Este trabajo fue financiado por la Oficina del Premio Programa Investigador Naval de Investigación Joven N000141110914 de la Oficina de Investigación Naval de Grant N000141010827, NSF CARRERA Premio CCF1054898, Nueva Innovator Award 1DP2OD007292 del Director NIH y un Instituto Wyss de inspiración biológica Ingeniería Fondo inicio Facultad (PY) y Centro de Ciencias de la Vida Fondo de inicio (para PC) Tsinghua-Pekín.

1. Secuencia de ADN Diseño <ol><li> Utilice el software UNIQUIMER 27 de diseñar una estructura SST-finito, especificando el número de hélices dobles, longitudes de hélice superior e inferior para cada doble hélice, y el patrón cruzado para crear un lienzo 24H × 28T. Después de definir estos parámetros, la arquitectura general (capítulo composición y el arreglo complementariedad) se ilustra gráficamente en el programa. </li><li> Generar secuencias para las hebras de la estructura especificada para satisfacer la disposición de la complementariedad y los requisitos adicionales (si los hay). Diseño de secuencias de ADN, reduciendo al mínimo la simetría secuencia de 28 (para la mayoría de las estructuras). <ol><li> Generar nucleótidos (A, C, G y T) al azar, uno por uno. </li><li> Nucleótidos partido complementarias a las generadas siguiendo la regla de apareamiento de bases: de A a T y viceversa; C y G, y viceversa. </li><li> No utilice segmentos que se repiten más de ocho o nueve nucleótidos. Cuando tal representantecomer segmentos surgen durante el diseño, mutar los nucleótidos más recientemente generados hasta el requisito de repetir segmentos está satisfecho. </li><li> No utilice cuatro bases consecutivas A, C, G o T. </li><li> Utilice nucleótidos pre-especificados en los puntos de enlace de cadena sencilla (por ejemplo, T y G como el vigésimo primer y vigésimo segundo nucleótidos, respectivamente, para la mayoría de las cadenas) para evitar deslizamiento bases alrededor de los puntos de enlace (por ejemplo, si ambos XXI y vigésimo segundo nucleótidos fueron T, fue posible para el vigésimo primer nucleótido se una al de nucleótidos que el vigésimo segundo nucleótido se supone que se unen a). </li></ol></li><li> Modificar secuencias de ADN manualmente para el etiquetado de estreptavidina, la transformación de los rectángulos en tubos, la formación de diferentes rectángulos y tubos a través de diferentes escalas, y para evitar la agregación causada por los dominios expuestos en SST. <ol><li> Reemplace los dominios expuestos en el límite del lienzo molecular con poli-T tracts. </li><li> Para el etiquetado de estreptavidina, el diseño de los segmentos de la manija (el segmento adicional añadido a la cadena componente que puede unirse a un homólogo complementario tal como una hebra anti-mango) tales que puedan acomodar una hebra anti-mango con 3 &#39;modificación biotina. </li><li> Para la conversión de un rectángulo en un tubo, quite las filas superior e inferior del rectángulo y insertar una nueva fila cuya TSM tienen complementariedad específica a las baldosas correspondientes en la segunda fila superior de la segunda a la fila inferior. </li><li> Para un dominio de una sola hebra expuesta de diferentes formas, reemplace con segmentos de poli-T de 10 a 11 nucleótidos de longitud, o cubrir por protectores de bordes que son complementarias al dominio expuesto y terminan con unos 10-11 nucleótidos largos segmentos de poli-T. </li></ol></li></ol> 2. Preparación de las Lienzo Molecular <ol><li> Obtener hebras de componentes de ADN de secuencias especificados disueltos en agua libre de RNasa de una oligonucleotide fabricante en V de fondo placas de 96 pocillos con oligonucleótidos sintetizados en una escala de 10 nmol con desalado estándar. Centrifugar las placas de 96 pocillos con las hebras de ADN de aproximadamente 10 s a 600 x g. <ol><li> Pipetear 1 l de cada uno de los 362 pozos con hebras de ADN para la 24H × 28T rectángulo (Figura 3A) a 100 mM por filamento (especificación del fabricante) en un tubo de ensayo 2 ml. Añadir 138 l de H destilada desionizada 2 O al tubo de 2 ml de prueba para hacer una disolución madre de la mezcla de hebra a una concentración de 200 nM por filamento. </li></ol></li><li> Añadir 50 l de la solución 200 nM de stock de mezcla hebra, 10 l de tampón 10X de recocido A (50 mM Tris, pH 7,9, EDTA 10 mM, 250 mM de MgCl 2), y 40 l de H destilada desionizada 2 O a un 0,2 tubo ml PCR. Esto hace que una muestra de 100 l de la lona molecular en tampón de hibridación 1X A (5 mM Tris, pH 7,9, EDTA 1 mM, 25 mM de MgCl 2). </li><li> Recocer el sample durante 17 horas en un termociclador de enfriamiento de 90 ° C a 25 ° C. Programa el termociclador de la siguiente manera: la rampa hacia abajo desde 90 ° C a 61 ° C a una velocidad constante de 5 min por ° C; la rampa hacia abajo desde 60 ° C a 25 ° C a una velocidad constante de 20 min por ° C; y se incuba a 4 ° C hasta que la muestra se puede sacar del ciclador térmico. </li><li> Preparar un 2% gel de agarosa nativo. <ol><li> Mida 2,4 g de agarosa en un vaso de precipitados de 600 ml. Añadir 120 ml de tampón TBE 0,5X (44,5 mM Tris-Borato, pH 8,3, EDTA 1 mM) y 30 ml de agua desionizada destilada al vaso de precipitados. </li><li> Microondas durante 3 minutos (o 40 - 60 seg más después de la ebullición). Reponer el agua perdida durante la evaporación mediante la adición de 30 ml de agua, lo que ayuda a mantener la concentración de agarosa en el gel a 2%. </li><li> Agitar el contenido del vaso de precipitados durante 1 min en un baño de agua fría. Añadir 1 ml de 1,2 M de MgCl2 (para hacer una concentración 2 mM MgCl 10 en el gel) y pre-manchan el ingenio de gelh 6 l de tinte SYBR Seguro (1: 20.000). </li><li> Vierta la solución de gel en una caja de gel seco e inserte un 1,5 mm de espesor 12 y peine de electroforesis en gel. Dejar solidificar el gel de 15 a 30 minutos sobre una plataforma aún. </li><li> Verter tampón de gel de rodadura (44,5 mM Tris-Borato, pH 8,3, EDTA 1 mM, y 10 mM de MgCl 2) en el cuadro de gel. Cargar 2-3 l de escalera de ADN de 1 kb en un pozo del gel de agarosa. Mezclar 4 l de 6X colorante azul de bromofenol (0,25% azul de bromofenol, 5 mM Tris, EDTA 1 mM, 10 mM de MgCl 2 y 30% de glicerol) con 20 l de la muestra de la tela molecular y cargar la solución en otro pozo de la gel de agarosa. </li></ol></li><li> Ejecute el nativo de agarosa al 2% durante 2 horas a 100 V en un baño de agua con hielo (azul de bromofenol, se muestra en azul, corre más rápido que hebras de componentes para que pueda servir como un indicador de que si el tiempo de 2 horas de funcionamiento es apropiado). </li><li> Image gel usando un escáner de gel con un filtro apropiado para la tinción de seguro SYBR (Figura 2B </strong&gt;). </li><li> En un transiluminador de luz azul, extirpar la banda dominante con movilidad similar a la banda de 1500 pares de bases de la escalera de ADN de 1 kb utilizando una hoja de afeitar limpia agudo. Coloque la pieza de gel deseada (s) en una columna de centrifugación y luego aplastar el gel en trozos finos utilizando un mortero microtubo. Centrifugar a 438 xg durante 3 min a 4 ° C. </li><li> Medir la concentración del ADN utilizando un espectrofotómetro de ultravioleta a 260 nm. <ol><li> Utilice 2 l de DNasa ultrapura / agua destilada RNasa libre como blanco para calibrar la máquina. </li><li> Use un volumen equivalente de la muestra obtenida de la columna de centrifugación para obtener una estimación de la concentración de ADN. El valor medido de concentración (&quot;a&quot; = ng / l) obtenido en una absorción UV de 260 nm ayudará a determinar el factor de dilución para AFM e imágenes TEM. </li><li> Convertir la concentración medida de &quot;a&quot; (ng / l) a &quot;b&quot; (nM) siguiendo b = a × 10 6 / (330 y# 215; número de nucleótidos). NOTA: El peso molecular de un nucleótido es 330 g / mol. El valor de la concentración molar calculada determinará el factor de dilución para el AFM y TEM de imágenes. Como para el caso de un 24H × 28T rectángulo, la medición común para la muestra purificada es de alrededor de 10 a 60 ng / l. Como el número de nucleótidos para una estructura de este tipo es 14.616 Da, la concentración molar es de aproximadamente de 2 - 12 nM. La concentración final se determina por el rendimiento de recogida (~ 20 - 50%) a partir de la centrifugación y el volumen de la banda de gel escindió a cabo (cuanto mayor sea el volumen, más diluir la muestra purificada). </li></ol></li></ol> 3. Microscopía de Fuerza Atómica Imaging <ol><li> Despegar mica unida a un disco metálico muestra usando cinta adhesiva para obtener una superficie plana y coloque la platina en el escenario de imágenes. </li><li> Añadir 40 l de tampón de hibridación 1X A seguido de 5 l (2 - 5 nM) de la muestra purificada de la 24H × 28Trectángulo a la superficie de mica recién escindida. Dejar que la mezcla se asiente durante aproximadamente 2 min. </li><li> Instalar AFM chip de voladizo de nitruro de silicio sobre un soporte en voladizo. Utilice una punta triangular C (frecuencia de resonancia, f 0 = 40 a 75 kHz; primavera constante, k = 0,24 Nm -1) para obtener imágenes. </li><li> Imagen de una muestra en el modo de líquidos penetrantes. Utilice los siguientes parámetros de imagen para el escaneado: escanear tamaño de 2 m, 1.024 líneas de resolución, y una velocidad de barrido de 0,5 - 1 Hz (Figura 2C). </li><li> Si es necesario, añadir 10 l mM o solución más de 10 NiCl 2 para aumentar la fuerza de unión a ADN 29-mica. </li></ol> 4. Preparación de muestras para Estreptovidina etiquetado <ol><li> Diseñar manualmente el 24H × rectángulo 28T tal que hebras de mango en lugares específicos se incorporan a ser complementarias a las hebras anti-mango con la modificación biotina, que a su vez son capaces de unirse a streptaviden concreto. <ol><li> Modificar el lienzo molecular uniendo un &quot;segmento de 17 nucleótidos 3 que consiste en una secuencia de dos nucleótidos (TT) como un espaciador y un mango 15-nucleótidos (GGAAGGGATGGAGGA) a los 14 azulejos en la fila superior y 14 azulejos en la parte inferior fila del rectángulo (Figura 3A) para etiquetar el límite. Esta secuencia es complementaria a una 3 &#39;biotina modificada hebra anti-mango (TCCTCCATCCCTTCC-biotina). </li></ol></li><li> Para el etiquetado interno, conecte el segmento 3 &#39;de nucleótidos 17 a 8 azulejos internos y 6 azulejos de contorno del rectángulo (Figura 4A). <ol><li> Mezclar las 28 hebras con asas (etiquetado límite) con el resto de las hebras de componentes de la 24H × rectángulo 28T (334 hebras) para hacer una solución madre de 200 nM. Mezclar las 14 hebras con asas de etiquetado (interna) con el resto de las hebras de componentes de la 24H × rectángulo 28T (348 hebras) para obtener una solución madre de 200 nM. </li></ol></li><li> Para boetiquetado undary, añadir 50 l de la solución madre de 200 nM de las hebras, 6 l de los 100 M biotina modificada anti-asa hebras, 10 l de la 10X recocido tampón A, y 34 l de agua desionizada destilada a un 0,1 a 0,2 tubo de ensayo ml PCR. La concentración final de la hebra componente es 100 nM y la concentración final de la hebra modificada anti-biotina mango es 6000 nM. Tenga en cuenta que 28 moléculas de la anti-biotina manejan modificado hebra se unen a un 24H × 28T rectángulo para la hebra anti-biotina manejar modificado es en exceso de 100% para hacer la unión favorable. </li><li> Para el etiquetado interno, añadir 50 l de la solución madre de 200 nM de los hilos, 3 l de la manija contra biotina cadena interna modificada en 100 M, 10 l de la memoria intermedia de recocido 10X A, 37 l de agua desionizada destilada a un 0,1 - tubo de ensayo de PCR de 0,2 ml. La concentración final de la hebra componente es 100 nM y la concentración final de la biotina anti-modifi mango<html> ed hebra es 3000 nM. Tenga en cuenta que 14 moléculas de la anti-biotina mango modificado hebra se unen a un 24H × 28T rectángulo de forma anti-biotina manejar hebra modificado es en exceso de 100% para hacer la unión favorable. </li><li> Recocer ambas muestras en un termociclador durante 17 horas siguiendo los pasos descritos en 2.3. </li><li> Preparar un 2% gel de agarosa nativo como se describe en los pasos 2.4. </li><li> Purificar ambas muestras como se describe en los pasos 2.5. </li><li> Medir las concentraciones de las estructuras de ADN deseadas como se describe en los pasos 2.6. </li></ol> 5. Microscopía de Fuerza Atómica para el etiquetado de estreptavidina <ol><li> Image cada muestra utilizando un AFM como se describe en el paso 3 (Figuras 3B y 4B). </li><li> Después de la primera ronda de formación de imágenes, añadir 40 l de tampón de hibridación 1X A seguido de 1 l de estreptavidina a 10 mg / ml a la muestra. Dejar que la mezcla se asiente durante aproximadamente 2 minutos antes de volver a generar imágenes (Figuras 3C y 4C). </li></ol>_title &quot;&gt; 6. La conversión de un rectángulo en un tubo <ol><li> Con el fin de diseñar un tubo basado en el rectángulo, mantenga todas las TSM componentes en lugar excepto las filas superior e inferior. Introducir una nueva fila cuya TSM están diseñados mediante la concatenación de los superiores e inferiores medias tejas de sus respectivas columnas para ciclar el rectángulo original en una conformación de tubo (Figura 5A). </li><li> Mezclar la nueva fila de hilos (14 hebras) con las hebras de componentes de la 24H x 28T rectángulo con exclusión de las filas superior e inferior (336 hebras) para obtener una solución madre de 200 nM. </li><li> Siga la purificación de gel pasos 2.2 a 2.7 (Figura 5B). </li></ol> 7. Microscopio Electrónico de Transmisión de Imágenes <ol><li> Pesar 0,06 g de formiato de uranilo en 3 ml de agua destilada para preparar una solución de formiato de mancha de uranilo acuoso al 2%. Filtrar la solución mancha formato de uranilo acuoso al 2% utilizando un filtro de 0,2 micras unida a una jeringa. <ol><li> Añadir 5 l de5 N NaOH a las 1 ml de solución de tinción se filtró. En resumen vórtice la solución y se centrifuga a 20.000 x g. </li></ol></li><li> Glow descargue las rejillas revestidas de carbono (frente a lado recubierto hacia arriba) con los siguientes valores: 25 mA, 45 s, 0,1 mbar, y negativo polaridad de alta tensión. </li><li> Utilice unas pinzas de cierre automático para tomar una rejilla tratado descargador resplandor del borde. </li><li> Pipetear 3,5 l de muestra sobre la rejilla durante 4 min. Use un pedazo de papel de filtro para absorber de la muestra por lo que el papel de filtro en contacto con la rejilla desde el lado. </li><li> Inmediatamente añadir 3,5 l de la solución de tinción sobre la rejilla durante 1 min. </li><li> Wick fuera de la mancha como en 7.4 y mantenga el papel de filtro contra la rejilla de 1 - 2 min. </li><li> La transferencia de la cuadrícula a un portamuestras TEM y la imagen utilizando un JEOL JEM-1400 operado a 80 kV con aumento que oscila entre 10 K y 80 K (Figura 5C). </li></ol> 8. La construcción de formas arbitrarias Uso del Molecular Lienzo <ol><li> Identificar una forma y seleccionar las hebras que corresponden a la forma en el lienzo molecular. Para una forma de triángulo por ejemplo, seleccione 206 out 362 hebras de la tela molecular. </li><li> Reemplazar el dominio expuesta (es decir, a lo largo de la hipotenusa del triángulo) con un segmento de poli-T 10 - 11 nucleótidos de largo (diseño 1 en la Figura 6A), o añadir un protector de borde que es complementaria a la de dominio expuesto y terminar con 10 - segmento de larga poli-T 11 nucleótidos (diseño 2 en la Figura 6A) para evitar la agregación. NOTA: Simplemente recocer las SST que corresponden a los píxeles del triángulo (sin utilizar hebras protector) dará lugar a la agregación y sin formación de banda de producto distinto en un gel. Utilice el diseño de protector de borde de diversas formas, ya que es más eficiente de los recursos; se requiere sólo cuatro conjuntos adicionales de hebras (Figura 6C) en comparación con 14 conjuntos adicionales en el diseño de reemplazo (Figure 6B). </li><li> Crear una biblioteca de cadena para el lienzo molecular 310 píxeles, que incluye el conjunto básico (el lienzo 362 SST), Set 1 * (protectores de bordes que se unen al dominio 1 de un SST), Set 2 * (protectores de bordes que se unen al dominio 2 de un SST), Set 3 * (protectores de bordes que se unen al dominio 3 de un SST) y Set 4 * (protectores de bordes que se unen al dominio 4 de un SST) para dar un total de 1.344 protectores de bordes. </li><li> Centrifugar las placas de 96 pocillos para los diferentes conjuntos de aproximadamente 10 s. Pipetear a cabo las hebras deseadas a partir de las placas con el fin de hacer una solución de stock para una cierta forma. <ol><li> Por la forma de un triángulo con protectores de bordes, pipeta 1 l de 206 hilos de la colección básica, 0 de conjunto 1 *, 0 de conjunto 2 *, 0 del conjunto 3 * y 24 hebras de conjunto 4 * en una centrífuga de 2 ml tubo. Añadir 20 l de agua desionizada destilada al tubo para hacer una solución de 400 nM de las hebras de ADN. </li></ol></li><li> Añadir 50 l de la solución 400 nM balance de stra ADN<html> nds, 10 l de la 10X tampón de reasociación B (50 mM Tris, pH 7,9, EDTA 10 mM, 125 mM de MgCl 2) stock solución y 40 l destilada desionizada H 2 O a un tubo de PCR de 0,2 ml. Esto hace que una muestra de 100 l del triángulo en 1X tampón de reasociación B (5 mM Tris, pH 7,9, EDTA 1 mM, 12,5 mM de MgCl 2) con los filamentos a una concentración de aproximadamente 200 nM por filamento. </li><li> Recocer la mezcla en un termociclador durante 17 horas como se describe en el paso 2.3. </li><li> Preparar un 2% en gel de agarosa nativa como se describe en el paso 2.4. </li><li> Se purifica la muestra como se describe en el paso 2.5. </li><li> Medir la concentración del ADN como se describe en el paso 2.6. </li><li> Image la muestra bajo AFM como se describe en el paso 3 (Figura 7C y 7D). </li><li> Recogida y mezclar hilos de diferentes formas utilizando la misma biblioteca hebra. Recocer las diferentes soluciones y combinar muestras purificadas de diferentes formas para ahorrar tiempo durante la exploración AFM. </li></ol>jove_title &quot;&gt; 9 Opcional:. Robot Automatización de diseño de la forma y la mezcla líquida <ol><li> Utilice un programa de MATLAB personalizado para ayudar al diseño de formas complejas. </li><li> Utilice el software para entregar instrucciones en la forma de una secuencia de pipeteado a un robot manipulador de líquidos. Utilice el controlador de líquido robot para seleccionar y mezclar las hebras que constituyen la forma de destino. NOTA: diseño de la forma y el capítulo de mezcla fue automatizado para reducir los errores humanos y hacer uso intensivo de la construcción menos mano de obra. </li></ol> 10. Los rectángulos y Tubos través de diferentes escalas <ol><li> Construir diferentes rectángulos de tamaño (Figura 10), simplemente alterando el número de hélices paralelas (H) y el número de vueltas helicoidales (t). </li><li> Siga el paso 3 para un rectángulo de tamaño específico. </li><li> Siga el paso 6 para un tubo de tamaño específico. </li></ol>

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Ed. 50 (1), 264-267 (2011).</li><li>Zhao, Z., Liu, Y., Yan, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organizing+DNA+origami+tiles+into+larger+structures+using+preformed+scaffold+frames.">Organizing DNA origami tiles into larger structures using preformed scaffold frames.</a> Nano Lett. 11 (7), 2997-3002 (2011).</li><li>Woo, S., Rothemund, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programmable+molecular+recognition+based+on+the+geometry+of+DNA+nanostructures.">Programmable molecular recognition based on the geometry of DNA nanostructures.</a> Nat. Chem. 3 (8), 620-627 (2011).</li><li>Delebecque, C. J., Lindner, A. B., Silver, P. A., Aldaye, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+of+intracellular+reactions+with+rationally+designed+RNA+assemblies.">Organization of intracellular reactions with rationally designed RNA assemblies.</a> Science. 333 (6041), 470-474 (2011).</li><li>Lin, C., Liu, Y., Rinker, S., Yan, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+tile+based+self-assembly:+building+complex+nanoarchitectures.">DNA tile based self-assembly: building complex nanoarchitectures.</a> ChemPhysChem. 7 (8), 1641-1647 (2006).</li><li>Seeman, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanomaterials+based+on+DNA.">Nanomaterials based on DNA.</a> Annu. Rev. Biochem. 79 (1), 65-87 (2010).</li><li>Voigt, N. V., Nangreave, J., Yan, H., Gothelf, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+origami:+a+quantum+leap+for+self-assembly+of+complex+structures.">DNA origami: a quantum leap for self-assembly of complex structures.</a> Chem. Soc. Rev. 40 (12), 5636-5646 (2011).</li><li>Wei, B., Dai, M., Yin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complex+Shapes+self-assembled+from+single+stranded+DNA+tiles.">Complex Shapes self-assembled from single stranded DNA tiles.</a> Nature. 485 (7400), 623-626 (2012).</li><li>Wei, B., Wang, Z., Mi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Uniquimer:+software+of+de+novo+DNA+sequence+generation+for+DNA+self-assembly:+an+introduction+and+the+related+applications+in+DNA+self-assembly.">Uniquimer: software of de novo DNA sequence generation for DNA self-assembly: an introduction and the related applications in DNA self-assembly.</a> J. Comput. Theor. Nanosci. 4 (1), 133-141 (2007).</li><li>Seeman, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=De+novo+design+of+sequences+for+nucleic+acid+structural+engineering.">De novo design of sequences for nucleic acid structural engineering.</a> J. Biomol. Struct. Dyn. 8 (3), 573-581 (1990).</li><li>Hansma, H. G., Laney, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+binding+to+mica+correlates+with+cationic+radius:+assay+by+atomic+force+microscopy.">DNA binding to mica correlates with cationic radius: assay by atomic force microscopy.</a> Biophys. J. 70 (4), 1933-1939 (1996).</li><li>Seelig, G., Soloveichik, D., Zhang, D. Y., Winfree, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enzyme-free+nucleic+acid+logic+circuits.">Enzyme-free nucleic acid logic circuits.</a> Science. 314 (5805), 1585-1588 (2006).</li><li>Yin, P., Choi, H. M. T., Calvert, C. R., Pierce, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programming+biomolecular+self-assembly+pathways.">Programming biomolecular self-assembly pathways.</a> Nature. 451 (7176), 318-322 (2008).</li></ol>

The authors declare competing financial interests.

En la etapa de formación de la estructura, es importante mantener una concentración apropiada de cationes de magnesio (por ejemplo., 15 mM) en la mezcla de cadena de ADN a nanoestructuras de ADN se auto-ensamblan. Del mismo modo, en la etapa de caracterización del gel de agarosa / purificación, es importante para mantener una concentración de catión magnesio apropiado (por ejemplo., 10 mM) en el gel y el tampón de gel de funcionamiento para retener las nanoestructuras de ADN durante la electrofo...

Ácido nucleico anterior trabajo de auto-ensamblaje 1-25 ha llevado a la construcción exitosa de una variedad de estructuras complejas, incluyendo el ADN 2 - 5,8,10 - 13,17,23 o ARN 7,22 3,4,7 periódica, 22 y algorítmica 5 bidimensionales enrejados, cintas 10,12 y tubos 4,12,13, cristales 3D 17, 11 y poliedros finitos, 2D shapes 7,8. Un método particularmente eficaz es andamiaje origami de ADN, por lo que una sola hebra andamio se pliega por muchas hebras cortas discontinuas auxiliares para formar una forma compleja 9,14 - 16,18 - 21,25. Recientemente hemos informado de un método para construir nanoestructuras discretos con formas 2D prescritos utilizando baldosas de cadena sencilla (SST), y demostramos estructuras con una complejidad comparable al origami de ADN 26. Esta article es una adaptación de nuestro trabajo anterior 26 y describe los protocolos detallados para la organización de TSM direccionables individualmente en sofisticadas formas 2D finitos con dimensiones precisamente prescritos (anchos y largos) y morfologías. Una ventaja clave del método de SST es su modularidad. Cada componente SST de una estructura sirve como unidad de construcción modular en la asamblea, y diferentes subconjuntos de estos TSM producir formas distintas. Por lo tanto, hemos establecido una plataforma general para la construcción de nanoestructuras con tamaños y formas prescritas de cortos, hebras de ADN sintético. TSM contienen cuatro dominios, cada 10 o 11 nucleótidos de largo (Figura 1A). Las TSM se unen de tal manera que sus hélices paralelas crean un entramado de ADN se mantienen unidos por enlaces cruzados. Cada cruce es el fosfato entre los dominios 2 y 3. El fosfato se estira artificialmente en los diagramas para mayor claridad visual. Las cruces están espaciados dos vueltas helicoidales (21 bases) aparte (&lt;strong&gt; Figura 1B). Los rectángulos compuestos se denominan por sus dimensiones en el número de hélices y vueltas helicoidales. Por ejemplo, un rectángulo que es de seis hélices de ancho y ocho helicoidal convierte tiempo es el referenciado como un 6H × 8T rectángulo. TSM se pueden dejar fuera, añadió, o de lo contrario reorganizado para crear estructuras de formas y tamaños (Figura 1C) arbitrarias. Por ejemplo, un diseño rectangular puede ser enrollado en un tubo con una longitud y radio deseado (Figura 1D). Alternativamente, el enrejado rectangular SST puede ser visto como un lienzo molecular compuestos de SST pixeles, cada 3 nm por 7 nm. En este estudio, utilizamos un lienzo molecular de 310 TSM internos de larga duración, 24 TSM de larga duración que constituyen los límites izquierdo y derecho, y 28 TSM medio de longitud que forman los límites superior e inferior. La lona tiene 24 hélices dobles enlaces por cruces y cada hélice contiene 28 vueltas helicoidales (294 bases) y por lo tanto se conoce comoun 24H × lienzo rectangular 28T. El 24H × lona 28T tiene un peso molecular similar a la de una estructura de origami de ADN creado a partir de un fago M13 andamio.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="919">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:183px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:401px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">DNA Strands&#160;</td>
			<td style="width:183px;">Integrated DNA Technology</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Section 3.1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">SYBR Safe DNA gel stain</td>
			<td style="width:183px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">S33102</td>
			<td>Section 3.4.2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Freeze&#39;N Squeeze DNA Gel Extraction Spin Columns</td>
			<td style="width:183px;">BIO-RAD</td>
			<td style="width:119px;">731-6166</td>
			<td>Section 3.6</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Bruker&#39;s Sharp Nitride Lever Probes</td>
			<td style="width:183px;">Bruker AFM Probes</td>
			<td style="width:119px;">SNL10</td>
			<td>Section 4.3</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Safe Imager 2.0 Blue Light Transilluminator</td>
			<td style="width:183px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">G6600</td>
			<td>Section 3.6</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Centrifuge 5430R</td>
			<td style="width:183px;">Eppendorf</td>
			<td style="width:119px;">5428 000.414</td>
			<td>Section 3.6</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Transmission Electron Microscope&#160;</td>
			<td style="width:183px;">Jeol</td>
			<td style="width:119px;">Jem 1400</td>
			<td>Section 7.4</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Multimode 8</td>
			<td style="width:183px;">Veeco</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Section 4</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Typhoon FLA 9000 Laser Scanner</td>
			<td style="width:183px;">GE Heathcare Life Sciences</td>
			<td style="width:119px;">28-9558-08</td>
			<td>Section 3.5</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Ultrapure Distilled water</td>
			<td style="width:183px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">10977-023</td>
			<td>Section 3.7.1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mica disk</td>
			<td style="width:183px;">SPI Supplies</td>
			<td style="width:119px;">12001-26-2</td>
			<td>Section 4.1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Steel mounting disk</td>
			<td style="width:183px;">Ted Pella, Inc.</td>
			<td style="width:119px;">16218</td>
			<td>Section 4.1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">carbon coated copper grid for TEM</td>
			<td style="width:183px;">Electron Microscopy Sciences</td>
			<td style="width:119px;">FCF400-Cu</td>
			<td>Section 7.2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">tweezers</td>
			<td style="width:183px;">Dumont</td>
			<td>0203-N5AC-PO</td>
			<td>Section 7.31</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">glow discharge system</td>
			<td style="width:183px;">Quorum Technologies</td>
			<td style="width:119px;">K100X</td>
			<td>Section 7.2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">DNA Engine Tetrad 2 Peltier Thermal Cycler</td>
			<td style="width:183px;">BIO-RAD</td>
			<td>PTC&#8211;0240G</td>
			<td>Section 3.3</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Owl Easycast B2 Mini Gel Electrophoresis Systems</td>
			<td style="width:183px;">ThermoScientific</td>
			<td>B2</td>
			<td>Section 3.4.3</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Seekam LE Agarose 500G</td>
			<td style="width:183px;">Lonza</td>
			<td style="width:119px;">50004</td>
			<td>Section 3.4.1</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">GeneRuler 1kb Plus DNA Ladder, Ready-To-Use 75-20000bp</td>
			<td style="width:183px;">ThermoScientific</td>
			<td style="width:119px;">SM1333</td>
			<td>Section 3.4.4</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Nanodrop 2000c UV-vis Spectrophotometer</td>
			<td style="width:183px;">ThermoScientific</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Section 3.7</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">0.2 um filter</td>
			<td style="width:183px;">Corning Inc.</td>
			<td style="width:119px;">431219</td>
			<td>Section 7.1.2</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

self-assembly of complex two-dimensional shapes from single-stranded dna tiles

Current methods in DNA nano-architecture have successfully engineered a variety of 2D and 3D structures using principles of self-assembly. In this article, we describe detailed protocols on how to fabricate sophisticated 2D shapes through the self-assembly of uniquely addressable single-stranded DNA tiles which act as molecular pixels on a molecular canvas. Each single-stranded tile (SST) is a 42-nucleotide DNA strand composed of four concatenated modular domains which bind to four neighbors during self-assembly. The molecular canvas is a rectangle structure self-assembled from SSTs. A prescribed complex 2D shape is formed by selecting the constituent molecular pixels (SSTs) from a 310-pixel molecular canvas and then subjecting the corresponding strands to one-pot annealing. Due to the modular nature of the SST approach we demonstrate the scalability, versatility and robustness of this method. Compared with alternative methods, the SST method enables a wider selection of information polymers and sequences through the use of de novo designed and synthesized short DNA strands.

El autoensamblaje de TSM (Figura 1) dará lugar a una 24H × 28T rectángulo, como se ilustra en la Figura 2. Secuencias de ADN para los diferentes TSM pueden ser modificados / optimizado para permitir el etiquetado de estreptavidina (Figura 3 y 4), la transformación de una rectángulo en un tubo (Figura 5), el autoensamblaje programable de TSM para formar tubos y rectángulos de diferentes tamaños (Figura 10), y la c...

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Self-assembly of Complex Two-dimensional Shapes from Single-stranded DNA Tiles

DNA tiling is an effective approach to make programmable nanostructures. We describe the protocols to construct complex two-dimensional shapes by the self-assembly of single-stranded DNA tiles.

Autoensamblaje de formas bidimensionales complejas de una sola hebra de ADN Azulejos

Current methods in DNA nano-architecture have successfully engineered a variety of 2D and 3D structures using principles of self-assembly. In this ...

self-assembly-complex-two-dimensional-shapes-from-single-stranded-dna

Research

JoVE Journal

Chemistry

11.5K vistas.  Tsinghua University. DNA tiling is an effective approach to make programmable nanostructures. We describe the protocols to construct complex two-dimensional shapes by the self-assembly of single-stranded DNA tiles.

Video: Self-assembly of Complex Two-dimensional Shapes from Single-stranded DNA Tiles

Origami Inspired Self-assembly of Patterned and Reconfigurable Particles

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two dimensional (2D) structures. These technologies are mature, offer high precision and many of them can be implemented in a high-throughput manner. We leverage the advantages of planar lithography and combine them with self-folding methods1-20 wherein physical forces derived from surface tension or residual stress, are used to curve or fold planar structures into three dimensional (3D) structures. In doing so, we make it possible to mass produce precisely patterned static and reconfigurable particles that are challenging to synthesize.
In this paper, we detail visualized experimental protocols to create patterned particles, notably, (a) permanently bonded, hollow, polyhedra that self-assemble and self-seal due to the minimization of surface energy of liquefied hinges21-23 and (b) grippers that self-fold due to residual stress powered hinges24,25. The specific protocol described can be used to create particles with overall sizes ranging from the micrometer to the centimeter length scales. Further, arbitrary patterns can be defined on the surfaces of the particles of importance in colloidal science, electronics, optics and medicine. More generally, the concept of self-assembling mechanically rigid particles with self-sealing hinges is applicable, with some process modifications, to the creation of particles at even smaller, 100 nm length scales22, 26 and with a range of materials including metals21, semiconductors9 and polymers27. With respect to residual stress powered actuation of reconfigurable grasping devices, our specific protocol utilizes chromium hinges of relevance to devices with sizes ranging from 100 &mu;m to 2.5 mm. However, more generally, the concept of such tether-free residual stress powered actuation can be used with alternate high-stress materials such as heteroepitaxially deposited semiconductor films5,7 to possibly create even smaller nanoscale grasping devices.

We describe experimental details of the synthesis of patterned and reconfigurable particles from two dimensional (2D) precursors. This methodology can be used to create particles in a variety of shapes including polyhedra and grasping devices at length scales ranging from the micro to centimeter scale.

Origami Inspired autoensamblaje de partículas modeladas y Reconfigurable

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two ...

Investigación

Química

Formation of Ordered Biomolecular Structures by the Self-assembly of Short Peptides

In nature, complex functional structures are formed by the self-assembly of biomolecules under mild conditions. Understanding the forces that control self-assembly and mimicking this process in vitro will bring about major advances in the areas of materials science and nanotechnology. Among the available biological building blocks, peptides have several advantages as they present substantial diversity, their synthesis in large scale is straightforward, and they can easily be modified with biological and chemical entities1,2. Several classes of designed peptides such as cyclic peptides, amphiphile peptides and peptide-conjugates self-assemble into ordered structures in solution. Homoaromatic dipeptides, are a class of short self-assembled peptides that contain all the molecular information needed to form ordered structures such as nanotubes, spheres and fibrils3-8. A large variety of these peptides is commercially available.
This paper presents a procedure that leads to the formation of ordered structures by the self-assembly of homoaromatic peptides. The protocol requires only commercial reagents and basic laboratory equipment. In addition, the paper describes some of the methods available for the characterization of peptide-based assemblies. These methods include electron and atomic force microscopy and Fourier-Transform Infrared Spectroscopy (FT-IR). Moreover, the manuscript demonstrates the blending of peptides (coassembly) and the formation of a &#34;beads on a string&#34;-like structure by this process.9 The protocols presented here can be adapted to other classes of peptides or biological building blocks and can potentially lead to the discovery of new peptide-based structures and to better control of their assembly.

This paper describes the formation of highly ordered peptide-based structures by the spontaneous process of self-assembly. The method utilizes commercially available peptides and common lab equipment. This technique can be applied to a large variety of peptides and may lead to the discovery of new peptide-based assemblies.

Formación de estructuras biomoleculares ordenada por el auto-ensamblaje de péptidos cortos

In nature, complex functional structures are formed by the self-assembly of biomolecules under mild conditions. Understanding the forces that control ...

Folding and Characterization of a Bio-responsive Robot from DNA Origami

The DNA nanorobot is a hollow hexagonal nanometric device, designed to open in response to specific stimuli and present cargo sequestered inside. Both stimuli and cargo can be tailored according to specific needs. Here we describe the DNA nanorobot fabrication protocol, with the use of the DNA origami technique. The procedure initiates by mixing short single-strand DNA staples into a stock mixture which is then added to a long, circular, single-strand DNA scaffold in presence of a folding buffer. A standard thermo cycler is programmed to gradually lower the mixing reaction temperature to facilitate the staples-to-scaffold annealing, which is the guiding force behind the folding of the nanorobot. Once the 60 hr folding reaction is complete, excess staples are discarded using a centrifugal filter, followed by visualization via agarose-gel electrophoresis (AGE). Finally, successful fabrication of the nanorobot is verified by transmission electron microscopy (TEM), with the use of uranyl-formate as negative stain.

DNA origami is a powerful method for fabricating precise nanoscale objects by programming the self-assembly of DNA molecules. Here we describe a protocol for the folding of a bio-responsive robot from DNA origami, its purification and negative staining for transmission electron microscopic imaging (TEM).

Plegable y caracterización de un Robot Bio-sensible de ADN Origami

The DNA nanorobot is a hollow hexagonal nanometric device, designed to open in response to specific stimuli and present cargo sequestered inside. Both ...

Synthesis of a Water-soluble Metal&#8211;Organic Complex Array

We demonstrate a method for the synthesis of a water-soluble multimetallic peptidic array containing a predetermined sequence of metal centers such as Ru(II), Pt(II), and Rh(III). The compound, named as a water-soluble metal-organic complex array (WSMOCA), is obtained through 1) the conventional solution-chemistry-based preparation of the corresponding metal complex monomers having a 9-fluorenylmethyloxycarbonyl (Fmoc)-protected amino acid moiety and 2) their sequential coupling together with other water-soluble organic building units on the surface-functionalized polymeric resin by following the procedures originally developed for the solid-phase synthesis of polypeptides, with proper modifications. Traces of reactions determined by mass spectrometric analysis at the representative coupling steps in stage 2 confirm the selective construction of a predetermined sequence of metal centers along with the peptide backbone. The WSMOCA cleaved from the resin at the end of stage 2 has a certain level of solubility in aqueous media dependent on the pH value and/or salt content, which is useful for the purification of the compound.

Synthesis of a Water-soluble Metal&amp;#8211;Organic Complex Array

A potential general method for the synthesis of water-soluble multimetallic peptidic arrays containing a predetermined sequence of metal centers is presented.

Síntesis de un conjunto complejo de metal-orgánico soluble en agua

We demonstrate a method for the synthesis of a water-soluble multimetallic peptidic array containing a predetermined sequence of metal centers such as ...

Grafting Multiwalled Carbon Nanotubes with Polystyrene to Enable Self-Assembly and Anisotropic Patchiness

We demonstrate a straightforward protocol to graft pristine multiwalled carbon nanotubes (MWCNTs) with polystyrene (PS) chains at the sidewalls through a free-radical polymerization strategy to enable the modulation of the nanotube surface properties and produce supramolecular self-assembly of the nanostructures. First, a selective hydroxylation of the pristine nanotubes through a biphasic catalytically mediated oxidation reaction creates superficially distributed reactive sites at the sidewalls. The latter reactive sites are subsequently modified with methacrylic moieties using a silylated methacrylic precursor to create polymerizable sites. Those polymerizable groups can address further polymerization of styrene to produce a hybrid nanomaterial containing PS chains grafted to the nanotube sidewalls. The polymer-graft content, amount of silylated methacrylic moieties introduced and hydroxylation modification of the nanotubes are identified and quantified by Thermogravimetric Analysis (TGA). The presence of reactive functional groups hydroxyl and silylated methacrylate are confirmed by Fourier Transform Infrared Spectroscopy (FT-IR). Polystyrene-grafted carbon nanotube solutions in tetrahydrofuran (THF) provide wall-to-wall collinearly self-assembled nanotubes when cast samples are analyzed by transmission electron microscopy (TEM). Those self-assemblies are not obtained when suitable blanks are similarly cast from analogous solutions containing non-grafted counterparts. Therefore, this method enables the modification of the nanotube anisotropic patchiness at the sidewalls which results into spontaneous auto-organization at the nanoscale.

A procedure for the synthesis of polystyrene-grafted multiwalled carbon nanotubes using successive chemical modification steps to selectively introduce the polymer chains to the sidewalls and their self-assembly via anisotropic patchiness is presented.

Injerto de nanotubos de carbono pirólisis con poliestireno para permitir uno mismo-Asamblea y pliegues anisotrópico

We demonstrate a straightforward protocol to graft pristine multiwalled carbon nanotubes (MWCNTs) with polystyrene (PS) chains at the sidewalls through a ...

Liquid-cell Transmission Electron Microscopy for Tracking Self-assembly of Nanoparticles

Drying a nanoparticle dispersion is a versatile way to create self-assembled structures of nanoparticles, but the mechanism of this process is not fully understood. We have traced the trajectories of individual nanoparticles using liquid-cell transmission electron microscopy (TEM) to investigate the mechanism of the assembly process. Herein, we present the protocols used for liquid-cell TEM studies of the self-assembly mechanism. First, we introduce the detailed synthetic protocols used to produce uniformly sized platinum and lead selenide nanoparticles. Next, we present the microfabrication processes used to produce liquid cells with silicon nitride or silicon windows and then describe the loading and imaging procedures of the liquid-cell TEM technique. Several notes are included to provide helpful tips for the entire process, including how to manage the fragile cell windows. The individual motions of nanoparticles tracked by liquid-cell TEM revealed that changes in the solvent boundaries caused by evaporation affected the self-assembly process of nanoparticles. The solvent boundaries drove nanoparticles to primarily form amorphous aggregates, followed by flattening of the aggregates to produce a 2-dimensional (2D) self-assembled structure. These behaviors are also observed for different nanoparticle types and different liquid-cell compositions.

Here we introduce experimental protocols for the real-time observation of a self-assembly process using liquid-cell transmission electron microscopy.

Microscopia electrónica de transmisión de líquido de la célula para el rastreo de autoensamblaje de las nanopartículas

Drying a nanoparticle dispersion is a versatile way to create self-assembled structures of nanoparticles, but the mechanism of this process is not fully ...

Fabrication of Spherical and Worm-shaped Micellar Nanocrystals by Combining Electrospray, Self-assembly, and Solvent-based Structure Control

Micellar nanocrystals (micelles with encapsulated nanocrystals) have become an emerging major class of nanobiomaterials. We describe a method of fabricating micellar nanocrystals based on combining top-down electrospray, bottom-up self-assembly, and solvent-based structure control. This method involves first using electrospray to generate uniform ultrafine liquid droplets, each of which functions as a micro-reactor in which self-assembly reaction occurs forming micellar nanocrystals, with the structures (micelle shape and nanocrystal encapsulation) controlled by the organic solvent used. This method is largely continuous and produces high quality micellar nanocrystal products with an inexpensive structure control approach. By using a water-miscible organic solvent tetrahydrofuran (THF), worm-shaped micellar nanocrystals can be produced due to solvent-induced/facilitated micelle fusion. Compared with the common spherical micellar nanocrystals, worm-shaped micellar nanocrystals can offer minimized non-specific cellular uptake, thus enhancing biological targeting. By co-encapsulating multiple nanocrystals into each micelle, multifunctional or synergistic effects can be achieved. Current limitations of this fabrication method, which will be part of the future work, primarily include imperfect encapsulation in the micellar nanocrystal product and the incompletely continuous nature of the process.

The present work describes a method to fabricate micellar nanocrystals, an emerging major class of nanobiomaterials. This method combines top-down electrospray, bottom-up self-assembly, and solvent-based structure control. The fabrication method is largely continuous, can produce high quality products, and possesses an inexpensive means of structure control.

Fabricación de nanocristales micelar esférica y en forma de gusano combinando Electrospray, uno mismo-Asamblea y Control de la estructura de base solvente

Micellar nanocrystals (micelles with encapsulated nanocrystals) have become an emerging major class of nanobiomaterials. We describe a method of ...

Negative Additive Manufacturing of Complex Shaped Boron Carbides

Boron carbide (B4C) is one of the hardest materials in existence. However, this attractive property also limits its machineability into complex shapes for high wear, high hardness, and lightweight material applications such as armors. To overcome this challenge, negative additive manufacturing (AM) is employed to produce complex geometries of boron carbides at various length scales. Negative AM first involves gelcasting a suspension into a 3D-printed plastic mold. The mold is then dissolved away, leaving behind a green body as a negative copy. Resorcinol-formaldehyde (RF) is used as a novel gelling agent because unlike traditional hydrogels, there is little to no shrinkage, which allows for extremely complex molds to be used. Furthermore, this gelling agent can be pyrolyzed to leave behind ~50 wt% carbon, which is a highly effective sintering aid for B4C. Due to this highly homogenous distribution of in situ carbon within the B4C matrix, less than 2% porosity can be achieved after sintering. This protocol highlights in detail the methodology for creating near fully dense boron carbide parts with highly complex geometries.

A method called negative additive manufacturing is used to produce near fully dense complex shaped boron carbide parts of various length scales. This technique is possible via the formulation of a novel suspension involving resorcinol-formaldehyde as a unique gelling agent that leaves behind a homogenous carbon sintering aid after pyrolysis.

Fabricación aditiva negativa del complejo en forma de carburos de boro

Boron carbide (B4C) is one of the hardest materials in existence. However, this attractive property also limits its machineability into complex shapes for ...

Exfoliation and Analysis of Large-area, Air-Sensitive Two-Dimensional Materials

We describe methods for producing and analyzing large, thin flakes of air-sensitive two-dimensional materials. Thin flakes of layered or van der Waals crystals are produced using mechanical exfoliation, in which layers are peeled off a bulk crystal using adhesive tape. This method produces high-quality flakes, but they are often small and can be hard to find, particularly for materials with relatively high cleavage energies such as black phosphorus. By heating the substrate and the tape, two-dimensional material adhesion to the substrate is promoted, and the flake yield can be increased by up to a factor of ten. After exfoliation, it is necessary to image or otherwise analyze these flakes but some two-dimensional materials are sensitive to oxygen or water and will degrade when exposed air. We have designed and tested a hermetic transfer cell to temporarily maintain the inert environment of a glovebox so that air-sensitive flakes can be imaged and analyzed with minimal degradation. The compact design of the transfer cell is such that optical analysis of sensitive materials can be performed outside of a glovebox without specialized equipment or modifications to existing equipment.

A method for exfoliating large thin flakes of air sensitive two-dimensional materials and safely transporting them for analysis outside of a glovebox is presented.

Exfoliación y análisis del grande-área, materiales bidimensionales sensibles al aire

We describe methods for producing and analyzing large, thin flakes of air-sensitive two-dimensional materials. Thin flakes of layered or van der Waals ...

Stable DNA Motifs, 1D and 2D Nanostructures Constructed from Small Circular DNA Molecules

This article presents a detailed protocol for synthesis of small circular DNA molecules, annealing of circular DNA motifs, and construction of 1D and 2D DNA nanostructures. Over decades, the rapid development of DNA nanotechnology is attributed to the use of linear DNAs as the source materials. For example, the DAO (double crossover, antiparallel, odd half-turns) tile is well-known as a building block for construction of 2D DNA lattices; the core structure of DAO is made from two linear single-stranded (ss) oligonucleotides, like two ropes making a right hand granny&#160;knot. Herein, a new type of DNA tiles called cDAO (coupled DAO) are built using a small circular ss-DNA of c64nt or c84nt (circular 64 or 84 nucleotides) as the scaffold strand and several linear ss-DNAs as the staple strands. Perfect 1D and 2D nanostructures are assembled from cDAO tiles: infinite nanowires, nanospirals, nanotubes, nanoribbons; and finite nano-rectangles. Detailed protocols are described: 1) preparation by T4 ligase and purification by denaturing PAGE (polyacrylamide gel electrophoresis) of small circular oligonucleotides, 2) annealing of stable circular tiles, followed by native PAGE analysis, 3) assembling of infinite 1D nanowires, nanorings, nanospirals, infinite 2D lattices of nanotubes and nanoribbons, and finite 2D nano-rectangles, followed by AFM (Atomic Force Microscopy) imaging. The method is simple, robust, and affordable for most labs.

This article presents a detailed protocol for T4 ligation and denaturing PAGE purification of small circular DNA molecules, annealing and native PAGE analysis of circular tiles, assembling and AFM imaging of 1D and 2D DNA nanostructures, as well as agarose gel electrophoresis and centrifugation purification of finite DNA nanostructures.

Motivos de ADN estable, 1D y 2D nanoestructuras construyen a partir de moléculas de ADN Circular pequeño

This article presents a detailed protocol for synthesis of small circular DNA molecules, annealing of circular DNA motifs, and construction of 1D and 2D ...