Name: the indirect neuron-astrocyte coculture assay: an in vitro set-up for the detailed investigation of neuron-glia interactions
Uploaded: 2016-11-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 8 s
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The present work was supported by the German research foundation (Deutsche Forschungsgemeinschaft DFG: GRK 736, Fa 159/22-1; the research school of the Ruhr University Bochum (GSC98/1) and the priority program SSP 1172 "Glia and Synapse", Fa 159/11-1,2,3).

Los experimentos con ratones estaban de acuerdo con la Ley Alemana y la Sociedad Alemana para la Neurociencia directrices de la cría de animales. Los comités de cuidado de los animales y la utilización de la Ruhr-Universität Bochum han concedido los permisos apropiados. 1. Preparación y cultivo de astrocitos corticales Nota: Complete estos pasos del protocolo de al menos 7 días antes de proceder a los pasos siguientes, ya que los cultivos de astrocitos deben desarrollar en monocapas confluentes se preparan antes de las neuronas. astrocitos primarios se derivan a partir de cultivos gliales mixtos obtenidos de crías de ratón de todo el día postnatal (P) 0-3. Tres cerebros (6 cortezas) por matraz T75 se van a utilizar. <ol><li> Preparar el medio de astrocitos completándolo medio Eagle modificado de Dulbecco (DMEM) con 10% v / v de suero de caballo y 0,1% v / v de gentamicina en condiciones estériles. Almacenar el medio a 4 ° C durante un máximo de 2 semanas. </li><li> Escudo 3x T75 frascos wiTH 10 mg / ml de poli-D-lisina (PDL; en el agua de cultivo celular de grado) durante al menos 1 h a 37 ° C en presencia de 6% v / v CO 2. Después del recubrimiento, lavar los frascos dos veces con solución salina tamponada con fosfato (PBS) para eliminar los cationes no unidos, y añadir 9 ml medio de astrocitos. </li><li> Para la preparación de los cerebros, añadir solución salina equilibrada de 10 ml Hank (HBSS) a 1x 10 cm placa de Petri y 1 ml de HBSS a 1x 15 ml tubo (independientemente del número de los cerebros que se utilizará). Tenga un par de tijeras quirúrgicas, 2 pinzas finas y un binocular a su alcance para el procedimiento. </li><li> Decapitar a 3 crías rápidamente con las tijeras quirúrgicas y recoger las cabezas en un plato vacío de 10 cm. <ol><li> Realizar la preparación de la corteza bajo el binocular. El uso de dos pinzas finas, quitar la piel dorsal del cráneo en la línea media, comenzando desde el cuello hacia el nivel de los ojos. A partir de entonces, el cerebro con sus vasos sanguíneos es visible debajo del cráneo. </li><li>Fijar la cabeza en el extremo rostral con un par de pinzas y una incisión en la línea media del cráneo, comenzando en el extremo posterior. Posteriormente, recortar la derecha y las mitades izquierda del cráneo para exponer el cerebro. </li><li> Cierre la punta del fórceps y posicionarlo ventralmente bajo el cerebro. Levantar el cerebro fuera del cráneo y la transfiere en el HBSS-llenado 10 cm placa de Petri. Proceder de la misma manera con el modelo que faltan para que todos los cerebros se recogen en el plato. </li></ol></li><li> Después de recoger los cerebros, comenzar con la separación de las cortezas pellizcando fuera de la parte posterior del cerebro usando un par de pinzas, como un par de tijeras. Realizar una incisión en la línea media entre los dos hemisferios con un par de fórceps. Fije cuidadosamente el cerebro con una pinza y corte el mesencéfalo y los bulbos olfatorios utilizando un segundo fórceps para terminar con las mitades corticales. </li><li> Fijar la mitad cortical con un par de pinzas y pelar las meninges de los hemisferios por separarlos fesde el borde lateral y posteriormente tirando de ellas desde la superficie cortical utilizando un segundo fórceps. </li><li> Da la vuelta al medio cortical con su superficie orientada hacia el plato; diseccionar cuidadosamente y retire el hipocampo forma de media luna utilizando un par de pinzas. La transferencia de las cortezas individuales en el cónica tubo de 15 ml usando un fórceps cerrados para realizar una corteza individuo. </li><li> Después de recoger todas las cortezas, el tránsito a la campana de flujo laminar estéril y comenzar con los preparativos para la disociación del tejido cortical. </li><li> Añadir 1 ml de DMEM a un tubo de reacción 2 ml y añadir 0,1% w / v de papaína (30 unidades). Incubar la suspensión en un baño de agua a 37 ° C hasta una solución clarificada se desarrolla (aproximadamente 3 min). Añadir 0,24 mg / ml de L-cisteína y 20 mg / ml de DNAsa y agitar suavemente. NOTA: Para la digestión, se necesita aproximadamente 1 ml de solución de enzima. </li><li> Filtro (0,22 micras de tamaño de poro) para obtener 1 ml de solución estéril antes de añadirque en el tejido cortical. Incubar los tubos durante 30 min - 1 h a 37 ° C (es decir, en un baño de agua). NOTA: Los pasos 1.11 a 1.14 son críticos y deberían completarse dentro de 15 min. </li><li> Para terminar la reacción de digestión, añadir 1 ml de medio de astrocitos y se tritura cuidadosamente el tejido digerido usando una pipeta de 1 mL. Para la trituración, mueva suavemente el émbolo de la pipeta, la aspiración y la extrusión de la suspensión de tejido cortical de ese modo. </li><li> Una vez que el tejido ha sido disociado en una suspensión de una sola célula, añadir 5 ml de medio de astrocitos y centrifugar durante 5 min a 216 x g. </li><li> Aspirar el sobrenadante cuidadosamente del sedimento resultante y resuspender las células en 1 ml de medio de astrocitos. </li><li> Añadir las suspensiones de células a matraces T75 se repone con 9 ml de medio de astrocitos (véase 1.2). </li><li> Se incuban las células a 37 ° C en la incubadora en presencia de 6% v / v CO 2. Después de 4 días, lleve a cabo el primer cambio de medio completo (10 ml). A partir de entonces, cambiar el medio de cultivo cada 2 - 3 d. </li><li> Después de 7 días, comprobar si las células han formado una monocapa confluente. Si no es así, esperar otros 2 - 3 días hasta que se alcanza la confluencia completa de la cultura. NOTA: Los astrocitos muestran cuerpos de las células aplanadas grandes, localice en el fondo del matraz y no desarrollan procesos celulares notables. Se diferencian de las pequeñas células progenitoras brillantes de contraste de fase y microglia que residen en la parte superior de la monocapa 17. </li><li> Con el fin de deshacerse de las células progenitoras y obtener un cultivo de astrocitos pura, poner los matraces T75 en un agitador orbital y agitar las culturas O / N a 250 rpm. Asegúrese de que la temperatura se ajusta a 37 ° C y que el filtro del matraz se selló con película de laboratorio para evitar la evaporación del CO 2. </li><li> El día siguiente, aspirar el medio y añadir medio de cultivo fresco de 10 ml rellena con 20 M de citosina-1-β-D-arabinofuranósido (AraC) para Eliminacélulas que se dividen residuales TE. NOTA: la incubación con AraC para 2 - 3 d en la incubadora a 37 ° C, 6% de CO 2 resultará en un cultivo de astrocitos puro. </li><li> Vigilar la pureza de los cultivos de astrocitos mediante inspección visual bajo el microscopio óptico. Si contraste de fase residual brillante células progenitoras y microglia todavía residen en la parte superior de la monocapa de los astrocitos 17 (véase el paso 1.16), repita los pasos 1.18 y 1.19. NOTA: El confluentes y monocapas de astrocitos puros se pueden mantener durante un máximo de 14 días en la incubadora (37 ° C, v 6% v 2 CO /) antes de proceder al siguiente paso. Cambiar la mitad del medio cada 3 d. No se debe recoger, de congelación y descongelación de los astrocitos, ya que estas células pierden sus propiedades neuronales de apoyo a través del procedimiento de almacenamiento. </li></ol> 2. Los astrocitos se preparan para el cocultivo indirecto Nota: 48 - 72 h antes de preparar las neuronas, astrocitos transferencia a la cell-insertos de cultivo. Generalmente, un solo matraz T75 proporciona un número suficiente de células para apoyar los cultivos neuronales obtenidos con un preparado. <ol><li> Colocar tantas como sea necesario insertos en 24 pocillos de placas. Escudo cada inserto con 10 mg / ml PDL (disuelto en agua de cultivo celular de grado) por alrededor de 1 h a 37 ° C, 6% v / v CO 2. Después de la incubación, lavar las piezas de inserción dos veces con PBS. Mientras tanto, proceder a la preparación de los astrocitos. NOTA: Los insertos llenos de PBS se pueden mantener hasta que la suspensión de células de astrocitos está listo para su uso. </li><li> Aspirar el medio de astrocitos (con AraC) y lavar la cultura una vez con 10 ml de PBS para asegurar que se quite cualquier suero residual. </li><li> Añadir 3 ml de tripsina-EDTA (ácido etilendiaminotetraacético) 0,05% a los matraces y se incuban las células durante tripsinización a 37 ° C, 6% v / v de CO2 durante aproximadamente 10 min. </li><li> Controlar el desprendimiento de las células por inspección visual usando un microscopio y FacilitaTA El desprendimiento de las células tocando el lado de los matraces contra el escritorio. NOTA: Los pasos 2.5 a 2.8 son críticos y deberían ser terminado dentro de 15 - 20 min. </li><li> Después de la tripsinización, suavemente volver a suspender las células en medio de astrocitos 7 ml y transferir la suspensión celular a un tubo de 15 ml. Centrifugar durante 5 min a 216 x g. </li><li> aspirar cuidadosamente el sobrenadante y resuspender el sedimento celular en 1 ml de medio de astrocitos. </li><li> Contar las células utilizando una cámara de recuento. </li><li> Llene el fondo de los pocillos de la placa de pocillos-24 con 500 l medio de astrocitos y la transferencia de 25.000 células en 500 l medio de astrocitos en cada inserto individual. Incubar el cultivo a 37 ° C, 6% v / v CO 2. NOTA: Tras recorrer 42 - 72 horas los cultivos alcanzarán aproximadamente el 100% de confluencia. En esta etapa la pureza del cultivo puede ser verificada mediante inmunohisto 11. Los cultivos confluentes se pueden mantener durante un máximo de 7 días hasta que proceder a lapróximo paso. Cambiar la mitad del medio cada 3 d. </li></ol> 3. Preparación de las neuronas del hipocampo primaria Nota: las neuronas del hipocampo de ratones primaria deben derivarse de E15.5 - E16 embriones de ratones embarazadas cronometrados. <ol><li> Preparar medio neurona (MEM con piruvato de sodio 10 mM, 0,1% w / v ovoalbúmina, 2% v / v B27 suplemento de medio, y 0,1% v / v de gentamicina (esterilizada por filtración)), y medio de preparación (HBSS con 0,6% w / v de glucosa y 10 mM HEPES (ácido 4- (2-hidroxietil) -1-ácido etanosulfónico piperazina)). Pre-calentamiento y pre-equilibrar el medio de neuronas en frascos de filtro a 37 ° C, 6% v / v de CO2. </li><li> Colocar los portaobjetos de vidrio (12 mm de diámetro) en los pocillos de 24 pocillos de placas (utilizar los cubreobjetos especiales, que tienen una muesca para el uso con insertos de cultivo celular). <ol><li> Escudo durante al menos 1 h con 15 mg / ml de poli-DL-ornitina en agua (cultivo celular de grado) a 37 ° C. Use por lo menos 500 l por pocillo para asegurar quelos cubreobjetos están completamente cubiertos. Lavar los pocillos dos veces con PBS. Deje el PBS en los pocillos hasta en placas las células. Asegúrese de que los pozos no se sequen. </li></ol></li><li> Para diseccionar los hipocampos, preparar 3x 10 cm platos llenos con medio de preparación y 1x tubo de 2 ml con 1 ml medio preparación. Preparar tijeras y 2 pinzas finas. </li><li> Sacrificar el ratón embarazadas por dislocación cervical, esterilizar el abdomen mediante lavado con 70% v / v de etanol, y abrir el abdomen con unas tijeras afiladas. Extirpar el útero de cuentas cuidadosamente con unas tijeras y transferir el órgano en 1x 10 cm plato lleno de medio de preparación. </li><li> A continuación, retire los embriones del útero. incisión cuidadosamente el útero y eliminar el amnios sin dañar los embriones mediante el uso de 2 fórceps. A partir de entonces, decapitar cada embrión con un par de tijeras y transferir las cabezas en un segundo plato 10 cm suministrado con medio de preparación. </li><li> Proceder a la preparación de los cabezales (similar a la preparación se describe en 1.4 hasta 1.7). <ol><li> Inmovilizar la cabeza con un par de pinzas y una incisión en el cráneo y la piel en la región del cuello cerca de la parte posterior del cerebro, perpendicular a la neuroeje. Use un segundo par de pinzas para levantar tanto el cráneo y la piel que cubre, y doblar la tapa del cráneo suave hacia el extremo rostral de la cabeza, exponiendo de esta manera el cerebro. </li><li> Con la ayuda de unas pinzas 2, separar el cerebro de la cavidad craneal. Para ello, cerca de 1 par de pinzas y separar el cerebro del cráneo a partir de los bulbos olfatorios y moviéndose hacia la parte posterior del cerebro. Recoge los cerebros en otra placa de 10 cm lleno de medio de preparación. </li></ol></li><li> Diseccionar los hipocampos de los restos de la corteza, como se describe anteriormente para la preparación de astrocitos (paso 1.6). Retire el hipocampo de cada hemisferio y recogerlas en el tubo de 2 ml lleno de medio de preparación. </li><li> Después de completar la disección, transferir el tubo a la cámara de flujo laminar estéril y Digest el tejido del hipocampo con 1 ml solución de digestión que contiene papaína. Preparar la solución de digestión como se describe en el paso 01.09 a 01.10, pero el uso MEM lugar DMEM. NOTA: Los pasos 3.9 a 3.12 son críticos y deben ser completado dentro de los 10 - 15 min. </li><li> Después de la terminación de la digestión, retirar cuidadosamente la solución de digestión por succión suave con una pipeta. </li><li> Lavar los hipocampos 3 veces con medio neuronal añadiendo secuencialmente y posteriormente aspirar cuidadosamente 1 ml de medio de cultivo fresco por ciclo de lavado. No centrifugar la suspensión celular. </li><li> Después de la etapa de lavado final, se tritura cuidadosamente el tejido en 1 ml medio de la neurona. </li><li> Contar las células usando una cámara de recuento y la placa 35.000 células en 500 l de medio neurona por un solo pocillo de una de 24 pocillos de la placa (la placa mencionada en 3.2). NOTA: Opcionalmente, una alícuota de células se puede contratinción con azul de tripán para evaluar la vitalidad de la preparación de células. Controlar la densidad de placas por inspección visualion utilizando el microscopio (típicamente 90 - 110 células por campo visual de un objetivo estándar 10X). </li><li> Colocar las neuronas en la incubadora a 37 ° C, 6% v / v de CO2 durante 1 h. </li><li> Publicar incubación, tomar las inserciones preparados (sembradas con monocapas confluentes de astrocitos) fuera de la incubadora (véase el paso 2.8). Intercambiar el medio por aspiración el medio de astrocitos y reemplazándolo con 500 l de medio fresco neurona. NOTA: Los insertos deben albergar monocapas de astrocitos confluentes después de 2 - 3 Días DIV (in vitro). </li><li> Coloque los insertos con astrocitos cuidadosamente en los pocillos que contienen los cultivos de neuronas (paso 3.13) usando pinzas estériles. </li><li> Coloque el cocultivo neurona-astrocito indirecta resultante de nuevo en la incubadora a 37 ° C, 6% v / v CO 2. NOTA: En estas condiciones, las neuronas pueden ser cultivadas para un máximo de 4 semanas en medio completamente definido. Ningún cambio medio es necesario. Para los cultivos de largo plazo, se recomienda llenar correopozos MPTY con agua estéril con el fin de reducir la evaporación de la placa de pocillos 24. </li><li> Realizar análisis in vitro de células de cultivo después de períodos deseado (por ejemplo, para inmunocitoquímica, PCR, Western blot, los registros electrofisiológicos de pinzamiento zonal (o matriz multielectrodo) 7,15,18). NOTA: El sistema de cultivo también es adecuado para el tratamiento farmacológico agudo y crónico de las culturas 11. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

El objetivo principal del protocolo actual consiste en cultivos neuronales y los astrocitos completamente separados, mientras se mantiene en medio compartido. Por esta razón, la pureza de los cultivos obtenidos debe ser verificada en el comienzo del procedimiento. Se recomienda el uso de la tubulina específico de neuronas, o la proteína de neurofilamentos NeuN como marcadores neuronales, GFAP como marcador de los astrocitos, antígeno O4 como marcador precursor de oligodendrocitos y la proteína Iba1 para identificar...

A lo largo de las últimas décadas, la interpretación general de la función neuroglia ha evolucionado a partir de la atribución de un apoyo meramente hacia un papel regulador activo en relación con la función neuronal 1. Debido a su impacto importante en la homeostasis cerebral en salud y enfermedad 2, los astrocitos son de especial interés para la comunidad científica. En los últimos años, una diversidad de estudios se han centrado en las interacciones neurona-glía in vivo e in vitro 3. Sin embargo, la mayoría de los sistemas de cultivo no permiten el análisis separado de los dos tipos de células y de sus respectivos secretomas. Varios enfoques explotan el cocultivo directo de las neuronas y glía para lograr la supervivencia de larga duración y el desarrollo de la red neuronal fisiológicamente relevante 4-6. El presente protocolo alcanza los mismos objetivos, manteniendo ambos tipos de células separadas físicamente 7. En comparación con conditioned medio se aproxima a 8,9, nuestro sistema permite estudiar la comunicación bidireccional entre neuronas y astrocitos. La expresión de moléculas de señalización secretadas se puede monitorizar mientras que las células maduran en el medio compartido. Esta oportunidad es especialmente relevante, como astrocitos liberan factores solubles, tales como citoquinas, factores de crecimiento y moléculas de matriz extracelular 10,11, regulando de este modo el crecimiento neuronal y la función 7,12. Por lo tanto, se ha demostrado que la adición de trombospondina a las células ganglionares de la retina in vitro induce la formación de sinapsis 13. Sin embargo, otros factores desconocidos son necesarias para hacer sinapsis funcionales 13. Además, las moléculas liberadas por los astrocitos tienen que identificarse con el fin de comprender la base de las interacciones neurona-glía. El cultivo de las neuronas primarias y astrocitos de ratón y de rata se ha descrito previamente 14-16. Aquí nosotrospresentar una herramienta elegante y versátil para combinar ambos tipos de células en un enfoque cocultivo indirecto. Dado que las dos culturas se separan físicamente aún compartiendo el mismo medio, el impacto de las neuronas, astrocitos y las moléculas solubles, pueden ser analizados por separado, creando así una poderosa herramienta para estudios de interacciones neurona-glía.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Reagents&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>B27</td><td>Gibco (Life Technologies)</td><td>17504-044</td><td></td></tr><tr><td>Cell-culture-grade water</td><td>MilliQ</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cytosine-&amp;#946;-D-arabinofuranoside (AraC)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C1768</td><td>CAUTION: H317, H361</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Gibco (Life Technologies)&amp;nbsp;</td><td>41966-029</td><td></td></tr><tr><td>DNAse</td><td>Worthington</td><td>LS002007</td><td></td></tr><tr><td>Gentamycin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G1397</td><td>CAUTION: H317-334</td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Serva</td><td>22700</td><td></td></tr><tr><td>HBSS</td><td>Gibco (Life Technologies)</td><td>14170-088</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Gibco (Life Technologies)</td><td>15630-056</td><td></td></tr><tr><td>Horse serum</td><td>Biochrom AG</td><td>S9135</td><td></td></tr><tr><td>L-Cysteine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C-2529</td><td></td></tr><tr><td>MEM</td><td>Gibco (Life Technologies)</td><td>31095-029</td><td></td></tr><tr><td>Ovalbumin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7641</td><td>CAUTION: H334</td></tr><tr><td>Papain</td><td>Worthington</td><td>3126</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>self-made</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Poly-D-lysine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P0899</td><td></td></tr><tr><td>Poly-L-ornithine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3655</td><td></td></tr><tr><td>Sodium pyruvate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8636</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA</td><td>Gibco (Life Technologies)</td><td>25300054</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>24-well-plates</td><td>Thermoscientific/Nunc</td><td>142475</td><td></td></tr><tr><td>24-wells-plate (for the&amp;nbsp; indirect co-culture)</td><td>BD Falcon</td><td>353504</td><td></td></tr><tr><td>Binocular</td><td>Leica</td><td>MZ6</td><td></td></tr><tr><td>Cell-culture inserts</td><td>BD Falcon</td><td>353095</td><td></td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td>Heraeus</td><td>Multifuge 3S-R</td><td></td></tr><tr><td>Counting Chamber</td><td>Marienfeld</td><td>650010</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>FST Dumont (#5)</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>glass cover slips (12&amp;nbsp;mm)</td><td>Carl Roth (Menzel- Gl&amp;auml;ser)</td><td>P231.1</td><td></td></tr><tr><td>Incubator</td><td>Thermo Scientific</td><td>Heracell 240i</td><td></td></tr><tr><td>Micro-tube (2 mL)</td><td>Sarstedt</td><td>72,691</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Leica</td><td>DMIL</td><td></td></tr><tr><td>Millex Syringe-driven filter unit</td><td>Millipore</td><td>SLGV013SL</td><td></td></tr><tr><td>Orbital shaker</td><td>New Brunswick Scientific</td><td>Innova 4000</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Bemis</td><td>PM-996</td><td></td></tr><tr><td>Petri dishes (10 cm)</td><td>Sarstedt</td><td>833,902</td><td></td></tr><tr><td>pipette (1 mL)</td><td>Gilson</td><td>Pipetman 1000</td><td></td></tr><tr><td>Sterile work bench</td><td>The Baker Company</td><td>Laminar Flow SterilGARD III</td><td></td></tr><tr><td>Surgical scissors</td><td>FST Dumont</td><td>14094-11</td><td></td></tr><tr><td>Syringe</td><td>Henry Schein</td><td>9003016</td><td></td></tr><tr><td>T75 flask</td><td>Sarstedt</td><td>833,911,002</td><td></td></tr><tr><td>tube (15 mL)</td><td>Sarstedt</td><td>64,554,502</td><td></td></tr><tr><td>Water bath</td><td>GFL</td><td>Water bath type 1004</td><td></td></tr></tbody></table>

the indirect neuron-astrocyte coculture assay: an in vitro set-up for the detailed investigation of neuron-glia interactions

el desarrollo neuronal y la función es el requisito previo del desarrollo como en el cerebro adulto. Sin embargo, los mecanismos que subyacen a la formación altamente controlada y mantenimiento de redes neuronales complejas no se entienden por completo hasta el momento. Las preguntas abiertas relativas a las neuronas en salud y la enfermedad son diversas y que va desde la comprensión del desarrollo de base a la investigación de patologías relacionadas con el hombre, por ejemplo, la enfermedad de Alzheimer y la esquizofrenia. El análisis más detallado de las neuronas se puede realizar in vitro. Sin embargo, las neuronas son células exigentes y necesitan el apoyo adicional de los astrocitos para su supervivencia a largo plazo. Esta heterogeneidad celular está en conflicto con el objetivo de diseccionar el análisis de las neuronas y astrocitos. Presentamos aquí un ensayo de cultivo celular que permite la co-cultivo a largo plazo de las neuronas y astrocitos primarios puros, que comparten el mismo medio químicamente definido, mientras que estar físicamenteapartado. En esta configuración, las culturas sobreviven durante un máximo de cuatro semanas y el ensayo es adecuado para una diversidad de investigaciones relativas a la interacción neurona-glía.

El análisis de los cultivos neuronales a través del sistema de cocultivo indirecto es múltiple y se puede realizar en diferentes etapas de la maduración de la cultura. Debido al hecho de que las células se pueden mantener durante un máximo de 4 semanas, son posibles investigaciones a largo plazo de los cultivos. El esquema en el panel central izquierda de la Figura 1 demuestra la configuración de cocult...

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The Indirect Neuron-astrocyte Coculture Assay: An In Vitro Set-up for the Detailed Investigation of Neuron-glia Interactions

Este protocolo describe el co-cultivo de neuronas-astrocito indirecta para el análisis de las interacciones neurona compartimentada-glia.

La indirecta neurona-astrocito Coculture Ensayo: Un<em&gt; In Vitro</em&gt; Puesta en marcha de la investigación detallada de las interacciones neurona-glía

Proper neuronal development and function is the prerequisite of the developing and the adult brain. However, the mechanisms underlying the highly ...

the-indirect-neuron-astrocyte-coculture-assay-an-vitro-set-up-for

Research

JoVE Journal

Neuroscience

The Indirect Neuron-astrocyte Coculture Assay: An In Vitro Set-up for the Detailed Investigation of Neuron-glia Interactions

14.6K vistas.  Ruhr-University.  Este protocolo describe el co-cultivo de neuronas-astrocito indirecta para el análisis de las interacciones neurona compartimentada-glia. 

Video: The Indirect Neuron-astrocyte Coculture Assay: An In Vitro Set-up for the Detailed Investigation of Neuron-glia Interactions

Study Glial Cell Heterogeneity Influence on Axon Growth Using a New Coculture Method

In the central nervous system of all mammals, severed axons after injury are unable to regenerate to their original targets and functional recovery is very poor 1. The failure of axon regeneration is a combined result of several factors including the hostile glial cell environment, inhibitory myelin related molecules and decreased intrinsic neuron regenerative capacity 2. Astrocytes are the most predominant glial cell type in central nervous system and play important role in axon functions under physiology and pathology conditions 3. Contrast to the homologous oligodendrocytes, astrocytes are a heterogeneous cell population composed by different astrocyte subpopulations with diverse morphologies and gene expression 4. The functional significance of this heterogeneity, such as their influences on axon growth, is largely unknown.
To study the glial cell, especially the function of astrocyte heterogeneity in neuron behavior, we established a new method by co-culturing high purified dorsal root ganglia neurons with glial cells obtained from the rat cortex. By this technique, we were able to directly compare neuron adhesion and axon growth on different astrocytes subpopulations under the same condition.
In this report, we give the detailed protocol of this method for astrocytes isolation and culture, dorsal root ganglia neurons isolation and purification, and the co-culture of DRG neurons with astrocytes. This method could also be extended to other brain regions to study cellular or regional specific interaction between neurons and glial cells.

In this protocol, we described a new method to study the influence of glial cell heterogeneity on axon growth with an in vitro co-culture system. Rat cortical glial cells were cultured to confluence and cocultured with highly purified rat dorsal root ganglia neurons. Different glial cell influence on neurons adhesion and axon growth was compared directly in the same culture. This method provides a new way to directly study the glial cell heterogeneity influence on neuron adhesion and axon growth.

Estudio de células gliales Influencia heterogeneidad de crecimiento de los axones se utiliza un método co-cultivo de Nueva

In the central nervous system of all mammals, severed axons after injury are unable to regenerate to their original targets and functional recovery is ...

Investigación

Neurociencias

Bilaminar Co-culture of Primary Rat Cortical Neurons and Glia

This video will guide you through the process of culturing rat cortical neurons in the presence of a glial feeder layer, a system known as a bilaminar or co-culture model. This system is suitable for a variety of experimental needs requiring either a glass or plastic growth substrate and can also be used for culture of other types of neurons.
Rat cortical neurons obtained from the late embryonic stage (E17) are plated on glass coverslips or tissue culture dishes facing a feeder layer of glia grown on dishes or plastic coverslips (known as Thermanox), respectively. The choice between the two configurations depends on the specific experimental technique used, which may require, or not, that neurons are grown on glass (e.g. calcium imaging versus Western blot). The glial feeder layer, an astroglia-enriched secondary culture of mixed glia, is separately prepared from the cortices of newborn rat pups (P2-4) prior to the neuronal dissection.
A major advantage of this culture system as compared to a culture of neurons only is the support of neuronal growth, survival, and differentiation provided by trophic factors secreted from the glial feeder layer, which more accurately resembles the brain environment in vivo. Furthermore, the co-culture can be used to study neuronal-glial interactions1.
At the same time, glia contamination in the neuronal layer is prevented by different means (low density culture, addition of mitotic inhibitors, lack of serum and use of optimized culture medium) leading to a virtually pure neuronal layer, comparable to other established methods1-3. Neurons can be easily separated from the glial layer at any time during culture and used for different experimental applications ranging from electrophysiology4, cellular and molecular biology5-8, biochemistry5, imaging and microscopy4,6,7,9,10. The primary neurons extend axons and dendrites to form functional synapses11, a process which is not observed in neuronal cell lines, although some cell lines do extend processes.
A detailed protocol of culturing rat hippocampal neurons using this co-culture system has been described previously4,12,13. Here we detail a modified protocol suited for cortical neurons. As approximately 20x106 cells are recovered from each rat embryo, this method is particularly useful for experiments requiring large numbers of neurons (but not concerned about a highly homogenous neuronal population). The preparation of neurons and glia needs to be planned in a time-specific manner. We will provide the step-by-step protocol for culturing rat cortical neurons as well as culturing glial cells to support the neurons.

Here we provide a protocol for culturing rat cortical neurons in the presence of a glial feeder layer. The cultured neurons establish polarity and create synapses, and can be separated from the glia for use in various applications, such as electrophysiology, calcium imaging, cell survival assays, immunocytochemistry, and RNA/DNA/protein isolation.

Bilaminar Co-cultivo de neuronas de rata primaria cortical y la glía

This video will guide you through the process of culturing rat cortical neurons in the presence of a glial feeder layer, a system known as a bilaminar or ...

A Neuronal and Astrocyte Co-Culture Assay for High Content Analysis of Neurotoxicity

High Content Analysis (HCA) assays combine cells and detection reagents with automated imaging and powerful image analysis algorithms, allowing measurement of multiple cellular phenotypes within a single assay. In this study, we utilized HCA to develop a novel assay for neurotoxicity. Neurotoxicity assessment represents an important part of drug safety evaluation, as well as being a significant focus of environmental protection efforts. Additionally, neurotoxicity is also a well-accepted in vitro marker of the development of neurodegenerative diseases such as Alzheimer's and Parkinson's diseases. Recently, the application of HCA to neuronal screening has been reported. By labeling neuronal cells with &beta;III-tubulin, HCA assays can provide high-throughput, non-subjective, quantitative measurements of parameters such as neuronal number, neurite count and neurite length, all of which can indicate neurotoxic effects. However, the role of astrocytes remains unexplored in these models. Astrocytes have an integral role in the maintenance of central nervous system (CNS) homeostasis, and are associated with both neuroprotection and neurodegradation when they are activated in response to toxic substances or disease states. GFAP is an intermediate filament protein expressed predominantly in the astrocytes of the CNS. Astrocytic activation (gliosis) leads to the upregulation of GFAP, commonly accompanied by astrocyte proliferation and hypertrophy. This process of reactive gliosis has been proposed as an early marker of damage to the nervous system. The traditional method for GFAP quantitation is by immunoassay. This approach is limited by an inability to provide information on cellular localization, morphology and cell number. We determined that HCA could be used to overcome these limitations and to simultaneously measure multiple features associated with gliosis - changes in GFAP expression, astrocyte hypertrophy, and astrocyte proliferation - within a single assay. In co-culture studies, astrocytes have been shown to protect neurons against several types of toxic insult and to critically influence neuronal survival. Recent studies have suggested that the use of astrocytes in an in vitro neurotoxicity test system may prove more relevant to human CNS structure and function than neuronal cells alone. Accordingly, we have developed an HCA assay for co-culture of neurons and astrocytes, comprised of protocols and validated, target-specific detection reagents for profiling &beta;III-tubulin and glial fibrillary acidic protein (GFAP). This assay enables simultaneous analysis of neurotoxicity, neurite outgrowth, gliosis, neuronal and astrocytic morphology and neuronal and astrocytic development in a wide variety of cellular models, representing a novel, non-subjective, high-throughput assay for neurotoxicity assessment. The assay holds great potential for enhanced detection of neurotoxicity and improved productivity in neuroscience research and drug discovery.

This article describes a novel protocol and reagent set designed for sensitive measurement of neurotoxic effects of compounds and treatments on co-cultures of neurons and astrocytes using high content analysis. Results demonstrate that high content analysis represents an exciting novel technology for neurotoxicity assessment.

A neuronales y astrocitos Co-cultivo de ensayo para el análisis de alto contenido de neurotoxicidad

High Content Analysis (HCA) assays combine cells and detection reagents with automated imaging and powerful image analysis algorithms, allowing ...

Biología

Imaging Analysis of Neuron to Glia Interaction in Microfluidic Culture Platform (MCP)-based Neuronal Axon and Glia Co-culture System

Proper neuron to glia interaction is critical to physiological function of the central nervous system (CNS). This bidirectional communication is sophisticatedly mediated by specific signaling pathways between neuron and glia1,2 . Identification and characterization of these signaling pathways is essential to the understanding of how neuron to glia interaction shapes CNS physiology. Previously, neuron and glia mixed cultures have been widely utilized for testing and characterizing signaling pathways between neuron and glia. What we have learned from these preparations and other in vivo tools, however, has suggested that mutual signaling between neuron and glia often occurred in specific compartments within neurons (i.e., axon, dendrite, or soma)3. This makes it important to develop a new culture system that allows separation of neuronal compartments and specifically examines the interaction between glia and neuronal axons/dendrites. In addition, the conventional mixed culture system is not capable of differentiating the soluble factors and direct membrane contact signals between neuron and glia. Furthermore, the large quantity of neurons and glial cells in the conventional co-culture system lacks the resolution necessary to observe the interaction between a single axon and a glial cell.
	In this study, we describe a novel axon and glia co-culture system with the use of a microfluidic culture platform (MCP). In this co-culture system, neurons and glial cells are cultured in two separate chambers that are connected through multiple central channels. In this microfluidic culture platform, only neuronal processes (especially axons) can enter the glial side through the central channels. In combination with powerful fluorescent protein labeling, this system allows direct examination of signaling pathways between axonal/dendritic and glial interactions, such as axon-mediated transcriptional regulation in glia, glia-mediated receptor trafficking in neuronal terminals, and glia-mediated axon growth. The narrow diameter of the chamber also significantly prohibits the flow of the neuron-enriched medium into the glial chamber, facilitating probing of the direct membrane-protein interaction between axons/dendrites and glial surfaces.

Imaging Analysis of Neuron to Glia Interaction in Microfluidic Culture Platform MCP-based Neuronal Axon and Glia Co-culture System

This study describes the procedures of setting up a novel neuronal axon and (astro)glia co-culture platform. In this co-culture system, manipulation of direct interaction between a single axon (and single glial cell) becomes feasible, allowing mechanistic analysis of the mutual neuron to glial signaling.

Análisis de imágenes de Neuron a la interacción glía en la Plataforma Cultura Microfluidic (MCP)-basada en Axón Neuronal y Sistema Glia Co-cultura

Proper  neuron to glia interaction is critical to physiological function of the central  nervous system (CNS). This bidirectional communication is ...

Synaptic Microcircuit Modeling with 3D Cocultures of Astrocytes and Neurons from Human Pluripotent Stem Cells

A barrier to our understanding of how various cell types and signals contribute to synaptic circuit function is the lack of relevant models for studying the human brain. One emerging technology to address this issue is the use of three dimensional (3D) neural cell cultures, termed &#39;organoids&#39; or &#39;spheroids&#39;, for long term preservation of intercellular interactions including extracellular adhesion molecules. However, these culture systems are time consuming and not systematically generated. Here, we detail a method to rapidly and consistently produce 3D cocultures of neurons and astrocytes from human pluripotent stem cells. First, pre-differentiated astrocytes and neuronal progenitors are dissociated and counted. Next, cells are combined in sphere-forming dishes with a Rho-Kinase inhibitor and at specific ratios to produce spheres of reproducible size. After several weeks of culture as floating spheres, cocultures (&#39;asteroids&#39;) are finally sectioned for immunostaining or plated upon multielectrode arrays to measure synaptic density and strength. In general, it is expected that this protocol will yield 3D neural spheres that display mature cell-type restricted markers, form functional synapses, and exhibit spontaneous synaptic network burst activity. Together, this system permits drug screening and investigations into mechanisms of disease in a more suitable model compared to monolayer cultures.

In this protocol, we aim to describe a reproducible method for combining dissociated human pluripotent stem cell derived neurons and astrocytes together into 3D sphere cocultures, maintaining these spheres in free floating conditions, and subsequently measuring synaptic circuit activity of the spheres with immunoanalysis and multielectrode array recordings.

Microcircuito sináptica modelado con 3D Cocultures de astrocitos y neuronas de células madre pluripotentes humanas

A barrier to our understanding of how various cell types and signals contribute to synaptic circuit function is the lack of relevant models for studying ...

Biología del Desarrollo

A Cell Culture Model for Studying the Role of Neuron-Glia Interactions in Ischemia

Ischemic stroke is a clinical condition characterized by hypoperfusion of brain tissue, leading to oxygen and glucose deprivation, and the consequent neuronal loss. Numerous evidence suggests that the interaction between glial and neuronal cells exert beneficial effects after an ischemic event. Therefore, to explore potential protective mechanisms, it is important to develop models that allow studying neuron-glia interactions in an ischemic environment. Herein we present a simple approach to isolate astrocytes and neurons from the rat embryonic cortex, and that by using specific culture media, allows the establishment of neuron- or astrocyte-enriched cultures or neuron-glia cultures with high yield and reproducibility.
To study the crosstalk between astrocytes and neurons, we propose an approach based on a co-culture system in which neurons cultured in coverslips are maintained in contact with a monolayer of astrocytes plated in multiwell plates. The two cultures are maintained apart by small paraffin spheres. This approach allows the independent manipulation and the application of specific treatments to each cell type, which represents an advantage in many studies.
To simulate what occurs during an ischemic stroke, the cultures are subjected to an oxygen and glucose deprivation protocol. This protocol represents a useful tool to study the role of neuron-glia interactions in ischemic stroke.

Here, we present a simple approach using specific culture media that allows the establishment of neuron- and astrocyte-enriched cultures, or neuron-glia cultures from the embryonic cortex, with high yield and reproducibility.

Un modelo de cultivo celular para estudiar el papel de las interacciones de neuronas y glia en isquemia

Ischemic stroke is a clinical condition characterized by hypoperfusion of brain tissue, leading to oxygen and glucose deprivation, and the consequent ...

 Protocolo de cocultivo primario de microglía y neurona para estudios de interacción con el SNC

Generating and Co-culturing Murine Primary Microglia and Cortical Neurons

Microglia are tissue-resident macrophages of the central nervous system (CNS), performing numerous functions that support neuronal health and CNS homeostasis. They are a major population of immune cells associated with CNS disease activity, adopting&#160;reactive phenotypes that potentially contribute to neuronal injury during chronic neurodegenerative diseases such as multiple sclerosis (MS). The distinct mechanisms by which microglia regulate neuronal function and survival during health and disease remain limited due to challenges in resolving the complex in vivo interactions between microglia, neurons, and other CNS environmental factors. Thus, the in vitro approach of co-culturing microglia and neurons remains a valuable tool for studying microglia-neuronal interactions. Here, we present a protocol to generate and co-culture primary microglia and neurons from mice. Specifically, microglia were isolated after 9-10 days in vitro from a mixed glia culture established from brain homogenates derived from neonatal mice between post-natal days 0-2. Neuronal cells were isolated from brain cortices of mouse embryos between embryonic days 16-18. After 4-5 days in vitro, neuronal cells were seeded in 96-well plates, followed by the addition of microglia to form the co-culture. Careful timing is critical for this protocol as both cell types need to reach experimental maturity to establish the co-culture. Overall, this co-culture can be useful for studying microglia-neuron interactions and can provide multiple readouts, including immunofluorescence microscopy, live imaging, as well as RNA and protein assays.

Autor destacado: Modelo de cocultivo in vitro para el estudio de las interacciones microglía-neuronas en enfermedades

This protocol describes a microglia-neuronal co-culture established from primary neuronal cells isolated from mouse embryos at embryonic days 15-16 and primary microglia generated from the brains of neonatal mice at post-natal days 1-2.

Generación y cocultivo de microglía primaria murina y neuronas corticales

Microglia are tissue-resident macrophages of the central nervous system (CNS), performing numerous functions that support neuronal health and CNS ...

An Indirect Neuron-Astrocyte Co-Culture Technique for Studying Neuron-Glia Interactions

Source: Gottschling, C. et al., <a href="https://app.jove.com/v/54757">The Indirect Neuron-astrocyte Coculture Assay: An In Vitro Set-up for the Detailed Investigation of Neuron-glia Interactions.</a>&#160;J. Vis. Exp.&#160;(2016)
This video illustrates a method for establishing an indirect neuron-astrocyte co-culture using a compartmentalized approach. In this setup, neurons and astrocytes are spatially separated but share a conditioned medium. Neurotrophic factors released by astrocytes promote neuron differentiation and the formation of synaptic connections, suggesting neuron-glia interactions.

Una técnica de cocultivo indirecto neurona-astrocito para estudiar las interacciones neurona-glía

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

La indirecta neurona-astrocito Coculture Ensayo: Un

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Estudio de células gliales Influencia heterogeneidad de crecimiento de los axones se utiliza un método co-cultivo de Nueva

Bilaminar Co-cultivo de neuronas de rata primaria cortical y la glía

A neuronales y astrocitos Co-cultivo de ensayo para el análisis de alto contenido de neurotoxicidad

Análisis de imágenes de Neuron a la interacción glía en la Plataforma Cultura Microfluidic (MCP)-basada en Axón Neuronal y Sistema Glia Co-cultura

Microcircuito sináptica modelado con 3D Cocultures de astrocitos y neuronas de células madre pluripotentes humanas

Un modelo de cultivo celular para estudiar el papel de las interacciones de neuronas y glia en isquemia

Generación y cocultivo de microglía primaria murina y neuronas corticales

Generación y cocultivo de microglía primaria murina y neuronas corticales

Generación y cocultivo de microglía primaria murina y neuronas corticales

Una técnica de cocultivo indirecto neurona-astrocito para estudiar las interacciones neurona-glía