Name: using ex vivo upright droplet cultures of whole fetal organs to study developmental processes during mouse organogenesis
Uploaded: 2015-10-21T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 47 s
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The authors were supported by: a CancerFree KIDS Research Grant, a March of Dimes Basil O&#8217;Connor Starter Scholar Award (#5-FY14-32), a Cincinnati Children&#8217;s Hospital Medical Center (CCHMC) Trustee Grant Award; a CCHMC Research Innovation and Pilot Funding Award; and CCHMC developmental funds. Authors also acknowledge the Capel laboratory for the initial optimization of this technique.

Todos los ratones utilizados en estos estudios fueron ratones CD-1 obtenidos de Charles River Laboratories. Experimentos de cultivo anteriores también se han realizado en otras cepas, tales como C57BL / 6J (datos no presentados), pero cualquier cepa se puede utilizar. Hembras adultas embarazadas fueron de aproximadamente 2-3 meses de edad y se sacrificaron mediante inhalación de CO2, seguido por dislocación cervical y toracotomía bilateral antes de la eliminación del embrión. Los animales fueron alojados de conformidad con las directrices del NIH, y los protocolos experimentales fueron aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales Institucional del Centro Médico del Hospital Infantil de Cincinnati. 1. Preparación de instrumentos, medios de cultivo y Platos <ol><li> Preparar una solución de etanol al 70%. Agua desionizada Autoclave (para la fabricación de cámaras humidificadas y para hacer soluciones / dilución). Esterilizar las herramientas de disección (pinzas, tijeras, y 27 g jeringas de aguja) rociando abajo con etanol al 70%. </li><li> PrepararSolución salina tamponada con fosfato 10X (PBS) que contiene calcio y magnesio (80 g NaCl, 2 g de KCl, 14,4 g de Na 2 HPO 4, 2,4 g KH 2 PO 4, 6,75 ml de 1 M CaCl 2, 3,75 ml de 1 M de MgCl 2 ). Revuelva para disolver en 1 l de agua estéril en autoclave y luego filtrar con papel de filtro. Diluir 10 veces con agua para hacer 1X PBS. </li><li> Heat inactivar suero bovino fetal (FBS) a 55 ° C durante 30 min y el filtro de esterilizar con un filtro de jeringa de 0,22 micras. </li><li> Preparar 38 ml 1X medio de cultivo completo (llamado DMEM completo, cDMEM), que consiste en Medio Eagle Modificado de Dulbecco (DMEM), 10% filtró dilución FBS inactivado por calor y un centésimo de penicilina-estreptomicina de valores. Esto por lo general se debe utilizar fresco, pero se puede almacenar a 4 ° C durante 1 mes. </li><li> Reconstituir el VEGFR tirosina quinasa Inhibidor II (TKI II) en DMSO para una concentración de solución madre de 5 mg / ml, y diluir la acción con cDMEM para hacer una solución de trabajo. El aire acondicionado de últimacentración para este estudio es 1,875 g / ml en cDMEM. De acuerdo a las recomendaciones de la empresa, soluciones de reserva son estables durante un máximo de 6 meses a -20 ° C. En cuanto a las soluciones de trabajo, hacer fresco y utilización en el mismo día. Nota: La concentración de este fármaco en la solución de trabajo debe ser de dos veces mayor que la concentración final deseada (ya que se diluirá de dos veces en la gotita). Al mismo tiempo, preparar el mismo volumen de cDMEM que contiene el mismo volumen de DMSO para el tratamiento de &quot;control&quot;. </li><li> Preparar los reactivos de digestión cola (NaOH 50 mM y 1 M Tris-HCl [pH 8,0]) por separado en agua destilada. </li><li> Hacer un balance de los cebadores de PCR XY 25 M (XY adelante 5&#39;-TGA AGC TTT TGG CTT TGA G-3 &#39;y 5&#39; XY Reverse-CCG CTG CCA AAT TCT TTG G-3 &#39;) junto con agua libre de nucleasa. </li><li> Preparar tampón 50X TAE (242 g Base Trizma, 57,1 ml de ácido acético glacial, 100 ml de EDTA 0,5 M, pH 8,5, y añadir agua a 1 l fivolumen final). Preparar tampón de corrida TAE 1X (20 ml 50X TAE diluyó con agua hasta 1 L de volumen total). </li><li> Para crear una solución al 2,5% de agarosa (0,625 g de agarosa, 0,5 ml 50X TAE Buffer, 24,5 ml de agua), solución de agarosa de calor en el microondas hasta que hierva, luego dejar enfriar hasta alrededor de 55 a 65 ° C (capaz de tocar). Una vez frío, añadir 2 l de solución de bromuro de etidio 1%, y se vierte en gel. ¡CUIDADO! El bromuro de etidio es un mutágeno y teratógeno; por favor, utilice guantes de nitrilo y adecuado protocolo de seguridad al manejar. Alternativamente, se pueden usar otros agentes o colorantes gel de resolución potencialmente menos tóxicos. </li><li> Preparar solución de bloqueo (PBS con 0,1% Triton X-100, 10% de suero bovino fetal [FBS], y 3% de albúmina de suero bovino [BSA]) para inmunofluorescencia. </li><li> Preparar la solución de lavado (PBS con 0,1% Triton X-100, 1% de FBS, y 3% de BSA) para inmunofluorescencia. </li><li> Preparar PbTx (PBS con 0,1% Triton X-100) para inmunofluorescencia. </li><li> Preparar las cámaras de incubación para culture. Llenar platos grandes (100 mm de diámetro) de Petri con 35 ml de agua en autoclave. Coloque cerca del lugar donde se llevará a cabo la disección y culturas. </li></ol> 2. Aislamiento de Fetal Testículos de Mus musculus <ol><li> Compruebe el ratón hembra de tapones vaginales cada mañana. Mediodía en el día en el que se detecta el tapón vaginal se considera E0.5. La eutanasia del ratón hembra embarazada en E11.5, de una manera consistente con los animales protocolos aprobados. </li><li> Rocíe abdomen del ratón con etanol al 70%. </li><li> Abra la piel del vientre y el peritoneo con una incisión en forma de V con unas tijeras finas y tire hacia atrás colgajo de tejido para exponer los órganos interiores. </li><li> Localice los ovarios en ambos extremos de la trompa uterina. Con unas tijeras, corte en el ovario y el tejido conectivo para separar el útero que contiene los embriones desde el cuerpo de la madre. </li><li> Abra la pared uterina cortando suavemente el lado opuesto a la placenta, la exposición de las bolsas de la yema. Sea cuidadoso para no pusaco vitelino ncture para evitar embriones dañar o perder. </li><li> Cortar cerca de la placenta para eliminar las bolsas de la yema contiene embrión y colocarlos en un plato que contiene PBS con calcio y magnesio. La presencia de iones de calcio y magnesio ayudará a moléculas de adhesión celular apoyo para mantener la arquitectura del tejido e impiden que el tejido se pegue a las herramientas de disección. </li><li> Con unas pinzas, retire el saco vitelino y amnios del embrión mediante la punción con cuidado el saco vitelino para crear un agujero en el que el embrión se puede deslizar hacia fuera. Una vez que el embrión se encuentra fuera del saco vitelino, cortar el cordón umbilical. </li><li> Desde este punto en adelante, utilizar un microscopio ubicado en una campana de cultivo de tejido estéril. Retire la cabeza del embrión y deseche pellizcando con pinzas a cada lado del cuello. </li><li> Retire la cola y colocar en un nuevo tubo de microcentrífuga para el análisis XY PCR para determinar el sexo del embrión. Nota: Si bien es óptimo para gónadas cultura tan pronto como sea posible después de la cosecha, también es possible para eliminar ADN de la cola y realizar XX / XY genotipado antes del cultivo, de modo que el sexo de cada embrión es conocido y sólo el sexo deseado tiene que ser cultivado. Si bien la determinación del genotipo se está haciendo, los embriones pueden mantenerse separados (de modo que puedan ser seguidos) a 4 ° C o en hielo hasta que esté listo para la cultura. Una advertencia es que este periodo fuera en el útero o condiciones de cultivo puede afectar potencialmente a la viabilidad de la cultura o el desarrollo posterior durante el cultivo. </li><li> Asegurar el embrión en una posición supina en contra de la parte inferior de la placa de cultivo fijando las axilas de embrión con un par de pinzas (por lo general el fórceps mantenidos en la mano débil). Mantener estas pinzas en lugar de mantener el embrión quieto durante todo el proceso de disección. </li><li> Con otro par de pinzas, quite la piel del abdomen y cubre eliminar suavemente el hígado, los intestinos y otros órganos para exponer la pared posterior del cuerpo. </li><li> Como las gónadas se encuentran en la pared del cuerpo de vuelta a cada lado de la aorta dorsal,un vaso sanguíneo grande que recorre la línea media del cuerpo, cucharada por debajo de la cresta urogenital con pinzas cerradas y retire la cresta urogenital mediante la apertura de la pinza y levantando. Como las gónadas serán libremente fijadas a la pared, tenga cuidado de no tirar demasiado rápido sin quitar estas conexiones o las gónadas pueden estirar, causando daños a los órganos. </li><li> Mueva la cresta urogenital en cDMEM en un plato para aclimatarse tejido para los medios de comunicación. </li><li> Separar el complejo gónada-mesonefros del resto de la cresta urogenital utilizando 27 g agujas. Use una aguja para cortar presionando hacia abajo, y utilizar la otra para guiar el tejido correctamente para permitir la separación óptima. Evite el uso de un movimiento de aserrado contra el fondo del plato, como agujas afiladas crearán fragmentos de plástico que se adhieren a los tejidos. Asegúrese de mantener el mesonefros completamente unidos a la gónada. </li></ol> 3. El cultivo de gónadas con un inhibidor de molécula pequeña <ol><li> Establecer dos 20 μl pipetas a 15 l cada uno. Cortar unos 1-2 mm de una de las puntas de pipeta de barrera utilizando una hoja de afeitar limpia, esterilizada para la transferencia de las gónadas y además del control cDMEM, mientras que la otra pipeta se utilizará únicamente para cDMEM tratado con el fármaco. </li><li> Alinear gónadas con su eje longitudinal paralelo a la punta de la pipeta por lo que fácilmente se pueden pipeta con la punta de corte. Tenga cuidado de las gónadas se pegan en el interior de la punta de pipeta. </li><li> Etiquetar un lado como la gotita de control y el otro como la gotita que contiene el fármaco. Sólo dos gotitas pueden caber en una tapa de placa de 35 mm. Asegúrese de que las etiquetas de los párpados se ajustan a las etiquetas de los tubos de microcentrífuga que contiene la cola de los tejidos. </li><li> Pipeta 15 l de cDMEM que contienen una sola gónada en una gotita en la tapa de una pequeña (35 mm) placa de cultivo (utilizar sólo las tapas, ya que los fondos son demasiado alto para caber dentro de una cámara humidificada placa de Petri). Coloque dos gotas que contienen las gónadas-separadas a ambos lados del plato, fr bien separadoom uno del otro. Compruebe bajo el microscopio para asegurar que las gónadas se han transferido a las gotas. </li><li> Para la gotita designado como el control, agregar un adicional de 15 l de cDMEM que contienen DMSO (realizada en el paso 1.5) para hacer una gota con un volumen total 30 l. Utilice sólo la pipeta &quot;control&quot; que no va a ponerse en contacto con la droga. </li><li> Para la otra gotita (muestra tratada con fármaco), añadir 15 l de TKI-II que contiene cDMEM para hacer una gota con un volumen total de 30 l. Utilice sólo la pipeta designado para las muestras tratadas con el fármaco. </li><li> Usando la pipeta, extender las gotas en un patrón circular expansión hasta que estén cerca de 15-18 mm de diámetro y la gónada se encuentra aproximadamente en el centro. Orientar la gónada para que quede en su lado y la gónada y mesonefros son fácilmente distinguibles. Orientar el pulmón de manera que los dos lóbulos en posición plana. <ol><li> Aunque diámetro de gota puede variar ligeramente, asegúrese de que las gónadas no son floating y se mantiene en su lugar por la tensión superficial. Asegúrese de que las gotitas no se toquen entre sí o con el lado de la tapa. Sin la tensión de la superficie, los órganos crecerán en la tapa durante el cultivo y aplanar, distorsionando así la morfología de órganos. </li></ol></li><li> Colocar con cuidado la tapa de la placa de cultivo que contenía las gotitas en posición vertical sobre la superficie del agua en el grande (100 mm) plato humidificador. Asegúrese de que no haya burbujas atrapadas debajo de la parte inferior de la tapa y que está acostado sobre la superficie del agua. No invierta la tapa y tener cuidado de no dejar que el agua toque la parte superior de la tapa donde se encuentran las gotas. </li><li> Para crear una pequeña cámara húmeda, cubrir inmediatamente con la tapa del plato humidificador grande para encerrar las culturas gónadas. Actuar lo más rápidamente posible para minimizar cualquier evaporación de medios de comunicación. Asegúrese de que el plato más pequeño tiene espacio entre ella y la tapa del plato más grande para moverse libremente; de lo contrario, la condensación puede hacer un sello y bel intercambio de aire de bloqueo para el tejido. </li><li> Una vez que dos pequeñas tapas se colocan en la cámara, coloque inmediatamente la cámara en la incubadora. Incubar las culturas de gotas durante 48 horas en un humidificado incubadora de CO 2 a 37 ° C. </li></ol> Reacción en Cadena de la Polimerasa 4. para determinar el sexo de los embriones <ol><li> Añadir las colas embrionarias para fondo de un tubo de microcentrífuga de 1,5 ml. </li><li> Añadir a cada tubo 200 l de NaOH 50 mM. </li><li> Coloca a 95 ° C durante 15 minutos o hasta que el tejido se haya disuelto completamente. </li><li> Añadir 50 l de 1 M Tris-HCl y agitar ligeramente y brevemente. </li><li> En un tubo de microcentrífuga de 1,5 ml, hacer una mezcla maestra de PCR fresca multiplicando cada volumen por el número total de muestras: 0,5 l de 25 mM solución Primer, 2,5 l de 10X Taq Buffer, 0,5 l mM dNTPs 10 (nucleótidos), 19,3 l nuclease- agua libre, 0,2 l de ADN polimerasa Taq. Mezclar bien. </li><li> Añadir 23l de mezcla maestra de PCR a PCR tubos que contienen 3 l de lisado de colas digeridos. </li><li> Tubos Flick para mezclar ellos, a continuación, realizar un breve centrifugado para llevar las muestras a la parte inferior del tubo. </li><li> Ejecutar XY programa (Short) PCR (Tabla 1). </li><li> Cargar las muestras (con tinte 5x) y la escalera en un gel de agarosa al 2,5% en tampón TAE 1X. </li><li> Ejecute la electroforesis en gel de agarosa hasta XX y XY bandas se pueden resolver. </li><li> Imagen del gel con la captura de imágenes de luz UV y. </li><li> Analizar el X-cromosoma específico vs Y bandas del cromosoma específico (cromosoma X = 331 pares de bases [pb] y XY = 302 pb) 13; XY muestras (masculinas) tendrán dos bandas de 331 y 302 pb, mientras XX (femeninos) muestras aparecerán como una única banda de 331 pb. </li></ol> 5. Toda la inmunofluorescencia Monte Organ Día 1: <ol><li> Retire las gónadas de la cultura con una pipeta 1.000 l con una punta de corte. Si se desea, pueden estarcolocado en un plato de PBS para lavar medios y reactivos. Coloque en PBS en un tubo de microcentrífuga de 0,5 ml. El tamaño de tubo más pequeño conservará reactivos y hacer más fácil hacer un seguimiento de las muestras en el tubo. <ol><li> Asegúrese de mantener el control y las muestras tratadas, así como muestras XX y XY, en tubos separados y eliminarlos de la cultura con conjuntos separados de pipetas para evitar la contaminación potencial de drogas. </li></ol></li><li> Lávese las gónadas dos veces con PBS. A partir de ahora, este protocolo puede utilizar 1X PBS que carecen de calcio y magnesio. Para lavar ellos, permiten que las gónadas para hunden hasta el fondo del tubo (por gravedad) y luego eliminar el líquido anteriormente. Tenga cuidado de no perder gónadas pipeteando demasiado cerca de ellos. </li><li> Eliminar la mayor cantidad PBS como sea posible desde el tubo. Añadir 250 l de paraformaldehído al 4% en PBS que contenía 0,1% de Triton X-100, y dejar incubar O / N a 4 ° C en un agitador. Alternativamente, esta fijación se puede realizar durante 2 horas a 4 ° C en un agitador. ¡CUIDADO! Paraformaldehyde es una sustancia tóxica, por lo que sigue el protocolo de seguridad al manejar. </li></ol> Dia 2: <ol start="4"><li> Enjuague las gónadas dos veces en 250 l PbTx a RT. </li><li> Lávese las gónadas 3 veces con 250 l PbTx durante 10 minutos cada uno a temperatura ambiente en un agitador. </li><li> Bloquee las gónadas al menos 1 hora en 250 l de solución de bloqueo a temperatura ambiente en un agitador. </li><li> Teñir las gónadas O / N a 4 ° C en un rockero en 250 l de anticuerpo primario diluido en solución de bloqueo. </li></ol> Día 3: <ol start="8"><li> Enjuague las gónadas dos veces en 250 Solución de lavado l. </li><li> Lávese las gónadas 3 veces con 250 l solución de lavado durante 10 minutos cada uno a temperatura ambiente en una mecedora. </li><li> Bloquee las gónadas 1 h en 250 ml de solución de bloqueo a temperatura ambiente en un agitador. </li><li> Cubra el tubo de microcentrífuga con papel de aluminio para proteger secundaria de anticuerpos fluorescentes de la luz. </li><li> Incubar las gónadas 04.02 horas a RT en arocker en 250 l de anticuerpo secundario diluido en solución de bloqueo que contiene Hoechst 33342. Alternativamente, realice anticuerpo secundario y Hoechst 33342 incubación O / N a 4 ° C en eje de balancín. </li><li> Enjuague las gónadas dos veces en 250 l PbTx. </li><li> Lávese las gónadas 3 veces en 250 l PbTx durante 10 minutos cada uno a temperatura ambiente en un agitador. </li><li> Usando una punta de pipeta de corte, transferir gónadas en un portaobjetos con el líquido mínimo. Retire el exceso de líquido con la pipeta, pero asegúrese de que el tejido no se seque. </li><li> Orientar las gónadas en forma deseada con unas pinzas, y añadir rápidamente una gota de medio de montaje para montar las gónadas de la diapositiva. Asegúrese de que los abrigos de los medios de montaje todas las muestras por completo; es fundamental para evitar que las muestras se sequen. </li><li> Use cubreobjetos (número 1.5 del estilo) de tamaño adecuado para cubrir suavemente muestras. Deje de montaje propagación medios de comunicación para ponerse en contacto con toda la superficie del cubreobjetos. Si es necesario, pulse muy ligeramente en las esquinas de modo que el cubreobjetosno hay grandes burbujas de aire. </li><li> Sellar las diapositivas con claro esmalte de uñas en los bordes para reducir la evaporación de los medios de montaje. Tienda diapositivas montadas en la oscuridad a 4 ° C. </li></ol>

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Biol. 927, 479-488 (2013).</li><li>Sato, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+production+of+functional+sperm+in+cultured+neonatal+mouse+testes.">In vitro production of functional sperm in cultured neonatal mouse testes.</a> Nature. 471, 504-507 (2011).</li><li>Gohbara, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+murine+spermatogenesis+in+an+organ+culture+system.">In vitro murine spermatogenesis in an organ culture system.</a> Biol. Reprod. 83, 261-267 (2010).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Este estudio demuestra un método ex vivo gotita entera órgano que tiene muchas aplicaciones potenciales para el estudio del desarrollo fetal. Esta técnica se puede utilizar para múltiples órganos, y permite al investigador para abordar cuestiones biológicas que son difíciles de examinar usando enfoques in vivo debido a la inaccesibilidad de los embriones y el potencial letalidad embrionaria. Este método de cultivo tiene beneficios adicionales sobre otros enfoques in vitro, tales como l...

La regeneración de órganos in vivo en los seres humanos es muy limitada; Por lo tanto, la ingeniería de tejidos, el desarrollo de tejidos y órganos a partir de células individuales donados por un anfitrión, se está convirtiendo en una terapia potencial atractivo para el reemplazo de órganos. Sin embargo, para que esta estrategia terapéutica para tener éxito, los factores y las interacciones celulares implicados en la morfogénesis del órgano deben ser estudiados a fondo y bien entendidos. Debido a la incapacidad para estudiar el desarrollo de los órganos específicos con los enfoques tradicionales, los investigadores han recurrido a embrión conjunto alternativo o cultivos de órganos enteros. Kalaskar et al. 1 han demostrado que la cultura embriogénesis ex vivo toda produce resultados comparables (en el 58% de los embriones cultivados) en el desarrollo del útero, lo que sugiere que los métodos de cultivo ex vivo son una alternativa viable para los estudios de organogénesis. Un sistema de cultivo de órganos individualizado, como este ex vivo droPlet sistema de cultivo, permite el análisis de órganos conjunto independiente de los efectos sistémicos, al tiempo que permite la manipulación de una vía de señalización específica o interacciones celulares a través de la adición de reactivos farmacológicos o anticuerpos. Tradicionalmente, el estudio de desarrollo de los órganos del feto se ha limitado a las tecnologías transgénicas y knockout de ratón, además de reactivos farmacológicos entregados por vía materna. Sin embargo, hay cuestiones técnicas que implican estas técnicas y tratamientos in vivo; la mayoría de las preocupaciones giran en torno a los efectos de influir en varios órganos simultáneamente que a menudo resulta en letalidad embrionaria. Una preocupación adicional de estudios de manipulación de desarrollo fetal farmacológicamente es el efecto materno de los fármacos sobre el desarrollo embrionario in utero (por ejemplo, el metabolismo maternal de la droga antes de que alcance el embrión) y si tales reactivos pueden pasar a través de la barrera placentaria. La técnica de cultivo de órganos toda describióaquí fue adaptada de un protocolo descrito por primera Maatouk et al. 2, en la que las gónadas fetales enteros se incuban en cultivos ex vivo de gotas en posición vertical. Una ventaja significativa de cultivo de gónadas fetales es que los inhibidores de molécula pequeña pueden acceder fácilmente todo el órgano por difusión simple. . DeFalco et al han demostrado que la utilización de este método de cultivo gotita ex vivo en combinación con inhibidores de molécula pequeña se puede utilizar para estudiar los procesos y las interacciones que se producen durante el desarrollo de las gónadas 3 de señalización; estos procesos serían difíciles de examinar in vivo debido a problemas técnicos (por ejemplo, el paso de drogas a través de la placenta o letalidad de afectar a múltiples órganos utilizando enfoques genéticos o farmacológicos). La cultura gotita no es sólo una mejora en algunos aspectos más de la experimentación en el útero, pero también es una mejora con respecto in vitro y ex visistemas vo también. El uso de líneas celulares para estudiar la morfogénesis es extremadamente difícil porque carecen de los diversos tipos de células, carecen de la matriz extracelular (ECM) componentes críticos que permiten la formación de la arquitectura de órganos, y pueden exhibir artefactos en las cascadas de señalización. Aunque la ingeniería de tejidos ha hecho mejoras significativas en la creación de andamios que simulan ECM, la falta de conocimiento con respecto a la cual las señales son requeridos por cada tipo de célula durante la organogénesis hace que sea difícil para construir un sistema de órganos in vitro. Otros sistemas ex vivo han sido establecidos previamente para estudiar la organogénesis, o más específicamente la morfogénesis y han sido muy exitoso para imágenes en vivo de los órganos fetales en agar 4, transwells 5, 6, filtros y otras matrices de andamio 7,8. La ventaja del sistema de cultivo gotita es que permite el estudio de la morfogénesis, proporcionando la capacidad de utilizar menos reactivos, que son often caro, pero también dando la tensión superficial de órganos, lo cual es importante para el crecimiento y la señalización de capacidades 9. En el ratón, la morfogénesis inicial testículo tiene lugar entre embrionario (E) etapas E11.5 y E13.5; estas etapas comprenden la ventana de tiempo óptimo para los factores que influyen en la diferenciación de sexo-específicas de instrucción. Entre los procesos críticos que ocurren durante la formación de los testículos son la generación de la arquitectura cable de testículo y la formación de una red vascular-testículo específico. La utilización de este órgano vivo todo el sistema de cultivo ex gotita, uno es capaz de alterar la vascularización-masculina específica e inhibir la morfogénesis testículo mediante el uso de un inhibidor de pequeña molécula que bloquea la actividad de los receptores de factor de crecimiento endotelial vascular (VEGF); La remodelación vascular mediada por VEGF es crítico para el desarrollo testicular 10-12. Esta técnica se puede aplicar con éxito a otros órganos y puede apuntar tiempo específicoventanas de desarrollo. Formación de imágenes de órganos Todo el montaje permite la visualización de las estructuras vitales así como los cambios estructurales y celulares resultantes de la administración de diversos inhibidores. Es importante destacar que este sistema es ventajoso en que el investigador puede pasar por alto posibles efectos de confusión de la administración del fármaco materna o la interrupción sistémica in vivo durante estrategias gen diana. Por lo tanto, todo este órgano ex vivo sistema de cultivo de gota puede mejorar significativamente la capacidad de entender las interacciones y la señalización que se producen específicamente en determinados órganos durante el desarrollo fetal.

<table><tbody><tr><td>Superfrost Plus Microscope Slides</td><td>Fisherbrand</td><td>12-550-15</td><td></td></tr><tr><td>Cover Glasses: Squares (22 mm x 22 mm, No. 1.5)</td><td>Fisherbrand</td><td>12-541B</td><td></td></tr><tr><td>Sally Hansen Xtreme Wear Nail Polish, Invisible</td><td>Sally Hansen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>8-Strip 0.2 ml PCR Tubes &amp;amp; Detached Flat Caps</td><td>GeneMate</td><td>T3218-1</td><td></td></tr><tr><td>Pipetman L P1,000L, P200L, P20L, P10L, P2L</td><td>Gilson</td><td>FA10006M, FA10005M, FA10003M, FA10002M, FA10001M</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Forceps</td><td>FST</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>Fine Scissors</td><td>FST</td><td>91460-11</td><td></td></tr><tr><td>Posi-Click 1.7 ml microcentrifuge tubes</td><td>Denville</td><td>C2170</td><td></td></tr><tr><td>Posi-Click 0.6 ml microcentrifuge tubes</td><td>Denville</td><td>C2176</td><td></td></tr><tr><td>10 &amp;mu;l SHARP Precision Barrier Tips</td><td>Denville</td><td>P1096FR</td><td></td></tr><tr><td>20 &amp;mu;l SHARP Precision Barrier Tips</td><td>Denville</td><td>P1121</td><td></td></tr><tr><td>200 &amp;mu;l SHARP Precision Barrier Tips</td><td>Denville</td><td>P1122</td><td></td></tr><tr><td>1,000 &amp;mu;l SHARP Precision Barrier Tips</td><td>Denville</td><td>P1126</td><td></td></tr><tr><td>1 ml syringe with 27 gauge needles</td><td>BD PrecisionGlide</td><td>309623</td><td></td></tr><tr><td>10 ml syringe</td><td>BD</td><td>305559</td><td></td></tr><tr><td>0.2 &amp;mu;M PES syringe filter</td><td>VWR</td><td>28145-501</td><td></td></tr><tr><td>Grade 3 Qualitative Filter Paper Standard Grade, circle, 185 mm</td><td>Whatman</td><td>1003-185</td><td></td></tr><tr><td>Primaria 35 mm Easy Grip Style Cell Culture Dish</td><td>Falcon/Corning</td><td>353801</td><td></td></tr><tr><td>Petri Dishes, Sterile (100 mm x 15 mm)</td><td>VWR</td><td>25384-088</td><td></td></tr><tr><td>New Brunswick Galaxy 14 S CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; Incubator</td><td>Eppendorf</td><td>CO14S-120-0000</td><td></td></tr><tr><td>Biosafety Cabinet</td><td>Nuare</td><td>NU-425-400</td><td></td></tr><tr><td>Mini-centrifuge&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-090-100</td><td></td></tr><tr><td>BioExpress GyroMixer Variable XL</td><td>GeneMate</td><td>R-3200-1XL</td><td></td></tr><tr><td>Mastercycler Pro Thermal Cycler with control panel</td><td>Eppendorf</td><td>950040015</td><td></td></tr><tr><td>SMZ445 stereomicroscope</td><td>Nikon</td><td>SMZ445</td><td></td></tr><tr><td>MultiImage Light Cabinet with AlphaEase Software</td><td>Alpha Innotech Corporation</td><td>Discontinued</td><td></td></tr><tr><td>Absolute 200 proof Ethanol</td><td>Fisher</td><td>BP2818-500</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Fisher</td><td>BP151-100</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Phosphate (Dibasic MW 142) Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Fisher</td><td>S374-1</td><td></td></tr><tr><td>Potassium Phosphate (Monobasic MW 136) KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5379-1KG</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Chloride (NaCl)</td><td>Fisher</td><td>S671-3</td><td></td></tr><tr><td>Potassium Chloride (KCl)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3911-1KG</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium Chloride (MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;)</td><td>Sigma</td><td>M2393-100g</td><td></td></tr><tr><td>Calcium Chloride (CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;)</td><td>Sigma</td><td>C5670-100g</td><td></td></tr><tr><td>Ambion Nuclease-Free Water</td><td>Life Technologies</td><td>AM9938&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>XY PCR Primer&amp;nbsp;</td><td>IDT</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Glacial Acetic Acid</td><td>Fisher</td><td>A38-500</td><td></td></tr><tr><td>Ethylenediamine Tetraacetic Acid (EDTA)</td><td>Fisher</td><td>BP2482-1</td><td></td></tr><tr><td>1% Ethidium bromide solution</td><td>Fisher</td><td>BP1302-10</td><td>Toxic</td></tr><tr><td>Agarose</td><td>GeneMate</td><td>E-3120-500</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Hydroxide (NaOH)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>367176-2.5KG</td><td></td></tr><tr><td>Trizma Base</td><td>Sigma</td><td>T1503-1KG</td><td></td></tr><tr><td>dNTP Set, 100 mM Solutions</td><td>Thermo Scientific</td><td>R0182</td><td></td></tr><tr><td>DNA Choice Taq polymerase with 10x Buffer</td><td>Denville</td><td>CB-4050-3</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Fisher</td><td>O4042-500</td><td>Toxic</td></tr><tr><td>FluorMount-G</td><td>Southern Biotech</td><td>0100-01</td><td></td></tr><tr><td>Hydrogen Chloride (HCl)</td><td>Fisher</td><td>A144212</td><td></td></tr><tr><td>Bovine Serum Albumin (BSA), powder, Fraction V, Heat shock isolation</td><td>Bioexpress</td><td>0332-100g</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco&#039;s Modified Eagle Medium (DMEM)&amp;nbsp;</td><td>Life Technologies</td><td>11965-092</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum (FBS), triple 100 nm filtered</td><td>Fisher</td><td>03-600-511</td><td>Heat-inactivate before using</td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin (10,000 U/ml)</td><td>Life Technologies</td><td>15140-122</td><td>Use at 1:100</td></tr><tr><td>Dimethyl sulfoxide (DMSO), Hybri-max, sterile-filtered</td><td>Sigma</td><td>D2650</td><td></td></tr><tr><td>VEGFR Tyrosine Kinase Inhibitor II - CAS 269390-69-4 - Calbiochem</td><td>EMD Millipore</td><td>676481</td><td></td></tr><tr><td>Rabbit Anti-Sox9 Antibody</td><td>Millipore</td><td>AB5535</td><td>Use at dilution: 1:4,000</td></tr><tr><td>Rat Anti-Mouse PECAM1 (CD31) Antibody</td><td>BD Pharmingen</td><td>553370</td><td>Use at dilution: 1:250</td></tr><tr><td>Rabbit Cleaved Caspase-3 (Asp175) Antibody</td><td>Cell Signaling</td><td>9661S</td><td>Use at dilution: 1:250</td></tr><tr><td>Rat E-cadherin / CDH1 Antibody (ECCD-2)</td><td>Life Technologies</td><td>13-1900</td><td>Use at dilution: 1:500</td></tr><tr><td>Hoechst 3342, trihydrochloride, trihydrate</td><td>Invitrogen (Molecular Probes)</td><td>H1399</td><td>Use at 2 ug/ml</td></tr><tr><td>Cy3 AffiniPure Donkey Anti-Rat IgG (H+L)</td><td>Jackson Immunoresearch</td><td>712-165-153</td><td>Use at dilution: 1:500</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 647 AffiniPure Donkey Anti-Rat IgG (H+L)</td><td>Jackson Immunoresearch</td><td>712-605-153</td><td>Use at dilution: 1:500</td></tr><tr><td>Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 conjugate</td><td>Life Technologies</td><td>A31572</td><td>Use at dilution: 1:500</td></tr><tr><td>Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 conjugate</td><td>Life Technologies</td><td>A21206</td><td>Use at dilution: 1:500</td></tr><tr><td>Donkey anti-Rat IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 conjugate</td><td>Life Technologies</td><td>A21208</td><td>Use at dilution: 1:500</td></tr><tr><td>Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Secondary Antibody, Alexa Fluor 647 conjugate</td><td>Life Technologies</td><td>A31573</td><td>Use at dilution: 1:500</td></tr></tbody></table>

using ex vivo upright droplet cultures of whole fetal organs to study developmental processes during mouse organogenesis

La investigación de la organogénesis en el útero es un proceso técnicamente difícil en los mamíferos placentarios, debido a la inaccesibilidad de los reactivos a los embriones que se desarrollan dentro del útero. Un método de cultivo de gotas recién desarrollado ex vivo en posición vertical ofrece una alternativa atractiva a los estudios realizados en el útero. El cultivo ex vivo gotita proporciona la capacidad de examinar y manipular las interacciones celulares y diversas vías de señalización a través del uso de diversos bloqueo y compuestos activadores; Además, los efectos de diversos reactivos farmacológicos sobre el desarrollo de órganos específicos pueden ser estudiados sin efectos secundarios no deseados de la administración de fármacos sistémico en el útero. En comparación con otros sistemas in vitro, el cultivo de gota no sólo permite la capacidad de estudio de tres dimensiones morfogénesis y las interacciones célula-célula, que no puede ser reproducida en líneas celulares de mamíferos, sino que también requiere significativamente menos reagents que otros ex vivo e in vitro. protocolos Este trabajo demuestra la disección del ratón correcto fetal órgano y técnicas de cultivo de gotita en posición vertical, seguido por inmunofluorescencia órgano completo para demostrar la eficacia del método. El método de cultivo gotita ex vivo permite la formación de la arquitectura de órganos comparable a lo que se observa in vivo y puede ser utilizado para estudiar los procesos de otro modo difíciles de estudio debido a la letalidad embrionaria en modelos in vivo. Como un sistema de solicitud de modelo, un inhibidor de molécula pequeña se utilizará para investigar el papel de la vascularización en la morfogénesis testicular. Este método de cultivo gotita ex vivo es ampliable a otros sistemas de órganos fetales, como el de pulmón y posiblemente otros, aunque cada órgano debe ser ampliamente estudiados para determinar las modificaciones órgano-específicas en el protocolo. Este sistema de cultivo de órganos ofrece flexibilidad en la experimentación con los órganos fetales, y resulta obtained usando esta técnica ayudará a los investigadores a obtener conocimientos sobre el desarrollo fetal.

El cultivo ex vivo de gota le permite a uno para manipular órganos enteros, como el de las gónadas, para estudiar las interacciones celulares y dinámicas. La figura 1 muestra de manera gradual cómo preparar una cultura E11.5 gonadal gotas. Los primeros pasos en el protocolo de cultivo incluyen la eliminación inicial del útero que contiene embrión del ratón madre (Figura 1A y 1B). Después de la extracción del útero de la madre, la pared uterina se corta y los embrione...

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Using Ex Vivo Upright Droplet Cultures of Whole Fetal Organs to Study Developmental Processes during Mouse Organogenesis

The&#160;ex vivo&#160;upright droplet culture is an alternative to current&#160;in vitro&#160;and&#160;in vivo&#160;experimental techniques. This protocol is easy to perform and requires smaller amounts of reagent, while permitting the ability to manipulate and study fetal vascularization, morphogenesis, and organogenesis.

Usando<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Culturas Upright Gotita de enteros fetales Órganos para estudiar los procesos de desarrollo durante Ratón Organogénesis

Investigating organogenesis in utero is a technically challenging process in placental mammals due to inaccessibility of reagents to embryos that develop ...

using-ex-vivo-upright-droplet-cultures-whole-fetal-organs-to-study

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Using Ex Vivo Upright Droplet Cultures of Whole Fetal Organs to Study Developmental Processes during Mouse Organogenesis

12.4K vistas.  Cincinnati Children's Hospital Medical Center. The ex vivo upright droplet culture is an alternative to current in vitro and in vivo experimental techniques. This protocol is easy to perform and requires smaller amounts of reagent, while permitting the ability to manipulate and study fetal vascularization, morphogenesis, and organogenesis.

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Organ Culture and Whole Mount Immunofluorescence Staining of Mouse Wolffian Ducts

Tubal morphogenesis is a fundamental requirement for the development of most mammalian organs, including the male reproductive system. The epididymis, an integral part of the male reproductive tract, is responsible for sperm storage, maturation, and transport. The adult epididymis is a highly coiled tube that develops from a simple and straight embryonic precursor known as Wolffian duct (WD). Proper coiling of the epididymis is essential for male fertility, as sperm in the testis are unable to fertilize an oocyte. However, the mechanism responsible for epididymal development and coiling remains unclear, partially due to the lack of whole organ culture and imaging methods. In this study, we describe an in vitro culture system and whole mount immunofluorescence protocol to better visualize the process of WD coiling and development, which may also be applied to study other tubular organs.

We present a method for isolation and culture of the mouse Wolffian duct (WD). We also demonstrate a detailed procedure for whole mount immunostaining of cultured/freshly isolated WDs with fluorescently tagged antibodies. Together, these techniques enable the study of WD development, coiling, and differentiation.

Cultura de órganos y todo el montaje Inmunofluorescencia La tinción de mouse de Wolff Conductos

Tubal morphogenesis is a fundamental requirement for the development of most mammalian organs, including the male reproductive system. The epididymis, an ...

Investigación

Biología del Desarrollo

Mouse Fetal Liver Culture System to Dissect Target Gene Functions at the Early and Late Stages of Terminal Erythropoiesis

Erythropoiesis involves a dynamic process that begins with committed erythroid burst forming units (BFU-Es) followed by rapidly dividing erythroid colony forming units (CFU-Es). After CFU-Es, cells are morphologically recognizable and generally termed terminal erythroblasts. One of the challenges for the study of terminal erythropoiesis is the lack of experimental approaches to dissect gene functions in a chronological manner. In this protocol, we describe a unique strategy to determine gene functions in the early and late stages of terminal erythropoiesis. In this system, mouse fetal liver TER119 (mature erythroid cell marker) negative erythroblasts were purified and transduced with exogenous expression of cDNAs or small hairpin RNAs (shRNAs) for the genes of interest. The cells were subsequently cultured in medium containing growth factors other than erythropoietin (Epo) to maintain their progenitor stage for 12 hr while allowing the exogenous cDNAs or shRNAs to express. The cells were changed to Epo medium after 12 hr to induce cell differentiation and proliferation while the exogenous genetic materials were already expressed. This protocol facilitates analysis of gene functions in the early stage of terminal erythropoiesis. To study late stage terminal erythropoiesis, cells were immediately cultured in Epo medium after transduction. In this way, the cells were already differentiated to the late stage of terminal erythropoiesis when the transduced genetic materials were expressed. We recommend a general application of this strategy that would help understand detailed gene functions in different stages of terminal erythropoiesis.

We present an in vitro mouse fetal liver erythroblast culture system that dissects the early and late stages of terminal erythropoiesis. This system facilitates functional analysis of specific genes in different developmental stages.

Ratón Sistema Cultura Hígado Fetal de diseccionar las funciones de genes objetivo en las primeras y últimas etapas de la Terminal de la eritropoyesis

Erythropoiesis involves a dynamic process that begins with committed erythroid burst forming units (BFU-Es) followed by rapidly dividing erythroid colony ...

Inmunología e Infección

Recapitulating Suckling-to-Weaning Transition In Vitro using Fetal Intestinal Organoids

At the end of the suckling period, many mammalian species undergo major changes in the intestinal epithelium that are associated with the capability to digest solid food. This process is termed suckling-to-weaning transition and results in the replacement of neonatal epithelium with adult epithelium which goes hand in hand with metabolic and morphological adjustments. These complex developmental changes are the result of a genetic program that is intrinsic to the intestinal epithelial cells but can, to some extent, be modulated by extrinsic factors. Prolonged culture of mouse primary intestinal epithelial cells from late fetal period, recapitulates suckling-to-weaning transition in vitro. Here, we describe a detailed protocol for mouse fetal intestinal organoid culture best suited to model this process in vitro. We describe several useful assays designed to monitor the change of intestinal functions associated with suckling-to-weaning transition over time. Additionally, we include an example of an extrinsic factor that is capable to affect suckling-to-weaning transition in vivo, as a representation of modulating the timing of suckling-to-weaning transition in vitro. This in vitro approach can be used to study molecular mechanisms of the suckling-to-weaning transition as well as modulators of this process. Importantly, with respect to animal ethics in research, replacing in vivo models by this in vitro model contributes to refinement of animal experiments and possibly to a reduction in the use of animals to study gut maturation processes.

This protocol describes how to mimic suckling-to-weaning transition in vitro using mouse late fetal intestinal organoids cultured for 30 days.

Transición recapitulante de lechón a destete In Vitro usando organoides intestinales fetales

At the end of the suckling period, many mammalian species undergo major changes in the intestinal epithelium that are associated with the capability to ...

Optimization of Renal Organoid and Organotypic Culture for Vascularization, Extended Development, and Improved Microscopy Imaging

Embryonic kidney organotypic cultures, and especially pluripotent stem cell-derived kidney organoids, are excellent tools for following developmental processes and modelling kidney disease. However, the models are limited by a lack of vascularization and functionality. To address this, an improved protocol for the method of xenografting cells and tissues to the chorioallantoic membrane (CAM) of an avian embryo to gain vascularization and restoration of blood flow was developed. The grafts are overlaid with custom-made minireservoirs that fix the samples to the CAM and supply them with culture medium that protects the grafts from drying. The improved culture method allows xenografts to grow for up to 9 days. The manuscript also describes how to provide optimal conditions for long-term confocal imaging of renal organoids and organotypic cultures using the previously published Fixed Z-Direction (FiZD) method. This method gently compresses an embryonic organ or organoid between a glass coverslip and membrane in a large amount of medium and provides excellent conditions for imaging for up to 12 days. Together, these methods allow vascularization and blood flow to renal organoids and organotypic kidney cultures with improved confocal imaging. The methods described here are highly beneficial for studying fundamental and applied functions of kidneys ex vivo. Both methods are applicable to various types of tissues and organoids.

This work describes two methods for studying organ development, an improved xenotransplantation setup on chorioallantoic membrane (CAM) from avian embryos that allows for vascularization of cultured embryonic organs and organoids and a novel fixed z-direction organ culture method with modified experimental conditions that allows for high-resolution time-lapse confocal imaging.

Optimización del cultivo organoide renal y organatípico para la vascularización, el desarrollo extendido y la imagen mejorada de microscopía

Embryonic kidney organotypic cultures, and especially pluripotent stem cell-derived kidney organoids, are excellent tools for following developmental ...

Mouse Embryonic Lung Culture, A System to Evaluate the Molecular Mechanisms of Branching

Lung primordial specification as well as branching morphogenesis, and the formation of various pulmonary cell lineages requires a specific interaction of the lung endoderm with its surrounding mesenchyme and mesothelium. Lung mesenchyme has been shown to be the source of inductive signals for lung branching morphogenesis. Epithelial-mesenchymal-mesothelial interactions are also critical to embryonic lung morphogenesis. Early embryonic lung organ culture is a very useful system to study epithelial-mesenchymal interactions. Both epithelial and mesenchymal morphogenesis proceeds under specific conditions that can be readily manipulated in this system (in the absence of maternal influence and blood flow). More importantly this technique can be readily done in a serumless, chemically defined culture media. Gain and loss of function can be achieved using expressed proteins, recombinant viral vectors and/or analysis of transgenic mouse strains, antisense RNA, as well as RNA interference gene knockdown.

Early embryonic lung organ culture is a very useful system to study epithelial-mesenchymal interactions. Both epithelial and mesenchymal morphogenesis proceeds under specific conditions that can be readily manipulated in this system.

Cultura de embriones de ratón de pulmón, un sistema para evaluar los mecanismos moleculares de la ramificación

Lung primordial specification as well as branching morphogenesis, and the formation of various pulmonary cell lineages requires a specific interaction of ...

Biología

Human Placental and Decidual Organ Cultures to Study Infections at the Maternal-fetal Interface

The placenta shows a large degree of interspecies anatomic variability. To best understand biology and pathophysiology of the human placenta, it is imperative to design experiments using human cells and tissues. An advantage of organ culture is maintenance of three-dimensional (3D) structural organization and extracellular matrix. The goal of the method described here is successful establishment of ex vivo human gestational tissue organ cultures and their healthy culture maintenance for 72-96 hr. The protocol details the immediate processing of research-consented, placental and decidual specimens fresh from the operating suite. These are abundant specimens that would otherwise be discarded. Detailed instructions on the sterile collection of these samples, including morphologic details on how to select appropriate tissues to establish 3D organ cultures, is provided. Placental villous and decidual tissues are microdissected into 2-3 mm3 pieces and placed separately on matrix-lined transwell filters and cultured for several days. Villous and decidual organ cultures are well suited for the study of human host-pathogen interaction. As compared to other model organisms, these human cultures are particularly advantageous to examine mechanism of infection for pathogens that demonstrate variable patterns of host specificity. As an example, we demonstrate infection of placental and decidual organ cultures with the clinically relevant, facultative intracellular bacterial pathogen Listeria monocytogenes.

A simple method to establish primary human placental (villous) and decidual organ cultures is described. Villous and decidual organ cultures are invaluable tools for studying pathogenesis at the human maternal-fetal interface. Infection with the facultative intracellular bacterium Listeria monocytogenes is demonstrated.

Los cultivos humanos de la placenta y Decidual de órganos para el Estudio de Infecciones en la interfase materno-fetal

The placenta shows a large degree of interspecies anatomic variability. To best understand biology and pathophysiology of the human placenta, it is ...

Ex Utero Culture of Mouse Embryos from Pregastrulation to Advanced Organogenesis

Postimplantation mammalian embryo culture methods have been generally inefficient and limited to brief periods after dissection out of the uterus. Platforms have been recently developed for highly robust and prolonged ex utero culture of mouse embryos from egg-cylinder stages until advanced organogenesis. These platforms enable appropriate and faithful development of pregastrulating embryos (E5.5) until the hind limb formation stage (E11). Late gastrulating embryos (E7.5) are grown in rotating bottles in these settings, while extended culture from pregastrulation stages (E5.5 or E6.5) requires a combination of static and rotating bottle cultures. In addition, sensitive regulation of O2 and CO2 concentration, gas pressure, glucose levels, and the use of a specific ex utero culture medium are critical for proper embryo development. Here, a detailed step-by-step protocol for extended ex utero mouse embryo culture is provided. The ability to grow normal mouse embryos ex utero from gastrulation to organogenesis represents a valuable tool for characterizing the effect of different experimental perturbations during embryonic development.

Ex Utero Culture of Mouse Embryos from Pregastrulation to Advanced Organogenesis

An enhanced platform for whole-embryo culture allows continuous and robust ex utero development of postimplantation mouse embryos for up to six days, from pregastrulation stages until advanced organogenesis. In this protocol, we detail the standard procedure for successful embryo culture using static plates and rotating bottle systems.

Ex Utero Cultivo de embriones de ratón desde la pregastrulación hasta la organogénesis avanzada

Postimplantation mammalian embryo culture methods have been generally inefficient and limited to brief periods after dissection out of the uterus. ...

A System for ex vivo Culturing of Embryonic Pancreas

The pancreas controls vital functions of our body, including the production of digestive enzymes and regulation of blood sugar levels1. Although in the past decade many studies have contributed to a solid foundation for understanding pancreatic organogenesis, important gaps persist in our knowledge of early pancreas formation2. A complete understanding of these early events will provide insight into the development of this organ, but also into incurable diseases that target the pancreas, such as diabetes or pancreatic cancer. Finally, this information will generate a blueprint for developing cell-replacement therapies in the context of diabetes.
 During embryogenesis, the pancreas originates from distinct embryonic outgrowths of the dorsal and ventral foregut endoderm at embryonic day (E) 9.5 in the mouse embryo3,4. Both outgrowths evaginate into the surrounding mesenchyme as solid epithelial buds, which undergo proliferation, branching and differentiation to generate a fully mature organ2,5,6. Recent evidences have suggested that growth and differentiation of pancreatic cell lineages, including the insulin-producing &beta;-cells, depends on proper tissue-architecture, epithelial remodeling and cell positioning within the branching pancreatic epithelium7,8. However, how branching morphogenesis occurs and is coordinated with proliferation and differentiation in the pancreas is largely unknown. This is in part due to the fact that current knowledge about these developmental processes has relied almost exclusively on analysis of fixed specimens, while morphogenetic events are highly dynamic.
 Here, we report a method for dissecting and culturing mouse embryonic pancreatic buds ex vivo on glass bottom dishes, which allow direct visualization of the developing pancreas (Figure 1). This culture system is ideally devised for confocal laser scanning microscopy and, in particular, live-cell imaging. Pancreatic explants can be prepared not only from wild-type mouse embryos, but also from genetically engineered mouse strains (e.g. transgenic or knockout), allowing real-time studies of mutant phenotypes. Moreover, this ex vivo culture system is valuable to study the effects of chemical compounds on pancreatic development, enabling to obtain quantitative data about proliferation and growth, elongation, branching, tubulogenesis and differentiation. In conclusion, the development of an ex vivo pancreatic explant culture method combined with high-resolution imaging provides a strong platform for observing morphogenetic and differentiation events as they occur within the developing mouse embryo.

A System for ex vivo Culturing of Embryonic Pancreas

Here, we describe a method for isolation, culture and manipulation of mouse embryonic pancreas. This represents an excellent ex vivo system for studying various aspects of pancreatic development, including morphogenesis, differentiation and growth. Pancreatic bud explants can be cultured for several days and used in a range of different applications, including whole-mount immunofluorescence and live imaging.

Un sistema para la<em&gt; Ex vivo</em&gt; Cultivo de páncreas embrionario

The pancreas controls vital functions of our body,  including the production of digestive enzymes and regulation of blood sugar  levels1. Although in the ...

Ex Utero Electroporation and Organotypic Slice Cultures of Embryonic Mouse Brains for Live-Imaging of Migrating GABAergic Interneurons

GABAergic interneurons (INs) are critical components of neuronal networks that drive cognition and behavior. INs destined to populate the cortex migrate tangentially from their place of origin in the ventral telencephalon (including from the medial and caudal ganglionic eminences (MGE, CGE)) to the dorsal cortical plate in response to a variety of intrinsic and extrinsic cues. Different methodologies have been developed over the years to genetically manipulate specific pathways and investigate how they regulate the dynamic cytoskeletal changes required for proper IN migration. In utero electroporation has been extensively used to study the effect of gene repression or overexpression in specific IN subtypes while assessing the impact on morphology and final position. However, while this approach is readily used to modify radially migrating pyramidal cells, it is more technically challenging when targeting INs. In utero electroporation generates a low yield given the decreased survival rates of pups when electroporation is conducted before e14.5, as is customary when studying MGE-derived INs. In an alternative approach, MGE explants provide easy access to the MGE and facilitate the imaging of genetically modified INs. However, in these explants, INs migrate into an artificial matrix, devoid of endogenous guidance cues and thalamic inputs. This prompted us to optimize a method where INs can migrate in a more naturalistic environment, while circumventing the technical challenges of in utero approaches. In this paper, we describe the combination of ex utero electroporation of embryonic mouse brains followed by organotypic slice cultures to readily track, image and reconstruct genetically modified INs migrating along their natural paths in response to endogenous cues. This approach allows for both the quantification of the dynamic aspects of IN migration with time-lapse confocal imaging, as well as the detailed analysis of various morphological parameters using neuronal reconstructions on fixed immunolabeled tissue.

Ex Utero Electroporation and Organotypic Slice Cultures of Embryonic Mouse Brains for Live-Imaging of Migrating GABAergic Interneurons

Here, we provide a low-cost and reliable method to generate electroporated brain organotypic slice cultures from mouse embryos suitable for confocal microscopy and live-imaging techniques.

Ex útero Electroporación y culturas Organotypic rebanada de cerebros embrionarios de ratón para vivir-la proyección de imagen de interneuronas GABAérgicas de migrando

GABAergic interneurons (INs) are critical components of neuronal networks that drive cognition and behavior. INs destined to populate the cortex migrate ...

Neurociencias

A Novel Ex vivo Culture Method for the Embryonic Mouse Heart

Developmental studies in the mouse are hampered by the inaccessibility of the embryo during gestation. Thus, protocols to isolate and culture individual organs of interest are essential to provide a method of both visualizing changes in development and allowing novel treatment strategies. To promote the long-term culture of the embryonic heart at late stages of gestation, we developed a protocol in which the excised heart is cultured in a semi-solid, dilute Matrigel. This substrate provides enough support to maintain the three-dimensional structure but is flexible enough to allow continued contraction. In brief, hearts are excised from the embryo and placed in a mixture of cold Matrigel diluted 1:1 with growth medium. After the diluted Matrigel solidifies, growth medium is added to the culture dish. Hearts excised as late as embryonic day 16.5 were viable for four days post-dissection. Analysis of the coronary plexus shows that this method does not disrupt coronary vascular development. Thus, we present a novel method for long-term culture of embryonic hearts.

A Novel Ex vivo Culture Method for the Embryonic Mouse Heart

Developmental studies in the mouse are hampered by the inaccessibility of the embryo during gestation. To promote the long-term culture of the embryonic heart at late stages of gestation, we developed a protocol in which the excised heart is cultured in a semi-solid, dilute Matrigel.

A Novel<em&gt; Ex vivo</em&gt; Método de la cultura para el corazón de embriones de ratón

Developmental studies in the mouse are hampered  by the inaccessibility of the embryo during gestation. Thus, protocols to  isolate and culture individual ...

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