Labyrinthectomie chirurgicale du Rat pour étudier le système vestibulaire

Résumé

Ce protocole décrit la labyrinthectomie chirurgicale d’un rat, qui est une méthode utile pour étudier le système vestibulaire.

Résumé

Afin d’étudier le système vestibulaire ou le processus de compensation vestibulaire, un certain nombre de méthodes ont été développé pour endommager vestibulaire, y compris une labyrinthectomie chirurgicale ou chimique et neurectomie vestibulaire. Labyrinthectomie chirurgicale est une méthode relativement simple, fiable et rapide. Nous décrivons ici la technique chirurgicale pour rat labyrinthectomie. Une postauricular incision est pratiquée sous anesthésie générale pour exposer le conduit auditif externe et la membrane tympanique, après quoi le tympan et les osselets sont supprimés sans l’étrier. L’artère de l’étrier, qui se situe entre l’étrier et la fenêtre ovale, est une structure vulnérable et doit être préservé pour obtenir un champ clair chirurgical. Un trou de fenêtre le vestibule est fait avec une fraise de 2,1 mm foret supérieur de l’étrier. Puis, 100 % d’éthanol est injecté à travers ce trou et aspiré plusieurs fois. Une dissection minutieuse sous un microscope et un contrôle minutieux du saignement sont essentiels pour obtenir des résultats fiables. Symptômes de perte vestibulaire, comme un nystagmus, inclinaison de la tête et un mouvement de roulis, sont vus immédiatement après la chirurgie. Le test de chaise rotarod ou rotation peut être utilisé pour la fonction vestibulaire doit être évaluée objectivement et quantitativement.

Introduction

L’organe vestibulaire est essentiel pour le contrôle de balance et oculaires. Une fonction vestibulaire normale dépend des signaux afférents symétriques des organes vestibulaire de l’oreille interne deux. Hypofonction vestibulaire ou perte provoque le vertige, nystagmus et déséquilibre postural. Après lésion aiguë, la fonction vestibulaire récupère spontanément en quelques jours, un processus appelé compensation vestibulaire^1,2. La compensation vestibulaire des déficits statiques est un processus de récupération lié au déséquilibre de l’activité spontanée de repos entre les noyaux vestibulaires homolatéral et controlatéral. La compensation vestibulaire des déficits dynamiques est obtenue principalement par l’intermédiaire des substitutions sensoriels et comportementaux (à l’aide des entrées visuelles ou somesthésiques)³. Ces processus sont attrayants pour la plasticité neuronale études^4,5.

Un certain nombre de méthodes ont été développé pour étudier le système vestibulaire et les mécanismes qui sous-tendent la plasticité neuronale au cours de compensation vestibulaire, comme labyrinthectomie chirurgicale et chimique et neurectomie vestibulaire^{5,6 ,7,8}. Neurectomie vestibulaire est une certaine façon à induire la perte vestibulaire complète, mais c’est une procédure plus difficile et plus invasive et peut provoquer des lésions cérébrales^8,9. Cette méthode nécessite une plus grande dextérité chirurgicale et prend plus de temps que labyrinthectomie. Labyrinthectomie chimique notamment gentamycine, arsanilate et tétracaïne, est plus facile et peut produire des résultats fiables^10,11,12. Toutefois, la cochlée peut-être également être endommagée et perte vestibulaire peut se développer au fil du temps,¹¹. En outre, les effets des produits chimiques sur le cerveau, ce qui devrait être préservée pour une évaluation précise, ne sont pas claires. Labyrinthectomie chirurgicale a été introduite dans les études animales en 1842¹⁵ et a été signalée chez le rat en 1936,¹⁶. Cette technique a depuis été utilisée dans de nombreux animaux études^5,17,18,19. Labyrinthectomie chirurgicale est une méthode fiable et relativement simple de propre. ^{13 , 14} par ailleurs, les symptômes de lésions vestibulaires sont vus immédiatement après la chirurgie. Nous décrivons ici notre technique chirurgicale pour rat labyrinthectomie.

Protocole

Cette étude a été réalisée conformément aux institutionnels animalier et utilisation Comité de Seoul National University Hospital (14-0148-C1A1), qui est accrédité par l’Association pour l’évaluation et l’Accreditation of Laboratory Animal Care International.

Remarque : Les expériences ont été effectuées sur des rats mâles Sprague-Dawley (SD) de 7 à 8 semaines (200/250 g). Chaque animal a été acclimaté aux conditions de laboratoire pour 1 semaine avant le début de l’expérience. Les animaux étaient logés dans une pièce à température et humidité contrôlées avec une constante de 12-h:12-h lumière : obscurité cycle avec libre accès à la nourriture et l’eau.

1. labyrinthectomie

1. Couvrir les instruments chirurgicaux stérilisés à l’autoclave avec un tampon stérile. Désinfecter la zone de fonctionnement avec l’éthanol à 70 %. Utilisez un drap stérile et maintenir des conditions stériles pendant la chirurgie.
2. Porter une robe, masque (à couvercle nez et la bouche), cap (pour couvrir la tête) et une paire de gants stériles. Les instruments chirurgicaux doivent seulement entrer en contact avec des surfaces stériles.
3. Injecter l’anesthésique zolazepam tiletamine (40 mg/kg de poids corporel) par voie intramusculaire dans la cuisse médiale ou par voie intrapéritonéale et de xylazine (10 mg/kg de poids corporel) par voie intramusculaire ou par voie intrapéritonéale.
   Remarque : Autres modes d’anesthésie générale, y compris l’inhalation isoflurane, peuvent également servir.
4. Placez le rat sur un coussin chauffant (initialement fixé à 42 ° C). Appliquer pommade ophtalmique lubrifiante pour les deux yeux du rat pour prévenir le dessèchement des yeux sous anesthésie.
5. Placez le rat sur son côté droit. Raser la fourrure dans le domaine chirurgical avec tondeuses à cheveux. Désinfecter le site avec l’éthanol à 70 %.
6. Injecter par voie sous-cutanée du chlorhydrate de lidocaïne 1 % dans la zone de gauche rétroauriculaires.
7. À l’aide d’une lame de bistouri #15, faire une incision de rétroauriculaires ~5.0 cm. Séparer les muscles et fascia pour exposer le conduit auditif externe avec des ciseaux Iris (Figure 1 a). Ouvrez légèrement le conduit auditif externe à l’aide de la lame #15 ou les ciseaux Iris (Figure 1 b). Largement exposer la membrane tympanique (Figure 2 a).
8. Sous un microscope (7,5 X ou 12,5 X), retirer la membrane du tympan et les osselets à l’exception de l’étrier, à l’aide de la pince. Détacher les muscles sur la crête de la lambdoïde avec la lame #15 ou les ciseaux Iris (Figure 2 b).
9. L’aide d’une perceuse à basse vitesse (< 3000 tr/min) avec une fraise diamantée (2.1 ou 1,4 mm), percer l’OS bulla tympanique autour du point de sortie du nerf facial (Figure 3 a). Identifier l’artère stapédiens. Prendre soin de ne pas pour endommager l’artère stapédiens pendant le processus de forage.
10. Continuer le vestibule supérieur à l’artère stapédiens de forage et exposer la fenêtre ronde et le canal osseux de semicirculaire latéral. Ouvrez le canal semicirculaire latéral près de son ampoule. Continuer le forage dans le plan du canal semicirculaire latéral et percer l’ampoule du canal semicirculaire supérieur.
11. Aspirer le contenu du vestibule à l’aide d’une aiguille 18 G ou 22-G. Injecter et aspirer 1 cm³ d’éthanol à 100 % 3 x.
12. Fermer les muscles et la peau en deux couches avec des sutures interrompus simples.
13. Ne laissez pas un animal sans surveillance jusqu'à ce qu’il a repris connaissance suffisante pour maintenir le décubitus sternal. Garder le rat au chaud jusqu'à ce qu’elle réveille à l’aide d’un coussin chauffant ou une lampe chauffante. Après le réveil, déplacez le rat à une cage individuelle dans une pièce mettant en vedette les conditions ambiantes habituelles.
14. Administrer les antibiotiques (par exemple, Cefazoline 20 mg/kg, triméthoprime-sulfamide 100 µL par voie sous-cutanée, ou pénicilline 300 000 IU) selon les besoins au jour 1 ; analgésique (pas un opioïde ; par exemple, Metacam 2 mg/kg, carprofène 5 mg/kg par voie sous-cutanée) peut également être donné.

2. sham chirurgie

1. Pour la chirurgie d’imposture en tant que contrôle, exécutez les procédures chirurgicales et post-chirurgicale (selon l’article 1), y compris l’exposition du conduit auditif externe et la membrane tympanique (étape 1.7), la suppression de la membrane du tympan et les osselets et le détachement des muscles sur la lambdoïde ridge (étape 1.8), mais ne pas ouvrir le canal semicirculaire ou injecter de l’éthanol.

3. vérifier la perte de la fonction vestibulaire

Remarque : La perte de la fonction vestibulaire peut être évaluée à l’aide de deux tests de la fonction comportementaux ou vestibulaire. ^{13 , 17 , 18} tests comportementaux incluent l’évaluation de l’asymétrie posturale et un nystagmus.

1. Identifier une asymétrie posturale qui comprend spontanée ou induite baril-rouler, tomber sur le côté gauche, ou se déplacer tout en se penchant vers le côté lésé¹⁸. Voir la vidéo 1.
2. Identifier un nystagmus par une inspection visuelle des mouvements oculaires volontaires. Lorsqu’un nystagmus spontané est absent dans l’état de repos, souffler doucement aérien au-dessus de la tête de l' animal¹⁸. Voir la vidéo 2.

Résultats

Le succès de la chirurgie a été validé par des tests comportements. Tous les animaux ont montré le comportement typique d’une perte unilatérale de la fonction vestibulaire. Laminage à baril spontanée était évidente immédiatement après la chirurgie, étant évoquée par une bouffée d’air sur la tête ou une légère pression pour le corps dans la phase précoce de la récupération (vidéo 1). 3 jours après la chirurgie, les animaux se déplaçait penché...

Discussion

Cette technique est une méthode utile pour la création de perte soudaine, permanente et complète de la fonction vestibulaire. Cela pourrait servir à étudier les pathologies vestibulaires, tels que la névrite vestibulaire, une tumeur acoustique et la maladie de Ménière. De nombreuses études ont utilisé cette technique pour étudier la plasticité neuronale des noyaux vestibulaires ou les processus centraux liés^5,17,18<...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
ASPIRATOR KB-012	KOH BONG & CO., LTD.	KB-012	Medical aspirator
Blade: #15	Fine Science Tools	#10015-00	Blades for #7 Scalpel Handles, #15
Carbon Steel Burrs	Fine Science Tools	#19007-05	shaft diameter: 2.3 mm, length: 44 mm, package of 10 burrs
Carl Zeiss Surgical GmbH	Carl Zeiss	#6627100863	Surgical microscope
Dumont #3c	Fine Science Tools	#11231-20	Standard tip 0.17 x 0.10 mm, 11 cm
Dumont #5SF	Fine Science Tools	#11252-00
Dumont #7B	Fine Science Tools	#11270-20	Serrated 0.17 x 0.10 mm, 11 cm
Extra Fine Bonn: straight	Fine Science Tools	#14084-08	Iris scissors, best suited for microdissection under high magnification
Fine Iris Scissors: straight	Fine Science Tools	#14094-11	Made from martensitic stainless steel, combined with molybdenum and vanadium
Finger Loop Ear Punch	Fine Science Tools	#24212-01	1 mm. Provides stability and control for researchers using the numbering system
Hartman	Fine Science Tools	#13002-10	Tip width: 1 cm, serrated, 10 cm
Short Scalpel Handle #7 Solid	Fine Science Tools	#10003-12	#7 short, 12 cm
Small Vessel Cauterizer	Fine Science Tools	#18000-03	Replacement tip, straight knife, keeps bleeding to a minimum and therefore provides a surgical field clear of clamps and hemostats
Strong 207S	SAESHIN	207S	Powerful torque at low speed, available with speed or on/off foot controller
Suction Tubes	JEUNGDO B&P CO., LTD.	H-1927-8	Frazier, 18 cm
VICRYL	ETHICON	W9570T	Synthetic absorbable sterile surgical suture
Weitlaner-Locktite	Fine Science Tools	#17012-13	Maximum spread: 4.5 cm, 2 x 3 blunt teeth, 11 cm
Zoletil	Virbac, France		Tiletamine-zolazepam
Rompun	Bayer		Xylazine
Rimadyl	Pfizer		Carprofen
Septra	Pfizer		Trimethoprim-sulfonamide