Name: uncontrolled hemorrhagic shock modeled via liver laceration in mice with real time hemodynamic monitoring
Uploaded: 2017-05-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 11 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring at JoVE.com

この原稿の作業は、血管造影研究所パイロットプロジェクトプログラムである止血脈管生物学（P3HVB）とAASTリサーチフェローシップによるニール博士への資金提供によって支援されました。この研究は、米国国立衛生研究所の補助金1 R35 GM119526-01およびUM1HL120877-01によって支持されている。

マウスは、12時間の明暗サイクルを有する特異的な病原体のない状態で、ピッツバーグ大学（米国ペンシルバニア州ピッツバーグ）および米国国立衛生研究所（NIH; Bethesda、MD、USA）動物ケアガイドラインに従って収容され、標準の飼料と水。すべての動物実験は、ピッツバーグ大学の動物研究およびケア委員会によって定められたガイドラインに従って承認され、実施された。 1.手術野および機器の設定<ol><li> 手順の前に、すべての外科用器具、縫合糸、ガーゼ、綿棒アプリケータ、チューブ、およびチューブコネクタを滅菌する。 <ol><li>オートクレーブ内で外科器具、縫合糸、ガーゼ、およびコットンチップアプリケータを滅菌する。エチレンオキシドでチューブとコネクターを滅菌します。 </li></ol></li><li> 手術野 <ol><li>水循環式ヒートパッドをオンにして37℃に設定します。外科医を置くその上に青色の青色のパッドを、次いで外科用青色のパッドの上に無菌のドレープを付ける。 </li><li>すべての滅菌器具を滅菌ドレープ上に開きます。滅菌手袋を使用して、この工程中の滅菌を防ぐ。 </li><li> 70％エタノールでステンレス製のボールを満たし、脇に置いてください。これは動物間の器具の清掃に使用されます。 </li><li>マイクロビーズ滅菌器をオンにし、150℃に加熱します。これは動物間の器具の清掃にも使用されます。 5匹以上のマウスで手術を行う場合は、器具を新しい無菌セットに交換してください。 </li></ol></li><li> トランスデューサのセットアップ <ol><li>滅菌トランスデューサ、PE-50チューブ、2本の23Gニードル、オス - オスのルアー、3方向ストップコックを接続します。 6 </li><li>トランスデューサを製造元の指示に従って較正してゼロにします。 </li></ol></li></ol> 2.肝切開手術<ol><li> 麻酔の誘導と位置決め </stロング&gt; <ol><li>ペントバルビタールナトリウムを70mg / kgの用量で腹腔内に注射する。麻酔は5-10分の間に有効でなければならない。つま先で麻酔深度を評価する。マウスがつま先のつまみに反応する場合、追加の時間または麻酔が必要です。処置中に追加の麻酔が必要な場合は、ペントバルビタールナトリウムを補充してください。過量を避けるために、0.05 mLよりも多い量のサプリメントを与えないでください。 </li><li>マウスが完全に麻酔下になった後、マウスを手術用ボード上に仰向けに置く。マウスの4肢すべてをテープでボードに固定します。 </li><li>剃刀で腹部と両脇の下を剃る。 </li><li>ベタディンで滅菌ガーゼを浸し、手術のために腹部および両側鼠径部に適用する。生存実験のために、腹部および鼠径部にベタジンを、次いでエタノールで合計3回の準備サイクルを準備する。 </li><li>直腸温度プローブを挿入して、手順全体を通してコア温度を監視する。 Cを保つ鉱石の温度は35〜37℃である。 </li></ol></li><li> 大腿動脈および静脈カニューレ挿入 <ol><li>静脈カテーテルの設定には、PE-10チュービング、30G針、およびIVバッグからの乳酸加リンゲル液を含む三方活栓を充填する。 </li><li>動脈カテーテルの設定：PE-10チュービングと30G針にヘパリン処理生理食塩水（1,000Uヘパリンの1:10希釈液）を充填する。凝固を防ぐにはヘパリン食塩水が必要です。 </li><li>解剖顕微鏡の下にマウスを置く。 </li><li>外科用アイリスはさみを使用して鼠径部の筋肉を4〜5mm縦切開する。デュモン鉗子を使用して、内転筋に接続された脂肪組織をつかみ、横に引っ張って大腿骨バンドルのきれいな暴露を行う。脂肪組織を切開しないでください。これにより血管損傷が起こります。 </li><li>慎重に、デュモン鉗子で動脈および静脈から神経を摘出する。神経に隣接して脂肪パッドがあります。 1つのDumont forcepでこれを取得するd横方向に引っ張る。これは動脈から神経を引き離し、解剖のための平面を作り出す。他のデュモンのforcepは、神経と動脈との間の結合組織を鈍的に切開する。 <ol><li>解剖のこの部分の間に神経をつかまえないでください。 </li></ol></li><li>大動脈周囲の3つの6-0の絹の縫合糸をループし、大腿部に近位の静脈を離す。 <ol><li>最も近位に縫合糸1を置き、緩いままにする。 </li><li>最も遠位に縫合糸2を置き、すぐに結ぶ。 </li><li>縫合糸1と2の間に縫合糸3を置き、緩くしておきます。 </li></ol></li><li>血管の腹面に動脈切開を行う。血管の切断を避けるために動脈切開術を行うには、微小血管はさみの使用を推奨します。 </li><li> 3方向カテーテルを動脈に挿入します。カテーテルを所定の位置に固定するために、直ちに縫合糸1および2を締めてください。 </li><li>三方向カテーテルをトランスデューサに接続し、ベースラインの血圧データを収集します。 </li><li>反対側の鼠径部にステップ2.2.4〜2.2.6を繰り返します。動脈と同様の方法で大腿静脈にカニューレを挿入する。血管の腹面に静脈切開を行い、続いてカテーテルを挿入する。このカテーテルは、流体投与または薬物投与に利用することができる。 </li></ol></li><li> 肝臓裂傷 <ol><li> 0.5mLのPBS、3つの吸収三角、およびマウス1匹の計量ボートを含むチューブを予め計量する。 </li><li>腹側の中線開腹を切開部から開始し、尾側に広げて肝臓を完全に露出させる。 </li><li>右の腹壁に対して腹部に吸収三角形を挿入します。左側を繰り返します。 <ol><li>肝臓が裂傷された後、詰め止めの止血効果を避けるために、吸収三角形が肝臓から離れていることを確認してください。 </li></ol></li><li>慎重に肝臓の左中葉をつかみ、外科用アイリスはさみで葉の75％を裂く。ライカレートを置くdセグメントをPBSを含むチューブに入れた。 </li><li>ステープルアプリケータでステープルで腹壁を閉めます。皮膚と筋肉を一緒につかみ、ステープルを発射する。肝臓の裂傷後、可能な限り迅速に腹部外の失血を避けるようにしてください。生存実験では、腹部は2つの層で閉じられている。筋肉のための実行可能な吸収性縫合糸に続いて皮膚のための非吸収性縫合糸の走行層が続くことにより、適切な閉鎖が提供される。 </li><li> 30分より長い生存時間のマウスでは、大腿カテーテルを除去し、動脈および静脈をステップ2.2.6の縫合糸3で結ぶ。次に、前のステップで説明したように、両側の鼠径部を2つの層で閉じる。 </li><li>出血のための特定の時間（30分〜72時間）の後、ステープルを取り除く。吸収三角形を取り除き、対応する事前に計量した計量ボートに入れます。追加の吸収三角形を使用して、吸収されていない血液を吸収してください。 </li><li&gt;吸収フィルターを秤量して総失血量を算出する。 </li></ol></li><li> 術後ケア <ol><li> 30分で外科用ボード上で屠殺し、絶え間ない監視下で、完全麻酔下で犠牲になるまでマウスを放置する。マウスは、心臓穿刺と吸入イソフルランの過剰摂取の組み合わせで安楽死させる。 </li><li>より長い生存時間ポイントのマウスを、水循環式加熱パッドの上にある回収ケージに置く。回復中にマウスを絶えず監視し、胸骨臥位を維持する意識を回復するまで無人で放置しないでください。麻酔から回復した後にのみ、他のマウスと一緒にケージ空間にマウスを戻します。 </li><li>麻酔から覚醒し、犠牲の時まで12時間ごとに皮下注射により術後鎮痛を0.1mg / kgブプレネックスで投与する。 </li><li>マウスが食物と水に自由にアクセスできるようにする。術後の正常なケージ。 </li><li>生存マウスの屠殺時に、吸入イソフルランで麻酔を行う。麻酔下になったら、右心臓の心臓穿刺により血液が採取され、上記のように失血が記録され、最後に安楽死がイソフルランの過剰投与により保証される。 </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Chang, R., Cardenas, J. C., Wade, C. E., Holcomb, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+the+understanding+of+trauma-induced+coagulopathy.">Advances in the understanding of trauma-induced coagulopathy.</a> Blood. 128 (8), 1043-1049 (2016).</li><li>Kutcher, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+paradigm+shift+in+trauma+resuscitation:+evaluation+of+evolving+massive+transfusion+practices.">A paradigm shift in trauma resuscitation: evaluation of evolving massive transfusion practices.</a> JAMA surgery. 148 (9), 834-840 (2013).</li><li>Tsukamoto, T., Pape, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+for+Trauma+Research.">Animal Models for Trauma Research.</a> Shock. 31 (1), 3-10 (2009).</li><li>Darwiche, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pseudofracture:+an+acute+peripheral+tissue+trauma+model.">Pseudofracture: an acute peripheral tissue trauma model.</a> J Vis Exp. (50), (2011).</li><li>Lomas-Niera, J. L., Perl, M., Chung, C. -. S., Ayala, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Shock+and+Hemorrhage:+an+Overview+of+Animal+Models.">Shock and Hemorrhage: an Overview of Animal Models.</a> Shock. 24, 33-39 (2005).</li><li>Kohut, L. K., Darwiche, S. S., Brumfield, J. M., Frank, A. M., Billiar, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fixed+volume+or+fixed+pressure:+a+murine+model+of+hemorrhagic+shock.">Fixed volume or fixed pressure: a murine model of hemorrhagic shock.</a> J Vis Exp. (52), (2011).</li><li>Matsuoka, T., Hildreth, J., Wisner, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+injury+as+a+model+of+uncontrolled+hemorrhagic+shock:+resuscitation+with+different+hypertonic+regimens.">Liver injury as a model of uncontrolled hemorrhagic shock: resuscitation with different hypertonic regimens.</a> J Trauma. 39 (4), 674-680 (1995).</li><li>Komachi, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adhesive+and+Robust+Multilayered+Poly(lactic+acid)+Nanosheets+for+Hemostatic+Dressing+in+Liver+Injury+Model.">Adhesive and Robust Multilayered Poly(lactic acid) Nanosheets for Hemostatic Dressing in Liver Injury Model.</a> J. Biomed. Mater. Res. Part B Appl. Biomater. , (2016).</li><li>Orfanos, N. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+antioxidants+on+a+porcine+model+of+liver+hemorrhage.">The effects of antioxidants on a porcine model of liver hemorrhage.</a> J Trauma Acute Care Surg. 80 (6), 964-971 (2016).</li><li>Morgan, C. E., Prakash, V. S., Vercammen, J. M., Pritts, T., Kibbe, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+validation+of+4+different+rat+models+of+uncontrolled+hemorrhage.">Development and validation of 4 different rat models of uncontrolled hemorrhage.</a> JAMA Surgery. 150 (4), 316-324 (2015).</li><li>Rosselli, D. D., Brainard, B. M., Schmiedt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficacy+of+a+topical+bovine-derived+thrombin+solution+as+a+hemostatic+agent+in+a+rodent+model+of+hepatic+injury.">Efficacy of a topical bovine-derived thrombin solution as a hemostatic agent in a rodent model of hepatic injury.</a> Can J Vet Res. 14 (14), 303-308 (2015).</li><li>Sheppard, F. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+Nonhuman+Primate+(Rhesus+Macaque)+Model+of+Uncontrolled+Traumatic+Liver+Hemorrhage.">Development of a Nonhuman Primate (Rhesus Macaque) Model of Uncontrolled Traumatic Liver Hemorrhage.</a> Shock. 44, 114-122 (2015).</li><li>Nemzek-Hamlin, J. A., Hwang, H., Hampel, J. A., Yu, B., Raghavendran, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+murine+model+of+blunt+hepatic+trauma.">Development of a murine model of blunt hepatic trauma.</a> Comp Med. 63 (5), 398-408 (2013).</li><li>Vogel, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Platelet-derived+HMGB1+is+a+critical+mediator+of+thrombosis.">Platelet-derived HMGB1 is a critical mediator of thrombosis.</a> J Clin Invest. 125 (12), (2015).</li><li>Modery-Pawlowski, C. L., Tian, L. L., Ravikumar, M., Wong, T. L., Sen Gupta, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+and+in+vivo+hemostatic+capabilities+of+a+functionally+integrated+platelet-mimetic+liposomal+nanoconstruct.">In vitro and in vivo hemostatic capabilities of a functionally integrated platelet-mimetic liposomal nanoconstruct.</a> Biomaterials. 34 (12), 3031-3041 (2013).</li></ol>

著者には宣言する財政的競争上の利益はない。

ここに記載されているマウス肝臓裂傷モデルは、制御されない出血の信頼できる一貫したモデルを提供する。このモデルは簡単に実行できますが、細心の注意を払う必要のある重要なステップがあります。このモデルの最も技術的に困難な部分は、血行動態モニタリングおよび流体/薬物投与のための大腿血管のカニューレ挿入である。神経の切開および動脈切開/静脈切開の際には注意が必?...

外傷は、世界中の若者の死と障害の主要な原因です。 1制御されない出血は、重傷を負った外傷患者の間でも死亡原因の主要な原因のままである。出血性外傷患者の管理は、外科的出血の制御、および蘇生および失われた血液の置換の2つである。 出血性ショックの動物モデルは、外傷研究の基礎であり、病態生理学の評価および外傷性/出血性ショックの治療に使用することができる。動物モデルにおけるショックは、制御された出血および制御されない出血の2つの方法によって広く達成することができる。 5、6制御された出血は、一定量の血液を除去することによって、または一定の血圧（一定圧力）を達成するために血液を除去することによって行われる。一方、seモデルは、出血性ショックのメカニズムおよび免疫変化における評価に有用であり、止血剤の試験には適用できず、外傷後の出血の臨床シナリオを模倣しない。この程度まで、我々は、マウスモデルにおける止血変化および凝固促進剤を試験することができる制御されない出血のモデルを開発しようとした。肝臓は、肝臓への二重血液供給のために部分的に制御されない出血のための魅力的な選択肢であり、鈍的および侵襲的外傷の両方において最も傷ついた腹内側臓器の1つである。高い臨床的関連性を考慮すると、肝臓は、制御されない出血のモデルとして、最も一般的にはラットおよびブタモデルで利用されているが、最近霊長類においても同様に利用されている。 7,8,9,10,11,12 </sup&gt;マウスモデルはまた、挫傷モデルまたは鈍的外傷のような肝臓損傷を取り込んだ;しかし、これらのモデルは、肝障害に続発する出血性ショックをもたらさない。 13,14 コントロールされていない肝出血のラットおよびブタモデルは、蘇生術および血行力学的モニタリングを検討する上で貴重であるが、コスト、利用動物数、および分析に利用できる重要なトランスジェニック系統の欠如など、様々な理由によりネズミモデルよりもあまり有利ではない特定の細胞および分子シグナル伝達現在のマウスモデルは、標準化された肝臓裂傷、失血定量化、血行力学的モニタリング、および生存分析を行う能力を含む既存の肝出血モデルとの重要な類似点を共有する。多くの既存のモデルは、これらの側面のいくつかを取り入れているだけであるが、本発明者らのモデルは生理学的バリエーションの多くを測定するために開発された同時に複数のマウスに繁殖する。同様に、マウスモデルの開発は、高度な分子技術を用いたコスト効率のよいハイスループットモデルの潜在的可能性を伴って、蘇生を超えた研究および制御されない出血のより大きな病態生理学的機構への扉を開く。

<table><tbody><tr><td>SS/45 dumonts</td><td>Fine Science Tools</td><td>11203-25</td><td></td></tr><tr><td>surgical scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14068-12</td><td></td></tr><tr><td>hemostats</td><td>Fine Science Tools</td><td>13009-12</td><td></td></tr><tr><td>microscissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>0.8 mm curved forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11009-13</td><td></td></tr><tr><td>suture reel 6-0</td><td>Fine Science Tools</td><td>18020-60</td><td></td></tr><tr><td>suture 4-0 silk w/ needle</td><td>Owens Minor</td><td>K188H</td><td></td></tr><tr><td>gauze 4 x 4</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>cotton-tip applicator</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>30 G needle</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>23 G needle</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10 cc syringe</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>50 cc conical tube</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 cc syringe w/ 25G needle</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-826-88</td><td></td></tr><tr><td>Polyethylene 10 tubing 100`(PE-10)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-170-12P</td><td></td></tr><tr><td>Polyethylene 50 tubing 100`(PE-50)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-170-12B</td><td></td></tr><tr><td>3-way stopcock</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9779127</td><td></td></tr><tr><td>surgical blue pad</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-7105</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Field dressings</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9517505</td><td></td></tr><tr><td>tape rolls 1&quot;</td><td>Corporate Express</td><td>MMM26001</td><td></td></tr><tr><td>straight side wide mouth jars</td><td>VWR</td><td>159000-058</td><td></td></tr><tr><td>stainless steel tray 8&quot; x 11&quot;</td><td>VWR</td><td>62687-049</td><td></td></tr><tr><td>male-male leur lock 3-way</td><td>VWR</td><td>20068-909</td><td></td></tr><tr><td>sterilization pouch 3&quot; x 8&quot;</td><td>VWR</td><td>24008</td><td></td></tr><tr><td>sterilization pouch 5&quot; x 10&quot;</td><td>VWR</td><td>24010</td><td></td></tr><tr><td>absorption triangles</td><td>Fine Science Tools</td><td>18105-03</td><td></td></tr><tr><td>7 mm wound clip applier</td><td>Fisher Scientific</td><td>E0522687</td><td></td></tr><tr><td>1,000 7 mm wound clips</td><td>Fisher Scientific</td><td>E0522687</td><td></td></tr><tr><td>betadine (4 oz)</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>sterile gloves</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>eppendorfs&amp;nbsp;</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1/2 cc Lo-Dose insulin syringe</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-826-79</td><td></td></tr><tr><td>small weigh boat</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>lactated ringers</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>hepranized saline solution (.1 &amp;microL; hep + 9.9 &amp;microL; NaCl)</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>phosphate buffered saline&amp;nbsp;</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pentobarbital&amp;nbsp;</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wild M650 microscope w/ boom stand</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Digi-Med BPA-400 analyzer &amp;amp; systems integrator</td><td>Micro-Med</td><td>SYS-400</td><td></td></tr><tr><td>TXD-310 (Digi-Med Transducer)&amp;nbsp;</td><td>Micro-Med</td><td>TXD-300</td><td></td></tr><tr><td>Computer</td><td>Dell</td><td></td><td></td></tr><tr><td>microbead instrument sterilizer</td><td>VWR</td><td>11156-002</td><td></td></tr><tr><td>Oster A5 clippers w. size 40 blade</td><td>VWR</td><td>10749-020</td><td></td></tr><tr><td>circulating heating pad 18 x 26</td><td>Harvard</td><td>py872-5272</td><td></td></tr><tr><td>rectal thermometer</td><td>Kent Scientific</td><td>RET-3</td><td></td></tr></tbody></table>

uncontrolled hemorrhagic shock modeled via liver laceration in mice with real time hemodynamic monitoring

制御不能な出血は、外傷患者の予防可能な死亡の重要な原因である。我々は、一貫した失血、血行動態の変化、および生存をもたらす肝臓の裂傷を介した制御されない出血のマウスモデルを開発した。 マウスは肝臓の左中葉の標準化切除を受ける。彼らは機械的介入なしに出血することができます。止血剤は、治験責任医師の興味に応じて、治療前または救済療法として投与することができる。出血時に、左大腿動脈ラインを介したリアルタイムの血行動態モニタリングが行われる。次いで、マウスを屠殺し、失血を定量し、さらなる分析のために血液を採取し、臓器を傷害の分析のために採取する。実験的な設計は、複数の動物の同時試験を可能にすることが記載されている。 制御不能な出血のモデルとしての肝臓出血が存在する主にラットおよびブタのモデルにおける文献。これらのモデルの中には、血行力学的モニタリングを利用するものや失血量を定量化するものの、一貫性がないモデルもあります。現在のモデルは、コントロールされていない出血の病態生理学的機序をさらに調べるために、トランスジェニック系統およびハイスループット機構を用いる利点を提供する、ネズミモデルにおける失血のリアルタイム血行動態モニタリングの定量化を組み込んでいる。

肝臓の裂傷モデルは、マウスにおいて再現性のある一貫した失血をもたらす。 図1Aは、0.02gの標準偏差で得ることができる裂傷肝臓の一貫した重量を示す。このような刻み目のある肝臓重量の一貫性は、マウスと異なる蘇生プロトコールのような異なる実験設定においてモデルを再現する能力を可能にする。同様に、0.01gの標準誤差を有する刻んだ肝臓の?...

Watch this Scientific Journal Video about Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring at JoVE.com

Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

外傷患者の死亡原因の重要な原因である制御不能な出血は、マウスモデルにおける標準的な肝臓裂傷を用いてモデル化することができる。このモデルは一貫した失血、生存率をもたらし、止血剤の試験を可能にする。この記事では、この貴重なモデルを実行するためのステップバイステップのプロセスを提供します。

リアルタイム血行動態モニタリングを用いたマウスの肝梗塞モデルによる制御不能出血性ショック

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via ...

uncontrolled-hemorrhagic-shock-modeled-via-liver-laceration-mice-with

Research

JoVE Journal

Medicine

8.5K ビュー.  University of Pittsburgh. 外傷患者の死亡原因の重要な原因である制御不能な出血は、マウスモデルにおける標準的な肝臓裂傷を用いてモデル化することができる。このモデルは一貫した失血、生存率をもたらし、止血剤の試験を可能にする。この記事では、この貴重なモデルを実行するためのステップバイステップのプロセスを提供します。 

ビデオ: Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

Fixed Volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhagic Shock

It is common knowledge that severe blood loss and traumatic injury can lead to a cascade of detrimental signaling events often resulting in mortality. 1, 2, 3, 4, 5 These signaling events can also lead to sepsis and/or multiple organ dysfunction (MOD). 6, 7, 8, 9 It is critical then to investigate the causes of suppressed immune function and detrimental signaling cascades in order to develop more effective ways to help patients who suffer from traumatic injuries. 10 This fixed pressure Hemorrhagic Shock (HS) procedure, although technically challenging, is an excellent resource for investigation of these pathophysiologic conditions. 11, 12, 13 Advances in the assessment of biological systems, i.e. Systems Biology have enabled the scientific community to further understand complex physiologic networks and cellular communication patterns. 14 Hemorrhagic Shock has proven to be a vital tool for unveiling these cellular communication patterns as they relate to immune function. 15, 16, 17, 18 This procedure can be mastered! This procedure can also be used as either a fixed volume or fixed pressure approach. We adapted this technique in the murine model to enhance research in innate and adaptive immune function. 19, 20, 21 Due to their small size HS in mice presents unique challenges. However due to the many available mouse strains, this species represents an unparalleled resource for the study of the biologic responses. The HS model is an important model for studying cellular communication patterns and the responses of systems such as hormonal and inflammatory mediator systems, and danger signals, i.e. DAMP and PAMP upregulation as it elicits distinct responses that differ from other forms of shock. 22, 23, 24, 25 The development of transgenic murine strains and the induction of biologic agents to inhibit specific signaling have presented valuable opportunities to further elucidate our understanding of the up and down regulation of signal transduction after severe blood loss, i.e. HS and trauma 26, 27, 28, 29, 30. 
There are numerous resuscitation methods (R) in association with HS and trauma. 31, 32, 33, 34 A fixed volume resuscitation method of solely lactated ringer solution (LR), equal to three times the shed blood volume, is used in this model to study endogenous mechanisms such as remote organ injury and systemic inflammation. 35, 36, 38 This method of resuscitation is proven to be effective in evaluating the effects of HS and trauma 38, 39.

The Hemorrhagic Shock model has been a reliable and reproducible resource facilitating the identification and understanding of signaling cascades associated with inflammation and end-organ damage after trauma. This article provides a step-by-step description of surgical and mechanical aspects associated with the Hemorrhagic Shock experimental procedure in mice.

固定ボリュームまたは固定圧力：出血性ショックのマウスモデル

It is common knowledge that severe blood loss and traumatic injury can lead to a cascade of detrimental signaling events often resulting in mortality. 1, ...

医学

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

マウスで制御子宮裂傷の傷害

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of Willis perforation (CWp) and proven by intracranial pressure (ICP) monitoring. Thereby a homogenous blood distribution in subarachnoid spaces surrounding the arterial circulation and cerebellar fissures is achieved. Animal physiology is maintained by intubation, mechanical ventilation, and continuous on-line monitoring of various physiological and cardiovascular parameters: body temperature, systemic blood pressure, heart rate, and hemoglobin saturation. Thereby the cerebral perfusion pressure can be tightly monitored resulting in a less variable volume of extravasated blood. This allows a better standardization of endovascular filament perforation in mice and makes the whole model highly reproducible. Thus it is readily available for pharmacological and pathophysiological studies in wild type and genetically altered mice.

A standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage by intraluminal Circle of Willis perforation is described. Vessel perforation and subarachnoid bleeding are monitored by intracranial pressure monitoring. In addition various vital parameters are recorded and controlled to maintain physiologic conditions.

くも膜下出血のマウスモデル

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. However, due to the small size of the mouse, technical details of the intraoperative monitoring procedure suitable for the mouse were rarely described. Previously we have reported a monitoring procedure to obtain hemodynamic parameters for rats. Now, we adapted the procedure to acquire systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice, a species ten-fold smaller than rats. This film demonstrates the instrumentation of the animals as well as the data acquisition process needed to assess systemic and hepatic hemodynamics in mice. Vital parameters, including body temperature, respiratory&#160;rate&#160;and heart&#160;rate were recorded throughout the whole procedure. Systemic hemodynamic parameters consist of carotid artery pressure (CAP) and central venous pressure (CVP). Hepatic perfusion parameters include portal vein pressure (PVP), portal flow rate as well as the flow rate of the common hepatic artery (table 1). Instrumentation and data acquisition to record the normal values was completed within 1.5 h. Systemic and hepatic hemodynamic parameters remained within normal ranges during this procedure.
This procedure is challenging but feasible. We have already applied this procedure to assess hepatic hemodynamics in normal mice as well as during 70% partial hepatectomy and in liver lobe clamping experiments. Mean PVP after resection (n= 20), was 11.41&#177;2.94 cmH2O which was significantly higher (P&#60;0.05) than before resection (6.87&#177;2.39 cmH2O). The results of liver lobe clamping experiment indicated that this monitoring procedure is sensitive and suitable for detecting small changes in portal pressure and portal flow rate. In conclusion, this procedure is reliable in the hands of an experienced micro-surgeon but should be limited to experiments where mice are absolutely needed.

This film demonstrates how to acquire systemic and hepatic hemodynamics in mice. The whole monitoring includes acquisition of vital parameters, systemic blood pressure, central venous pressure, common hepatic artery flow rate, and portal vein pressure as well as the portal flow rate in mice.

マウスにおける全身および肝血行動態パラメータの監視

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock

Up to 50% of patients with trauma develop acute kidney injury (AKI), in part due to poor renal perfusion after severe blood loss. AKI is currently diagnosed based on a change in serum creatinine concentration from baseline or prolonged periods of decreased urine output. Unfortunately, baseline serum creatinine concentration data is unavailable in most patients with trauma, and current estimation methods are inaccurate. In addition, serum creatinine concentration may not change until 24-48 h after the injury. Lastly, oliguria must persist for a minimum of 6 h to diagnose AKI, making it impractical for early diagnosis. AKI diagnostic approaches available today are not useful for predicting risk during the resuscitation of patients with trauma. Studies suggest that urinary partial pressure of oxygen (PuO2) may be useful for assessing renal hypoxia. A monitor that connects the urinary catheter and the urine collection bag was developed to measure PuO2 noninvasively. The device incorporates an optical oxygen sensor that estimates PuO2 based on luminescence quenching principles. In addition, the device measures urinary flow and temperature, the latter to adjust for confounding effects of temperature changes. Urinary flow is measured to compensate for the effects of oxygen ingress during periods of low urine flow. This article describes a porcine model of hemorrhagic shock to study the relationship between noninvasive PuO2, renal hypoxia, and AKI development. A key element of the model is the ultrasound-guided surgical placement in the renal medulla of an oxygen probe, which is based on an unsheathed optical microfiber. PuO2 will also be measured in the bladder and compared to the kidney and noninvasive PuO2 measurements. This model can be used to test PuO2 as an early marker of AKI and assess PuO2 as a resuscitative endpoint after hemorrhage that is indicative of end-organ rather than systemic oxygenation.

Presented here is a protocol to measure renal oxygenation in the medulla and noninvasive urine oxygen partial pressure in a hemorrhagic shock porcine model to establish urine oxygen partial pressure as an early indicator of acute kidney injury (AKI) and a novel resuscitative endpoint.

ブタ出血性ショックモデルにおける非侵襲的および侵襲的腎低酸素モニタリング

Up to 50% of patients with trauma develop acute kidney injury (AKI), in part due to poor renal perfusion after severe blood loss. AKI is currently ...

生物工学

Complete and Partial Aortic Occlusion for the Treatment of Hemorrhagic Shock in Swine

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the forefront of trauma care in recent years. Since complete aortic occlusion presents serious concerns, the concept of partial aortic occlusion has gained a growing attention. Here, we present a large animal model of hemorrhagic shock to investigate the effects of a novel partial aortic balloon occlusion catheter and compare it with a catheter that works on the principles of complete aortic occlusion. Swine are anesthetized and instrumented in order to conduct controlled fixed-volume hemorrhage, and hemodynamic and physiological parameters are monitored. Following hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters are inserted and inflated in the supraceliac aorta for 60 min, during which the animals receive whole-blood resuscitation as 20% of the total blood volume (TBV). Following balloon deflation, the animals are monitored in a critical care setting for 4 h, during which they receive fluid resuscitation and vasopressors as needed. The partial aortic balloon occlusion demonstrated improved distal mean arterial pressures (MAPs) during the balloon inflation, decreased markers of ischemia, and decreased fluid resuscitation and vasopressor use. As swine physiology and homeostatic responses following hemorrhage have been well-documented and are like those in humans, a swine hemorrhagic shock model can be used to test various treatment strategies. In addition to treating hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters have become popular for their role in cardiac arrest, cardiac and vascular surgery, and other high-risk elective surgical procedures.

Here, we present a protocol demonstrating a hemorrhagic shock model in swine that uses aortic occlusion as a bridge to definitive care in trauma. This model has application in testing a wide range of surgical and pharmacological therapeutic strategies.

豚の出血性ショックの治療のための完全なおよび部分的な大動脈閉塞症

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the ...

Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an insufficient oxygen supply and irreversible organ failure. The brain exerts only limited compensation capacities and is particularly at high risk of severe hypoxic damage.This article demonstrates the reproducible induction of life-threatening hemorrhagic shock in a porcine model by means of calculated blood withdrawal. We titrate shock induction guided by near-infrared spectroscopy&#160;and extended hemodynamic monitoring to display systemic circulatory failure, as well as cerebral microcirculatory oxygen depletion. In comparison to similar models that primarily focus on predefined removal volumes for shock induction, this approach highlights a titration by means of the resulting failure of macro- and microcirculation.

Hemorrhagic shock is a severe complication in seriously injured patients, which leads to life-threatening oxygen undersupply. We present a standardized method to induce hemorrhagic shock via blood withdrawal in pigs that is guided by hemodynamics and microcirculatory cerebral oxygenation.

ブタの脳オキシメトリーと拡張血行力モニタリングによって導かれる標準化された出血性ショック誘導

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an ...

Description of a Swine Infant Model of Volume-Controlled Hemorrhagic Shock

Hemorrhagic shock is a leading cause of morbidity and mortality in pediatric patients. Interpretation of the clinical indicators validated in adults to guide resuscitation and comparison between different therapies is difficult in children due to the inherent heterogeneity of this population. As a result, compared to adults, appropriate management of pediatric hemorrhagic shock is still not well established. In addition, the scarcity of pediatric patients with hemorrhagic shock precludes the development of clinically relevant studies. For this reason, an experimental pediatric animal model is necessary to study the effects of hemorrhage in children as well as their response to different therapies. We present an infant animal model of volume-controlled hemorrhagic shock in anesthetized young pigs. Hemorrhage is induced by withdrawing a previously calculated blood volume, and the pig is subsequently monitored and resuscitated with different therapies. Here, we describe a precise and highly reproducible model of hemorrhagic shock in immature swine. The model yields hemodynamic data that characterizes compensatory mechanisms that are activated in response to severe hemorrhage.

This article aims to provide researchers with a detailed and accessible guide to set up an infant porcine model of hemorrhagic shock.

容積制御出血性ショックのブタ乳児モデルの説明

Hemorrhagic shock is a leading cause of morbidity and mortality in pediatric patients. Interpretation of the clinical indicators validated in adults to ...

ラットにおける出血性ショック誘発を伴う血管カニューレ挿入術

Developing a Clinically Relevant Hemorrhagic Shock Model in Rats

Over the recent decades, the development of animal models allowed us to better understand various pathologies and identify new treatments. Hemorrhagic shock, i.e., organ failure due to rapid loss of a large volume of blood, is associated with a highly complex pathophysiology involving several pathways. Numerous existing animal models of hemorrhagic shock strive to replicate what happens in humans, but these models have limits in terms of clinical relevance, reproducibility, or standardization. The aim of this study was to refine these models to develop a new model of hemorrhagic shock. Briefly, hemorrhagic shock was induced in male Wistar Han rats (11-13 weeks old) by a controlled exsanguination responsible for a drop in the mean arterial pressure. The next phase of 75 min was to maintain a low mean arterial blood pressure, between 32 mmHg and 38 mmHg, to trigger the pathophysiological pathways of hemorrhagic shock. The final phase of the protocol mimicked patient care with an administration of intravenous fluids, Ringer Lactate solution, to elevate the blood pressure. Lactate and behavioral scores were assessed 16 h after the protocol started, while hemodynamics parameters and plasmatic markers were evaluated 24 h after injury. Twenty-four hours post-hemorrhagic shock induction, the mean arterial and diastolic blood pressure were decreased in the hemorrhagic shock group (p&#160;&#60; 0.05). Heart rate and systolic blood pressure remained unchanged. All organ damage markers were increased with the hemorrhagic shock (p &#60; 0.05). The lactatemia and behavioral scores were increased compared to the sham group (p &#60; 0.05). In conclusion, we demonstrated that the protocol described here is a relevant model of hemorrhagic shock that can be used in subsequent studies, particularly to evaluate the therapeutic potential of new molecules.

著者スポットライト:出血性ショック研究のための革新的な治療戦略の開発

Hemorrhagic shock kills 1.9 million people worldwide every year. Small animals are frequently used as hemorrhagic shock models but are associated with issues of standardization, reproducibility, and clinical significance, thus limiting their relevance. This article describes developing a new clinically relevant hemorrhagic shock model in rats.

ラットにおける臨床的に関連性のある出血性ショックモデルの開発

Over the recent decades, the development of animal models allowed us to better understand various pathologies and identify new treatments. Hemorrhagic ...

リアルタイム血行動態モニタリングを用いたマウスの肝梗塞モデルによる制御不能出血性ショック

要約

さらに動画を探す

この動画の章

固定ボリュームまたは固定圧力：出血性ショックのマウスモデル

マウスで制御子宮裂傷の傷害

くも膜下出血のマウスモデル

マウスにおける全身および肝血行動態パラメータの監視

ブタ出血性ショックモデルにおける非侵襲的および侵襲的腎低酸素モニタリング

豚の出血性ショックの治療のための完全なおよび部分的な大動脈閉塞症

ブタの脳オキシメトリーと拡張血行力モニタリングによって導かれる標準化された出血性ショック誘導

容積制御出血性ショックのブタ乳児モデルの説明

ラットにおける臨床的に関連性のある出血性ショックモデルの開発

ラットにおける臨床的に関連性のある出血性ショックモデルの開発