Este trabajo fue financiado por Shriners Children's Boston (B. E. U., K.U., C.L.C.). L.C. está financiado por "La Bourse des Gueules Cassées", "La Bourse Année Recherche" y "La Bourse de l'Amicale des Anciens Internes des Hôpitaux de Paris". Y.B. está financiado por "La Bourse des Gueules Cassées". Y.B. e I.F.v.R. son financiados por los Hospitales Shriners para Niños (la identificación de las becas es #84308-BOS-22 #84302-BOS-21 respectivamente). Este material se basa parcialmente en el trabajo apoyado por la National Science Foundation bajo la subvención No. CEE 1941543. Se agradece el apoyo parcial de los Institutos Nacionales de Salud de los Estados Unidos (R01EB028782, R56AI171958 y R01DK114506). La figura 1 se creó con BioRender.com.

Los procedimientos se realizaron en ratas Lewis macho de 3 meses de edad, cada una con un peso de 300-400 g. Se incluyeron un total de 24 animales, con tres condiciones de punción: 12 ratas se sometieron a punción de vena de la cola sin anestesia (TV grupal sin anestesia), y otras 12 ratas fueron anestesiadas para someterse tanto a punción de vena de la cola (TV grupal con anestesia) como a punción de vena peneana (grupo PV con anestesia). Todos los procedimientos fueron aprobados y respetaron las directrices del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC). Todos los animales fueron sacrificados al final del estudio (después de un seguimiento de 1 mes) por sobredosis de dióxido de carbono. Consulte la Tabla de materiales para obtener detalles relacionados con todos los materiales e instrumentos utilizados en este protocolo.
1. Directrices generales
<ol><li>De acuerdo con las directrices de IACUC, asegúrese de que el volumen sanguíneo máximo extraído no sea superior al 10% del volumen total de sangre cada 2 semanas9. Por ejemplo, una rata de 300 g debe tener un volumen sanguíneo total de aproximadamente 19,2 ml. En el caso de un protocolo que requiera cuatro extracciones de sangre solo en la primera semana (día 0, día 1, día 3, día 7), limite la recolección a un máximo de 250 μL de sangre por muestra.</li>
	<li>Para los procedimientos realizados bajo anestesia, administrar isoflurano a través de un vaporizador de precisión para anestesiar al animal. Inducir la anestesia en una cámara con una dosis de 3% -5% de isoflurano durante 5 min, y mantener usando una dosis de 1% -3% de isoflurano a través de un cono nasal durante el procedimiento. Ajustar el nivel de isoflurano en función de la monitorización continua de la frecuencia respiratoria. Verifique si la sedación es suficiente pellizcando el dedo del pie antes de comenzar el procedimiento.</li>
	<li>No deje al animal desatendido durante el procedimiento o hasta que haya recuperado la conciencia suficiente para mantener la decúbito esternal.</li>
	<li>Después de la recolección de sangre, controle al animal hasta la recuperación completa antes de devolverlo a su jaula, y no lo introduzca en compañía de otros animales hasta que esté completamente recuperado. NOTA: De acuerdo con los servicios veterinarios, no fue necesario tomar analgésicos después del procedimiento después de la punción de la vena de la cola o la vena del pene.</li>
</ol>2. Extracción de sangre de la vena del pene
<ol><li>Preparación<ol><li>Prepare el siguiente equipo: gasa estéril, guantes, toallitas con alcohol, un tubo de EDTA de recolección de sangre microcapilar (gorro púrpura) y una jeringa de insulina de 30 G (30 U o 50 U).</li>
		<li>Saque a la rata de su jaula y póngala en una cámara para su inducción con isoflurano a través de un vaporizador de precisión (dosis: 3% -5%). Una vez que el animal esté sedado, transfiéralo a la mesa de procedimientos y coloque al animal boca arriba con la nariz colocada en el cono de la nariz para mantener la anestesia. Controle la frecuencia respiratoria y ajuste el nivel de isoflurano en consecuencia (dosis de mantenimiento: 1% -3%). Verifique que el animal esté suficientemente sedado por pellizco del dedo del pie antes de comenzar el procedimiento.</li>
	</ol></li>
	<li>Muestreo de sangre<ol><li>Mueva el émbolo hacia adelante y hacia atrás en la jeringa varias veces para suavizar la retirada. Cree presión negativa en la jeringa tirando del émbolo para eliminar un par de microlitros.</li>
		<li>Con la ayuda de la mano no dominante, retraiga el prepucio desde el extremo del pene y sostenga el glande entre el índice y el pulgar, tirando suavemente. La vena dorsal del pene aparecerá como un cordón azul superficial. Ver Figura 1 y Figura 2.</li>
		<li>Con el ojo de la aguja apuntando hacia arriba, inserte la jeringa de insulina en la vena en un ángulo de 35°. Una vez que la aguja ha entrado en la vena, la sangre fluirá hacia la jeringa.</li>
		<li>Extraiga lentamente el émbolo de la jeringa a un ritmo lento y constante para recoger el volumen deseado. NOTA: No retire el émbolo demasiado rápido, ya que esto hará que la vena se colapse y detenga el flujo sanguíneo.</li>
		<li>Si el flujo sanguíneo disminuye, gire la aguja ligeramente en el sentido de las agujas del reloj o en el sentido contrario a las agujas del reloj.</li>
		<li>Retire la jeringa. Se formará una gota de sangre en el sitio de punción, cuya aspiración permitirá la recolección de algunos microlitros más de sangre en el caso de un procedimiento no estéril.</li>
		<li>Si la primera punción falla, vuelva a insertar la aguja más proximalmente en la vena. NOTA: A diferencia del muestreo de la vena de la cola, la punción iterativa de la vena dorsal del pene generalmente no tiene éxito.</li>
		<li>Aplique una ligera presión en el sitio de punción para detener el sangrado y limpie el área con una toallita con alcohol nueva.</li>
		<li>Coloque el pene de nuevo en su posición neutral.</li>
		<li>Apague el isoflurano y controle a la rata hasta que se recupere por completo. Devuelve la rata a su jaula.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Punción de la vena de la cola
<ol><li>Preparación<ol><li>Prepare el siguiente equipo: un soporte de sujeción de plástico, gasa estéril, guantes, toallitas con alcohol, un tubo de EDTA para recolección de sangre microcapilar (gorro púrpura) y una jeringa de insulina de 28 G 1/2 (30 U o 50 U).</li>
		<li>Saque a la rata de su jaula y asegúrela rápidamente en un cono de restricción de plástico. Cierre el extremo grande del cono alrededor de la base de la cola. Asegúrese de que el animal esté cómodo y que la respiración no esté restringida durante todo el procedimiento.</li>
		<li>Sumerja la cola en agua tibia (37 °C) durante aproximadamente 1 minuto para dilatar la vena. Seque la cola con una toalla de papel. Coloque al animal (en su retenedor) boca abajo, con la cola acostada sobre una almohadilla térmica.</li>
		<li>Seleccione la vena de la cola derecha o izquierda (línea azul) para el muestreo girando todo el animal hacia ambos lados (esto evita la torsión de la cola). Utilice el tercio terminal de la cola para la punción de los vasos sanguíneos, ya que los vasos se vuelven más superficiales en esta zona. La arteria es ventral, y las dos venas son laterales10.</li>
		<li>Limpie la cola con toallitas de etanol al 70% en el sitio de punción.</li>
		<li>Coloque la cola en el borde de la almohadilla térmica para crear un ángulo en el tercio terminal de la cola. Esto lleva la vena a la superficie y crea más espacio para tomar la muestra.</li>
	</ol></li>
	<li>Muestreo de sangre<ol><li>Mueva el émbolo hacia adelante y hacia atrás en la jeringa varias veces para suavizar la retirada. Cree presión negativa en la jeringa tirando del émbolo para eliminar un par de microlitros.</li>
		<li>Con la ayuda del dedo índice y medio no dominantes, asegure la cola plana en la almohadilla térmica. Coloque el dedo medio proximalmente y el dedo índice distalmente, con el sitio de punción entre estos dos dedos. Aplique más presión en el dedo medio que en el índice para asegurar la cola, ocluyendo el vaso solo proximalmente y permitiendo que la sangre se acumule. Consulte la figura 1 y la figura 3.</li>
		<li>Con el ojo de la aguja apuntando hacia arriba, deslice la jeringa de insulina contra el dedo índice hasta que se inserte en la vena (esto crea un ángulo de 35° entre la aguja y la cola). Una vez que la aguja ha entrado en la vena, la sangre fluirá hacia la jeringa. En este punto, libere la presión sobre el dedo índice y medio para asegurarse de que el flujo sanguíneo no esté ocluido.</li>
		<li>Extraiga lentamente el émbolo de la jeringa a una velocidad constante para recoger el volumen deseado. NOTA: No retire el émbolo demasiado rápido; Esto hará que la vena se colapse y detenga el flujo sanguíneo.</li>
		<li>Si el flujo sanguíneo disminuye, gire la aguja ligeramente en cualquier dirección.</li>
		<li>Retire la jeringa de la cola. Se formará una gota de sangre en el sitio de punción de la cola. La aspiración de esta sangre permite la recolección de algunos microlitros más de sangre en el caso de un procedimiento no estéril.</li>
		<li>Si la primera punción falla, vuelva a insertar la aguja más proximalmente en la vena. NOTA: La vena se vuelve progresivamente más profunda a medida que se acerca a la base de la cola. Si no hay flujo sanguíneo en la jeringa, aumente el ángulo entre la jeringa y la cola, o gire la aguja.</li>
		<li>Aplique presión en el sitio de punción para detener el sangrado y limpie el área con una toallita con alcohol nueva. Retire la rata del cono de plástico y devuélvala a su jaula.</li>
	</ol></li>
	<li>Punción de la vena de la cola bajo anestesia<ol><li>Realice los pasos 2.1.1 y 2.1.2 para inducir y mantener la anestesia.</li>
		<li>Realice los pasos 3.1.3-3.2.7 para la recolección de sangre; ver Figura 1.</li>
		<li>Realice el paso 2.2.10 para la recuperación del animal.</li>
	</ol></li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65513/65513fig01.jpg"> Figura 1: Esquemas de los diferentes métodos de punción en este protocolo. (A) Punción modificada de la vena de la cola en un animal consciente y restringido; (B) punción modificada de la vena de la cola y punción de la vena del pene bajo anestesia. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65513/65513fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Estudio comparativo de las técnicas de extracción de sangre en ratas

<ol>
	<li>Lee, G., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sampling+blood+from+the+lateral+tail+vein+of+the+rat.">Sampling blood from the lateral tail vein of the rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (99), e52766 (2015).</li><li>Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drawing+blood+from+rats+through+the+saphenous+vein+and+by+cardiac+puncture.">Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture.</a> Journal of Visualized Experiments. (7), 266 (2007).</li><li>Luzzi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collecting+blood+from+rodents:+A+discussion+by+the+Laboratory+Animal+Refinement+and+Enrichment+Forum.">Collecting blood from rodents: A discussion by the Laboratory Animal Refinement and Enrichment Forum.</a> Animal Technology and Welfare. 4 (2), 99-102 (2005).</li><li>Wang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repetitive+blood+sampling+from+the+subclavian+vein+of+conscious+rat.">Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).</li><li>Van Herck, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sampling+from+the+retro-orbital+plexus,+the+saphenous+vein+and+the+tail+vein+in+rats:+Comparative+effects+on+selected+behavioural+and+blood+variables.">Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: Comparative effects on selected behavioural and blood variables.</a> Laboratory Animals. 35 (2), 131-139 (2001).</li><li>Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., S&#248;rensen, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+various+methods+of+blood+sampling+in+mice+and+rats:+Effects+on+animal+welfare.">A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare.</a> Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).</li><li>Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., B&#252;rge, T., Bergmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refinement+of+blood+sampling+from+the+sublingual+vein+of+rats.">Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).</li><li>Nightingale, C. H., Mouravieff, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliable+and+simple+method+of+intravenous+injection+into+the+laboratory+rat.">Reliable and simple method of intravenous injection into the laboratory rat.</a> Journal of Pharmaceutical Sciences. 62 (5), 860-861 (1973).</li><li>Blood collection: The rat. IACUC Guideline. UCSF Office of Research Institutional Animal Care and Use Program Available from: <a target="_blank" href="https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/guidelines%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf">https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/guidelines%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf</a> (2022)</li><li>Staszyk, C., Bohnet, W., Gasse, H., Hackbarth, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+vessels+of+the+rat+tail:+A+histological+re-examination+with+respect+to+blood+vessel+puncture+methods.">Blood vessels of the rat tail: A histological re-examination with respect to blood vessel puncture methods.</a> Laboratory Animals. 37 (2), 121-125 (2003).</li><li>Constantinides, C., Mean, R., Janssen, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+isoflurane+anesthesia+on+the+cardiovascular+function+of+the+C57BL/6+mouse.">Effects of isoflurane anesthesia on the cardiovascular function of the C57BL/6 mouse.</a> ILAR Journal. 52 (3), e21-e31 (2011).</li><li>Hernaningsih, Y., Akualing, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+hemolysis+on+plasma+prothrombin+time+and+activated+partial+thromboplastin+time+tests+using+photo-optical+method.">The effects of hemolysis on plasma prothrombin time and activated partial thromboplastin time tests using photo-optical method.</a> Medicine. 96 (38), 7976 (2017).</li><li>Powles-Glover, N., Kirk, S., Jardine, L., Clubb, S., Stewart, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+haematological+and+clinical+pathology+effects+of+blood+microsampling+in+suckling+and+weaned+juvenile+rats.">Assessment of haematological and clinical pathology effects of blood microsampling in suckling and weaned juvenile rats.</a> Regulatory Toxicology and Pharmacology. 69 (3), 425-433 (2014).</li></ol>

Ninguno de los autores tiene ningún conflicto de intereses que declarar.

La punción de la vena de la cola es un método eficiente para obtener sangre de una rata consciente. Sin embargo, cuando un animal está bajo anestesia, el efecto del isoflurano puede provocar espasmos vasculares y hacer que la punción de la vena de la cola sea inadecuada11. Como se muestra en este estudio, una alternativa en esta situación es recolectar sangre de la vena del pene, que es más exitosa y produce un volumen significativamente mayor de sangre en menos tiempo. Es importante recorda...

El muestreo de sangre es necesario para la mayoría de los estudios en animales, tanto in vivo como in vitro. En ratas, como la frecuencia y la cantidad de muestreo de sangre pueden ser significativas, es útil tener diferentes alternativas para la recolección. Se han descrito varios métodos en estudios previos.
Las técnicas más utilizadas son la punción de la vena de la cola y la extracción de sangre de la vena safena. El muestreo de venas de la cola es adecuado para todas las cepas de ratas. Con el entrenamiento adecuado, el procedimiento es fácil de realizar y causa una angustia mínima al animal1. Del mismo modo, la extracción de sangre de la vena safena, siempre que se haga correctamente, también es un método de recolección rápido y simple. Ninguno de los métodos requiere anestesia, y ambos permiten extraer repetidamente pequeñas cantidades de sangre. Sin embargo, la punción de la vena safena generalmente produce un volumen sanguíneo más bajo1 y requiere la presencia de dos personas para dejar una extremidad posterior expuesta para la punción2.
Si es necesario recolectar grandes cantidades de sangre de un solo animal, se puede usar una punción cardíaca o punción de la vena cava (se pueden extraer hasta 10 ml de sangre de una rata de 150 g con punción cardíaca2). Estas técnicas requieren anestesia y son procedimientos terminales. El animal debe ser sacrificado después de cualquiera de estas dos técnicas2. El pinchazo yugular es una alternativa que se puede utilizar si es necesario recolectar grandes cantidades de sangre en un estudio que aún no ha alcanzado su punto final. Sin embargo, esta técnica también requiere habilidades técnicas significativas para evitar daños al animal; por lo tanto, su uso debe ser limitado3.
Otras técnicas, como la extracción de sangre de la vena subclavia, no necesitan el uso de anestésicos antes de la recolección de sangre y permiten el muestreo repetido de pequeños volúmenes de sangre. Sin embargo, se requiere un manejo restringido y una incisión de aguja adecuada para esta técnica. Una operación inadecuada puede provocar dolor en los animales o incluso la mortalidad, y el entrenamiento para este método puede ser exigente4. 
Otros procedimientos anecdóticos incluyen la punción orbitaria y la punción venosa sublingual, las cuales requieren anestesia, y no son recomendadas ni ampliamente utilizadas. Aunque estudios previos han demostrado una recolección de sangre más rápida por punción orbitaria que por punción de la vena de la cola, se encontró que la punción orbitaria bajo anestesia dietil-éter fue menos tolerada que este último método (basado en las puntuaciones de excitación de los animales y la producción de orina)5. Además, este método está muy influenciado por la habilidad de la persona que realiza el procedimiento y es realizado principalmente por veterinarios experimentados. En comparación, la punción venosa sublingual es menos angustiante y se recomienda para el muestreo repetidode sangre 6. Sin embargo, esta técnica presenta efectos adversos severos como la reducción de la ingesta de alimentos y agua, que puede llevar a la muerte del animal7. 
Este estudio describe dos métodos utilizados en nuestro laboratorio para el muestreo repetido de sangre. La punción de la vena de la cola se puede realizar en un animal consciente, y el daño tisular y los efectos adversos son mínimos. La modificación de esta técnica en este estudio incluye la estabilización de la cola con el dedo índice y medio, lo que permite que un solo operador realice la recolección de sangre. La punción de la vena dorsal del pene ya se ha descrito para inyecciones intravenosas simples. Esta técnica se realiza bajo anestesia y permite una fuente de sangre confiable en caso de dificultades con otros métodos (por ejemplo, durante el período postoperatorio inmediato, con un animal pequeño, cuando se realiza una extracción de sangre perioperatoria bajo anestesia). Similar al muestreo de venas de la cola, la lesión en el sitio de punción tendrá un efecto general menor en el animal en comparación con las técnicas mencionadas anteriormente8. El objetivo de este documento de métodos es ofrecer a los investigadores sin experiencia alternativas simples y confiables de muestreo de sangre de acuerdo con el contexto (por ejemplo, para procedimientos realizados bajo anestesia, para estudios que incluyen ratas macho, para animales con venas delgadas de la cola).

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.5 mL | 28 G &#189;&#160; Insulin Syringes</td>
			<td>BD</td>
			<td>329424</td>
			<td>for tail vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.5 mL | 30 G x 5/16 Insulin Syringes</td>
			<td>BD</td>
			<td>320468</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>250 L&#160; Microtainer blood collection tubes with K2EDTA</td>
			<td>BD</td>
			<td>365974</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze Sponges</td>
			<td>Curity</td>
			<td>6939</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane Auto-Flow Anesthesia Machine</td>
			<td>E-Z Systems</td>
			<td>EZ-190F</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane, USP</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>1403-704-06</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nosecone for Anesthesia</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>EZ-112</td>
			<td>for penile vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent Restraint Cone</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>ST2 52-95-86</td>
			<td>for tail vein puncture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small Animal Heated Operating Table (Adjustable)</td>
			<td>Peco Services Ltd</td>
			<td>69023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Webcol Alcohol prep pads</td>
			<td>Simply Medical</td>
			<td>5110</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modified tail vein and penile vein puncture for blood sampling in the rat model

Las muestras de sangre son necesarias en la mayoría de los diseños de animales experimentales para evaluar diversos parámetros hematológicos. Este trabajo presenta dos procedimientos para la recolección de sangre en ratas: la punción de la vena lateral de la cola y la punción de la vena dorsal del pene, que ofrecen ventajas significativas sobre otras técnicas descritas anteriormente. Este estudio muestra que estos dos procedimientos permiten un muestreo rápido (menos de 10 min) y producen volúmenes sanguíneos suficientes para la mayoría de los ensayos (202 μL ± 67,7 μL). La punción de la vena dorsal del pene debe realizarse bajo anestesia, mientras que la punción de la vena lateral de la cola se puede realizar en un animal consciente y restringido.
La alternancia de estas dos técnicas, por lo tanto, permite la extracción de sangre en cualquier situación. Si bien siempre se recomienda que un operador reciba asistencia durante un procedimiento para garantizar el bienestar animal, estas técnicas requieren un solo operador, a diferencia de la mayoría de los métodos de muestreo de sangre que requieren dos. Además, mientras que estos métodos descritos anteriormente (por ejemplo, palo yugular, extracción de sangre de la vena subclavia) requieren un entrenamiento previo extenso para evitar el daño o la muerte del animal, la punción de la vena de la cola y la vena dorsal del pene rara vez son fatales. Por todas estas razones, y de acuerdo con el contexto (por ejemplo, para estudios que incluyen ratas macho, durante el período perioperatorio o postoperatorio inmediato, para animales con venas delgadas de la cola), ambas técnicas se pueden usar alternativamente para permitir extracciones repetidas de sangre.

Blood sampling is necessary for most animal studies, both in vivo and in vitro. In rats, as the frequency and amount of blood sampling can be significant, it is helpful to have different alternatives for collection. Various methods have been described in previous studies.
The most commonly used techniques are tail vein puncture and saphenous vein blood draw. Tail vein sampling is suitable for all rat strains. With proper training, the procedure is simple to perform and causes minimal distress to the animal1. Similarly, the saphenous vein blood draw, provided it is done properly, is also a quick and simple collection method. Neither method requires anesthesia, and both allow for repeated draws of small amounts of blood. However, the saphenous vein puncture usually yields a lower blood volume1 and requires the presence of two people to leave one hindlimb exposed for puncture2.
If large amounts of blood need to be collected from a single animal, cardiac puncture or puncture of the vena cava may be used (up to 10 mL of blood can be drawn from a 150 g rat with cardiac puncture2). These techniques require anesthesia and are terminal procedures. The animal must be euthanized after any of these two techniques2. The jugular stick is an alternative that can be used if large amounts of blood need to be collected in a study that has not yet reached its endpoint. However, this technique also requires significant technical skills to avoid harm to the animal; hence, its use should be limited3.
Other techniques, such as the subclavian vein blood draw, do not need the use of anesthetics before blood collection and allow for repeated sampling of small volumes of blood. However, restrained handling and appropriate needle incision are required for this technique. An improper operation may result in animal pain or even mortality, and the training for this method may be fastidious4. 
Other anecdotal procedures include the orbital puncture and the sublingual vein puncture, both of which require an anesthetic, and neither are recommended nor widely used. Though previous studies have shown faster blood collection by orbital puncture than by tail vein puncture, it was found that orbital puncture under diethyl-ether anesthesia was less well tolerated than the latter method (based on the animals' excitation scores and urine production)5. Moreover, this method is highly influenced by the skill of the person who performs the procedure and is mainly performed by experienced veterinarians. Comparably, the sublingual vein puncture is less distressing and is recommended for repeated blood sampling6. However, this technique presents severe adverse effects such as reduced food and water intake, which can lead to the animal's death7. 
This study describes two methods used in our laboratory for repeated blood sampling. Tail vein puncture can be performed on a conscious animal, and the tissue damage and adverse effects are minimal. The modification of this technique in this study includes stabilizing the tail with the index and middle finger, which allows a single operator to perform the blood collection. The dorsal penile vein puncture has already been described for simple intravenous injections. This technique is performed under anesthesia and allows for a reliable blood source in case of difficulties with other methods (e.g., during the immediate postoperative period, with a small animal, when performing perioperative blood draw under anesthesia). Similar to tail vein sampling, the injury at the puncture site will have a minor overall effect on the animal compared to the techniques mentioned above8. The aim of this methods paper is to offer inexperienced researchers simple and reliable blood sampling alternatives according to the context (e.g., for procedures done under anesthesia, for studies including male rats, for animals with thin tail veins).

Autor destacado: Métodos de recolección de sangre dependientes del contexto en ratas 

Punción modificada de la vena de la cola y la vena del pene para el muestreo de sangre en el modelo de rata

The issue of repeated blood collection methods needs to be addressed since the majority of studies on rats require them. It's important to take into account that a sampling method can be very efficient in a certain context, but become unsuitable for another study. This protocol aims to offer simple and reliable blood sampling alternatives to researchers.Both methods can be done by a single operator and require no extensive prior training, which allows for standardized procedure. When an animal is under anesthesia, the effect of isoflurane can lead to vessel spasm and make the tail vein puncture unsuitable for blood collection. Our protocol offers an alternative in this situation, the penile vein puncture, which presents a better success rate and yields significantly more amounts of blood in less time.

El éxito se definió como una extracción de sangre que produce al menos 100 μL de sangre en menos de 10 min (desde el momento de la punción hasta el final de la recolección de sangre), y el fracaso se definió como una extracción de sangre que produce menos de 100 μL de sangre o toma más de 10 minutos para recuperar el volumen de sangre requerido. Se permitió un máximo de 250 μL de sangre por muestra. Los análisis estadísticos se realizaron mediante una prueba ANOVA unidireccional para comparaciones múltipl...

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Aquí, presentamos un protocolo para ofrecer alternativas de recolección de sangre rápidas, fáciles y confiables para el modelo de rata. Describimos tres métodos diferentes de muestreo de sangre según el contexto: punción de la vena de la cola bajo anestesia o en un animal consciente, y punción de la vena dorsal del pene bajo anestesia.

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...

Es necesario abordar la cuestión de los métodos repetidos de recolección de sangre, ya que la mayoría de los estudios en ratas los requieren. Es importante tener en cuenta que un método de muestreo puede ser muy eficiente en un contexto determinado, pero no ser adecuado para otro estudio. Este protocolo tiene como objetivo ofrecer alternativas simples y confiables de muestreo de sangre a los investigadores.Ambos métodos pueden ser realizados por un solo operador y no requieren una capacitación previa extensa, lo que permite un procedimiento estandarizado. Cuando un animal está bajo anestesia, el efecto del isoflurano puede provocar espasmo en los vasos y hacer que la punción de la vena de la cola no sea adecuada para la recolección de sangre. Nuestro protocolo ofrece una alternativa en esta situación, la punción de la vena peneana, que presenta una mejor tasa de éxito y produce significativamente más cantidades de sangre en menos tiempo.

modified-tail-vein-penile-vein-puncture-for-blood-sampling-rat

Research

JoVE Journal

Medicine

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

2.6K vistas.  Massachusetts General Hospital. Es necesario abordar la cuestión de los métodos repetidos de recolección de sangre, ya que la mayoría de los estudios en ratas los requieren. Es importante tener en cuenta que un método de muestreo puede ser muy eficiente en un contexto determinado, pero no ser adecuado para otro estudio. Este protocolo tiene como objetivo ofrecer alternativas simples y confiables de muestreo de sangre a los investigadores.Ambos métodos pueden ser realizados por un solo operador y no requieren un...

Video: Autor destacado: Métodos de recolección de sangre dependientes del contexto en ratas 

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood collection in rats: the lateral tail vein puncture and the dorsal penile vein puncture, which offer significant advantages over other previously described techniques. This study shows that these two procedures allow for fast sampling (under 10 min) and yield sufficient blood volumes for most assays (202 &#956;L &#177; 67.7 &#956;L). The dorsal penile vein puncture must be done under anesthesia, whereas the lateral tail vein puncture can be done on a conscious, restrained animal.
Alternating these two techniques, therefore, enables blood draw in any situation. While it is always recommended for an operator to be assisted during a procedure to ensure animal welfare, these techniques require only a single operator, unlike most blood sampling methods that require two. Moreover, whereas these previously described methods (e.g., jugular stick, subclavian vein blood draw) require extensive prior training to avoid harm to or death of the animal, tail vein and dorsal penile vein puncture are rarely fatal. For all these reasons, and according to the context (e.g., for studies including male rats, during the perioperative or immediate postoperative period, for animals with thin tail veins), both techniques can be used alternately to enable repeated blood draws.

Here, we present a protocol to offer rapid, easy, and reliable blood collection alternatives for the rat model. We describe three different blood sampling methods according to the context: tail vein puncture under anesthesia or on a conscious animal, and dorsal penile vein puncture under anesthesia.

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Tail Vein Puncture Without Anesthesia

To begin, secure the rat in a plastic restraining cone, enclose the large end of the cone around the base of the tail. Ensure that the animal is comfortable and breathing is unrestricted throughout the procedure. Dip the tail in warm water for about one minute to dilate the vein, and dry the tail with a paper towel.In the restrainer, position the animal facing down with the tail lying on a heating pad. To select the appropriate tail vein for sampling, rotate the entire animal to the right or left side. Use the terminal third of the tail for blood vessel puncturing since the vessels become more superficial in this zone.Wipe the tail with 70%ethanol wipes at the puncture site and place it on the edge of the heating pad, creating an angle in the terminal third of the tail. This brings the vein to the surface and creates more space for taking the sample. For blood sampling, move the plunger back and forth in the syringe several times to smoothen the withdrawal and then pull on the plunger to create negative pressure in the syringe.Secure the tail flat on the heating pad using the non-dominant index and middle finger. Place the middle finger proximally and the index finger distally with the puncture site between these two fingers. Slide the insulin syringe against the index finger with the eye of the needle pointing upward until it is inserted into the vein.This creates an angle of 35 degrees between the needle and the tail. Once the needle has entered the vein, blood will flow into the syringe. Slowly withdraw the plunger of the syringe at a steady rate to collect the desired volume.Remove the syringe from the tail and allow a blood drop to form on the puncture side of the tail. Aspirate this blood to collect a few more microliters of blood, in case of a non-sterile procedure. Apply pressure to the puncture site to stop the bleeding and wipe the area with a new alcohol wipe.After removing the rat from the cone, return it to its cage. The success rates with the tail vein puncture methods were compared with the success rate of the penile vein puncture method under anesthesia. Interestingly, under anesthesia, the tail vein became very unreliable and had a success rate of only 25%The success rates showed almost similar results for the tail vein puncture in conscious rats and the penile vein puncture under anesthesia.The blood sampling was performed in less than six minutes in the tail vein puncture without anesthesia, and the penile vein puncture method under anesthesia, whereas the tail vein puncture method under anesthesia took more than eight minutes due to multiple failures.

Punción de la vena de la cola sin anestesia

Drawing Blood from the Penile Vein

Move the plunger back and forth in the syringe several times to smoothen the withdrawal and then pull on the plunger to create negative pressure in the syringe. Retract the foreskin of the anesthetized rat from the end of the penis and hold the glands between the index and thumb pulling gently. The dorsal penile vein will appear as a superficial blue cord.With the eye of the needle pointing upward, insert the insulin syringe into the vein at an angle of 35 degrees. Once the needle has entered the vein, blood will flow into the syringe. Slowly withdraw the plunger of the syringe at a slow and steady rate to collect the desired volume.Remove the syringe. A blood drop will form on the puncture site. Aspirate the drop to collect a few more microliters of blood in case of a non-sterile procedure.Apply light pressure to the puncture site to stop the bleeding and wipe the area with a new alcohol wipe. Place the penis back in its neutral position. After turning off the isoflurane, monitor the rat until complete recovery and return it to its cage.The blood volume collected in the dorsal penile vein puncture method under anesthesia was compared with the blood collected in the tail vein puncture method with and without anesthesia. The result shows that the penile vein puncture method under anesthesia and the tail vein puncture method without anesthesia yielded comparable quantities of blood.