Personnalisés de microéchantillons de peptides pour la détection des allo-anticorps HLA dans la Transplantation d’organes

Résumé

Incompatibilités dans les séquences antigen (HLA) leucocytaire humain entre donneur d’organe et de paires de destinataire sont la principale cause de rejet humoral dans la transplantation d’organes. Nous présentons ici l’utilisation de tableaux d’antigène personnalisés qui sont basées sur les séquences de HLA de donateurs individuels pour sonder des allo-anticorps d’anti-donneurs HLA chez des receveurs d’organes.

Résumé

Transplantation d’organes, la fonction et la longévité de la prothèse critique s’appuient sur le succès de contrôler la réactivité immunologique de rejet contre les antigènes des leucocytes humains (HLA). Histocompatibilité lignes directrices sont fondées sur des tests de laboratoire de l’immunité anti-HLA, qui présente en tant que la préexistant ou de novo généré anticorps HLA qui constituent un obstacle majeur de la transplantation. Les tests actuels sont construits sur une plate-forme unique-antigène perles (SAB) en utilisant un ensemble fixe d’antigènes HLA ~ 100 présélectionnés pour sonder les sérums de transplantation. Cependant, chez les humains, il existe une variété beaucoup plus grande de types HLA, avec aucun deux individus autres que les jumeaux identiques qui peuvent partager la même combinaison de séquences HLA. Alors que les technologies de pointe pour le typage HLA et le séquençage direct peuvent capturer précisément toute inadéquation dans la séquence d’ADN entre un donneur et HLA du receveur, le dosage de la SAB, en raison de sa variété limitée dans la représentation de la séquence, est incapable de détecter avec précision allo-anticorps spécifiquement contre le donneur HLA des incompatibilités. Nous avons cherché à développer une méthode complémentaire à l’aide d’une technologie différente pour détecter et caractériser les anticorps HLA anti-bailleurs de fonds sur une base personnalisée. L’outil de dépistage est un tableau personnalisé de peptide de séquences de donneur HLA-dérivées pour sonder post-transplantation sérums du receveur orgue pour évaluer le risque de rejet humoral. Sur un tableau unique pour une paire de donateur-bénéficiaire, jusqu'à 600 peptides uniques sont prises en fonction sur les séquences de protéines HLA du donneur, chaque peptide transportant au moins un résidu ne correspondent pas dans une séquence d’acides aminés 15. Dans nos expériences pilotes pour comparer les modèles d’antigène pour pré et post-transplantation sérums sur ces tableaux, nous avons pu détecter des signaux anti-HLA avec la résolution que nous a également permis d’identifier les épitopes immunitaires impliqués. Ces personnalisés tableaux antigène faire une détection à haute résolution de des épitopes spécifiques donneur HLA dans la transplantation d’organes.

Introduction

Thérapie de remplacement d’orgue qui est systématiquement menée à travers le monde a sauvé des millions de vies. Transplantation d’organes solides se produit dans environ 100 patients par million de personnes aux Etats-Unis chaque année, alors qu’un plus grand nombre encore sont sur listes d’attente pour recevoir des organes du donneur en raison d’une grave pénurie d’approvisionnement (selon les informations fournies par l’organe Approvisionnement et Transplantation Network - OPTN/UNOS : optn.transplant.hrsa.gov). Transplantation d’organe est fortement réglementée afin de réduire le gaspillage de l’orgue et de sauver des vies, mais les outils scientifiques utilisés pour informer de ces règlements sont limitées en termes d’efficacité. Par exemple, la communauté scientifique reconnaît pleinement les États fortement polymorphes de molécules HLA et précis tests génétiques d’ADN à l’aide de typage de haute résolution et axée sur la séquence tapant (SBT) ont été développés au cours des dernières années^{1, 2}. Toutefois, les méthodes d’essai alloanticorps n’ont pas encore été en mesure de produire la grande variété des séquences individuelles de HLA comme sondes de l’antigène. Le test standard utilise de nos jours un panneau invariable de ~ 100 antigènes alléliques qui sont composent des variations courantes du HLA, A, B, C, DQ, DP et DR séquences dans les populations humaines^3,4,5,6. Fréquemment, les séquences HLA du donneur réelles ne sont pas inclus dans le panneau de test, forçant transplantation médecins et chirurgiens d’inférer la réactivité de donateurs spécifique basée sur partagé similarités du donneur séquences réelles et correspondant de « normes » dans la test jeu^7,8. Par conséquent, il est parfois difficile de faire une estimation fiable du risque de rejet issu des anticorps test résultats^9,10,11,12. Donc, nouveau personnellement personnalisables tests pour allo-anticorps sont nécessaires d’urgence^13,14.

Les gènes HLA encodent les récepteurs de (MHC) complexes majeur d’histocompatibilité qui ont une fonction essentielle dans la réponse immunitaire⁶. Les gènes HLA sont connus pour être les plus polymorphes gènes du génome humain⁶. En raison des progrès rapides dans l’ADN, séquençage des stratégies pour les gènes HLA, nouveaux variants alléliques (ou simplement appelés allèles) sont découverts à un taux explosif¹⁵,¹⁶. En mars 2017, 16 755 validés allèles avaient été déposés à la base de données IMGT/HLA (http://www.ebi.ac.uk/ipd/index.html), de laquelle 12 351 étaient de classe I et 4 404 ont été des groupes de classe II. En contraste, seulement un peu plus de 100 différents allèles sont représentés dans l’analyse standard single-antigène perles (SAB), qui est régulièrement utilisée pour détecter des allo-anticorps dans la transplantation d’organes. La méthode SAB est construite sur une plateforme Luminex cytométrie. Puisque le test utilise un ensemble invariable des antigènes, en dehors des variabilités de lots mineures dans la production, le test de l’antisérum peut être robuste normalisé selon les individus et les laboratoires⁵. Toutefois, ce test est incapable de capturer tous les allo-anticorps mis au point spécifiquement contre les allèles de donateurs, en particulier lorsque les séquences de donateurs sont absents de la SAB. Bien que la fabrication sur commande d’antigènes des donateurs basés sur des séquences vrais sont souhaitables, il reste des défis techniques à rationaliser la production nécessaire et au contrôle.

Nous avons récemment décrit une méthode alternative dans une étude de faisabilité de la transplantation rénale sujets¹⁷. La méthode utilisée antigènes peptidiques dans un format de tableau pour sonder pré et post transplantation sérums de sujets individuels. Chaque tableau a été personnalisé généré à l’aide de la tache synthèse méthode^{18,19,20,21,22,23} qui produit des antigènes peptidiques, chaque 15 acides aminés dans la longueur, entièrement fondé sur les allèles HLA du donneur organe respectives de A, B, C, DQA1, DQB1 et DRB1. Synthèse SPOT est exploitée sur une membrane de cellulose à l’aide de la norme Fmoc-chimie²² et peut produire des centaines de peptides personnalisés en parallèle avec un système robotique entièrement automatisé^19,21. Le tableau de la membrane résiste à plusieurs cycles de décapage et reprobing cycles. Dans notre étude rétrospective¹⁷, nous avons détecté des changements dans l’antigène avec les antisérums de transplantation stockée recueillis dans une série chronologique (c.-à-d., avant et après la transplantation). Dans les présentes, nous décrivons le protocole technique pour le flux de travail y compris la baie conception, fabrication, analyse de palpage et résultat d’antisérum. La méthode est conçue pour la détection des allo-anticorps contre des épitopes linéaires spécifiques sur des molécules HLA transplantation des donateurs.

Protocole

Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvés par la Northwestern University Institutional Review Board (IRB protocol #: STU00104680). Un flux de travail global du protocole est illustrée à la Figure 1.

1. analyse bioinformatique du donneur et receveur HLA séquences

1. récupérer les séquences de base de données IMGT/HLA ¹⁵.
   1. Rapports typage HLA obtenir du don d’organe et l’accès à son destinataire.
      NOTE : S’assurer que les procédures appropriées pour protéger les dossiers médicaux confidentiels sont utilisés. En règle générale, un agrément de Institutional Review Board (IRB) de protocole de l’étude ou la vérification expérimentale est prescrit conformément aux directives de la CISR institutionnels. Si les rapports HLA étaient basées sur la PCR taper (de la résolution soit haute ou basse) ou axée sur le séquençage de dactylographie (SBT), passez directement à l’étape 1.1.3. Si les séquences ont été obtenues de séquençage génomique/HLA, et si elles sont complètes, utilisez ces séquences directement. Occasionnellement, quand taper seulement incomplète ou de résultats de séquençage sont disponibles, suivez l’étape supplémentaire 1.1.2. pour assigner le " manquant " allèles via l’outil web indiqué au point 1.1.2.
   2. Ouvrir les combinaisons d’allèles ambigu suite web lier - http://www.ebi.ac.uk/ipd/imgt/hla/ambig.html et une recherche en utilisant le “ outil de recherche de combinaisons alléliques ambigu ” fonction pour récupérer les allèles hypothétiques. Ensuite, passer au point 1.1.3. pour entrer le nom d’allèle.
   3. Ouvrir le formulaire de requête d’allèle IMGT/HLA à ce qui suit le lien web - http://www.ebi.ac.uk/ipd/imgt/hla/allele.html et sous réserve d’entrée ’ noms allèle s (chacun individuellement, comme illustré à la Figure 2) dans le “ recherche pour ” boîte. Cliquez sur le “ recherche maintenant des allèles ” bouton. Noms d’allèle HLA devraient utiliser des systèmes de dénomination standards (c'est-à-dire, A *, A * 01, A * 01:01:01:01 et toute désignation antérieure comme A * 01010101).
   4. Trouver le nom d’allèle correspondant affiché sur l’écran. Cliquez sur le bouton de l’allèle.
   5. Copie le " séquence de la protéine " et le coller dans un document texte sous une ligne d’en-tête de " > nom d’allèle ". En effet, le document texte est dans un format FASTA (FAST-All) du nom de l’allèle et séquence.
2. Effectuer géniques plusieurs alignements d’allèles donneur et receveur/patient.
   1. Un gène (c'est-à-dire, DQB1 * 03:01:01:01) à la fois, copiez et collez tous quatre allèles des donateurs et patient séquences FASTA (deux du donneur) et deux du patient dans un document texte combiné. À ce stade, il est important de désigner différentiellement noms allèle donneur de noms de patients allèle (Options comprennent l’utilisation différentielle des supérieur vs inférieur cas ; ou créer une extension de préfixe ou de suffixe distinctive pour chaque nom d’allèle pour marquer séparément les donateurs vs. allèles patients). L’ordre d’entrée des séquences n’est pas important parce que suite à l’alignement de l’ordre est mélangé selon des degrés de similitude entre n’importe quelle paire de séquences de.
   2. Copiez et collez les séquences FASTA format (comme on le voit à la Figure 3) par le haut dans le “ entrez vos séquences d’entrée ” boîte sur le site Web du Cluster Omega : http://www.ebi.ac.uk/Tools/msa/clustalo/.
   3. Cliquez sur " soumettre votre travail " en utilisant des paramètres standards de paramètres : comme " PROTEINŔ et " Clustal w / numéros ". Effectuer un alignement en cliquant sur " envoi ". Un alignement de quatre séquences est affiché sur l’écran ( Figure 4).
3. Marquer propres donateurs non-correspondances.
   Remarque : Il est spécialement à noter que les séquences alléliques donnés ici étaient fondées sur les résultats du typage HLA, ne pas le séquencement. Par conséquent, il y a un risque que la variation des séquences pertinentes le couple donneur-receveur particulier peut manquer. Ce problème potentiel est atténué comme plus et plusieurs centres de transplantation adoptent le typage de haute résolution précise et directement de séquençage de l’ADN.
   1. Copier et coller le texte de l’alignement dans un document texte et créez un nouveau document. Si le format du fichier aligné est perturbé, Difficulté le format en changeant la taille et le style de police : toujours utiliser " Courier New " police en caractères de petite taille pour s’adapter les lignes. Enregistrez le document après que nous solutionnons les problèmes de formatage.
   2. Inspecter manuellement les séquences alignées afin d’identifier tous les résidus dépareillées qui appartiennent uniquement au donateur. Marquez-les de ces résidus de bailleurs de fonds spécifiques à l’aide d’une couleur de police distinctif.
   3. Souligner toutes les lettres chez le donneur ' s séquences qui s’étendent de 14 résidus les deux haut - et en aval des non-correspondances donateurs spécifique marquées (calculée comme 15 acides aminés peptides moins 1 résidu de l’incompatibilité).
4. Dérivent des séquences peptidiques 15-mer dans une série qui se chevauchent.
   NOTE : La raison du choix des peptides 15-mer était fondée sur la connaissance générale des épitopes typiques étant de 4 à 9 acides aminés. Par conséquent, lorsque nous avons appliqué un " fenêtre mobile " procédure avec une taille d’étape de 4 acides aminés ( Figure 1), notre sélection d’une longueur de 15 acides aminés laissé un 15-4 = 11 acides aminés chevauchement entre les peptides voisins dans une série. En théorie, ce chevauchement de 11 acides aminés est suffisant pour couvrir tous les épitopes immunitaires jusqu'à 9 acides aminés de longueur, afin que ne soit aucun épitope par inadvertance " split " en deux avec seulement les séquences partielles sur le tableau.
   1. Utiliser les séquences soulignés comme modèles pour dériver dans l’ordre court 15 séquences d’acides aminés dans une série qui se chevauchent par 4 résidus entre deux suites adjacentes dans la série.
   2. Copiez et collez ces 15 séquences d’acides aminés dans un tableur ( Figure 5) dans un format de colonne accompagnent de colonnes de notation qui incluent les noms correspondants des allèles donneur. Une colonne supplémentaire à inclure des postes de résidus aa peut être utile.
5. Répéter les étapes de 1.1.3. 1.3. pour chaque allèle HLA (c'est-à-dire, A, B, C, DQA1, DQB1, DRB1 et DP) du donneur et la paire bénéficiaire pour dériver les 15 aa courtes séquences du donneur.
6. Copie et coller toutes les colonnes dans une feuille de calcul maître pour créer une colonne longue continue de toutes les séquences de aa 15 de tous les allèles du donneur. Notez le nombre total de lignes (pour les séquences peptidiques) dans le document.

2. Conception de la Production et la mise en page de tableau personnalisé

professions

1. générer une feuille de calcul des séquences peptidiques avec l’allèle correspondant. Le tableau a 20 lignes et des 30 colonnes et peut contenir jusqu'à 20 x 30 = 600 points pour les peptides. Selon le nombre total de peptides enregistré dans l’étape 1.5 provenant d’un donneur particulier et selon notre expérience passée avec les deux exemples que nous avions essayé à Liu et al.. ¹⁷, le tableau comptant 600 peut contenir toutes les séquences produits de cas de transplantation séparé ~ 2.
   1. Plan rationnellement le plus efficace moyen pour s’adapter à l’ensemble des peptides dans le format 600-place du tableau.
   2. Si plus d’un sujet peut s’insérer dans un tableau entier, insérer des lignes vides après le premier donateur ' séquences de s pour correspondre au nombre total de lignes qui peut être divisé par 30 (le nombre de places dans une rangée sur le tableau).
   3. Immédiatement après la dernière ligne vide pour le premier ensemble de séquences, coller dans la colonne entière du contenu de la séquence de la deuxième affaire de transplantation.
   4. Répéter ces étapes jusqu'à ce que le tableau est rempli, et aucuns plus de cas ne peuvent être ajoutés sans dépasser les 600 points. Si toute lignes vides restent à remplir en bas, " aller " la ligne vide pour être positionné entre les ensembles de deux donateurs. Ce large espace laissé entre les cas rend la découpe de la membrane à l’issue de la synthèse plus facile - suite étape 3.2. au-dessous de.
2. Programmer les séquences peptidiques dans le cadre de la mise en page de tableau. Le programme du synthétiseur SPOT prend le format texte des séquences (séquence un peptide d’une ligne), qui peut être obtenu directement en enregistrant la feuille de calcul résultant de l’étape 2.1.4 comme un document de texte simple (sans l’ou les colonnes supplémentaire pour les noms de l’allèle, aa postes, etc.).
3. Run peptide automatisé Tableau synthèse via le synthétiseur SPOT. Toute l’opération de la synthèse est détaillée dans Kudithipudi Al ²¹. Notez que le Fmoc synthèse de deux matrices prend environ 4-5 jours.

3. Sonde et Reprobe des antisérums d’une série temporelle d’une personne greffée.

Remarque : le tableau de membrane 600-spot a les dimensions ~ 7 cm x 13 cm. Après la synthèse, les baies peuvent être stockés à température ambiante comme membranes secs pendant au moins deux ans quand l’abri de la lumière directe. Évitez de plier excessive de la membrane pour préserver sa longévité pour un usage répété.

1. Réhydrater le tableau de la membrane avec de l’éthanol et de visualiser les taches de peptide colorées au Ponceau S. Tableau
   1. réhydrater la membrane transportant les peptides issue d’une procédure par étapes optimisée en Li et al. ²⁴.
      1. immerger la membrane tableau dans 20 mL d’éthanol à 100 %.
      2. Ajouter 20 mL d’eau pour diluer la solution d’éthanol à 50 % et incuber à température ambiante pendant 15 min. distillée
      3. Changer la solution de l’immersion à 40 mL d’eau de 100 %, trois fois et incuber 15 minutes chaque fois.
      4. Lavage dans un tampon de travail approprié, par exemple, 20 mL d’un mélange TBST (Tris salin avec 0,1 %), trois fois pendant 5 min chaque.
   2. Ponceau S coloration du tableau pour visualiser les peptides synthétiques
      1. Ajouter 20 mL de solution de Ponceau S préalable formulée directement au tableau hydraté et incuber pendant environ 30 s avec agitation.
      2. D’i ' eau distillée en continu sur la membrane sur la tache de fond couleur Ponceau S. Au cours du processus, les taches de peptide de couleur rouge peuvent devenir visibles.
      3. Séparer les parties du tableau pour chaque donneur en coupant soigneusement entre les sections du tableau pour les cas individuels. Marquer l’orientation de chaque baie.
2. Tableau de pré bloc. Lait écrémé
   1. bloc la membrane dans 20 mL de 5 % dissoute dans un mélange TBST tampon. Cette solution à base de lait se tachera plus loin hors de couleur Ponceau S. Remplacer le tampon de lait plusieurs fois afin d’obtenir les images les plus manifestes de peptide.
   2. à des fins de tenue des registres, prendre une photo de l’image de Ponceau S du tableau à l’aide d’une caméra à l’épaule (par exemple à la Figure 6).
   3. Continuer le blocage de la membrane dans le lait écrémé de 5 % à 4 ° C durant la nuit ou à température ambiante pendant 2 h avec bascule.
3. Tableau incuber avec greffe antisérum.
   Remarque : Il doit être noté qu’un phénomène appelé prozone ou l’effet crochet pouvant résulter de l’interférence dépendante du complément dans l’analyse des anticorps sériques. Pour contourner ce problème, une étape de prétraitement de sérum en option peut être envisagée avec l’EDTA ou chaleur inactivation des échantillons de sérum.
   1. Retirer un tampon bloquant et laver la membrane avec 20 mL d’un mélange TBST trois fois le lendemain pendant 5 minutes chaque fois.
   2. Ajouter 20 µL de sérum brut du bénéficiaire à 20 mL de 2,5 % du lait dans un tampon TBST et incuber avec la membrane pendant 2-3 h à température ambiante. Notez que dans cette première série de sonder, il est recommandé que le dernier sérum post-transplantation (ou sérum probablement plus sensibilisée) dans les séries chronologiques sert tout d’abord. Ceci est basé sur l’hypothèse que les spécimens plus tôt dans la série, en particulier de points dans le temps de pré transplantation, ont moins variété d’allo-anticorps qui tendent à se développer au fil du temps. De cette façon, toute possibilité d’interférence du signal de " Report " entre les cycles de palpage peut être clairement distinguée de la réactivité des alloanticorps véritablement développés en raison de réponses immunitaires contre le greffon.
4. Laver le tableau à l’aide de 20 mL d’un mélange TBST et incubation avec l’anticorps secondaire.
   1. Laver la membrane trois fois pendant 10 minutes chaque fois.
   2. Incuber avec anticorps secondaire chèvre anti-homme IgG-HRP (peroxydase de raifort) à dilution de 1/10 000 en tampon TBST additionné de lait 1 % pour un autre 2 h.
5. Lavage et développer le blot.
   1. Laver la membrane trois fois avec un mélange TBST pendant 10 minutes chaque fois.
   2. Perform amélioré par chimiluminescence (ECL) à l’aide de 5 mL de solution de luminol fraîchement mélangé avec 5 mL de solution de peroxyde pour développer la membrane (pendant 1 min).
   3. ECL visualiser les signaux à l’aide d’un imageur approprié (c.-à-d., ChemiDoc Imaging Systems ou Azure C600).
6. Analyser et quantifier le blot.
   1. Enregistrer les images développées ( Figure 7, image du bas) et effectuer la quantification d’intensité spot.

4. Comparer la réactivité de l’antisérum à travers une série de cliniques.

1. Le tableau de bande.
   1. à ce stade, maintenir la membrane humide en permanence.
   2. Enlever la membrane en incubant avec 20 mL de tampon de décapage commercial à 37 ° C pendant 20 min et laver ensuite la membrane avec un mélange TBST trois fois pendant 10 min chaque. Répétez ensuite le blocage (étape 4.2) et poussé (étape 4.3) étapes à l’aide d’un sérum différent du patient pris à un moment différent.
2. Bloc dépouillé membrane.
   Remarque : Après le décapage, la membrane peut être réutilisée pour une nouvelle série de sondes d’un sérum différent chez le même patient dans une série chronologique.
   1. Bloquent la membrane à l’aide de tampons de lait 5 % comme avant (Voir l’étape 3.2).
3. Reprobe un antisérum différent de la même série chronologique (répétez les étapes de 3,3 à 3,6 ; exemple dans la Figure 7, image du dessus).
   Remarque : Le tableau dépouillé peut ensuite servir à reprobe un autre échantillon de sérum. Étant donné que les peptides sont conjugués par liaison covalente à la matrice de prise en charge de la membrane, nous avons montré que le tableau peut être réutilisé pour jusqu'à 20 séances d’effeuillage et sondage cycles sans perdre ses perfoupé.
4. Stockage à long terme des baies de.
   1. Magasin la membrane dans un tampon TBS additionné de 0,02 % d’azide de sodium w/w comme agent de conservation. Utiliser un sac plastique scellé pour le stockage à long terme. À 4 ° C, sous la protection de la lumière directe, la membrane humide peut être conservée pendant au moins 2 ans.

5. Acquisition de données et d’analyse

1. annoter manuellement des peptides de positif pour l’antigène.
   1. Localiser les spots montrant les signaux positifs anticorps et déterminer chacune de leurs positions de grille.
   2. Mettre en évidence les lignes correspondantes dans la feuille de calcul maître pour les peptides positives.
2. Récupérer les séquences peptidiques énumérés dans la feuille de calcul maître ( Figure 7, liste du bas). Selon le principe de conception décrit à l’étape 1.4.1., taches séries voisins partagent beaucoup de chevauchement des séquences (15-4 = 11), donc épitopes réactives peuvent être partagés par les peptides d’une série consécutive.
   1. Mettre en évidence tous les points positifs qui se produisent dans la succession.
3. Déterminer la longueur minimale épitope pour chaque peptide dans une série.
   1. Mettre en évidence toutes les séquences d’épitope partagé potentiellement basés sur le chevauchement des segments de peptides réactives.
4. Modèle structurellement antigène épitopes.
   1. Obtenir des structures cristallines de prototype HLA de la Protein Data Bank à ce qui suit le lien web : http://www.rcsb.org/pdb/home/home.do.
   2. Afficher le prototype structure de HLA dans Pymol (téléchargement de www.pymol.org).
   3. Carte " ou modèle découvert épitopes des donateurs aux structures 3D des molécules HLA prototype en mettant en évidence les séquences peptidiques réactive ( Figure 8). Cliquez sur " écran ", puis " fond ", puis sélectionnez " blanc ". Pour enregistrer l’image, allez à " fichiers " et " enregistrer l’Image sous " et sélectionnez le format de fichier " png ".
5. Rapport résultats et assigner des épitopes réactives pour les allèles correspondants.
6. Comparer tableau résultats aux résultats single-antigène perles (SAB), si elles sont disponibles.
   Remarque : Le test SAB utilisant des antigènes alléliques unique mesure réactivité des anticorps vers un panneau fixe de protéines HLA. Les peptides qui montrent la réactivité des anticorps appartiennent à certains allèles HLA permettant, si également inclus dans le panneau SAB, une comparaison directe entre le tableau et les résultats de la SAB. Notre précédente étude ¹⁷ ont montré un haut niveau de corrélation entre les résultats, ce qui suggère que les épitopes de peptide contribuent de manière significative à la réactivité globale du SAB En outre, les résultats du tableau révèlent également des acides aminés-niveaux de spécificité.
   1. Obtenir SAB résulte d’un laboratoire HLA qui fournit des informations sur l’opportunité et les allèles de donateurs sont réactives au post transplantation sérum du patient. Résultats de l’étape 5.5. basé sur le tableau analyse fournissent également des informations sur les allèles correspondants de donneur positifs pour la réactivité des alloanticorps.
   2. Comparer SAB et tableau des résultats.

Résultats

Dans l’étude originale en utilisant le tableau¹⁷de la méthode de dépistage, nous avons inscrit un total de 5 sujets de greffe de rein. Nous avons obtenu le HLA typage des résultats de notre cohorte et de leurs bailleurs de fonds respectifs. Leurs antécédents médicaux et les titres d’anticorps allélique de CCS essais étaient également à notre disposition. Dans notre étude pilote de ces 5 patients, nous avons mis au point deux méthodes différentes ...

Discussion

La conception du tableau SPOT décrit ici est pour une étude expérimentale de la spécificité des alloanticorps dans la transplantation contre les antigènes HLA du donneur de l’organe. Contrairement à l’essai de SAB existante, largement utilisé en clinique, la méthode array et antigène a un avantage majeur dans sa conception flexible pouvant accueillir les séquences HLA vrais du donateur individuel. La nouvelle plateforme exploite le potentiel de la technologie de séquençage ADN essor rapide qui sera bient...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Peptide array	INTAVIS Bioanalytical Instruments
Ethanol	Sigma-Aldrich	E7023
Ponceau S solution	Sigma-Aldrich	P7170
Non-fat milk	Bio Rad Laboratories	1706404
TBST	Santa Cruz Biotechnology	10711454001
Goat anti-human IgG–HRP	ThermoFisher Scientific	A18811
Clarity Western ECL Substrate	Bio Rad Laboratories	1705061
Restore Western Blot Stripping Buffer	Thermo Scientifics	21059
ChemiDoc gel imaging system	Bio Rad Laboratories	1708265