regeneran y, a menudo retraer lejos del sitio de la lesión. Los axones se salvaron de la lesión inicial más tarde pueden sufrir degeneración axonal secundaria. La falta de formación del cono de crecimiento, la regeneración, y la pérdida de proyecciones axonales mielinizadas adicionales dentro de la médula espinal limita en gran medida la recuperación neurológica después de una lesión. Para evaluar la forma en el centro de axones mielinizados de la médula espinal responden a las lesiones, hemos desarrollado un modelo ex vivo vivir médula espinal utilizando ratones transgénicos que expresan la proteína amarilla fluorescente en los axones y una focal y lesión medular inducida por láser altamente reproducible para documentar el destino de axones y mielina (colorante fluorescente lipofílica Rojo Nilo) con el tiempo utilizando excitación de dos fotones time-lapse microscopía. Los procesos dinámicos tales como lesión aguda axonal, la retracción axonal, y la degeneración de la mielina están mejor estudiados en tiempo real. Sin embargo, la naturaleza no focal de las lesiones a base de contusión y artefactos de movimiento encontródurante in vivo de la médula espinal make imágenes diferenciar respuestas lesión axonal primaria y secundaria utilizando microscopía de alta resolución desafiante. El modelo ex vivo de la médula espinal aquí descrita replica varios aspectos de la contusión / patologías axonal clínicamente relevantes inducida por compresión, incluyendo inflamación axonal, la formación de esferoides, transección axonal, y peri-axonal hinchazón proporcionando un modelo útil para estudiar estos procesos dinámicos en tiempo real. Las principales ventajas de este modelo son una excelente resolución espacial y temporal que permite la diferenciación entre el insulto primaria que lesiona directamente los axones y los mecanismos de lesión secundaria; infusión controlada de reactivos directamente al baño perfundido el cable; alteraciones precisas del medio ambiente (por ejemplo, calcio, iones de sodio, los contribuyentes que se sabe que la lesión axonal, pero casi imposible de manipular en vivo); y modelos murinos también ofrecen una ventaja, ya que proporcionan la oportunidad de visualizar ymanipular las poblaciones de células identificadas genéticamente y estructuras subcelulares. A continuación, describimos cómo aislar e imagen viviente de la médula espinal de los ratones para capturar la dinámica de lesión axonal aguda.

Los detalles de un laboratorio adecuado establecido necesario para aislar, mantener la viabilidad, y la imagen de la médula espinal ex vivo se muestran en la Figura 1. El microscopio debe estar equipado con un láser sintonizable de impulsos de femtosegundo, dicroics apropiados y filtros de emisión, y un agua sumergiendo lente objetivo con una apertura numérica (≥1.0). Para asegurar la viabilidad de la médula espinal durante la disección, el procedimiento se debe realizar en la presencia...

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An Ex Vivo Laser-induced Spinal Cord Injury Model to Assess Mechanisms of Axonal Degeneration in Real-time

We present a protocol utilizing two-photon excitation time-lapse microscopy to simultaneously visualize the dynamics of axon and myelin injuries in real time. This proposed protocol permits studies of both intrinsic and extrinsic factors which can influence central myelinated axon fate after injury and contribute to permanent clinical disability.

Una<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Médula espinal inducida por láser Lesiones modelo para evaluar los mecanismos de degeneración axonal en tiempo real

Injured CNS axons fail to regenerate and often retract away from the injury site. Axons spared from the initial injury may later undergo secondary axonal ...

an-ex-vivo-laser-induced-spinal-cord-injury-model-to-assess

Research

JoVE Journal

Neuroscience

An Ex Vivo Laser-induced Spinal Cord Injury Model to Assess Mechanisms of Axonal Degeneration in Real-time

10.8K vistas.  University of Louisville. We present a protocol utilizing two-photon excitation time-lapse microscopy to simultaneously visualize the dynamics of axon and myelin injuries in real time. This proposed protocol permits studies of both intrinsic and extrinsic factors which can influence central myelinated axon fate after injury and contribute to permanent clinical disability. 

Video: An Ex Vivo Laser-induced Spinal Cord Injury Model to Assess Mechanisms of Axonal Degeneration in Real-time

Lateral Fluid Percussion: Model of Traumatic Brain Injury in Mice

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and mortality. Based on the nature of primary injury following TBI, complex and heterogeneous secondary consequences result, which are followed by regenerative processes 1,2. Primary injury can be induced by a direct contusion to the brain from skull fracture or from shearing and stretching of tissue causing displacement of brain due to movement 3,4. The resulting hematomas and lacerations cause a vascular response 3,5, and the morphological and functional damage of the white matter leads to diffuse axonal injury 6-8. Additional secondary changes commonly seen in the brain are edema and increased intracranial pressure 9. Following TBI there are microscopic alterations in biochemical and physiological pathways involving the release of excitotoxic neurotransmitters, immune mediators and oxygen radicals 10-12, which ultimately result in long-term neurological disabilities 13,14. Thus choosing appropriate animal models of TBI that present similar cellular and molecular events in human and rodent TBI is critical for studying the mechanisms underlying injury and repair.
Various experimental models of TBI have been developed to reproduce aspects of TBI observed in humans, among them three specific models are widely adapted for rodents: fluid percussion, cortical impact and weight drop/impact acceleration 1. The fluid percussion device produces an injury through a craniectomy by applying a brief fluid pressure pulse on to the intact dura. The pulse is created by a pendulum striking the piston of a reservoir of fluid. The percussion produces brief displacement and deformation of neural tissue 1,15. Conversely, cortical impact injury delivers mechanical energy to the intact dura via a rigid impactor under pneumatic pressure 16,17. The weight drop/impact model is characterized by the fall of a rod with a specific mass on the closed skull 18. Among the TBI models, LFP is the most established and commonly used model to evaluate mixed focal and diffuse brain injury 19. It is reproducible and is standardized to allow for the manipulation of injury parameters. LFP recapitulates injuries observed in humans, thus rendering it clinically relevant, and allows for exploration of novel therapeutics for clinical translation 20.
We describe the detailed protocol to perform LFP procedure in mice. The injury inflicted is mild to moderate, with brain regions such as cortex, hippocampus and corpus callosum being most vulnerable. Hippocampal and motor learning tasks are explored following LFP.

Lateral fluid percussion (LFP), an established model of traumatic brain injury in mice, is demonstrated. LFP fulfills three major criteria for animal models: validity, reliability and clinical relevance. The procedure, consisting of surgical craniotomy, fixation of hub followed by induction of injury, resulting in focal and diffuse injuries, is described.

Percusión fluido lateral: Modelo de Lesión Cerebral Traumática en ratones

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and ...

Investigación

Neurociencias

DiI-Labeling of DRG Neurons to Study Axonal Branching in a Whole Mount Preparation of Mouse Embryonic Spinal Cord

Here we present a technique to label the trajectories of small groups of DRG neurons into the embryonic spinal cord by diffusive staining using the lipophilic tracer 1,1'-dioctadecyl-3,3,3',3'-tetramethylindocarbocyanine perchlorate (DiI)1. The comparison of axonal pathways of wild-type with those of mouse lines in which genes are mutated allows testing for a functional role of candidate proteins in the control of axonal branching which is an essential mechanism in the wiring of the nervous system. Axonal branching enables an individual neuron to connect with multiple targets, thereby providing the physical basis for the parallel processing of information. Ramifications at intermediate target regions of axonal growth may be distinguished from terminal arborization. Furthermore, different modes of axonal branch formation may be classified depending on whether branching results from the activities of the growth cone (splitting or delayed branching) or from the budding of collaterals from the axon shaft in a process called interstitial branching2 (Fig. 1).
The central projections of neurons from the DRG offer a useful experimental system to study both types of axonal branching: when their afferent axons reach the dorsal root entry zone (DREZ) of the spinal cord between embryonic days 10 to 13 (E10 - E13) they display a stereotyped pattern of T- or Y-shaped bifurcation. The two resulting daughter axons then proceed in rostral or caudal directions, respectively, at the dorsolateral margin of the cord and only after a waiting period collaterals sprout from these stem axons to penetrate the gray matter (interstitial branching) and project to relay neurons in specific laminae of the spinal cord where they further arborize (terminal branching)3. DiI tracings have revealed growth cones at the dorsal root entry zone of the spinal cord that appeared to be in the process of splitting suggesting that bifurcation is caused by splitting of the growth cone itself4 (Fig. 2), however, other options have been discussed as well5.
This video demonstrates first how to dissect the spinal cord of E12.5 mice leaving the DRG attached. Following fixation of the specimen tiny amounts of DiI are applied to DRG using glass needles pulled from capillary tubes. After an incubation step, the labeled spinal cord is mounted as an inverted open-book preparation to analyze individual axons using fluorescence microscopy.

The stereotyped projections of sensory afferents into the rodent spinal cord offer an easily accessible experimental system to study axonal branching through the tracing of single axons.

DII-etiquetado de las neuronas DRG para el Estudio de ramificación axonal en una preparación Todo el montaje del cable del ratón embrionario espinal

Here we  present a technique to label the trajectories of small groups of DRG neurons  into the embryonic spinal cord by diffusive staining using the ...

Real-time Imaging of Axonal Transport of Quantum Dot-labeled BDNF in Primary Neurons

BDNF plays an important role in several facets of neuronal survival, differentiation, and function. Structural and functional deficits in axons are increasingly viewed as an early feature of neurodegenerative diseases, including Alzheimer&#8217;s disease (AD) and Huntington&#8217;s disease (HD). As yet unclear is the mechanism(s) by which axonal injury is induced. We reported the development of a novel technique to produce biologically active, monobiotinylated BDNF (mBtBDNF) that can be used to trace axonal transport of BDNF. Quantum dot-labeled BDNF (QD-BDNF) was produced by conjugating quantum dot 655 to mBtBDNF. A microfluidic device was used to isolate axons from neuron cell bodies. Addition of QD-BDNF to the axonal compartment allowed live imaging of BDNF transport in axons. We demonstrated that QD-BDNF moved essentially exclusively retrogradely, with very few pauses, at a moving velocity of around 1.06 &#956;m/sec. This system can be used to investigate mechanisms of disrupted axonal function in AD or HD, as well as other degenerative disorders.

Axonal transport of BDNF, a neurotrophic factor, is critical for the survival and function of several neuronal populations. Some degenerative disorders are marked by disruption of axonal structure and function. We demonstrated the techniques used to examine live trafficking of QD-BDNF in microfluidic chambers using primary neurons.

Imágenes en tiempo real de Axonal Transporte de Quantum Dot-etiquetado BDNF en las neuronas primarias

BDNF plays an important role in several facets of neuronal survival, differentiation, and function. Structural and functional deficits in axons are ...

M&#252;ller Glia Cell Activation in a Laser-induced Retinal Degeneration and Regeneration Model in Zebrafish

A fascinating difference between teleost and mammals is the lifelong potential of the teleost retina for retinal neurogenesis and regeneration after severe damage. Investigating the regeneration pathways in zebrafish might bring new insights to develop innovative strategies for the treatment of retinal degenerative diseases in mammals. Herein, we focused on the induction of a focal lesion to the outer retina in adult zebrafish by means of a 532 nm diode laser. A localized injury allows investigating biological processes that take place during retinal degeneration and regeneration directly at the area of damage. Using non-invasive optical coherence tomography (OCT), we were able to define the location of the damaged area and monitor subsequent regeneration in vivo. Indeed, OCT imaging produces high-resolution, cross-sectional images of the zebrafish retina, providing information which was previously only available with histological analyses. In order to confirm the data from real-time OCT, histological sections were performed and regenerative response after the induction of the retinal injury was investigated by immunohistochemistry.

M&amp;#252;ller Glia Cell Activation in a Laser-induced Retinal Degeneration and Regeneration Model in Zebrafish

The zebrafish is a popular animal model to study mechanisms of retinal degeneration/regeneration in vertebrates. This protocol describes a method to induce localized injury disrupting the outer retina with minimal damage to the inner retina. Subsequently, we monitor in vivo the retinal morphology and the M&#252;ller glia response throughout retinal regeneration.

Activación de la célula de Müller glía en un modelo de regeneración en el pez cebra y degeneración retiniana inducida por láser

A fascinating difference between teleost and mammals is the lifelong potential of the teleost retina for retinal neurogenesis and regeneration after ...

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in adult mammalian animals remains elusive. In this study, we describe an experimental procedure for measuring calcium dynamics through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy. This method enables recordings and quantifications of neural activity in bilateral mouse brain regions one at a time in the same experiment for a prolonged period in vivo. Key aspects of this method, which can be completed within an hour, include minimally invasive surgery procedures for creating dual optical windows, and the use of 2P imaging. Although we only demonstrate the technique in the S1 area, the method can be applied to other regions of the living brain facilitating the elucidation of structural and functional complexities of brain neural networks.

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

We describe an experimental procedure for measuring neuronal activity through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy in vivo.

Imágenes de la actividad neuronal en la corteza somatosensorial primaria usando Thy1-ratones transgénicos GCaMP6s

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in ...

An In Vivo Duo-color Method for Imaging Vascular Dynamics Following Contusive Spinal Cord Injury

Spinal cord injury (SCI) causes significant vascular disruption at the site of injury. Vascular pathology occurs immediately after SCI and continues throughout the acute injury phase. In fact, endothelial cells appear to be the first to die after a contusive SCI. The early vascular events, including increased permeability of the blood-spinal cord barrier (BSCB), induce vasogenic edema and contribute to detrimental secondary injury events caused by complex injury mechanisms. Targeting the vascular disruption, therefore, could be a key strategy to reduce secondary injury cascades that contribute to histological and functional impairments after SCI. Previous studies were mostly performed on postmortem samples and were unable to capture the dynamic changes of the vascular network. In this study, we have developed an in vivo duo-color two-photon imaging method to monitor acute vascular dynamic changes following contusive SCI. This approach allows detecting blood flow, vessel diameter, and other vascular pathologies at various sites of the same rat pre- and post-injury. Overall, this method provides an excellent venue for investigating vascular dynamics.

An In Vivo Duo-color Method for Imaging Vascular Dynamics Following Contusive Spinal Cord Injury

We introduce an in vivo imaging method using two different fluorescent dyes to track dynamic spinal vascular changes following a contusive spinal cord injury in adult Sprague-Dawley rats.

Un en Vivo Dúo color método de proyección de imagen dinámica Vascular tras lesión medular contundente

Spinal cord injury (SCI) causes significant vascular disruption at the site of injury. Vascular pathology occurs immediately after SCI and continues ...

A Neurosphere Assay to Evaluate Endogenous Neural Stem Cell Activation in a Mouse Model of Minimal Spinal Cord Injury

Neural stem cells (NSCs) in the adult mammalian spinal cord are a relatively mitotically quiescent population of periventricular cells that can be studied in vitro using the neurosphere assay. This colony-forming assay is a powerful tool to study the response of NSCs to exogenous factors in a dish; however, this can also be used to study the effect of in vivo manipulations with the proper understanding of the strengths and limitations of the assay. One manipulation of the clinical interest is the effect of injury on endogenous NSC activation. Current models of spinal cord injury provide a challenge to study this as the severity of common contusion, compression, and transection models cause the destruction of the NSC niche at the site of the injury where the stem cells reside. Here, we describe a minimal injury model that causes localized damage at the superficial dorsolateral surface of the lower thoracic level (T7/8) of the adult mouse spinal cord. This injury model spares the central canal at the level of injury and permits analysis of the NSCs that reside at the level of the lesion at various time points following injury. Here, we show how the neurosphere assay can be utilized to study the activation of the two distinct, lineally-related, populations of NSCs that reside in the spinal cord periventricular region - primitive and definitive NSCs (pNSCs and dNSCs, respectively). We demonstrate how to isolate and culture these NSCs from the periventricular region at the level of injury and the white matter injury site. Our post-surgical spinal cord dissections show increased numbers of pNSC and dNSC-derived neurospheres from the periventricular region of injured cords compared to controls, speaking to their activation via injury. Furthermore, following injury, dNSC-derived neurospheres can be isolated from the injury site &#8212; demonstrating the ability of NSCs to migrate from their periventricular niche to sites of injury.

Here, we demonstrate the performance of a minimal spinal cord injury model in an adult mouse that spares the central canal niche housing endogenous neural stem cells (NSCs). We show how the neurosphere assay can be used to quantify activation and migration of definitive and primitive NSCs following injury.

Un ensayo desarrolló para evaluar la activación de células neuronales endógenos en un modelo murino de lesión medular mínima

Neural stem cells (NSCs) in the adult mammalian spinal cord are a relatively mitotically quiescent population of periventricular cells that can be studied ...

Activity-based Training on a Treadmill with Spinal Cord Injured Wistar Rats

Spinal cord injury (SCI) results in lasting deficits that include both mobility and a multitude of autonomic-related dysfunctions. Locomotor training (LT) on a treadmill is widely used as a rehabilitation tool in the SCI population with many benefits and improvements to daily life. We utilize this method of activity-based task-specific training (ABT) in rodents after SCI to both elucidate the mechanisms behind such improvements and to enhance and improve upon existing clinical rehabilitation protocols. Our current goal is to determine the mechanisms underlying ABT-induced improvements in urinary, bowel, and sexual function in SCI rats after a moderate to severe level of contusion. After securing each individual animal in a custom-made adjustable vest, they are secured to a versatile body weight support mechanism, lowered to a modified three-lane treadmill and assisted in step-training for 58 minutes, once a day for 10 weeks. This setup allows for the training of both quadrupedal and forelimb-only animals, alongside two different non-trained groups. Quadrupedal-trained animals with body weight support are aided by a technician present to assist in stepping with proper hind limb placement as necessary, while forelimb-only trained animals are raised at the caudal end to ensure no hind limb contact with the treadmill and no weight-bearing. One non-trained SCI group of animals is placed in a harness and rests next to the treadmill, while the other control SCI group remains in its home cage in the training room nearby. This paradigm allows for the training of multiple SCI animals at once, thus making it more time-efficient in addition to ensuring that our pre-clinical animal model mimics the clinical representation as close as possible, particularly with respect to the body weight support with manual assistance.

This protocol demonstrates our model of activity-based locomotor treadmill training for rats with spinal cord injury (SCI). Included is both quadrupedal and forelimb-only groups, in addition to two distinct types of non-trained control groups. Investigators are able to assess training effects on SCI rats using this protocol.

Formación basada en una cinta rodante con la médula espinal lesionado ratas Wistar

Spinal cord injury (SCI) results in lasting deficits that include both mobility and a multitude of autonomic-related dysfunctions. Locomotor training (LT) ...

Intra-Arterial Delivery of Neural Stem Cells to the Rat and Mouse Brain: Application to Cerebral Ischemia

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to intracranial delivery, intra-arterial administration of NSCs is less invasive and produces a more diffuse distribution of NSCs within the brain parenchyma. Further, intra-arterial delivery allows the first-pass effect in the brain circulation, lessening the potential for trapping of cells in peripheral organs, such as liver and spleen, a complication associated with peripheral injections. Here, we detail the methodology, in both mice and rats, for delivery of NSCs through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) to the ipsilateral hemisphere after an ischemic stroke. Using GFP-labeled NSCs, we illustrate the widespread distribution achieved throughout the rodent ipsilateral hemisphere at 1 d, 1 week and 4 weeks after postischemic delivery, with a higher density in or near the ischemic injury site. In addition to long-term survival, we show evidence of differentiation of GFP-labeled cells at 4 weeks. The intra-arterial delivery approach described here for NSCs can also be used for administration of therapeutic compounds, and thus has broad applicability to varied CNS injury and disease models across multiple species.

A method for delivering neural stem cells, adaptable for injecting solutions or suspensions, through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) after ischemic stroke is reported. Injected cells are distributed broadly throughout the brain parenchyma and can be detected up to 30 d after delivery.

Entrega intra-arterial de células madre neuronales a la rata y el cerebro del ratón: aplicación a la isquemia cerebral

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to ...

Induction of Complete Transection-Type Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, such as cell transplantation methods, are being researched to overcome the debilitating disabilities arising from SCI. Most pre-clinical animal trials are conducted in rodent models of SCI. While rat models of SCI have been widely used, mouse models have received less attention, even though mouse models can have significant advantages over rat models. The small size of mice equates to lower animal maintenance costs than for rats, and the availability of numerous transgenic mouse models is advantageous for many types of studies. Inducing repeatable and precise injury in the animals is the primary challenge for SCI research, which in small rodents requires high-precision surgery. The transection-type injury model has been a commonly used injury model over the last decade for transplantation-based therapeutic research, however a standardized method for inducing a complete transection-type injury in mice does not exist. We have developed a surgical protocol for inducing a complete transection type injury in C57BL/6 mice at thoracic vertebral level 10 (T10). The procedure uses a small tip drill instead of rongeurs to precisely remove the lamina, after which a thin blade with rounded cutting edge is used to induce the spinal cord transection. This method leads to reproducible transection-type injury in small rodents with minimal collateral muscle and bone damage and therefore minimizes confounding factors, specifically where behavioral functional outcomes are analyzed.

This protocol describes how to create a precise laminectomy for induction of stable transection-type spinal cord injury in the mouse model, with minimal collateral damage for spinal cord injury research.

Inducción de lesiones completas de la médula espinal de tipo transección en ratones

Spinal cord injury (SCI) largely leads to irreversible and permanent loss of function, most commonly as a result of trauma. Several treatment options, ...