The authors thank Dr. Gary Bernstein for use of the AFM.

Planificación 1. Experimentar y Preparación de materiales <ol><li> Determinar el diseño, la concentración, y la funcionalidad del origami de ADN que será usado en los experimentos. 14-16 Aquí, nosotros usamos un diseño ADN origami rectángulo preparado en 1x TAE / solución de Mg 2+ (40 mM Tris-base, 20 mM ácido acético, EDTA 2 mM y 12 mM acetato de magnesio, pH 8,0). 17 </li><li> Autoclave todos los consejos, tubos y envases usados ​​para ser utilizado. Estos materiales deben ser todos autoclave compatible. </li><li> Preparar un suministro de agua estéril para enjuagar. Llenar un frasco estéril con aproximadamente 500 ml de 18 mO x cm de agua, el lugar en una zona de cocción, hervir durante 5 minutos con la tapa, y toma el frasco fuera de la zona de cocción y dejar enfriar con la tapa colocada en el contenedor pero no apretado . Guarde en el refrigerador y preparar una nueva oferta cada mes o cuando sea necesario. </li></ol> 2. Preparación de la Mica Sustrato <ol><li> Corte los sustratos al tamaño adecuado (1 cm x 1 cm) cuadrados con unas tijeras. Mica es delgado y quebradizo. Por otra parte, la compra de la mica en forma de disco que no requiere cortar. </li><li> Escindir la mica con cinta de doble cara. Mica se compone de capas de minerales separadas por iones de intercalación, cada capa se puede despegar cuando se adhiere a la cinta de doble cara. 18 <ol><li> Coloque los cuadrados de mica en la cinta de doble cara todavía en el dispensador de cinta, asegurándose de que se adhiere firmemente a la cinta. Deslice cuidadosamente las pinzas entre la mica y la cinta, la más capa superior se eliminará y se mantienen en la cinta. Inmediatamente después de la eliminación, la plaza mica tendrá frente a su lado limpio hacia abajo. Asegúrese de voltear la mica sobre antes de guardarlo en un recipiente. </li><li> Repita esto tres o cuatro veces para asegurar la eliminación completa de la capa superior más y una limpieza adecuados. </li></ol></li><li> Alternativamente, adherir la mica a un contenedor o de sobremesa con un trozo de cinta de doble cara y utilizar una segunda pieza para stick hacia y retire la capa superior más mica. La mica se limpiará correctamente en ambos casos, aunque el método alternativo hace depositar ADN y enjuagar y secar la muestra difícil debido a la segunda adherencia al soporte. </li></ol> 3. Depósito ADN Origami en Mica <ol><li> Brevemente, mezclar el vial de origami de ADN usando un mezclador de vórtice para asegurar una dispersión uniforme de nanoestructuras en solución. </li><li> Pipeta 4 l de solución sobre la mica, asegurando que la punta de la pipeta no toca el sustrato. Deje el origami de ADN en la mica por aproximadamente 10 minutos para asegurar una cobertura adecuada. El tiempo de deposición puede variar dependiendo de la concentración de origami de ADN utilizado, así como la cobertura deseada (Figuras 2 y 3). <ol><li> Enjuague la solución de origami de ADN fuera del substrato de mica usando 100 l de agua estéril sobre un fregadero u otro recipiente de líquido. Recoge la mica con unas pinzas. Pipetear el agua en elsustrato, con el flujo de la gota hacia la punta de las pinzas. Agite la mica con la baja de movimiento afilados para quitar el exceso de agua. Mantenga las pinzas en posición vertical para que el agua fluirá hacia las pinzas para evitar la contaminación de la muestra. </li></ol></li><li> Se seca el sustrato con una corriente constante de nitrógeno (N 2) durante 1 min. Asegúrese de que se elimina el exceso de agua. Repita el enjuague con un adicional de 100 l de agua estéril. Se seca el sustrato con N 2 durante otros 3 minutos. Un sustrato completamente seco es necesaria para el análisis exitoso microscopía de fuerza atómica (AFM) (Figura 4). </li><li> Analizar el sustrato utilizando AFM o almacenar en un recipiente cerrado. </li></ol> 4. CMOS / Silicon Limpieza Set-up <ol><li> PRECAUCIÓN: Cuando se utiliza el CMOS set-up, utilizar equipo de protección personal en todo momento. Los reactivos incluyen ácidos fuertes, bases fuertes, ácido fluorhídrico (HF), y fuertes agentes oxidantes que can reaccionar con disolventes residuales si los reactivos no se desechan convenientemente. Tener en cuenta las siguientes medidas de seguridad: <ol><li> Casa el CMOS banco en una campana química con ningún otro proceso o set-ups. </li><li> Use guantes de nitrilo, bata de laboratorio, gafas de seguridad, guantes de nitrilo grandes industriales, un delantal derrame, y una careta en todo momento al utilizar el banco de CMOS. </li><li> Utilice tubos de plástico como de contención secundaria cuando se preparan soluciones. </li><li> Use un vaso de precipitados de medición fluorado polímero inerte para el manejo de la HF concentrado. </li><li> Hacer ungüento gluconato de calcio disponible como primeros auxilios para cualquier exposición de la piel. </li><li> Sólo por personal debidamente capacitado para llevar a cabo el proceso. </li><li> Asegúrese siempre de otro miembro del laboratorio está presente en caso de emergencia. </li><li> Mantenga la información MSDS para todos los productos químicos cerca de la campana. </li><li> Estar familiarizado con la institución de políticas o de derrames químicos y de exposición de la empresa. Nota: HF penetra fácilmente la piely es un eliminador de calcio, que afecta a los huesos y nervios dañinos si se produce la exposición. La exposición dérmica a unos pocos mililitros de ácido fluorhídrico concentrado puede ser peligroso e incluso mortal. Establecer las precauciones necesarias para garantizar la exposición no se produce. </li></ol></li><li> Realizar RCA1 y RCA2 en unos vasos separados 250 ml de vidrio en placas separadas. Cada vaso de precipitados debe contener una barra de agitación. Controlar la temperatura de la solución utilizando termómetros sujetadas por lo que la barra de agitación no golpear en el bulbo. Cubrir los vasos de precipitados utilizando un vidrio de reloj para disminuir los efectos de la evaporación. </li><li> Preparación RCA1 <ol><li> Colocar 50 ml de 18 mO x cm de agua en el vaso RCA1 designado usando un vaso de precipitados de medición. </li><li> Añadir 15 ml de hidróxido de amonio concentrado (NH 4 OH) al vaso de precipitados. Enjuague el vaso de precipitados de medición con 25 ml de agua y añadir el agua de enjuague en el vaso RCA1. </li><li> Encienda el calor y agitador en la placa caliente y llevar el baño RCA1 a 70 ° C. </li&gt; <li> Añadir 15 ml de peróxido de hidrógeno al 30% (H 2 O 2) al vaso de precipitados RCA1. Utilice la solución RCA1 dentro de 1 hora después de que el H 2 O 2 se ha añadido. El baño puede ser utilizado varias veces en el lapso de tres días si se añaden 15 ml de peróxido para el baño cada vez. </li><li> Enjuague el vaso de precipitados de medición a fondo con agua y deseche el enjuague en una botella de residuos RCA1 apropiado. </li></ol></li><li> Preparación RCA2 <ol><li> Añadir 70 ml de 18 mO x cm de agua al vaso de precipitados RCA2 designado utilizando el vaso de medición minuciosamente enjuagado. </li><li> Añadir 15 ml de ácido clorhídrico concentrado (HCl). Enjuague el vaso de precipitados de medición con 20 ml de agua y añadirlo al vaso de precipitados RCA2. </li><li> Suba el fuego y revuelva velocidad de la placa de cocción hasta que la solución alcanza 70 ° C. </li><li> Añadir 15 ml de 30% de H 2 O 2. Al igual que el baño de RCA1, utilice esta solución dentro de 1 hora de cuando se añade el H 2 O 2; Además, el bañopuede ser reutilizado varias veces en el lapso de tres días si se añade 15 ml de H 2 O 2 antes de cada uso. </li></ol></li><li> Preparación de la solución HF <ol><li> Colocar 50 ml de agua en un vaso de precipitados de polímero fluorado inerte. </li><li> Medida 4 ml de ácido fluorhídrico concentrado (49%) en el vaso medidor de plástico y añadir al vaso de precipitados de polímero fluorado inerte. </li><li> Enjuague el vaso con plástico que mide un total de 50 ml de agua, añadir el agua de enjuague en el vaso HF. Lavar el vaso de precipitados de medición a fondo con agua y deseche los lavados en un contenedor de residuos HF designado. </li></ol></li></ol> 5. Preparación y Limpieza del Silicio sustrato <ol><li> Cortar las obleas de silicio en chips <ol><li> Identificar las direcciones de celosía perpendiculares y paralelas en la superficie pulida plana de la oblea de silicio. Estas direcciones se utilizan para ayudar a que las plazas de escisión más fácil. Las siguientes instrucciones se refieren a cleavción de silicio &lt;110&gt; y puede no ser adecuado para otras orientaciones cristalinas. </li><li> Coloque la oblea de silicio pulido de lado sobre una superficie blanda, como una servilleta. Uso de la pluma escriba con punta de diamante, suavemente nick la parte inferior de la oblea a lo largo del borde plano primaria. Coloque un pequeño alambre, tal como un clip, por debajo del nick y aplicar una suave presión a la oblea mediante la colocación de los dedos o unas pinzas en cada lado de la nick y empujando hacia abajo. Hacer esto separar la oblea en dos mitades a lo largo de la línea de red cristalina en la dirección escinden natural. </li><li> En otra servilleta, con un lápiz y una regla, mida la anchura deseada de las plazas marcando puntos en la parte superior y la parte inferior de la servilleta. Conecte estos puntos con líneas rectas. Esto servirá como una guía para las formas, incluso cuadrados. </li><li> Coloque una de las mitades de la oblea de canto primero entre las líneas medidas en la servilleta tiraba contra la línea y repita el paso en 5.1.2 El recién roto perpendicular pieces ahora deben ser la anchura de los cuadrados escindidos. Gire la oblea horizontalmente en la servilleta. Colóquelo entre líneas perpendiculares y repita el proceso en el paso 5.1.2. </li><li> Guarde las virutas de la oblea recién escindidas en un frasco limpio lleno de agua DI para evitar que se raye. Los chips de silicio se pueden almacenar de forma indefinida, pero se deben limpiar antes de comenzar los experimentos. </li></ol></li><li> CMOS de limpieza de Silicon <ol><li> Cuando la solución RCA1 ha alcanzado la temperatura apropiada, sumergir ocho a diez 1 cm x 1 cm chips de silicio en la solución utilizando una cesta de polímero fluorado inerte con un &quot;diámetro 2. Burbujas de oxígeno se formará en los chips y las paredes del vaso de precipitados. Si no hay burbujeo ocurre, el H 2 O 2 es degradada. Deje las fichas en la solución durante 10 a 20 min, agitando la canasta de arriba a abajo cada pocos minutos para mantener las fichas se peguen entre sí. </li><li> Levante la cesta que contiene los chips de silicio y escurrir bien. Mueva la cesta sobre to el vaso de residuos y enjuague bien con 18 mO x cm de agua. Sumerja en el vaso de lavado y agitan arriba y abajo durante 20 segundos. Escurrir la cesta y enjuagar bien con agua sobre el vaso de residuos. Vacíe el recipiente de residuos en una botella de residuos RCA1 designada y vuelva a llenar con agua. </li><li> Después de la limpieza RCA1 es completa, colocar la cesta en el vaso de precipitados 1:50 HF para 10 a 20 seg. Use un suave movimiento ascendente y descendente para mezclar los chips y HF. Levante el cubo volcada para permitir que el HF se drene por completo. Nota: Las superficies de viruta deben ser hidrófobo; agua no mojar el chip, pero en lugar formar gotitas con altos ángulos de contacto. Esto indica que el óxido de silicio ha sido grabado al agua fuerte de distancia y el chip está ahora terminado por enlaces Si-H. </li><li> Poner el vaso de lavado y enjuague vaso en un recipiente de plástico, mover la cesta sobre el vaso de enjuague y enjuague con 18 mO x cm de agua. Sumerja la canasta en el vaso de lavado y agite durante 20 segundos. </li><li> Completar un segundo drenaje y Rinsciclo e con 18 mO x cm de agua. Volcar el agua de lavado en el vaso de enjuague y vuelva a llenar el vaso de lavado con agua. Vierta todos los residuos en una botella de plástico de residuos HF designado. </li><li> Cuando la solución RCA2 ha alcanzado la temperatura apropiada, sumergir los chips de silicio en las soluciones utilizando la cesta. Deja en la solución durante 10 a 20 min. El chip será ahora hidrófila debido al crecimiento de un (1-2 nm) óxido de película delgada. </li><li> Eliminar después de la cantidad adecuada de tiempo y seguir los mismos procedimientos de lavado como para RCA1. Deshágase de los residuos en el contenedor de residuos RCA2 apropiado. Retire cada chip de la cesta con pinzas de plástico, enjuagar con agua y secar con nitrógeno. </li><li> Chips de las tiendas en una caja de obleas de plástico o en un frasco de 18 cm x mO agua. El silicio se mantendrá limpia cuando se almacena en agua durante aproximadamente tres días después de la limpieza. Asegúrese de que el área de trabajo se limpia adecuadamente y el exterior de los guantes CMOS haber sido lavado. Deje la CMGuantes de OS en el capó se sequen. </li></ol></li></ol> 6. Depósito ADN Origami sobre silicio funcionalizado APTES <ol><li> Autoensamblada monocapa Formación sobre silicio <ol><li> APTES calentar a temperatura ambiente antes de abrir. Si la botella es demasiado frío, se puede producir condensación, provocando la hidrólisis de los APTES durante el almacenamiento. Añadir 1.980 l de 18 mO x cm de agua y 20 l de APTES a un vial de centelleo limpia y agitar para mezclar. Utilice esta solución inmediatamente. </li><li> Coloque un chip de silicio limpiado reflexivo de lado en el vial de centelleo, colmo, y deje reposar durante 20 minutos. Retire el chip usando pinzas y enjuague con 200 l de agua y en seco durante 1 minuto con una corriente de N2. </li></ol></li><li> Depositar origami de ADN en APTES funcionalizado Silicio Nota: Los pasos para depositar origami de ADN en el silicio funcionalizado son análogos a aquellos para depositar sobre mica. <ol><li> Mezclar brevemente el vial de origami de ADN y pipeta de 4 l de soluciónsobre el sustrato de silicio. Si es necesario, aumentar el volumen de la solución de origami de ADN utilizado para cubrir todo el sustrato como el silicio funcionalizado es más hidrófobo que el sustrato de mica. Utilice una hoja de cubierta de vidrio para presionar la solución de deposición hacia abajo y evitar la evaporación durante largos deposiciones. </li><li> Dejar reposar la solución por la cantidad de tiempo necesario para que la concentración utilizada y la cobertura deseada (véanse las Figuras 2 y 3 para el efecto del tiempo y la concentración en cobertura de la superficie). Enjuagar el sustrato con 100 l de 18 mO x cm de agua estéril y seca con N 2 durante 1 min. </li><li> Repetir el enjuague con un adicional de 100 l de agua estéril y secar el sustrato con N2 durante 3 min. </li><li> Conservar la muestra en un recipiente limpio hasta que otros experimentos o de imágenes se pueden realizar. Las muestras comienzan a mostrar acumulación de partículas después de aproximadamente una a dos semanas de almacenamiento en función de cómo much se manejan. </li></ol></li></ol> 7. Imaging AFM y Análisis de Imágenes de las muestras de ADN de Origami <ol><li> Utilice AFM en modo Tapping en el aire con fines de imagen. El modo de tocar asegura que una fuerza mínima será aplicado a las nanoestructuras frágiles, en comparación con el modo de contacto. Nota: Los parámetros de imagen serán dependientes en el instrumento. Todas las imágenes presentadas fueron capturados utilizando un MultiMode Nanoscope IIIa. </li><li> Seleccione sondas de AFM de no contacto / modo en el aire de tapping, con revestimiento reflectante de oro, una frecuencia de resonancia (nominal) de ~ 300 kHz, fuerza constante de 40 N / m, y punta de radio &lt;10 nm. </li><li> Procesar y analizar las imágenes de AFM utilizando NanoScope Software de Análisis. Realizar cálculos de cobertura usando ImageJ. 19 </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Hay varios pasos que hay que hacer hincapié para lograr resultados consistentes y ideales. Para las muestras de mica, siguiendo un estricto y enjuague a fondo y secado régimen, como en los pasos 3.3 y 3.4, se asegurará de que las imágenes de alta calidad de origami de ADN individuales pueden alcanzarse mediante AFM sin los diversos problemas descritos en la sección de Resultados Representante. De importancia primaria para muestras de silicio es la limpieza del sustrato. Siguiendo los procedimientos de limpieza desc...

Presentado por primera vez en 2006, el origami de ADN utiliza la naturaleza auto-ensamblaje de oligonucleótidos de ADN para producir nanoestructuras designable y altamente ordenados. 1 Una miríada de estructuras se han reportado, que van desde caras sonrientes a enganchada cajas de 3 dimensiones. 2 ADN origami se puede funcionalizar con diferentes biomoléculas y nanoestructuras, dando lugar a aplicaciones de investigación en nanoelectrónica, la medicina y la computación cuántica. 3 Sin embargo, el análisis y muchas aplicaciones futuras no dependen sólo de diseño estructural, sino también de la adhesión de las nanoestructuras de origami de ADN a las superficies. Los métodos descritos en este manuscrito se refieren a la preparación de muestras de origami de ADN en dos tipos de sustratos: mica y óxido de silicio funcionalizado. Mica es el sustrato de elección para estudios de origami de ADN porque es atómicamente plana, con una altura de capa de 0,37 ± 0,02 nm nm. 4 También es EASily limpiado, por lo que la preparación de muestras y la microscopía de fuerza atómica (AFM) Estudios sencillo. Mica moscovita contiene una alta densidad de potasio en cada plano de escisión, pero estos iones se difunden fuera de la superficie de mica cuando en el agua. Para mediar en la unión de origami de ADN al sustrato mica, Mg 2+ se utiliza para invertir la carga negativa de la mica y se unen electrostáticamente el esqueleto de fosfato del ADN al sustrato (Figura 1A). 5 Las mezclas de ADN recocido en presencia de gran excesos de hilos básicos dan una alta cobertura y buenas imágenes en la mica, porque la adhesión de origami de ADN a la superficie 2+ -terminated Mg es mucho más fuerte que la adhesión de oligonucleótidos de cadena sencilla (hebras de primera necesidad). Otros iones cargados positivamente, incluyendo Ni y Co 2+ 2+ se pueden utilizar para controlar la adherencia de ADN en mica. 6,7 Cambio de la concentración de cationes monovalentes y divalentes en solución puede mediar adhetasas de origami de ADN sión y difusión superficial. 8 Sin embargo, el protocolo para la preparación de sustratos de mica y depositar y enjuagar el origami a menudo no se describe explícitamente en los manuscritos publicados. 9 Sin un protocolo claro, resultados reproducibles pueden ser difíciles de obtener. La mica es un aislante, por lo que no es adecuado como sustrato para algunas aplicaciones en nanoelectrónica. Silicio pasivado con un óxido nativo delgada tiene propiedades electrónicas deseables, incluida la compatibilidad con el procesamiento antes de semiconductor de óxido de metal de cortesía (CMOS) para crear estructuras de entrada / salida y las características topográficas. Las obleas de silicio almacenados en el aire se pasivan ya sea con un óxido térmico de espesor o película delgada de óxido nativo que es relativamente sucio, con un alto número de partículas. El óxido de silicio tiene una densidad de carga superficial mucho más baja que la mica, y la densidad de carga es altamente dependiente de la preparación de óxido y la historia. En las concentraciones de iones de magnesio above 150 mM, buenas coberturas (hasta 4 / m 2) de origami de ADN rectangular se puede lograr sobre sustratos de silicio de plasma tratado de oxígeno; sin embargo, esta concentración y la cobertura pueden cambiar dependiendo del tamaño y el diseño de las nanoestructuras que se utiliza. 10 Un protocolo alternativo para el ajuste de la carga superficial es adjuntar un auto-ensamblado monocapa catiónica de 3-aminopropiltrietoxisilano (APTES) (Figura 1B) a el óxido. La amina primaria en APTES puede estar protonado a valores de pH por debajo de 9, la modificación de la carga y la hidrofobicidad del sustrato. 11 Para una monocapa completa de APTES para ser depositado con éxito, el silicio debe ser limpiado apropiadamente utilizando protocolos (RCA) Radio Corporation of America . Estos protocolos incluyen tratamientos en hidróxido de amonio y soluciones de peróxido de hidrógeno (RCA1) para eliminar los residuos orgánicos y los contaminantes de partículas. Un corto grabado en solución acuosa de ácido fluorhídrico elimina la capa de óxido nativo junto concualesquiera contaminantes iónicos que se adhieren al óxido. Finalmente, las muestras se exponen a una solución de ácido clorhídrico y peróxido de hidrógeno (RCA2) para eliminar el metal y contaminantes iónicos y formar una capa de óxido delgada, uniforme. 12 La mayoría de salas blancas han designado capuchas para protocolos de limpieza CMOS, con reglas estrictas sobre lo que se puede utilizar en estas áreas. Un problema común viene en la forma de iones tales como sodio, que pueden alterar las propiedades electrónicas de estructuras CMOS mediante la creación de trampas midbandgap. 13 Los iones comúnmente utilizado en origami de ADN de preparación y deposición tampones podría contaminar los baños CMOS y causar problemas para otros investigadores utilizando la habitación limpia. Por esta razón, nuestro grupo utiliza un CMOS &#39;sucias&#39; banco de limpieza dispuestos específicamente para las pequeñas muestras utilizadas para la investigación de origami de ADN. Este proceso es una buena alternativa a la sala blanca tradicional puesta a punto y puede ser adecuado para laboratorios que no tienen acceso a un banco de CMOS de sala limpia.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Eppendorf epT.I.P.S. Reloads, capacity 2-200 &#956;L&#160;</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>22491733</td>
			<td>10 reload tray of 96 tips</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcentrifuge Tubes, Polypropylene</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>87003-290</td>
			<td>0.65 mL, natural</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Research Plus Pippete - Single Channel - 20-200 &#956;L</td>
			<td>A. Daigger &#38; Company, Inc.</td>
			<td>EF8960F-3120000054 EACH</td>
			<td>Adjustable Volume</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Research Plus Pippete - Single Channel - 2-20 &#956;L</td>
			<td>A. Daigger &#38; Company, Inc.</td>
			<td>EF8960D-3120000038 EACH</td>
			<td>Adjustable Volume</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scotch 237 Permanent Double-Sided Tape</td>
			<td>Office Depot, Inc.</td>
			<td>602710</td>
			<td>3/4&#34; x 300&#34;, Pack of 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex Mixer</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>M37610-33Q</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wafer container single, 2&#34; (50 mm), 60 mm x 11 mm</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>64917-2</td>
			<td>6 per pack</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6&#34; Wafer, P-type, &#60;100&#62; orientation, w/ primary flat</td>
			<td>Nova Electronic Materials, Ltd.</td>
			<td>GC49266</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Powder-Free Nitrile Examination Gloves</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>82062-428</td>
			<td>Catalog number is for size large</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High Accuracy Noncontact probes with Au reflective coating</td>
			<td>K-Tek Nanotechnology, Inc.</td>
			<td>HA_NC/15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Autoclave Pan</td>
			<td>A. Daigger &#38; Company, Inc.</td>
			<td>NAL692-5000 EF25341C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sol-Vex II Aggressive Gloves, Size: 9-9.5; 15 mil, 13 inch - 1 dz</td>
			<td>Spectrum Chemical Mfg. Corp.</td>
			<td>106-15055</td>
			<td>Before use, rinse with water and scrub together until no bubbles form on the gloves.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tweezers PTFE 200 mm Square</td>
			<td>Dynalon Corp.</td>
			<td>316504-0002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Muscovite Mica Sheets V-5 Quality</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>71850-01</td>
			<td>10 per pack</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mica Disc, 10 mm</td>
			<td>Ted Pella, Inc</td>
			<td>50</td>
			<td>Mica discs are optional</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scriber Diamon Pen for Glassware</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>52865-005</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scintillation Vials, Borosilicate Glass, with Screw Cap - 20 mL</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>66022-060</td>
			<td>Case of 500, with attached polypropylene cap and pulp foil liner</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4 x 5 Inch Top PC-200 Hot Plate, 120 V/60 Hz</td>
			<td>Dot Scientific, Inc.</td>
			<td>6759-200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight-Sided Glass Jars, Wide Mouth</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>89043-554</td>
			<td>Case of 254, caps with pulp/vinyl liner attached</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standar-Grade Glass Beaker, 250 mL Capacity</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>173506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Beakers, PTFE</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>89026-022</td>
			<td>For use with HF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shallow form watch glass, 3&#34;</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>66112-107</td>
			<td>Case of 12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic Storage Container</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>470195-354</td>
			<td>For secondary container</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>General-Purpose Liquid-In-Glass Thermometers</td>
			<td>VWR International, LLC</td>
			<td>89095-564</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High precision and ultra fine tweezers</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>78310-0</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polycarbonate Faceshield</td>
			<td>Fisher Scientific, Inc.</td>
			<td>18-999-4542</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neoprene Apron</td>
			<td>Fisher Scientific, Inc.</td>
			<td>19-810-609</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium Gluconate, Calgonate</td>
			<td>W.W Grainger, Inc.</td>
			<td>13W861</td>
			<td>Tube, 25 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrogen Peroxide 30 % CR ACS 500 mL</td>
			<td>Fisher Scientific, Inc.</td>
			<td>H325 500</td>
			<td>HARMFUL, TOXIC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-Aminopropyltriethoxysilane</td>
			<td>Gelest Inc.</td>
			<td>SIA0610.0-25GM</td>
			<td>Let warm to room temperature before use.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ammonium hydroxide, 2.5 L</td>
			<td>Fisher Scientific, Inc.</td>
			<td>A669-212</td>
			<td>HARMFUL, TOXIC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrochloric acid</td>
			<td>Fisher Scientific, Inc.</td>
			<td>A144-212</td>
			<td>HARMFUL, TOXIC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrofluoric acid</td>
			<td>Fisher Scientific, Inc.</td>
			<td>A147-1LB</td>
			<td>HARMFUL, TOXIC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MultiMode Nanoscope IIIa</td>
			<td>Veeco Instruments, Inc.</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Any AFM capable of tapping mode is suitable for analysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dunk basket</td>
			<td>Made in lab</td>
			<td>Made in lab</td>
			<td>The dunk basket was made using the bottom of a PTFE bottle with holes drilled in, PTFE handle, and all PTFE screws.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

preparation of mica and silicon substrates for dna origami analysis and experimentation

The designed nature and controlled, one-pot synthesis of DNA origami provides exciting opportunities in many fields, particularly nanoelectronics. Many of these applications require interaction with and adhesion of DNA nanostructures to a substrate. Due to its atomically flat and easily cleaned nature, mica has been the substrate of choice for DNA origami experiments. However, the practical applications of mica are relatively limited compared to those of semiconductor substrates. For this reason, a straightforward, stable, and repeatable process for DNA origami adhesion on derivatized silicon oxide is presented here. To promote the adhesion of DNA nanostructures to silicon oxide surface, a self-assembled monolayer of 3-aminopropyltriethoxysilane (APTES) is deposited from an aqueous solution that is compatible with many photoresists. The substrate must be cleaned of all organic and metal contaminants using Radio Corporation of America (RCA) cleaning processes and the native oxide layer must be etched to ensure a flat, functionalizable surface. Cleanrooms are equipped with facilities for silicon cleaning, however many components of DNA origami buffers and solutions are often not allowed in them due to contamination concerns. This manuscript describes the set-up and protocol for in-lab, small-scale silicon cleaning for researchers who do not have access to a cleanroom or would like to incorporate processes that could cause contamination of a cleanroom CMOS clean bench. Additionally, variables for regulating coverage are discussed and how to recognize and avoid common sample preparation problems is described.

Dos variables determinan la cobertura de origami de ADN en el sustrato: concentración de la solución y tiempo de exposición. Las características de adsorción de origami de ADN en mica y APTES óxido de silicio funcionalizado se ha informado anteriormente. 13 La relación entre la concentración de origami de ADN en la solución de deposición y las coberturas finales sobre mica se resumen en la Tabla 1 y la Figura 2, que muestra el aumento de los resultados de concentrac...

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Preparation of Mica and Silicon Substrates for DNA Origami Analysis and Experimentation

Reproducible cleaning processes for substrates used in DNA origami research are described, including bench-top RCA cleaning and derivatization of silicon oxide. Protocols for surface preparation, DNA origami deposition, drying parameters, and simple experimental set-ups are illustrated.

Preparación de Mica y Silicon Sustratos para el Análisis de Origami ADN y Experimentación

The designed nature and controlled, one-pot synthesis of DNA origami provides exciting opportunities in many fields, particularly nanoelectronics. Many of ...

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Research

JoVE Journal

Chemistry

14.2K vistas.  University of Notre Dame. Reproducible cleaning processes for substrates used in DNA origami research are described, including bench-top RCA cleaning and derivatization of silicon oxide. Protocols for surface preparation, DNA origami deposition, drying parameters, and simple experimental set-ups are illustrated.

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Origami Inspired Self-assembly of Patterned and Reconfigurable Particles

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two dimensional (2D) structures. These technologies are mature, offer high precision and many of them can be implemented in a high-throughput manner. We leverage the advantages of planar lithography and combine them with self-folding methods1-20 wherein physical forces derived from surface tension or residual stress, are used to curve or fold planar structures into three dimensional (3D) structures. In doing so, we make it possible to mass produce precisely patterned static and reconfigurable particles that are challenging to synthesize.
In this paper, we detail visualized experimental protocols to create patterned particles, notably, (a) permanently bonded, hollow, polyhedra that self-assemble and self-seal due to the minimization of surface energy of liquefied hinges21-23 and (b) grippers that self-fold due to residual stress powered hinges24,25. The specific protocol described can be used to create particles with overall sizes ranging from the micrometer to the centimeter length scales. Further, arbitrary patterns can be defined on the surfaces of the particles of importance in colloidal science, electronics, optics and medicine. More generally, the concept of self-assembling mechanically rigid particles with self-sealing hinges is applicable, with some process modifications, to the creation of particles at even smaller, 100 nm length scales22, 26 and with a range of materials including metals21, semiconductors9 and polymers27. With respect to residual stress powered actuation of reconfigurable grasping devices, our specific protocol utilizes chromium hinges of relevance to devices with sizes ranging from 100 &mu;m to 2.5 mm. However, more generally, the concept of such tether-free residual stress powered actuation can be used with alternate high-stress materials such as heteroepitaxially deposited semiconductor films5,7 to possibly create even smaller nanoscale grasping devices.

We describe experimental details of the synthesis of patterned and reconfigurable particles from two dimensional (2D) precursors. This methodology can be used to create particles in a variety of shapes including polyhedra and grasping devices at length scales ranging from the micro to centimeter scale.

Origami Inspired autoensamblaje de partículas modeladas y Reconfigurable

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two ...

Investigación

Química

Isolation and Preparation of Bacterial Cell Walls for Compositional Analysis by Ultra Performance Liquid Chromatography

The bacterial cell wall is critical for the determination of cell shape during growth and division, and maintains the mechanical integrity of cells in the face of turgor pressures several atmospheres in magnitude. Across the diverse shapes and sizes of the bacterial kingdom, the cell wall is composed of peptidoglycan, a macromolecular network of sugar strands crosslinked by short peptides. Peptidoglycan&#8217;s central importance to bacterial physiology underlies its use as an antibiotic target and has motivated genetic, structural, and cell biological studies of how it is robustly assembled during growth and division. Nonetheless, extensive investigations are still required to fully characterize the key enzymatic activities in peptidoglycan synthesis and the chemical composition of bacterial cell walls. High Performance Liquid Chromatography (HPLC) is a powerful analytical method for quantifying differences in the chemical composition of the walls of bacteria grown under a variety of environmental and genetic conditions, but its throughput is often limited. Here, we present a straightforward procedure for the isolation and preparation of bacterial cell walls for biological analyses of peptidoglycan via HPLC and Ultra Performance Liquid Chromatography (UPLC), an extension of HPLC that utilizes pumps to deliver ultra-high pressures of up to 15,000 psi, compared with 6,000 psi for HPLC. In combination with the preparation of bacterial cell walls presented here, the low-volume sample injectors, detectors with high sampling rates, smaller sample volumes, and shorter run times of UPLC will enable high resolution and throughput for novel discoveries of peptidoglycan composition and fundamental bacterial cell biology in most biological laboratories with access to an ultracentrifuge and UPLC.

The bacterial cell wall is composed of peptidoglycan, a macromolecular network of sugar strands crosslinked by peptides. Ultra Performance Liquid Chromatography provides high resolution and throughput for novel discoveries of peptidoglycan composition. We present a procedure for the isolation of cell walls (sacculi) and their subsequent preparation for analysis via UPLC.

Aislamiento Y Preparación De Paredes Celulares Bacterianas Para El Análisis Compositiva Por Cromatografía Líquida De Ultra Rendimiento

The bacterial cell wall is critical for the determination of cell shape during growth and division, and maintains the mechanical integrity of cells in the ...

Folding and Characterization of a Bio-responsive Robot from DNA Origami

The DNA nanorobot is a hollow hexagonal nanometric device, designed to open in response to specific stimuli and present cargo sequestered inside. Both stimuli and cargo can be tailored according to specific needs. Here we describe the DNA nanorobot fabrication protocol, with the use of the DNA origami technique. The procedure initiates by mixing short single-strand DNA staples into a stock mixture which is then added to a long, circular, single-strand DNA scaffold in presence of a folding buffer. A standard thermo cycler is programmed to gradually lower the mixing reaction temperature to facilitate the staples-to-scaffold annealing, which is the guiding force behind the folding of the nanorobot. Once the 60 hr folding reaction is complete, excess staples are discarded using a centrifugal filter, followed by visualization via agarose-gel electrophoresis (AGE). Finally, successful fabrication of the nanorobot is verified by transmission electron microscopy (TEM), with the use of uranyl-formate as negative stain.

DNA origami is a powerful method for fabricating precise nanoscale objects by programming the self-assembly of DNA molecules. Here we describe a protocol for the folding of a bio-responsive robot from DNA origami, its purification and negative staining for transmission electron microscopic imaging (TEM).

Plegable y caracterización de un Robot Bio-sensible de ADN Origami

The DNA nanorobot is a hollow hexagonal nanometric device, designed to open in response to specific stimuli and present cargo sequestered inside. Both ...

Preparation of Macroporous Epitaxial Quartz Films on Silicon by Chemical Solution Deposition

This work describes the detailed protocol for preparing piezoelectric macroporous epitaxial quartz films on silicon(100) substrates. This is a three-step process based on the preparation of a sol in a one-pot synthesis which is followed by the deposition of a gel film on Si(100) substrates by evaporation induced self-assembly using the dip-coating technique and ends with a thermal treatment of the material to induce the gel crystallization and the growth of the quartz film. The formation of a silica gel is based on the reaction of a tetraethyl orthosilicate and water, catalyzed by HCl, in ethanol. However, the solution contains two additional components that are essential for preparing mesoporous epitaxial quartz films from these silica gels dip-coated on Si. Alkaline earth ions, like Sr2+ act as glass melting agents that facilitate the crystallization of silica and in combination with cetyl trimethylammonium bromide (CTAB) amphiphilic template form a phase separation responsible of the macroporosity of the films. The good matching between the quartz and silicon cell parameters is also essential in the stabilization of quartz over other SiO2 polymorphs and is at the origin of the epitaxial growth.

A protocol is presented for the preparation of piezoelectric macroporous epitaxial films of quartz on silicon by solution chemistry using dip-coating and thermal treatments in air.

Preparación de macroporosas Epitaxial cuarzo Films en silicio por la solución de deposición química

This work describes the detailed protocol for preparing piezoelectric macroporous epitaxial quartz films on silicon(100) substrates. This is a three-step ...

Gene-therapy Inspired Polycation Coating for Protection of DNA Origami Nanostructures

DNA origami nanostructures hold an immense potential to be used for biological and medical applications. However, low-salt conditions and nucleases in physiological fluids induce denaturation and degradation of self-assembled DNA nanostructures. In non-viral gene delivery, enzymatic degradation of DNA is overcome by the encapsulation of the negatively charged DNA in a cationic shell. Herein, inspired by gene delivery advancements, a simple, one-step and robust methodology is presented for the stabilization of DNA origami nanostructures by coating them with chitosan and linear polyethyleneimine. The polycation coating efficiently protects DNA origami nanostructures in Mg-depleted and nuclease-rich media. This method also preserves the full addressability of enzyme- and aptamer-based functionalization of DNA nanostructures.

Here, a protocol for the protection of DNA origami nanostructures in Mg-depleted and nuclease-rich media using natural cationic polysaccharide chitosan and synthetic linear polyethyleneimine (LPEI) coatings is presented.

Terapia génica inspirado POLICATIÓN recubrimiento para protección de nanoestructuras de Origami de ADN

DNA origami nanostructures hold an immense potential to be used for biological and medical applications. However, low-salt conditions and nucleases in ...

Assembly of Gold Nanorods into Chiral Plasmonic Metamolecules Using DNA Origami Templates

The inherent addressability of DNA origami structures makes them ideal templates for the arrangement of metal nanoparticles into complex plasmonic nanostructures. The high spatial precision of a DNA origami-templated assembly allows controlling the coupling between plasmonic resonances of individual particles and enables tailoring optical properties of the constructed nanostructures. Recently, chiral plasmonic systems attracted a lot of attention due to the strong correlation between the spatial configuration of plasmonic assemblies and their optical responses (e.g., circular dichroism [CD]). In this protocol, we describe the whole workflow for the generation of DNA origami-based chiral assemblies of gold nanorods (AuNRs). The protocol includes a detailed description of the design principles and experimental procedures for the fabrication of DNA origami templates, the synthesis of AuNRs, and the assembly of origami-AuNR structures. In addition, the characterization of structures using transmission electron microscopy (TEM) and CD spectroscopy is included. The described protocol is not limited to chiral configurations and can be adapted for the construction of various plasmonic architectures.

We describe the detailed protocol for the DNA origami-based assembly of gold nanorods into chiral plasmonic metamolecules with strong chiroptical responses. The protocol is not limited to chiral configurations and can be easily adapted for the fabrication of various plasmonic architectures.

Asamblea de nanobarras de oro en Metamolecules plasmónica quirales mediante plantillas de Origami de ADN

The inherent addressability of DNA origami structures makes them ideal templates for the arrangement of metal nanoparticles into complex plasmonic ...

Growth of Gold Dendritic Nanoforests on Titanium Nitride-coated Silicon Substrates

In this study, a high-power impulse magnetron sputtering system is used to coat a flat and firm titanium nitride (TiN) film on silicon (Si) wafers, and a fluoride-assisted galvanic replacement reaction (FAGRR) is employed for the rapid and easy deposition of gold dendritic nanoforests (Au DNFs) on the TiN/Si substrates. Scanning electron microscopy (SEM) images and energy-dispersive X-ray spectroscopy patterns of TiN/Si and Au DNFs/TiN/Si samples validate that the synthesis process is accurately controlled. Under the reaction conditions in this study, the thickness of the Au DNFs increases linearly to 5.10 &#177; 0.20 &#181;m within 15 min of the reaction. Therefore, the employed synthesis procedure is a simple and rapid approach for preparing Au DNFs/TiN/Si composites.

This study presents a feasible procedure for synthesizing gold dendritic nanoforests on titanium nitride/silicon substrates. The thickness of gold dendritic nanoforests increases linearly within 15 min of a synthesis reaction.

Crecimiento de nanoformas dendríticas de oro en sustratos de silicio recubiertos de nitruro de titanio

In this study, a high-power impulse magnetron sputtering system is used to coat a flat and firm titanium nitride (TiN) film on silicon (Si) wafers, and a ...

DNA Origami-Mediated Substrate Nanopatterning of Inorganic Structures for Sensing Applications

Structural DNA nanotechnology provides a viable route for building from the bottom-up using DNA as construction material. The most common DNA nanofabrication technique is called DNA origami, and it allows high-throughput synthesis of accurate and highly versatile structures with nanometer-level precision. Here, it is shown how the spatial information of DNA origami can be transferred to metallic nanostructures by combining the bottom-up DNA origami with the conventionally used top-down lithography approaches. This allows fabrication of billions of tiny nanostructures in one step onto selected substrates. The method is demonstrated using bowtie DNA origami to create metallic bowtie-shaped antenna structures on silicon nitride or sapphire substrates. The method relies on the selective growth of a silicon oxide layer on top of the origami deposition substrate, thus resulting in a patterning mask for following lithographic steps. These nanostructure-equipped surfaces can be further used as molecular sensors (e.g., surface-enhanced Raman spectroscopy (SERS)) and in various other optical applications at the visible wavelength range owing to the small feature sizes (sub-10 nm). The technique can be extended to other materials through methodological modifications; therefore, the resulting optically active surfaces may find use in development of metamaterials and metasurfaces.

Here, we describe a protocol to create discrete and accurate inorganic nanostructures on substrates using DNA origami shapes as guiding templates. The method is demonstrated by creating plasmonic gold bowtie-shaped antennas on a transparent substrate (sapphire).

Nanopatrón de nanopatrón de nanopatrón de sustrato mediado por origami de ADN para aplicaciones de cizallamiento

Structural DNA nanotechnology provides a viable route for building from the bottom-up using DNA as construction material. The most common DNA ...

Preparation of Nanoparticles for ToF-SIMS and XPS Analysis

Nanoparticles have gained increasing attention in recent years due to their potential and application in different fields including medicine, cosmetics, chemistry, and their potential to enable advanced materials. To effectively understand and regulate the physico-chemical properties and potential adverse effects of nanoparticles, validated measurement procedures for the various properties of nanoparticles need to be developed. While procedures for measuring nanoparticle size and size distribution are already established, standardized methods for analysis of their surface chemistry are not yet in place, although the influence of the surface chemistry on nanoparticle properties is undisputed. In particular, storage and preparation of nanoparticles for surface analysis strongly influences the analytical results from various methods, and in order to obtain consistent results, sample preparation must be both optimized and standardized. In this contribution, we present, in detail, some standard procedures for preparing nanoparticles for surface analytics. In principle, nanoparticles can be deposited on a suitable substrate from suspension or as a powder. Silicon (Si) wafers are commonly used as substrate, however, their cleaning is critical to the process. For sample preparation from suspension, we will discuss drop-casting and spin-coating, where not only the cleanliness of the substrate and purity of the suspension but also its concentration play important roles for the success of the preparation methodology. For nanoparticles with sensitive ligand shells or coatings, deposition as powders is more suitable, although this method requires particular care in fixing the sample.

A number of different procedures for preparing nanoparticles for surface analysis are presented (drop casting, spin coating, deposition from powders, and cryofixation). We discuss the challenges, opportunities, and possible applications of each method, particularly regarding the changes in the surface properties caused by the different preparation methods.

Preparación de nanopartículas para análisis ToF-SIMS y XPS

Nanoparticles have gained increasing attention in recent years due to their potential and application in different fields including medicine, cosmetics, ...

Mediciones SERS de una sola molécula habilitadas por nanoantenas de origami de ADN plasmónico

Single-Molecule Surface-Enhanced Raman Scattering Measurements Enabled by Plasmonic DNA Origami Nanoantennas

Surface-enhanced Raman scattering (SERS) has the capability to detect single molecules for which high field enhancement is required. Single-molecule (SM) SERS is able to provide molecule-specific spectroscopic information about individual molecules and therefore yields more detailed chemical information than other SM detection techniques. At the same time, there is the potential to unravel information from SM measurements that remain hidden in Raman measurements of bulk material. This protocol outlines the SM SERS measurements using a DNA origami nanoantenna (DONA) in combination with atomic force microscopy (AFM) and Raman spectroscopy. A DNA origami fork structure and two gold nanoparticles are combined to form the DONAs, with a 1.2-2.0 nm gap between them. This allows an up to 1011-fold SERS signal enhancement, enabling measurements of single molecules. The protocol further demonstrates the placement of a single analyte molecule in a SERS hot spot, the process of AFM imaging, and the subsequent overlaying of Raman imaging to measure an analyte in a single DONA.

Autor destacado: Mediciones de dispersión Raman mejoradas en superficie de una sola molécula habilitadas por nanoantenas de origami de ADN plasmónico  

This protocol demonstrates single-molecule surface-enhanced Raman scattering (SERS) measurements using a DNA origami nanoantenna (DONA) combined with colocalized atomic force microscopy (AFM) and Raman measurements.

Mediciones de dispersión Raman mejoradas en superficie de una sola molécula habilitadas por nanoantenas de origami de ADN plasmónico

Surface-enhanced Raman scattering (SERS) has the capability to detect single molecules for which high field enhancement is required. Single-molecule (SM) ...