Esta investigación fue apoyada por el Ministerio Federal Alemán de Educación e Investigación (BMBF) financiado &quot;Red hígado virtual&quot;. Me gustaría dar las gracias a Frank Schubert y René Gumpert desde el centro de prensa del Hospital Universitario de Jena por su ayuda en la producción del vídeo y la creación de la animación e Isabel Jank para grabar el audio.

Vivienda y todos los procedimientos fueron llevados a cabo de acuerdo con el Animal Welfare Legislación alemana. 1. calibración de sensores (Siga las instrucciones del fabricante para calibración de sensores) 1.1) calibración catéter Millar. Pre-empapar la punta del catéter en agua estéril o solución salina durante 30 min antes de equilibrar (puesta a cero) y la calibración. <ol><li> Conecte el sensor millar al canal millar1 del amplificador de puente e insertar la punta del sensor millar en la columna de agua. </li><li> Establezca el valor de la columna de agua a 0 cmH 2 O. En la ventana de software de análisis de datos, seleccione puente amplificar y cero ella. El valor de referencia 0 cmH 2 O se puede configurar. </li><li> Establezca el valor de la columna de agua hasta 20 cm de H 2 O. Ejecute el análisis de datos ventana del software progreso, y se detendrá. Elija &quot;unidades&quot; en la ventana del puente de amplificar, establecer la línea base de 0 y 20 cmH 2 O en consecuencia. Ajuste la &quot;unidad&quot; para cmH &lt;sub&gt; 2 O. </li><li> Calibrar el millar2 para medir la PAC de la misma forma (establecer dos líneas de base 90 y 110 cm de H 2 O). </li></ol> 1.2) calibración de la sonda de flujo de sangre <ol><li> Ponga la sonda en agua desionizada. Conecte la sonda con el sistema de sonda de flujo transónico. </li><li> En la ventana de software de análisis de datos, elija Entrada amplificar a cero la sonda de flujo. Ajuste las unidades. </li><li> Pulse el botón para &quot;canal de prueba&quot; para recoger la señal: si la señal tiene 3-4 bares, significa que la señal es buena. En caso de que se adquiere una buena señal, el procedimiento puede continuar. </li><li> Pulse el botón para &quot;Canal de cero&quot; y el canal de escala para ver si el valor ha sido calibrado o no. </li><li> Pulse el botón para &quot;Canal de medida&quot; para la medición posterior. </li></ol> 2. Prepare el ratón para el procedimiento quirúrgico <ol><li> Coloca el ratón en una cámara de inducción y anestesiar el ratón con 2% de isoflurano y0,3 ml / min de oxígeno. La operación se puede realizar si el dedo del pie-pinch retirada reflejo del ratón está ausente. </li><li> Afeitarse la piel de las regiones quirúrgicas, que incluyen el cuello y el abdomen izquierdo. </li><li> Coloque el ratón en la mesa de operaciones y arreglarlos con cintas. Use ungüento veterinario en los ojos para evitar la sequedad durante el período de operación. </li><li> Coloque un cojín de gasa debajo del cuello para una exposición óptima del campo de operación de cuello. </li><li> Desinfectar el campo de operación y colocar gasas esterilizadas para cubrir el ratón solamente dejando el campo quirúrgico abierto. </li></ol> 3. parámetros vitales Medición <ol><li> Inserte las agujas de ECG subcutáneamente en las patas de ratón. </li><li> Coloque el sensor respiratoria bajo la parte posterior del ratón. </li><li> Coloque la sonda de temperatura en el recto del ratón. </li><li> Temperatura Record, ECG y la frecuencia respiratoria del ratón en el software de análisis de datos. </li></ol> 4. Cuello Operación de SMonitoreo Cardiovascular ystemic 4.1) la disección de buques <ol><li> Identifique la línea media del cuello, el punto medio de la clavícula, el ángulo de la mandíbula. </li><li> Hacer una incisión longitudinal de 2 cm desde el ángulo de la mandíbula hasta el punto medio de la clavícula, que es de 0,5 cm hacia el lado izquierdo de la línea media. </li><li> Diseccionar la glándula submandibular, déle la vuelta y se cubre con una gasa embebida en solución salina. </li><li> Identificar la vena yugular, diseccionar y colocar tres 6-0 suturas de seda en la vena para la ligadura después y fijación. </li><li> Identifique el músculo esternocleidomastoideo, separarlo del vientre superior del vientre omohioideo y posterior del músculo digástrico, y tire de ella con un retractor para facilitar la exposición de la arteria carótida. </li><li> Diseccionar la arteria carótida y colocar suturas de seda 6-0 tres debajo de la arteria para la ligación posterior y fijación. </li></ol> 4.2) la medición del flujo sanguíneo de la arteria carótida <ol><li> Coloque el transónicasonda alrededor de la arteria carótida, que sea estable, y optimizar el contacto usando gel de ultrasonido o solución salina. </li><li> Registro de velocidad del flujo sanguíneo de la arteria carótida, como se indica en la pequeña pantalla del dispositivo transónico utilizando el software de análisis de datos </li><li> Retire la sonda después de completar la medición </li></ol> 4.3) Medición de la presión de la arteria carótida (CAP) <ol><li> Se liga el extremo distal de la arteria carótida y la abrazadera su extremo proximal. </li><li> Coloque 2 suturas de fijación alrededor de la arteria carótida. Utilice 10-0 prolene para la sutura estancia. </li><li> Hacer una pequeña incisión en la pared anterior del recipiente. </li><li> Inserte el catéter Millar y fijar con suturas previamente colocadas. </li><li> Registre la PAC en el software de análisis de datos. </li></ol> 4.4) medición del flujo sanguíneo de la vena yugular <ol><li> Levante la vena yugular y coloque la sonda de flujo transónico para medir la velocidad de flujo. </li><li> Registre la velocidad de flujo en el software de análisis de datos. </li></ol> 4.5) medición de la presión venosa central (PVC) <ol><li> Sujetar el extremo proximal de la vena yugular y se liga el extremo distal. </li><li> Cortar una pequeña incisión utilizando microtijeras en la pared anterior del recipiente. </li><li> Inserte el catéter lleno de líquido y fijarla con las líneas de sutura pre-colocado. </li><li> Registre la CVP en el software de análisis de datos. </li></ol> 5. abdominal Operación de Adquisición de Hemodinámica hepática 5.1) Identificación del buque <ol><li> Hacer una incisión transversal en el abdomen. </li><li> Eventerate los intestinos hacia el lado izquierdo y cubrir con una gasa húmeda. </li><li> Identificar la vena cava inferior, la vena porta, la arteria hepática común y la arteria hepática propia. </li><li> Caer un poco de solución salina caliente en el abdomen y en la superficie de los intestinos cada 5 min durante todo el procedimiento de supervisión. </li></ol> 5.2) La medición del flujo sanguíneo portal <ol><li> Diseccionar la vena portal. </li><li> Coloque seda 6-0 en la vena porta para facilitar la elevación del recipiente al colocar la sonda de flujo. </li><li> Coloque la sonda de flujo transónico alrededor de la vena portal y medir su tasa de flujo de sangre. </li><li> Registre el caudal de sangre de la vena porta. </li></ol> 5.3) La medición de flujo de la arteria hepática común <ol><li> Disecar la arteria hepática común con cautela. </li><li> Coloque una sutura de seda 6-0 alrededor del vaso para facilitar la elevación del recipiente. </li><li> Coloque la sonda de flujo alrededor de la arteria. </li><li> Mida su flujo sanguíneo y adquirir los datos. </li></ol> 5.4) Medición de la presión de la vena porta (PVP) <ol><li> Elija una de las ramas de la vena mesentérica con pocas ramas laterales, que drena directamente en la vena porta. </li><li> Se liga el extremo distal de la vena mesentérica seleccionado. Asegúrese de que la ligadura está cerca del tubo intestinal. Ligar sus ramas pequeñas </li><li> Coloque 2 fijación suturas utilizando 6-0 prolene alrededor de la vena. El punto clave de este procedimiento es evitar tocar la arteria mesentérica cuando la ligadura de la vena. </li><li> Sujetar el extremo proximal de la vena portal. </li><li> Coloque 2 suturas utilizando prolene 10-0. Un poco de sangrado se producirá desde la sutura estancia debe penetrar en la pared vascular de la vena mesentérica bien. </li><li> Haga una pequeña incisión en la vena usando una microscissor oblicuamente en un ángulo de 45 grados. </li><li> Inserte el catéter Millar través de la vena mesentérica en la vena porta y fijarla </li><li> Medir la presión de la vena porta. Al final del procedimiento, sacrificar los ratones por desangrado bajo anestesia. </li></ol>

<ol>
	<li>Albuszies, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+increased+cardiac+output+on+hepatic+and+intestinal+microcirculatory+blood+flow,+oxygenation,+and+metabolism+in+hyperdynamic+murine+septic+shock.">Effect of increased cardiac output on hepatic and intestinal microcirculatory blood flow, oxygenation, and metabolism in hyperdynamic murine septic shock.</a> Crit Care Med. 33 (10), 2332-2338 (2005).</li><li>Bernhard, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phosphatidylcholine+molecular+species+in+lung+surfactant:+composition+in+relation+to+respiratory+rate+and+lung+development.">Phosphatidylcholine molecular species in lung surfactant: composition in relation to respiratory rate and lung development.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 25 (6), 725-731 (2001).</li><li>Cheever, A. W., Warren, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Portal+vein+ligation+in+mice:+portal+hypertension,+collateral+circulation,+and+blood+flow.">Portal vein ligation in mice: portal hypertension, collateral circulation, and blood flow.</a> 18, 405-407 (1963).</li><li>Costa, G., Aguiar, B. G., Coelho, P. M., Cunha-Melo, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On+the+increase+of+portal+pressure+during+the+acute+and+chronic+phases+of+murine+schistosomiasis+mansoni+and+its+reversibility+after+treatment+with+oxamniquine.">On the increase of portal pressure during the acute and chronic phases of murine schistosomiasis mansoni and its reversibility after treatment with oxamniquine.</a> Acta Trop. 89 (1), 13-16 (2003).</li><li>Cui, S., Shibamoto, T., Zhang, W., Takano, H., Kurata, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Venous+resistance+increases+during+rat+anaphylactic+shock.">Venous resistance increases during rat anaphylactic shock.</a> Shock. 29 (6), 733-739 (2008).</li><li>Geerts, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+three+research+models+of+portal+hypertension+in+mice:+macroscopic,+histological+and+portal+pressure+evaluation.">Comparison of three research models of portal hypertension in mice: macroscopic, histological and portal pressure evaluation.</a> Int. J. Exp. Pathol. 89 (4), 251-263 (2008).</li><li>Huang, H., Deng, M., Jin, H., Dirsch, O., Dahmen, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraoperative+vital+and+haemodynamic+monitoring+using+an+integrated+multiple-channel+monitor+in+rats.">Intraoperative vital and haemodynamic monitoring using an integrated multiple-channel monitor in rats.</a> Lab Anim. 44 (3), 254-263 (2010).</li><li>Krege, J. H., Hodgin, J. B., Hagaman, J. R., Smithies, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+noninvasive+computerized+tail-cuff+system+for+measuring+blood+pressure+in+mice.">A noninvasive computerized tail-cuff system for measuring blood pressure in mice.</a> Hypertension. 25 (5), 1111-1115 (1995).</li><li>Kuga, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+and+local+autoregulation+of+cerebrovascular+blood+flow:+a+deep-brain+imaging+study+in+the+mouse.">Rapid and local autoregulation of cerebrovascular blood flow: a deep-brain imaging study in the mouse.</a> J. Physiol.. 587 (Pt 4), 745-752 (2009).</li><li>Muraki, T., Strain Kato, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=difference+in+the+effects+of+morphine+on+the+rectal+temperature+and+respiratory+rate+in+male+mice.">difference in the effects of morphine on the rectal temperature and respiratory rate in male mice.</a> Psychopharmacology (Berl). 89 (1), 60-64 (1986).</li><li>Nielsen, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Left+ventricular+volume+measurement+in+mice+by+conductance+catheter:+evaluation+and+optimization+of+calibration.">Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration.</a> Am. J. Physiol Heart Circ. Physiol. 293 (1), H534-H540 (2007).</li><li>Sakamoto, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improvement+of+portal+hypertension+and+hepatic+blood+flow+in+cirrhotic+rats+by+oestrogen.">Improvement of portal hypertension and hepatic blood flow in cirrhotic rats by oestrogen.</a> Eur. J. Clin. Invest. 35 (3), 220-225 (2005).</li><li>Reverter, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+deep+sedation+on+the+accuracy+of+hepatic+and+portal+venous+pressure+measurements+in+patients+with+cirrhosis.">Impact of deep sedation on the accuracy of hepatic and portal venous pressure measurements in patients with cirrhosis.</a> Liver Int. 34 (1), 16-25 (2014).</li></ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Monitoreo de la hemodinámica hepática es una importante herramienta de investigación en hepatología y cirugía hepatobiliar. Adquisición de los datos hemodinámicos hepáticos ayuda a caracterizar el efecto de los procedimientos hepatobiliares en el sistema circulatorio. También es necesaria la adquisición de datos hemodinámicos hepáticos para estudiar el efecto de fármacos que afectan la presión portal y el flujo portal, por ejemplo, según sea necesario en los estudios que evalúan fármacos vasoac...

El objetivo general de este vídeo era demostrar un procedimiento de control en tiempo real para la obtención de los parámetros hemodinámicos sistémicos y hepáticas. La razón fundamental para el desarrollo de este procedimiento es su gran valor para las intervenciones experimentales en ratones que requieren la obtención de los parámetros hemodinámicos sistémicos y hepáticas. El procedimiento se puede aplicar a los animales no tratados previamente y durante o después de una intervención quirúrgica experimental hepato-biliar dado, tal como la hepatectomía parcial, la ligadura de la vena porta y trasplante de hígado. Adquisición de los datos hemodinámicos hepáticos en roedores requiere que el procedimiento invasivo propuesto. La perfusión hepática no se puede obtener de forma no invasiva. Sin embargo, hay alternativas para la adquisición de la presión sanguínea sistémica. Técnicas de monitorización, tales como la técnica de manguito en la cola 8 se han utilizado para la adquisición de la presión arterial en ratas y ratones. La técnica de manguito en la cola puede ser aplicada en conscianimales sas. Al medir la presión arterial, el animal tiene que ser colocado y fijo en una posición incómoda específica. En el manual del dispositivo de golpes de cola, el fabricante afirma que los ratones pueden llegar a ser nervioso y estresado que puede disminuir la circulación en la cola. Bajo esta circunstancia, la presión de la sangre periférica adquirida en la cola puede ser mucho más baja que la presión arterial central. El procedimiento de control completo se realizó con un monitor multicanal integrado que utiliza una serie de sensores para la adquisición de datos. La presión arterial se obtuvo mediante la inserción de un catéter en el vaso después de la disección microquirúrgica respectiva cuidado y la exposición bajo el microscopio. La tasa de flujo se mide colocando una sonda de flujo transónico alrededor de cada recipiente. Ya hemos informado de un procedimiento de monitorización intraoperatoria similar para ratas que resulta en una serie completa de datos hemodinámicos fisiológicos comparables a SinGLdatos e informados de otros grupos 7. Por lo tanto consideramos que este procedimiento representa una buena base para su adaptación a la del ratón, una especie de 10 veces más pequeño que el de la rata. La diferencia clave para el procedimiento de rata es el uso de catéteres Millar para la adquisición de datos de presión arterial en lugar de un sistema de catéter a base de fluido. Flujo también fueron adquiridas con sondas de flujo transónicas, sólo mucho más pequeños que para los vasos de ratas correspondientes. Debido al pequeño tamaño del animal, la instrumentación de los ratones es técnicamente difícil, pero factible. Una vez que se completa instrumentación, adquisición de datos y análisis de datos primaria vida es simple, ya que un archivo de configuración predefinida se puede utilizar. El archivo de configuración tiene que ser definido una vez al comienzo de una serie de experimentos y puede ser almacenado y utilizado para todos los experimentos posteriores. Hasta ahora hemos aplicado este procedimiento para evaluar los efectos hemodinámicos hepáticos en experimentos agudos. Medimos CAP y PVP antes e inmediatamente después de la hepatectomía parcial del 70% (PH) y en experimentos de sujeción / de-sujeción. Nos SujETA el ligamento hepato-duodenal del lóbulo derecho que representa 20% de la masa hepática seguido por breve (5 minutos) de sujeción de la mediana y el lóbulo lateral izquierdo que representa totalmente 90% de la masa hepática. De-sujeción comenzó con la liberación de la abrazadera del lóbulo derecho, seguido de la liberación de la mediana y el lóbulo lateral izquierdo. Tiempo de sujeción máxima era inferior a 10 min.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="606">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:104px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PowerLab 16/30&#160;</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>PL3516</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Quad Bridge Amp</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>&#160;FE224</td>
			<td>Bridge amplifier&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Animal Bio Amp</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>&#160;FE136</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Needle Electrodes for FE136 (3 pk)</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td>&#160;MLA1213</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Perivascular Flowmeter Module</td>
			<td style="width:104px;">Transonic</td>
			<td style="width:119px;">TS420&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Flowprobe MA0.5PSB/MA1PSB</td>
			<td style="width:104px;">Transonic</td>
			<td style="width:119px;">MA0.5PSB/MA1PSB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">SPR-1000 Mouse Pressure Catheter</td>
			<td style="width:104px;">Millar instruments</td>
			<td>841-0001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">fluid filled catheter&#160;</td>
			<td>Terumo</td>
			<td style="width:119px;">SR+DU2619PX</td>
			<td>26G, 0.64&#215;19mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">micro scissors</td>
			<td>F&#183;S&#183;L</td>
			<td>No. 14058-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">micro serrefine</td>
			<td>F&#183;S&#183;L</td>
			<td>No.18055-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Micro clamps applicator</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 18057-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Straight micro forceps</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 00632-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Curved micro forceps</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 00649-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">needle-holder</td>
			<td style="width:104px;">F&#183;S&#183;L</td>
			<td style="width:119px;">No. 12061-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;"></td>
			<td style="width:104px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">6-0 silk</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">6-0 prolene</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">7-0 prolene</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">10-0 prolene</td>
			<td style="width:104px;">ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Tail cut-off device&#160;</td>
			<td style="width:104px;">Kent Scientific</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">www.kentscientific.com</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">LabChart7</td>
			<td style="width:104px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">data&#160; analysis software&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

monitoring of systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice

El uso de modelos de ratones en la investigación experimental es de enorme importancia para el estudio de la fisiología hepática y alteraciones fisiopatológicas. Sin embargo, debido al pequeño tamaño del ratón, detalles técnicos del procedimiento de monitorización intraoperatoria adecuado para el ratón se describen raramente. Anteriormente hemos informado de un procedimiento de control para obtener parámetros hemodinámicos para las ratas. Ahora, se adaptó el procedimiento para adquirir los parámetros hemodinámicos sistémicos y hepáticas en ratones, una especie diez veces menor que las ratas. Esta película demuestra la instrumentación de los animales, así como el proceso de adquisición de datos necesaria para evaluar la hemodinámica sistémica y hepática en ratones. Parámetros vitales, incluyendo la temperatura corporal, la frecuencia respiratoria y la frecuencia cardíaca se registraron durante todo el procedimiento. Parámetros hemodinámicos sistémicos consisten en la presión de la arteria carótida (CAP) y la presión venosa central (PVC). Parámetros de perfusión hepática incluyen portal de vpresión ein (PVP), la tasa de flujo portal, así como la velocidad de flujo de la arteria hepática común (tabla 1). Instrumentación y adquisición de datos para registrar los valores normales se completó en 1,5 h. Parámetros hemodinámicos sistémicos y hepáticas se mantuvieron dentro de los rangos normales durante este procedimiento. Este procedimiento es difícil pero factible. Ya hemos aplicado este procedimiento para evaluar la hemodinámica hepática en ratones normales, así como durante la hepatectomía parcial del 70% y en el lóbulo de hígado de sujeción experimentos. PVP media después de la resección (n = 20), fue 11,41 ± 2,94 cmH 2 O que fue significativamente mayor (P &lt;0.05) que antes de la resección (6,87 ± 2,39 cmH 2 O). Los resultados de lóbulo hepático sujeción experimento indicaron que este procedimiento de control es sensible y adecuado para detectar pequeños cambios en la presión portal y la tasa de flujo portal. En conclusión, este procedimiento es fiable en las manos de un micro-cirujano experimentado, pero debe limitarse a experiments donde los ratones están absolutamente necesarios.

Parámetros vitales de los ratones, como la frecuencia respiratoria y la frecuencia cardíaca son, evidentemente, mucho más alto que en la rata. La media de la presión arterial sistémica y la presión de la vena yugular son similares a los valores de rata e incluso similares a los datos humanos. Datos hemodinámicos hepáticos son obviamente diferentes. Se obtuvieron valores normales de 8 ratones. El flujo de sangre en ratones normales Portal osciló entre 1.6 a 2.3 ml / min. El flujo en ...

Watch this Scientific Journal Video about Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice at JoVE.com

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

Esta película muestra cómo adquirir la hemodinámica sistémica y hepática en los ratones. Todo el monitoreo incluye la adquisición de los parámetros vitales, presión arterial sistémica, la presión venosa central, tasa de flujo de la arteria hepática común, y la presión de la vena porta, así como la velocidad de flujo portal en ratones.

Monitoreo de Parámetros sistémicos y hemodinámicos hepática en ratones

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

monitoring-of-systemic-and-hepatic-hemodynamic-parameters-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

15.9K vistas.  Jena University Hospital.  Esta película muestra cómo adquirir la hemodinámica sistémica y hepática en los ratones. Todo el monitoreo incluye la adquisición de los parámetros vitales, presión arterial sistémica, la presión venosa central, tasa de flujo de la arteria hepática común, y la presión de la vena porta, así como la velocidad de flujo portal en ratones. 

Video: Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

The bm12 Inducible Model of Systemic Lupus Erythematosus (SLE) in C57BL/6 Mice

Systemic lupus erythematosus (SLE) is an autoimmune disease with diverse clinical and immunological manifestations. Several spontaneous and inducible animal models mirror common components of human disease, including the bm12 transfer model. Upon transfer of bm12 splenocytes or purified CD4 T cells, C57BL/6 mice rapidly develop large frequencies of T follicular helper cells (Tfh), germinal center (GC) B cells, and plasma cells followed by high levels of circulating anti-nuclear antibodies. Since this model utilizes mice on a pure C57BL/6 background, researchers can quickly and easily study disease progression in transgenic or knockout mouse strains in a relatively short period of time. Here we describe protocols for the induction of the model and the quantitation Tfh, GC B cells, and plasma cells by multi-color flow cytometry. Importantly, these protocols can also be used to characterize disease in most mouse models of SLE and identify Tfh, GC B cells, and plasma cells in other disease models.

The bm12 Inducible Model of Systemic Lupus Erythematosus SLE in C57BL/6 Mice

The transfer of bm12 lymphocytes into a C57BL/6 recipient is an established model of systemic lupus erythematosus. Here we describe how to initiate disease using this model and how to characterize T follicular helper cells, germinal center B cells and plasma cells by flow cytometry.

El inducible Modelo BM12 del lupus eritematoso sistémico (LES) en ratones C57BL / 6 ratones

Systemic lupus erythematosus (SLE) is an autoimmune disease with diverse clinical and immunological manifestations. Several spontaneous and inducible ...

Investigación

Medicina

Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via a liver laceration that results in consistent blood loss, hemodynamic alterations, and survival.
Mice undergo a standardized resection of the left-middle lobe of the liver. They are allowed to bleed without mechanical intervention. Hemostatic agents can be administered as pre-treatment or rescue therapy depending on the interest of the investigator. During the time of hemorrhage, real-time hemodynamic monitoring via a left femoral arterial line is performed. Mice are then sacrificed, blood loss is quantified, blood is collected for further analysis, and organs are harvested for analysis of injury. Experimental design is described to allow for simultaneous testing of multiple animals.
Liver hemorrhage as a model of uncontrolled hemorrhage exists in the literature, primarily in rat and porcine models. Some of these models utilize hemodynamic monitoring or quantify blood loss but lack consistency. The present model incorporates quantification of blood loss, real-time hemodynamic monitoring in a murine model that offers the advantage of using transgenic lines and a high-throughput mechanism to further investigate the pathophysiologic mechanisms in uncontrolled hemorrhage.

Uncontrolled hemorrhage, an important cause of mortality among trauma patients, can be modeled using a standard liver laceration in a murine model. This model results in consistent blood loss, survival, and allows for testing hemostatic agents. This article provides the step-by-step process to perform this valuable model.

El shock hemorrágico no controlado se modela a través de la laceración hepática en ratones con monitorización hemodinámica en tiempo real

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via ...

Invasive Hemodynamic Characterization of the Portal-hypertensive Syndrome in Cirrhotic Rats

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. Portal hypertension (PHT) due to cirrhosis is responsible for the most severe complications in patients with liver disease. The full picture of the portal hypertensive syndrome is characterized by increased portal pressure (PP) due to the increased intrahepatic vascular resistance (IHVR), hyperdynamic circulation, and increased splanchnic blood flow. Progressive splanchnic arterial vasodilation and increased cardiac output with elevated heart rate (HR) but low arterial pressure characterizes the portal hypertensive syndrome.
Novel therapies are currently being developed that aim to decrease PP by either targeting IHVR or increased splanchnic blood flow &#8212; but side effects on systemic hemodynamics may occur. Thus, a detailed characterization of portal venous, splanchnic, and systemic hemodynamic parameters, including measurement of PP, portal venous blood flow (PVBF), mesenteric arterial blood flow, mean arterial pressure (MAP), and HR is needed for preclinical evaluation of the efficacy of novel treatments for PHT. Our video article provides the reader with a structured protocol for performing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats. In particular, we describe the catheterization of the femoral artery and the portal vein via an ileocolic vein and the measurement of portal venous and splanchnic blood flow via perivascular Doppler-ultrasound flow probes. Representative results of different rat models of PHT are shown.

Here we describe a detailed protocol for invasive measurements of hemodynamic parameters including portal pressure, splanchnic blood flow, and systemic hemodynamics in order to characterize the portal hypertensive syndrome in rats.

Caracterización hemodinámica invasiva del síndrome de hipertensión Portal en cirróticos ratas

This is a detailed protocol describing invasive hemodynamic measurements in cirrhotic rats for the characterization of portal hypertensive syndrome. ...

Invasive Hemodynamic Monitoring of Aortic and Pulmonary Artery Hemodynamics in a Large Animal Model of ARDS

One of the leading causes of morbidity and mortality in patients with heart failure is right ventricular (RV) dysfunction, especially if it is due to pulmonary hypertension. For a better understanding and treatment of this disease, precise hemodynamic monitoring of left and right ventricular parameters is important. For this reason, it is essential to establish experimental pig models of cardiac hemodynamics and measurements for research purpose. 
This article shows the induction of ARDS by using oleic acid (OA) and consequent right ventricular dysfunction, as well as the instrumentation of the pigs and the data acquisition process that is needed to assess hemodynamic parameters. To achieve right ventricular dysfunction, we used oleic acid (OA) to cause ARDS and accompanied this with pulmonary artery hypertension (PAH). With this model of PAH and consecutive right ventricular dysfunction, many hemodynamic parameters can be measured, and right ventricular volume load can be detected. 
All vital parameters, including respiratory rate (RR), heart rate (HR) and body temperature were recorded throughout the whole experiment. Hemodynamic parameters including femoral artery pressure (FAP), aortic pressure (AP), right ventricular pressure (peak systolic, end systolic and end diastolic right ventricular pressure), central venous pressure (CVP), pulmonary artery pressure (PAP) and left arterial pressure (LAP) were measured as well as perfusion parameters including ascending aortic flow (AAF) and pulmonary artery flow (PAF). Hemodynamic measurements were performed using transcardiopulmonary thermodilution to provide cardiac output (CO). Furthermore, the PiCCO2 system (Pulse Contour Cardiac Output System 2) was used to receive parameters such as stroke volume variance (SVV), pulse pressure variance (PPV), as well as extravascular lung water (EVLW) and global end-diastolic volume (GEDV). Our monitoring procedure is suitable for detecting right ventricular dysfunction and monitoring hemodynamic findings before and after volume administration.

We present a protocol of creating right ventricular dysfunction in a pig model by inducing ARDS. We demonstrate invasive monitoring of left and right ventricular cardiac output using flow probes around the aorta and the pulmonary artery, as well as blood pressure measurements in the aorta and pulmonary artery.

Monitorización hemodinámica invasiva de la hemodinámica de la arteria aorta y pulmonar en un modelo Animal grande del SDRA

One of the leading causes of morbidity and mortality in patients with heart failure is right ventricular (RV) dysfunction, especially if it is due to ...

Measurement of the Hepatic Venous Pressure Gradient and Transjugular Liver Biopsy

Here we provide a detailed protocol describing the clinical procedure of hepatic venous pressure gradient (HVPG) measurement in patients with advanced chronic liver disease followed by an instruction for transjugular biopsy. Under local anesthesia and ultrasound guidance, a catheter introducer sheath is placed in the right internal jugular vein. Using&#160;fluoroscopic guidance, a balloon catheter is advanced into the inferior vena cava (IVC) and inserted into a large hepatic vein. Correct and sufficient wedge position of the catheter is ensured by injecting contrast media while the balloon is blocking the outflow of the cannulated hepatic vein. After calibrating the external pressure transducer, continuous pressure recordings are obtained with triplicate recordings of the wedged hepatic venous pressure (WHVP) and free hepatic venous pressure (FHVP). The difference between FHVP and WHVP is referred to as HVPG, with values &#8805;10 mm Hg indicating clinically significant portal hypertension (CSPH). Before removing the catheter, pressure readings obtained in the IVC at the same level, as well as the right atrial pressure are recorded.
Finally, a transjugular liver biopsy can be obtained via the same vascular route. Different systems are available; however, core biopsy needles are preferred over aspiration needles, especially for cirrhotic livers. Again, under fluoroscopic guidance a biopsy needle introducer sheath is advanced into an hepatic vein. Next, the transjugular biopsy needle is gently advanced through the introducer sheath: (i) in case of aspiration biopsy, the needle is advanced into the liver parenchyma under aspiration and then removed quickly, or (ii) in case of a core biopsy, the cutting-mechanism is triggered inside the parenchyma. Several separate passages can be safely performed to obtain sufficient liver specimens via transjugular biopsy. In experienced hands, the combination of these procedures takes about 30-45 min.

Here, we present a protocol for measurement of hepatic venous pressure gradient (HVPG),the gold standard to diagnose clinically significant portal hypertension. Moreover, we describe how to perform a transjugular liver biopsy within the same session.

Medición del gradiente de presión venosa hepática y biopsia de hígado transjugular

Here we provide a detailed protocol describing the clinical procedure of hepatic venous pressure gradient (HVPG) measurement in patients with advanced ...

Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an insufficient oxygen supply and irreversible organ failure. The brain exerts only limited compensation capacities and is particularly at high risk of severe hypoxic damage.This article demonstrates the reproducible induction of life-threatening hemorrhagic shock in a porcine model by means of calculated blood withdrawal. We titrate shock induction guided by near-infrared spectroscopy&#160;and extended hemodynamic monitoring to display systemic circulatory failure, as well as cerebral microcirculatory oxygen depletion. In comparison to similar models that primarily focus on predefined removal volumes for shock induction, this approach highlights a titration by means of the resulting failure of macro- and microcirculation.

Hemorrhagic shock is a severe complication in seriously injured patients, which leads to life-threatening oxygen undersupply. We present a standardized method to induce hemorrhagic shock via blood withdrawal in pigs that is guided by hemodynamics and microcirculatory cerebral oxygenation.

Inducción de choque hemorrágico estandarizada guiada por oximetría cerebral y monitoreo hemodinámico extendido en cerdos

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an ...

Inducción dosis-dependiente de la endotoxemia en cerdos mediante infusión de LPS

Lipopolysaccharide Infusion as a Porcine Endotoxemic Shock Model

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these patients. It is caused by a dysregulated immune response to an infection. Even with optimized treatment, mortality rates remain high, which makes further insights into the pathophysiology and new treatment options necessary. Lipopolysaccharide (LPS) is a component of the cell membrane of gram-negative bacteria, which are often responsible for infections causing sepsis and septic shock. 
The severity and high mortality of sepsis and septic shock make standardized experimental studies in humans impossible. Thus, an animal model is needed for further studies. The pig is especially well suited for this purpose as it closely resembles humans in anatomy, physiology, and size. 
This protocol provides an experimental model for endotoxemic shock in pigs by LPS infusion. We were able to reliably induce changes frequently observed in septic shock patients, including hemodynamic instability, respiratory failure, and acidosis. This will allow researchers to gain valuable insight into this highly relevant condition and evaluate new therapeutic approaches in an experimental setting.

Autor destacado: Inducción de shock endotoxémico experimental en cerdos para el estudio de la insuficiencia hemodinámica y respiratoria

We provide a protocol for an experimental endotoxemic shock model in pigs by infusion of lipopolysaccharide.

Infusión de lipopolisacáridos como modelo de choque endotoxémico porcino

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these ...

<meta charset="utf8"></head><body>Descompensación respiratoria aguda inducida por ácido oleico en cerdos

A Porcine Model of Acute Respiratory Failure with a Continuous Infusion of Oleic Acid

This protocol outlines an acute respiratory distress model utilizing centrally administered oleic acid infusion in Yorkshire pigs. Prior to experimentation, each pig underwent general anesthesia, endotracheal intubation, and mechanical ventilation, and was equipped with bilateral&#160;jugular vein central vascular access catheters. Oleic acid was administered through a dedicated pulmonary artery catheter at a rate of 0.2 mL/kg/h. The infusion lasted for 60-120 min, inducing respiratory distress. Throughout the experiment, various parameters including heart rate, respiratory rate, arterial blood pressure, central venous pressure, pulmonary artery pressure, pulmonary capillary wedge pressure, end-tidal carbon dioxide, peak airway pressures, and plateau pressures were monitored. Around the 60 min mark, decreases in partial arterial oxygen pressure (PaO2) and fraction of oxygen-saturated hemoglobin (SpO2) were observed. Periodic hemodynamic instability, accompanied by acute increases in pulmonary artery pressures, occurred during the infusion. Post-infusion, histological analysis of the lung parenchyma revealed changes indicative of parenchymal damage and acute disease processes, confirming the effectiveness of the model in simulating acute respiratory decompensation.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor destacado: Exploración de formas de onda venosas para la monitorización respiratoria no invasiva en cerdos

Infusing oleic acid continuously into the pulmonary artery of an anesthetized adult pig induces acute respiratory failure, enabling controlled experimentation during acute respiratory decompensation.