Support for this work was provided by the Bill and Melinda Gates Foundation Grand Challenges in Global Health: Develop Technologies That Allow Assessment of Multiple Conditions and Pathogens at Point-of-Care. K.M.D. was supported by an NSF Graduate Research Fellowship (2012095464).

1. Síntesis de Iridium (III) Complex <ol><li> Pesar 53,6 mg (50 mmol) de [Ir (ppy) 2 -Cl] 2 y disolver en 5 ml de cloruro de metileno. Añadir esta solución a un matraz Erlenmeyer de 50 ml equipado con una barra agitadora. </li><li> Pesar 26,2 mg (100 mol) de AgOTf y disolver en 5 ml de metanol. </li><li> Añadir la AgOTf disuelto a la [Ir (ppy) 2 -Cl] 2 solución y se agita durante 1 hr. Nota: Un color crema lechada debe resultar. </li><li> Después de 1 hora, filtrar la suspensión a través de gel de sílice en un vial dram 25 x 95 mm y se evapora el disolvente restante usando un evaporador rotatorio (5-10 min). </li><li> Una vez que la mayor parte del disolvente se elimina, compruebe que un residuo aceitoso amarillo permanece en el vial. A este residuo, añadir 1 ml de metanol para volver a disolver el producto y se liofiliza 1-2 días para dar el producto sólido de color amarillo. </li><li> Caracterizar el Ir (ppa) 2 (H 2 O) 2 + producto (Ir1) por H &lt;sup&gt; 1 RMN (en CDCl3), ESI y UV-Vis como se ha descrito previamente. 23 </li></ol> 2. Interacciones de Ir1 con Varios Aminoácidos <ol><li> Preparar una solución 2 mM de Ir1 en metanol (MW 537.10 g / mol). Vortex para asegurar la disolución completa del sólido. </li><li> Preparar 100 M soluciones de los siguientes aminoácidos y biomoléculas en solución salina tamponada con HEPES (HEPES HBS, 100, NaCl 137 mM, pH 7,4) Ala, Asp, Cys, His, Ile, Lys, Ser, Probar, Val. </li><li> Pipetear 100 l de cada aminoácido en una placa de 96 pocillos negro. Añadir 100 l de HBS a la placa para servir como un espacio en blanco. </li><li> Añadir 2,5 l de la solución 2 mM Ir1 a cada muestra y agitar la placa en un agitador de placas durante 10 min. </li><li> Después de 10 min, adquirir los espectros de emisión de las muestras usando un lector de placa de 96 pocillos (365 EX / em 400-700). <ol><li> Colocar la placa en el instrumento y abrir el software lector de placas de establecer un nuevo experimento. </li><li> Establezca la nueva experiment para leer un barrido de fluorescencia con una longitud de onda de excitación de 365 nm y una anchura de la rendija de 9 nm con la óptica en la posición superior. </li><li> Lea la emisión de 300 a 700 nm con un tamaño de paso de 5 nm. </li><li> Exportar los datos para el análisis de datos. </li></ol></li><li> Transferir las muestras a una placa de 96 pocillos clara y la imagen de la emisión mediante un transiluminador UV. </li></ol> 3. Titulación de Ir1 con BNT-II <ol><li> Preparar una solución madre 1 mM de BNT-II (MW 8233.6 g / mol) en HBS, así como una solución 2 mM de Ir1 en metanol. </li><li> A partir de la solución madre, preparar 1 ml de 100 mM BNT-II en HBS. Vortex el tubo de microcentrífuga para asegurar que la muestra se mezcla. </li><li> En serie diluir el 100 mM BNT-II por medio en HBS a una concentración final de 1,56 M BNT-II. </li><li> Añadir 100 l de cada dilución, por triplicado, con HBS que sirve como un espacio en blanco, a los pocillos de una placa de 96 pocillos. Para cada muestra, añadir 2,5 l de 2 mM Ir1. </li><li> Shake la placa durante 10 minutos en un agitador de placas. </li><li> Después de agitar, leer la intensidad de emisión a 510 nm (excitación a 365 nm) utilizando un lector de placas de 96 pocillos. <ol><li> Colocar la placa en el instrumento y abrir el software lector de placas de establecer un nuevo experimento. </li><li> Ajuste el nuevo experimento para leer un punto final de fluorescencia con una longitud de onda de excitación de 365 nm de longitud de onda y la emisión de 510 nm. Ajuste el ancho de la ranura para ambas longitudes de onda a 9nm, con la óptica en la posición superior. </li><li> Leer la placa y exportar los datos para su análisis. </li></ol></li><li> Transferir las muestras a una placa de 96 pocillos clara y la imagen de la titulación utilizando un transiluminador UV. </li></ol> 4. tiempo real Kinetic Análisis del Sistema Ir1 / BNT-II Uso de biocapa Interferometría <ol><li> Añadir 200 l de tampón cinético (KB; 1x solución salina tamponada con fosfato con 0,02% de Tween-20) a 8 pozos en la primera columna de una placa de 96 pocillos negro e insertar la placa en el sensor de plásticotitular. Transferir cuidadosamente 8 Ni (II) biosensores NTA a la primera columna en el soporte de plástico de tal manera que las puntas se suspenden en los pocillos de tampón. Colocar el soporte de plástico en el lado izquierdo del instrumento interferometría. </li><li> Preparar unas 2 ml de una solución de BNT-II 0,5 M en KB. </li><li> Preparar 500 l de una solución 10 mM de Ir1 en KB, y diluir en serie a la mitad hasta 0.156 M en KB. </li><li> Para una nueva placa de negro 96, pipeta 200 l de KB a los 8 pozos en la columna A y C. </li><li> En la misma placa, pipeta 200 l de la solución 0.5μM BNT-II a los pozos en la columna B. </li><li> Pipetear 200 l de cada dilución de Ir1 en la columna D, a partir de KB como blanco en D1 bien. Añadir las diluciones de manera que los pocillos aumento en la concentración Ir1 abajo de la columna. </li><li> Coloque esta placa en el instrumento de la derecha de la placa que contiene los sensores pre-humectantes. </li><li> En el software de interferometría biocapa, configure una Kinet básicaic experimento mediante la definición de los consejos de placa, de ensayo, y sensores. <ol><li> Para definir la placa, seleccione una columna en la pantalla, haga clic derecho y elegir la definición adecuada de los pozos. Seleccione &quot;Buffer&quot; para las columnas A y C, &quot;carga&quot; para la columna B, y &quot;muestra&quot; para la columna D. </li><li> Definir el ensayo en la siguiente pestaña añadiendo los siguientes pasos (Haga clic en &quot;Add&quot;): Equilibrio (Custom), 60 seg; Cargando, 120 seg; Línea de base, 60 seg; Asociación, 120 seg; y la disociación, 300 seg. Seleccione el paso equilibrado y haga doble clic en la columna A. Repita para Carga (columna B), Línea de base (columna C), Asociación (columna D), y la disociación (columna C). Seleccione los sensores de Ni (II) NTA. </li><li> Mover a la siguiente pestaña y confirme que los sensores están en la columna A en el soporte del sensor de plástico. </li><li> Confirme el experimento se describe correctamente, introduzca un nombre de archivo, asegúrese de que &quot;experimento demora&quot; está marcada, y pulse &quot;Ir&quot;. Nota: Debido a la naturaleza automatizada del instrumento, una vez que se describe el experimento cinético, los pasos se producirá según lo programado. </li></ol></li><li> Una vez que el plazo cinética es completa, procesar los datos en el software de procesamiento proporcionada. <ol><li> Haga doble clic en la carpeta con el nombre del archivo de interés en la parte inferior del panel de la izquierda. A continuación, haga doble clic en la carpeta correspondiente en &quot;Cinética&quot; en la parte superior del panel. Mover a la pestaña de procesamiento. </li><li> Marque la casilla Sustracción de la izquierda para abrir la pantalla de selección del sensor. Haga clic derecho sobre bien A4 y cambiar el tipo de bien en referencia Bien. </li><li> Marque la casilla junto a Alinear eje Y, y asegurar el paso seleccionado es de línea de base. Especifique el intervalo de tiempo a ser el último de cinco segundos de la línea de base (aproximadamente 55 a 60 segundos). </li><li> Marque la casilla para el Inter a paso de corrección y seleccione Alinear con la disociación. Asegúrese de que el cuadro de Savitzky-Golay Filtrado está marcada y pulse Proceso &quot;Datos! ̶1; </li><li> Mover a la pestaña Análisis. Asegúrese de que &quot;de asociación y disociación&quot; es la selección de medidas para analizar y que el modelo es de 1: 1. Seleccione un ajuste completo Local y presione &quot;Curvas Fit!&quot; </li><li> Resalte todas las curvas de la tabla y haga clic derecho para ajustar todas las curvas de un solo color. A continuación, seleccione un ajuste (Completo) Global, agrupados por color y Rmax Unlinked por sensor. Pulse &quot;Curvas Fit!&quot; Para obtener datos de cinética globales. </li></ol></li></ol> 5. On-talón Detección de BNT-II y rcHRP-II con IR1 <ol><li> Preparar 1 ml cada uno de una solución 1 M de BNT-II y rcHRP-II en HBS con Tween (HBST; HBS con 0,025% de Tween 20). </li><li> Diluir en serie cada proteína por medio de HBST a una concentración final de 15,6 nM. </li><li> Pipetear 100 l de cada dilución, por triplicado, en una placa de 96 pocillos blanco, con las diluciones en orden de menor a mayor concentración de una columna. </li><li> Pipeta 10 l de 50 micras de Ni (IINTA agarosa) partículas magnéticas en cada dilución así. <ol><li> Vortex el tubo de microcentrífuga que contiene las partículas magnéticas después de cada pipeta para asegurar que las partículas permanecen suspendidas. </li></ol></li><li> Colocar la placa en un agitador de placas durante 15 min a incubar las muestras con las partículas. </li><li> Después de este período de incubación, colocar la placa en un 96 pocillos imán de placa y esperar 30 segundos para que las partículas se sacan de la solución. </li><li> Con una pipeta multicanal, salga de la muestra original y desechar como residuos. Retirar la placa de imán. </li><li> Añadir 200 l de HBST a cada pocillo usando la pipeta multicanal. Bombear el tampón de arriba y abajo varias veces para lavar las partículas magnéticas. </li><li> Coloque la placa de nuevo en el imán y espere 30 segundos para que las partículas se sacan de la solución. </li><li> Usando la pipeta multicanal, salga de los 200 l de tampón y desechar como residuos. Retirar la placa de imán. </li><li> Repita los pasos 5,8 through 5.10 dos veces para completar tres lavados de las partículas. </li><li> Añadir 100 l de HBST a cada pocillo que contiene partículas magnéticas seguida de 2,5 l de 2 mM Ir1. </li><li> Se incuban las partículas con Ir1 en un agitador de placas durante 1 hora. </li><li> Después de 1 hora, lee la intensidad de emisión a 510 nm (excitación a 365 nm) utilizando un lector de placas de 96 pocillos. <ol><li> Colocar la placa en el instrumento y abrir el software lector de placas de establecer un nuevo experimento. </li><li> Ajuste el nuevo experimento para leer un punto final de fluorescencia con una longitud de onda de excitación de 365 nm de longitud de onda y la emisión de 510 nm. Ajuste el ancho de la ranura para ambas longitudes de onda a 9 nm, con la óptica en la posición superior. </li><li> Leer la placa y exportar los datos para su análisis. </li></ol></li><li> Transferir las muestras a una placa de 96 pocillos clara y la imagen de la titulación utilizando un transiluminador UV. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Como herramientas de diagnóstico basadas en micropartículas vienen a la vanguardia de la tecnología de diagnóstico moderno, la detección de biomoléculas diana directamente sobre la superficie de la partícula es una gran ventaja. Métodos de detección molecular tradicionales, tales como ELISA y PCR, son ventajosas, en que puedan alcanzar límites muy bajos de detección 25. Sin embargo, estos ensayos requieren extensas reactivos y protocolos largos. Este ensayo fue diseñado para imitar las interacciones de tipo sándwich ELISA sin los requisitos de reactivos (Figura 5) y tiempo. Adicionalmente, el costo de la sonda Ir1 por muestra se estimó en alrededor de un centavo, mientras que el coste de anticuerpos para un ELISA típico es $ 0,20-0,30 por muestra. Dado que los métodos descritos anteriormente se basan en una sonda de iridio cyclometalated para la detección del biomarcador malaria, esta sonda no sería susceptible a los modos de fallo comunes a otros métodos de detección (es decir. Quenchi fluoróforong y la degradación de anticuerpo / enzima). La histidina es único en sus propiedades de unión a metal. El trabajo descrito se aprovecha de este fenómeno mediante la sustitución de los anticuerpos en un típico ELISA tipo sándwich con complejos de metal que contiene. Ni (II) NTA captura rcHRP-II en la superficie de la partícula y Ir1 señala la presencia de la proteína. El paso más crítico en el ensayo está permitiendo que las partículas magnéticas se mezclen con la muestra y la sonda. En una placa de 96 pocillos ELISA, las biomoléculas y reactivos alcanzan el equilibrio con la superficie bidimensional de la parte inferior del pozo. Las partículas magnéticas tienen la tendencia a sedimentarse fuera de la solución debido a su núcleo de hierro-óxido densa, lo que reduciría los sitios de unión disponibles. Por lo tanto, las partículas deben ser mezclados durante el tiempo de ensayo para asegurar la unión máxima. En el diseño de un reactivo para el diagnóstico de enfermedades, hay que tener en cuenta la forma de muestra del paciente, así como la concentración fisiológica del biomarcador. Pormalaria, la concentración de PF HRP-II en la sangre de un paciente puede variar de baja a alta picomolar nanomolar. Mientras que este ensayo es clínicamente relevante para los niveles más altos de infección, necesita el límite de detección para ser mejorado con el fin de detectar pacientes asintomáticos con bajo picomolar circulante pf HRP-II. En los métodos descritos anteriormente, el &quot;encendido&quot; señal generada por Ir1 se produce en presencia de histidina. Mientras que el biomarcador malaria es rica en histidina, otras proteínas de suero, tales como albúmina de suero humano y glicoproteína rica en histidina, se provocan una respuesta de la señal con la sonda. Esto a su vez conducir a diagnósticos falsos positivos. Esto hace que la captura de la proteína en la superficie de la partícula un paso beneficioso, en que la proteína de interés se puede extraer rápidamente de una muestra de paciente. Además, el diseño de una sonda bifuncional, que las parejas de un péptido rico en histidina a un elemento de reconocimiento molecular robusta (es decir. Aptámero), Podría añadir otra capa de especificidad para el ensayo. El péptido sería cargado con iridio antes del acoplamiento a la aptámero. En tal diseño, la sonda Ir1 estable todavía se puede utilizar mientras que el logro especificidad de la diana con el aptámero. Esto permitiría la aplicación de la sonda para detectar nativo HRP-II en una matriz compleja (es decir. Plasma o sangre entera) y reducir los efectos de unión no específicos. Con el fin de mejorar aún más la señal de pruebas de diagnóstico rápido, el ensayo podría ser incorporado en un sistema electroquimioluminiscente (ECL), donde pf HRP-II se puede detectar en el PDR como una lectura electroquímica 26. Esta sonda iridio próxima generación mejoraría en gran medida nuestro ensayo en grano ELISA para la detección de biomarcadores de la enfermedad.

Colorimétricos y etiquetado fluorescente es un método importante para la detección y el seguimiento de las moléculas bioquímicas y procesa 1,2. Los marcadores fluorescentes más comunes son colorantes orgánicos de bajo peso molecular 3,4, pero estas moléculas no siempre tienen propiedades ópticas ideales. Los tintes fluorescentes son propensos a photobleaching, a menudo tienen pequeños desplazamientos de Stokes, y puede tener la superposición de espectros de excitación y emisión. Etiquetado colorimétrica se realiza generalmente mediante el uso de marcadores enzimáticos, que tienen una señal amplificada útil en 5,6 cuantificación inmunoensayo. Estas enzimas también tienen sus inconvenientes, incluyendo fotosensibilidad, condiciones de reacción, y la vida útil sustrato corto. Estas propiedades tienden a requerir inmunoensayos y métodos de marcaje de proteínas que hacerse bajo condiciones bien controladas utilizando reactivos costosos. Complejos de metales de transición emisivos se han explorado como un enfoque alternativo etiquetado for detección bioquímica. En particular, cyclometalated Ir (III) ha sido estudiado en el contexto de diodos emisores de luz orgánicos (OLED) 7-9 oxígeno de detección 10, 11 catálisis, y tinción de proteínas / célula 12-14. Alta fotoestabilidad y la eficiencia cuántica hacen esta clase de sondas de un buen candidato para la detección de biomolécula 15,16. Se encontró previamente que cyclometalated Ir (III), de la forma [Ir (C ^ N) 2 (SOLV) 2] +, irreversiblemente unen histidina y provocar una respuesta de la señal azul-verde 12,17. Estos complejos son no-emisiva en el estado solvento, pero cuando histidina desplaza las moléculas de disolvente y se une al centro de metal, liberan una señal fosforescente intensa después de la irradiación UV de onda larga. Esta señal sólo se produce después de la sustitución del ligando, y es el resultado de un estado triplete de electrones se relaja al estado fundamental a través de la activación de la transferencia de carga de ligando de metal (3 MLCT) y la transferencia centrada ligando (3 LC) Rutas 8,15. Estos complejos potencialmente pueden ser utilizados como sondas de detección para las proteínas ricas en histidina. Proteínas ricas en histidina y sus niveles de regulación son importantes en muchas enfermedades, incluyendo la cirrosis hepática, cáncer y trastornos trombótico. 18 Plasmodium falciparum histidina Rich Protein II (pfHRP-II), en particular, es un biomarcador bien validado para la infección del parásito de la malaria. Esta proteína es de 67 kDa y contiene 34% de histidina, sobre todo dentro de AHHAHHAAD repetir motivos característicos 19. Estas repeticiones de histidina pueden unir iones metálicos libres 19 y 20 complejos de hemo en la sangre de acogida. pfHRP-II se detecta comúnmente en entornos de bajos recursos mediante las pruebas de diagnóstico rápido inmunocromatográficas (PDR), pero estas pruebas son a menudo inexactas debido a las condiciones de la muestra, la baja concentración de biomarcadores, normas de fabricación de pobres, y la degradación de anticuerpos 21. <p class=&quot;Jove_content&quot;&gt; sondas fosforescentes a base de metal, tales como el cyclometalated Ir (III) descritos anteriormente son opciones atractivas para la detección de pfHRP-II debido a su unión selectiva de histidina y sus propiedades estables y de emisión eficiente. En este trabajo, el uso de [Ir (ppa) 2 (H2O) 2] + (Ir1) para detectar BNT-II, un mimético péptido ramificado de pfHRP-II se explora 22. Cinética de esta interacción fueron monitorizados en tiempo real usando técnicas de interferometría biocapa. El ensayo también fue adaptado a un formato de ELISA de tipo on-talón, donde se lograron límites nanomolares de detección. Este ensayo tiene ventajas sobre los ELISA tradicionales, ya que se puede realizar en menos de 2 horas con reactivos de anticuerpo libre, en lugar del 4-5 hr y reactivos biológicos requeridos con ELISAs típicos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Dicholortetrakis(2-(2-pyridinyl)phenyl)diiridium(III)&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>658383</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silver trifluoromethanesulfonate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>176435</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silica gel</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>6858</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Amino acids</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>varies</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H3375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BNT-II peptide</td>
			<td>Synthesized in house</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>recombinant HRPII</td>
			<td>Immunology Consultants Laboratory inc.</td>
			<td>AGPF-55</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Costar black polypropylene 96-well plate</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>07-200-567</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Costar white polypropylene 96-well plate</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>07-200-589</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grenier black polypropylene 96-well plate</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89089-582</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ni(II)NTA magnetic agarose particles</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>36111</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ni(II)NTA biolayer interferometry sensors</td>
			<td>ForteBio</td>
			<td>18-5101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Octet Red96 Biolayer Interferometry Instrumet</td>
			<td>ForteBio</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biotek Synergy H4 Microplate Reader</td>
			<td>Biotek</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisher Biotech Transilluminator</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>FBDLT-88</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

iridium(iii) luminescent probe for detection of the malarial protein biomarker histidine rich protein-ii

Este trabajo describe la síntesis de un no-emisión, cyclometalated Ir (III), Ir (ppa) 2 (H 2 O) 2 + (Ir1), lo que provoca una señal fosforescente rápida, de larga vida cuando se coordina a una histidina que contiene proteína inmovilizada en la superficie de una partícula magnética. Síntesis de Ir1, con altos rendimientos, es completa O / N e implica la separación de los padres cyclometalated Ir (III) dímero cloro-puente en dos equivalentes del complejo solvatada. Para confirmar la especificidad, varios aminoácidos se probaron para la actividad de coordinación cuando se añade a la sonda sintetizada, y sólo histidina provocó una respuesta de la señal. Usando BNT-II, un mimético de péptido ramificado de la malaria biomarcador Histidina Rich Protein II (pfHRP-II), la sonda de iridio se validó como una herramienta para la detección de HRP-II. Se observaron efectos de enfriamiento en la titulación BNT-II / Ir1 cuando se compara con L-histidina / Ir1, pero estos se atribuyeron al impedimento estérico y triplet temple estado. Biocapa interferometría se utilizó para determinar la cinética en tiempo real de la interacción de Ir1 con BNT-II. Una vez que el sistema se ha optimizado, se encontró que el límite de detección de rcHRP-II usando la sonda a ser 12,8 nM en solución. Cuando esta proteína se inmoviliza sobre la superficie de una partícula de agarosa magnético 50 m, el límite de detección fue de 14,5 nM. La respuesta robusta de la señal de esta sonda inorgánico, así como su flexibilidad de uso en solución o inmovilizado en una superficie, puede prestarse hacia una variedad de aplicaciones, desde el uso de diagnóstico para formación de imágenes.

Como se muestra en la Figura 1, la síntesis de la Ir1 solvento-complejo división involucrados del puente de cloruro en el dímero padre por precipitación del cloruro en forma de AgCl insoluble y la asociación de las moléculas de agua al centro metálico. La formación de Ir1 fue confirmada por RMN H 1 y ESI. Además, se asignaron bandas características de transferencia de carga de metal ligando UV-visible y π-π * transiciones al espectro, que valida aún más la formación de Ir1. Este solvata exposiciones complejas ningún personaje de emisión cuando se excita a 365 nm. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52856/52856fig1.jpg" /> Figura 1:. Síntesis y caracterización de Ir1 reacción de disociación puente Cloruro de Dichlorotetrakis (2- (2-piridinil) fenil) diiridium (III) para crear el complejo aquo Ir (ppy) 2 (H 2 O) 2 </sub&gt; + (Ir1). Tras la adición de L-His al complejo acuo en tampón acuoso, señal luminiscente se enciende. Una vez que el complejo fue sintetizado y caracterizado, se analizó la selectividad de aminoácidos, como se describe previamente usando un análogo de iridio similares 17. La Figura 2A muestra que sólo histidina provocó una respuesta de la señal a 510 nm, cuando se excita a 365 nm. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52856/52856fig2.jpg" /> Figura 2: aminoácido Selectividad y Titulación de Ir1 con histidina ricos péptidos (A) Interacción de 200 mM de varios aminoácidos (Cys, Ser, Asp, Glu, Phe, Lys, Arg, Tyr, Trp, His) con 50 mM. Ir1 en HBS. Exploraciones espectrales fueron tomadas 400-700 nm a una longitud de onda de excitación de 365 nm en un plato negro de 96 pocillos. De señal en unidades de fluorescencia relativa (RFU) de todos los aminoácidos bdemás de histidina (trazo negro discontinua) fue insignificante. Concentraciones (B) nanomolares de BNT-II (▪) y rcHRP-II (♦) se titularon con Ir1 en HBS. Los péptidos ricos en histidina se incubaron con la sonda durante 15 min en solución antes de la lectura de la emisión a 510 nm después de la excitación con 365 nm de luz. Límite de detección se calculó como el valor de x cuando y = 3σ en blanco. Este &quot;interruptor&quot; de la fosforescencia de la sonda de iridio se debe a que el estado excitado singlete (1 MLCT / 1 LC) del Ir (III) bioconjugado sufre cruce entre el estado excitado triplete (3 MLCT), cuando se coordina histidina al centro metálico. Esta sonda se aplicó a BNT-II un péptido mimético de la malaria Plasmodium falciparum biomarcador Histidina Rich Protein II (pf HRP-II). En una valoración de BNT-II con IR1, se observó una respuesta de la señal dependiente de la concentración ( <strong&gt; Figura 2B). HRP-II recombinante (rcHRP-II) también mostraron una respuesta similar en solución. Los límites de detección de BNT-II y rcHRP-II en solución fueron 54,8 nM y 12,8 nM, respectivamente. Utilizando técnicas de interferometría biocapa, la K D de Ir1 unión a BNT-II inmovilizado sobre una superficie Ni (II) NTA se encontró que era 2,05 M (Figura 3). <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52856/52856fig4.jpg" /> Figura 3: en tiempo real Kinetic Análisis de Ir1 con BNT-II biocapa interferometría para el análisis cinético de diversas concentraciones de Ir1 de unión a BNT-II en la superficie de un sensor de cristal (II) NTA Ni.. Después de equilibrar los sensores en KB (Región A), los sensores están cargados con 0,5 M BNT-II (Región B). Una vez que el péptido se carga en los sensores, una línea de base se establece (Región C) antes de medir la asociación de Ir1 a la BNT-II (Región D). Despuésun período de asociación, los sensores se colocan de nuevo en KB para medir la disociación (Región E). Todo el proceso de análisis cinético tarda menos de 30 minutos. Cuando la transición de un ensayo basado en solución a una plataforma de partículas magnéticas, la complejidad añadida de la partícula en el sistema tenía que ser tomada en cuenta. Se sabía de trabajos anteriores, que estas partículas se unen de manera eficiente la pf biomarcador malaria HRP-II. 24 placas fluorescentes Negro funcionaba bien para el ensayo de solución de describir anteriormente, pero las placas blancas eran más adecuados para la plataforma de detección en partículas, como se ve en la Figura 4A. En una placa blanca, la luz se refleja de nuevo en la muestra, permitiendo así una mejor absorbancia por el Ir1 unido a la superficie de la partícula. En el ensayo de partículas, el límite de detección de rcHRP-II se determinó que era 14,5 nM (Figura 4B). El límite de detección para rcHRP-II en solución y en grano eran statisticamente la misma en base a una prueba t no pareada (p = 0,731). <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52856/52856fig5.jpg" style="font-size: 14px; line-height: 28px;" /> <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52856/52856fig5.jpg" style="font-size: 14px; line-height: 28px;" /> Figura 4:. On-talón Detección de BNT-II y HRP-II (A) de diferencia entre la señal detectada desde Ir1 unido a BNT-II en la superficie de 50 micras de Ni partículas de agarosa (II) NTA magnéticos en un negro de 96 así placa (línea continua) frente a una placa de 96 pocillos blanco (línea discontinua). Las partículas estaban entusiasmados con 365 nm de luz, y la emisión se midió a 510 nm. (B) La titulación de rcHRP-II inmovilizado sobre las partículas magnéticas y se detectó usando Ir1. Límite de detección se calculó como la VAlue de x cuando y = 3σ blanco. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52856/52856fig5.jpg" /> Figura 5: Representación esquemática de la detección on-gota de rcHRP-II con Ir1 Esquema general de HRP-II de unión a la superficie de Ni (II) NTA partículas y etiquetado con Ir1.. Las partículas se incuban con un péptido rico en histidina por 15 min. Después de este período de incubación, las partículas se lavan con HBST usando un imán, con el fin de tirar de las partículas de la solución. Por último, las partículas de péptido unido se incuban con IR1 durante 1 hora antes de la lectura de la emisión a 510 nm después de la excitación con 365 nm de luz.

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IridiumIII Luminescent Probe for Detection of the Malarial Protein Biomarker Histidine Rich Protein-II

Robust detection reagents are of increasing necessity for developing new malaria diagnostic tools. An iridium(III) probe was designed that emits long-lasting luminescent signal in the presence of a histidine-rich malarial protein biomarker. Detection of the protein either in solution or immobilized on a magnetic particle affords flexibility in application.

Iridium (III) luminiscentes Sonda para la detección de la proteína malaria biomarcador histidina Rich Protein-II

This work outlines the synthesis of a non-emissive, cyclometalated Ir(III) complex, Ir(ppy)2(H2O)2+ (Ir1), which elicits a rapid, long-lived ...

iridiumiii-luminescent-probe-for-detection-malarial-protein-biomarker

Research

JoVE Journal

Chemistry

Iridium(III) Luminescent Probe for Detection of the Malarial Protein Biomarker Histidine Rich Protein-II

9.0K vistas.  Vanderbilt University. Robust detection reagents are of increasing necessity for developing new malaria diagnostic tools. An iridium(III) probe was designed that emits long-lasting luminescent signal in the presence of a histidine-rich malarial protein biomarker. Detection of the protein either in solution or immobilized on a magnetic particle affords flexibility in application.

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LabVIEW-operated Novel Nanoliter Osmometer for Ice Binding Protein Investigations

Ice-binding proteins (IBPs), including antifreeze proteins, ice structuring proteins, thermal hysteresis proteins, and ice recrystallization inhibition proteins, are found in cold-adapted organisms and protect them from freeze injuries by interacting with ice crystals. IBPs are found in a variety of organism, including fish1, plants2, 3, arthropods4, 5, fungi6, and bacteria7. IBPs adsorb to the surfaces of ice crystals and prevent water molecules from joining the ice lattice at the IBP adsorption location. Ice that grows on the crystal surface between the adsorbed IBPs develops a high curvature that lowers the temperature at which the ice crystals grow, a phenomenon referred to as the Gibbs-Thomson effect. This depression creates a gap (thermal hysteresis, TH) between the melting point and the nonequilibrium freezing point, within which ice growth is arrested8-10, see Figure 1. One of the main tools used in IBP research is the nanoliter osmometer, which facilitates measurements of the TH activities of IBP solutions. Nanoliter osmometers, such as the Clifton instrument (Clifton Technical Physics, Hartford, NY,) and Otago instrument (Otago Osmometers, Dunedin, New Zealand), were designed to measure the osmolarity of a solution by measuring the melting point depression of droplets with nanoliter volumes. These devices were used to measure the osmolarities of biological samples, such as tears11, and were found to be useful in IBP research. Manual control over these nanoliter osmometers limited the experimental possibilities. Temperature rate changes could not be controlled reliably, the temperature range of the Clifton instrument was limited to 4,000 mOsmol (about -7.5 &deg;C), and temperature recordings as a function of time were not an available option for these instruments.
We designed a custom-made computer-controlled nanoliter osmometer system using a LabVIEW platform (National Instruments). The cold stage, described previously9, 10, contains a metal block through which water circulates, thereby functioning as a heat sink, see Figure 2. Attached to this block are thermoelectric coolers that may be driven using a commercial temperature controller that can be controlled via LabVIEW modules, see Figure 3. Further details are provided below. The major advantage of this system is its sensitive temperature control, see Figure 4. Automated temperature control permits the coordination of a fixed temperature ramp with a video microscopy output containing additional experimental details.
To study the time dependence of the TH activity, we tested a 58 kDa hyperactive IBP from the Antarctic bacterium Marinomonas primoryensis (MpIBP)12. This protein was tagged with enhanced green fluorescence proteins (eGFP) in a construct developed by Peter Davies' group (Queens University)10. We showed that the temperature change profile affected the TH activity. Excellent control over the temperature profile in these experiments significantly improved the TH measurements. The nanoliter osmometer additionally allowed us to test the recrystallization inhibition of IBPs5, 13. In general, recrystallization is a phenomenon in which large crystals grow larger at the expense of small crystals. IBPs efficiently inhibit recrystallization, even at low concentrations14, 15. We used our LabVIEW-controlled osmometer to quantitatively follow the recrystallization of ice and to enforce a constant ice fraction using simultaneous real-time video analysis of the images and temperature feedback from the sample chamber13. The real-time calculations offer additional control options during an experimental procedure. A stage for an inverted microscope was developed to accommodate temperature-controlled microfluidic devices, which will be described elsewhere16.
The Cold Stage System
The cold stage assembly (Figure 2) consists of a set of thermoelectric coolers that cool a copper plate. Heat is removed from the stage by flowing cold water through a closed compartment under the thermoelectric coolers. A 4 mm diameter hole in the middle of the copper plate serves as a viewing window. A 1 mm diameter in-plane hole was drilled to fit the thermistor. A custom-made copper disc (7 mm in diameter) with several holes (500 &mu;m in diameter) was placed on the copper plate and aligned with the viewing window. Air was pumped at a flow rate of 35 ml/sec and dried using Drierite (W.A. Hammond). The dry air was used to ensure a dry environment at the cooling stage. The stage was connected via a 9 pin connection outlet to a temperature controller (Model 3040 or 3150, Newport Corporation, Irvine, California, US). The temperature controller was connected via a cable to a computer GPIB-PCI card (National instruments, Austin, Texas, USA).

Ice binding proteins (IBPs), also known as antifreeze proteins, inhibit ice growth and are a promising additive for use in the cryopreservation of tissues. The main tool used to investigate IBPs is the nanoliter osmometer. We developed a home-designed cooling stage mounted on an optical microscope and controlled using a custom-built LabVIEW routine. The nanoliter osmometer described here manipulated the sample temperature in an ultra-sensitive manner.

LabVIEW operado Novela Osmometer nanolitros de Investigaciones de hielo de fijación con proteínas

Ice-binding proteins (IBPs), including antifreeze proteins, ice structuring proteins, thermal hysteresis proteins, and ice recrystallization inhibition ...

Investigación

Química

Quantitative and Qualitative Examination of Particle-particle Interactions Using Colloidal Probe Nanoscopy

Colloidal Probe Nanoscopy (CPN), the study of the nano-scale interactive forces between a specifically prepared colloidal probe and any chosen substrate using the Atomic Force Microscope (AFM), can provide key insights into physical interactions present within colloidal systems. Colloidal systems are widely existent in several applications including, pharmaceuticals, foods, paints, paper, soil and minerals, detergents, printing and much more.1-3 Furthermore, colloids can exist in many states such as emulsions, foams and suspensions. Using colloidal probe nanoscopy one can obtain key information on the adhesive properties, binding energies and even gain insight into the physical stability and coagulation kinetics of the colloids present within. Additionally, colloidal probe nanoscopy can be used with biological cells to aid in drug discovery and formulation development. In this paper we describe a method for conducting colloidal probe nanoscopy, discuss key factors that are important to consider during the measurement, and show that both quantitative and qualitative data that can be obtained from such measurements.

Colloidal probe nanoscopy can be used within a variety of fields to gain insight into the physical stability and coagulation kinetics of colloidal systems and aid in drug discovery and formulation sciences using biological systems. The method described within provides a quantitative and qualitative means to study such systems.

El examen cuantitativo y cualitativo de las interacciones entre partículas Uso coloidal Sonda Nanoscopia

Colloidal Probe Nanoscopy (CPN), the study of the nano-scale interactive forces between a specifically prepared colloidal probe and any chosen substrate ...

Sedimentation Equilibrium of a Small Oligomer-forming Membrane Protein: Effect of Histidine Protonation on Pentameric Stability

Analytical ultracentrifugation (AUC) can be used to study reversible interactions between macromolecules over a wide range of interaction strengths and under physiological conditions. This makes AUC a method of choice to quantitatively assess stoichiometry and thermodynamics of homo- and hetero-association that are transient and reversible in biochemical processes. In the modality of sedimentation equilibrium (SE), a balance between diffusion and sedimentation provides a profile as a function of radial distance that depends on a specific association model. Herein, a detailed SE protocol is described to determine the size and monomer-monomer association energy of a small membrane protein oligomer using an analytical ultracentrifuge. AUC-ES is label-free, only based on physical principles, and can be used on both water soluble and membrane proteins. An example is shown of the latter, the small hydrophobic (SH) protein in the human respiratory syncytial virus (hRSV), a 65-amino acid polypeptide with a single &#945;-helical transmembrane (TM) domain that forms pentameric ion channels. NMR-based structural data shows that SH protein has two protonatable His residues in its transmembrane domain that are oriented facing the lumen of the channel. SE experiments have been designed to determine how pH affects association constant and the oligomeric size of SH protein. While the pentameric form was preserved in all cases, its association constant was reduced at low pH. These data are in agreement with a similar pH dependency observed for SH channel activity, consistent with a lumenal orientation of the two His residues in SH protein. The latter may experience electrostatic repulsion and reduced oligomer stability at low pH. In summary, this method is applicable whenever quantitative information on subtle protein-protein association changes in physiological conditions have to be measured.&#160;&#160;

Sedimentation equilibrium (SE) can be used to study protein-protein interactions in a physiological environment. This manuscript describes the use of this technique to determine the effect of pH on the stability of a homo-pentamer formed by the small hydrophobic (SH) protein encoded by the human syncytial respiratory virus (hRSV).

La sedimentación de equilibrio de una proteína de membrana pequeña formador de oligómeros: Efecto de la histidina protonación en pentamérica Estabilidad

Analytical ultracentrifugation (AUC) can be used to study reversible interactions between macromolecules over a wide range of interaction strengths and ...

Synthesis of Indoxyl-glycosides for Detection of Glycosidase Activities

Indoxyl glycosides proved to be valuable and versatile tools for monitoring glycosidase activities. Indoxyls are released by enzymatic hydrolysis and are rapidly oxidized, for example by atmospheric oxygen, to indigo type dyes. This reaction enables fast and easy screening in vivo without isolation or purification of enzymes, as well as rapid tests on agar plates or in solution (e.g., blue-white screening, micro-wells) and is used in biochemistry, histochemistry, bacteriology and molecular biology. Unfortunately the synthesis of such substrates proved to be difficult, due to various side reactions and the low reactivity of the indoxyl hydroxyl function. Especially for glucose type structures low yields were observed. Our novel approach employs indoxylic acid ester as key intermediates. Indoxylic acid esters with varied substitution patterns were prepared on scalable pathways. Phase transfer glycosylations with those acceptors and peracetylated glycosyl halides can be performed under common conditions in high yields. Ester cleavage and subsequent mild silver mediated glycosylation yields the peracetylated indoxyl glycosides in high yields. Finally deprotection is performed according to Zempl&#233;n.

Indoxyl glycosides are well-established and widely used tools for enzyme screening and enzyme activity monitoring. Especially for glucose type structures previous syntheses proved to be challenging and low yielding. Our novel approach employs indoxylic acid esters as precious intermediates to yield a considerable number of indoxyl glycosides in good yields.

Síntesis de indoxil-glucósidos para la detección de glucosidasa Actividades

Indoxyl glycosides proved to be valuable and versatile tools for monitoring glycosidase activities. Indoxyls are released by enzymatic hydrolysis and are ...

Synthesis of Protein Bioconjugates via Cysteine-maleimide Chemistry

The chemical linking or bioconjugation of proteins to fluorescent dyes, drugs, polymers and other proteins has a broad range of applications, such as the development of antibody drug conjugates (ADCs) and nanomedicine, fluorescent microscopy and systems chemistry. For many of these applications, specificity of the bioconjugation method used is of prime concern. The Michael addition of maleimides with cysteine(s) on the target proteins is highly selective and proceeds rapidly under mild conditions, making it one of the most popular methods for protein bioconjugation.
We demonstrate here the modification of the only surface-accessible cysteine residue on yeast cytochrome c with a ruthenium(II) bisterpyridine maleimide. The protein bioconjugation is verified by gel electrophoresis and purified by aqueous-based fast protein liquid chromatography in 27% yield of isolated protein material. Structural characterization with MALDI-TOF MS and UV-Vis is then used to verify that the bioconjugation is successful. The protocol shown here is easily applicable to other cysteine - maleimide coupling of proteins to other proteins, dyes, drugs or polymers.

Synthesis of Protein Bioconjugates via Cysteine-maleimide Chemistry

This protocol details the important steps required for the bioconjugation of a cysteine containing protein to a maleimide, including reagent purification, reaction conditions, bioconjugate purification and bioconjugate characterization.

Síntesis de Proteínas bioconjugados<em&gt; vía</em&gt; Química cisteína-maleimida

The chemical linking or bioconjugation of proteins to fluorescent dyes, drugs, polymers and other proteins has a broad range of applications, such as the ...

Color Spot Test As a Presumptive Tool for the Rapid Detection of Synthetic Cathinones

Synthetic cathinones are a large class of new psychoactive substances (NPS) that are increasingly prevalent in drug seizures made by law enforcement and other border protection agencies globally. Color testing is a presumptive identification technique indicating the presence or absence of a particular drug class using rapid and uncomplicated chemical methods. Owing to their relatively recent emergence, a color test for the specific identification of synthetic cathinones is not currently available. In this study, we introduce a protocol for the presumptive identification of synthetic cathinones, employing three aqueous reagent solutions: copper(II) nitrate, 2,9-dimethyl-1,10-phenanthroline (neocuproine) and sodium acetate. Small pin-head sized amounts (approximately 0.1-0.2 mg) of the suspected drugs are added to the wells of a porcelain spot plate, and each reagent is then added dropwise sequentially before heating on a hotplate. A color change from very light blue to yellow-orange after 10 min indicates the likely presence of synthetic cathinones. The highly stable and specific test reagent has the potential for use in the presumptive screening of unknown samples for synthetic cathinones in a forensic laboratory. However, the nuisance of an added heating step for the color change result limits the test to laboratory application and decreases the likelihood of an easy translation to field testing.

Here we present a simple, inexpensive, and selective chemical spot test protocol for the detection of synthetic cathinones, a class of new psychoactive substances. The protocol is suitable for use in various areas of law enforcement that encounter illicit material.

Prueba color como una herramienta presuntiva para la detección rápida de sintético Cathinones

Synthetic cathinones are a large class of new psychoactive substances (NPS) that are increasingly prevalent in drug seizures made by law enforcement and ...

Breath Collection from Children for Disease Biomarker Discovery

Breath collection and analysis can be used to discover volatile biomarkers in a number of infectious and non-infectious diseases, such as malaria, tuberculosis, lung cancer, and liver disease. This protocol describes a reproducible method for sampling breath in children and then stabilizing breath samples for further analysis with gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS). The goal of this method is to establish a standardized protocol for the acquisition of breath samples for further chemical analysis, from children aged 4-15 years. First, breath is sampled using a cardboard mouthpiece attached to a 2-way valve, which is connected to a 3 L bag. Breath analytes are then transferred to a thermal desorption tube and stored at 4-5 &#176;C until analysis. This technique has been previously used to capture breath of children with malaria for successful breath biomarker identification. Subsequently, we have successfully applied this technique to additional pediatric cohorts. The advantage of this method is that it requires minimal cooperation on part of the patient (of particular value in pediatric populations), has a short collection period, does not require trained staff, and can be performed with portable equipment in resource-limited field settings.

This protocol describes a simple method for the acquisition of breath samples from children. Briefly, samples of mixed air are pre-concentrated in sorbent tubes prior to gas chromatography-mass spectrometry analysis. Breath biomarkers of infectious and non-infectious diseases can be identified using this breath collection method.

Colección de aliento de los niños para el descubrimiento de biomarcadores de la enfermedad

Breath collection and analysis can be used to discover volatile biomarkers in a number of infectious and non-infectious diseases, such as malaria, ...

Preparation and Application of a New Bacterial Biosensor for the Presumptive Detection of Gunshot Residue

MicRoboCop is a biosensor that has been designed for a unique application in forensic chemistry. MicRoboCop is a system made up of three devices that, when used together, can indicate the presence of gunshot residue (GSR) by producing a fluorescence signal in the presence of three key analytes (antimony, lead, and organic components of GSR). The protocol describes the synthesis of the biosensors using Escherichia coli (E. coli), and the analytical chemistry methods used to evaluate the selectivity and sensitivity of the sensors. The functioning of the system is demonstrated by using GSR collected from the inside of a spent cartridge casing. Once prepared, the biosensors can be stored until needed and can be used as a test for these key analytes. A positive response from all three analytes provides a presumptive positive test for GSR, while each individual device has applications for detecting the analytes in other samples (e.g., a detector for lead contamination in drinking water). The main limitation of the system is the time required for a positive signal; future work may involve studying different organisms to optimize the response time.

A protocol is presented using synthetic biology techniques to synthesize a set of bacterial biosensors for the analysis of gunshot residue, and to test the functioning of the devices for their intended use using fluorescence spectroscopy.

Preparación y aplicación de un nuevo biosensor bacteriano para la detección presuntiva de residuos de Disparos

MicRoboCop is a biosensor that has been designed for a unique application in forensic chemistry. MicRoboCop is a system made up of three devices that, ...

Technical Aspect of the Automated Synthesis and Real-Time Kinetic Evaluation of [11C]SNAP-7941

Positron emission tomography (PET) is an essential molecular imaging technique providing insights into pathways and using specific targeted radioligands for in vivo investigations. Within this protocol, a robust and reliable remote-controlled radiosynthesis of [11C]SNAP-7941, an antagonist to the melanin-concentrating hormone receptor 1, is described. The radiosynthesis starts with cyclotron produced [11C]CO2 that is subsequently further reacted via a gas-phase transition to [11C]CH3OTf. Then, this reactive intermediate is introduced to the precursor solution and forms the respective radiotracer. Chemical as well as the radiochemical purity are determined by means of RP-HPLC, routinely implemented in the radiopharmaceutical quality control process. Additionally, the molar activity is calculated as it is a necessity for the following real-time kinetic investigations. Furthermore, [11C]SNAP-7941 is applied to MDCKII-WT and MDCKII-hMDR1 cells for evaluating the impact of P-glycoprotein (P-gp) expression on cell accumulation. For this reason, the P-gp expressing cell line (MDCKII-hMDR1) is either used without or with blocking prior to experiments by means of the P-gp substrate (&#177;)-verapamil and the results are compared to the ones observed for the wildtype cells. The overall experimental approach demonstrates the importance of a precise time-management that is essential for every preclinical and clinical study using PET tracers radiolabelled with short-lived nuclides, such as carbon-11 (half-life: 20 min).

Technical Aspect of the Automated Synthesis and Real-Time Kinetic Evaluation of [11C]SNAP-7941

Here, we represent a protocol for the fully automated radiolabelling of [11C]SNAP-7941 and the analysis of the real-time kinetics of this PET-tracer on P-gp expressing and non-expressing cells.

Aspecto técnico de la síntesis automatizada y evaluación cinética en tiempo real de [11C]SNAP-7941

Positron emission tomography (PET) is an essential molecular imaging technique providing insights into pathways and using specific targeted radioligands ...

Integrated Cell Manipulation Platform Coupled with the Single-probe for Mass Spectrometry Analysis of Drugs and Metabolites in Single Suspension Cells

Single cell mass spectrometry (SCMS) enables sensitive detection and accurate analysis of broad ranges of cellular species on the individual-cell level. The single-probe, a microscale sampling and ionization device, can be coupled with a mass spectrometer for on-line, rapid SCMS analysis of cellular constituents under ambient conditions. Previously, the single-probe SCMS technique was primarily used to measure cells immobilized onto a substrate, limiting the types of cells for studies. In the current study, the single-probe SCMS technology has been integrated with a cell manipulation system, typically used for in vitro fertilization. This integrated cell manipulation and analysis platform uses a cell-selection probe to capture identified individual floating cells and transfer the cells to the single-probe tip for microscale lysis, followed by immediate mass spectrometry analysis. This capture and transfer process removes the cells from the surrounding solution prior to analysis, minimizing the introduction of matrix molecules in the mass spectrometry analysis. This integrated setup is capable of SCMS analysis of targeted patient-isolated cells present in body fluids samples (e.g., urine, blood, saliva, etc.), allowing for potential applications of SCMS analysis to human medicine and disease biology.

An integrated cell manipulation platform is developed for use in conjunction with a single-probe mass spectrometry setup for the on-line analysis of individual suspension cells under ambient conditions.

Plataforma de manipulación celular integrada junto con la sonda única para el análisis de espectrometría de masas de fármacos y metabolitos en células de suspensión única

Single cell mass spectrometry (SCMS) enables sensitive detection and accurate analysis of broad ranges of cellular species on the individual-cell level. ...