Glycoconjugate homogène produit par combined unnatural Amino Acid Incorporation and Click-Chemistry for Vaccine Purposes Homogeneous Glycoconjugate Produit par Combined Unnatural Amino Acid Incorporation and Click-Chemistry for Vaccine Purposes Homogeneous Glycoconjugate Produit par Combined Unnatural Amino Acid Incorporation and Click-Chemistry for Vaccine Purposes Homogeneous Glyc

Résumé

L’expansion du code génétique est appliquée pour l’introduction d’un acide aminé contre nature portant un groupe fonctionnel biorthogonal sur une protéine porteuse à un site défini. La fonction biorthogonale est également utilisée pour le couplage sélectif d’un antigène carbohydrate pour fournir un vaccin glycoconjugate homogène.

Résumé

L’expansion du code génétique est un outil puissant pour introduire des acides aminés contre nature (UUA) dans les protéines afin de modifier leurs caractéristiques, d’étudier ou de créer de nouvelles fonctions protéiques ou d’avoir accès à des conjugués protéiques. Arrêter la suppression du codon, en particulier la suppression du codon ambré, est apparue comme la méthode la plus populaire pour introduire génétiquement des AUA à des positions définies. Cette méthodologie est appliquée à la préparation d’une protéine porteuse contenant un UAA hébergeant un groupe fonctionnel bioorthogonal. Cette poignée réactive peut ensuite être utilisée pour greffer spécifiquement et efficacement un hapten oligosaccharide synthétique pour fournir un vaccin glycoconjugate homogène. Le protocole est limité à la synthèse des glycoconjugates dans un rapport 1:1 de protéine de hydrate de carbone/porteur mais favorable à de nombreuses paires de groupes fonctionnels biorthogonal. L’homogénéité vaccinale du glycococonjugate est un critère important pour assurer une caractérisation physico-chimique complète, satisfaisant ainsi des recommandations de plus en plus exigeantes des organismes de réglementation des médicaments, un critère qui n’est pas satisfait par les stratégies classiques de conjugaison. En outre, ce protocole permet d’affiner finement la structure du vaccin conjugué réel, donnant lieu à des outils pour traiter les relations structure-immunogénicité.

Introduction

Les vaccins glycoconjugates sont des éléments essentiels de l’arsenal vaccinal disponible pour le traitement prophylactique des maladies infectieuses. Ils sont sûrs, bien tolérés et efficaces dans un large groupe d’âge, y compris les jeunes nourrissons. Ils fournissent la défense optimale contre les infections causées par des bactéries capsulées comme le méningocoque, le pneumocoque ou Haemophilus influenzae de type b^1. Les vaccins glycococonjugates sont faits de polysaccharides bactériens purifiés qui forment les capsules de bactéries ou d’oligosaccharides synthétiques qui imitent ces polysaccharides exprimés en surface², qui sont covalents liés à une protéine porteuse. La présence d’une protéine porteuse est essentielle pour favoriser les réponses immunitaires humoristiques protectrices dirigées contre le déterminant antigénique exprimé par les antigènes de hydrate de^{carbone 3.} Outre une sélection et une production minutieuses de l’antigène médicide, les caractéristiques connues pour exercer une influence sur l’efficacité d’un vaccin glycoconjugate sont les suivantes : la nature de la protéine porteuse, la chimie de conjugaison (y compris la nature et la longueur du lien s’il est utilisé), ou le rapport saccharide/protéine³. De toute évidence, les positions auxquelles le saccharide est conjugué à la protéine ainsi que le nombre de points de connectivité sont pertinents pour l’immunogénicité. À ce jour, ces deux paramètres n’ont guère été étudiés parce que la préparation des glycoconjugates reste largement empirique. Leur synthèse repose habituellement sur l’utilisation de fonctions d’acide amine ou carboxylique de lysine ou de résidus de chaîne latérale aspartique/glutamique présents sur la séquence des protéines porte-avions. Cela conduit non pas à un seul, mais à un mélange hétérogène de glycoconjugates.

Jouer sur la réactivité, l’accessibilité ou la distribution des résidus d’acides aminés dans la protéine donne lieu à des glycoconjugates plus définis qui sont plus fiables pour documenter l’effet de la connectivité saccharide/protéine⁴. Un pas en avant vers cet objectif peut être atteint en appliquant la technologie de couplage glycan de protéine, un processus recombinant qui permet la production des vaccins contrôlés de glycoconjugate dans les usines cellulaires^5,6. Cependant, la glycosylation a lieu exclusivement à un résidu d’asparagine dans les séquons D/EXNYS/T (auquel cas X est l’un des 20 acides aminés naturels), non naturellement présents sur les protéines porteuses.

La mutagenèse sélective du site et en particulier l’incorporation de cystéines pour exploiter leur réactivité hautement et sélective apparaît comme une alternative^7,8. La production de protéines porteuse intégrant des UUA dans leur séquence peut offrir encore plus de souplesse pour la préparation homogène du vaccin glycoconjugate. Plus de 100 AUA ont été développés et incorporés dans diverses protéines^9,10. Beaucoup d’entre eux contiennent des fonctions bioorthogonales habituellement utilisées pour effectuer des modifications post-translationnelles^{11 ou} pour greffer des sondes biophysiques¹² ou^{des médicaments 13,} mais qui sont des poignées idéales pour une conjugaison plus approfondie avec les antigènes glucides. Des exemples réussis ont été revendiqués par Biotech^{14 en} utilisant la synthèse des protéines sans cellules^15, mais la préparation des vaccins glycoconjugate selon cette stratégie attend toujours d’être popularisée.

L’application de la stratégie in vivo pour la production de protéines porteuse mutées nécessite une machine translationnelle modifiée qui comprend un codon spécifique, un ARN reconnaissant le codon et une synthétase aminoacyl-tRNA (aaRS) qui catalyse spécifiquement le transfert de l’UAA sur l’ARN t (Figure 1)¹⁶. La suppression de codon d’arrêt d’ambre de pyrrolysine est l’une des méthodes les plus employées pour incorporer UAA, en particulier le propargyl-lysine (PrK)^17. Ce dernier peut à son tour réagir avec des haptens de glucides fonctionnalisés à l’azido pour fournir des glycococonjugates entièrement définis et homogènes. Dans le présent manuscrit, nous décrivons comment synthétiser le propargyl-L-lysine, un UAA portant une poignée d’alkyne, comment l’incorporer dans une protéine cible lors de sa traduction dans une bactérie et enfin comment effectuer la conjugaison entre la protéine modifiée et un hapten portant une fonction d’azide à l’aide de la chimie du clic.

Protocole

1. Synthèse de l’UAA : propargyl-lysine (PrK)

1. Synthèse de N^α-Boc-propargyl-lysine¹⁸
   1. Dissoudre 500 mg de Boc-L-Lys-OH (2,03 mmol) dans un mélange d’aqueuse 1 M NaOH (5 mL) et THF (5 mL) dans un flacon et adapter le flacon avec un septum de silicium.
   2. Refroidir le flacon dans un bain de glace, puis ajouter 158 μL de chloroformate propargyl (1,62 mmol) dans le sens de la goutte (sur une période de 2 à 3 minutes) à l’aide d’une microsyringe en remuant.
   3. Chauffer le mélange de réaction à température ambiante et continuer à remuer pendant 10 h.
   4. Refroidir les solutions de 50 mL d’éther de diététhyle, 50 mL d’acide hydrochlorique aqueux de 1 M et 60 mL d’acétate éthylique dans un bain de glace.
   5. Refroidir le mélange de réaction brute dans un bain de glace et verser le mélange dans un entonnoir de séparation. Extraire le mélange avec 50 mL d’éther de diététhyle. Jeter la couche organique.
   6. Ajouter prudemment l’acide chlorhydrique aqueux de 1 M à la phase aqueuse de l’entonnoir de séparation. Puis extraire la couche aqueuse deux fois à l’aide de 30 mL d’acétate d’éthyle. Vérifiez la présence de N-Boc-propargyl-lysine dans la phase organique par TLC en utilisant CH₂Cl₂-méthanol (9:1) comme élitiste.
   7. Séchez les couches organiques combinées sur MgSO_4,filtrez la phase solide et concentrez le filtrate sous une pression réduite sur un évaporateur rotatif.
   8. Dissoudre un échantillon du pétrole brut N^α-Boc-propargyl-lysine dans du chloroforme déréflé (CDCl₃) et contrôler son identité par ¹H NMR.
      MISE EN GARDE : L’extraction peut entraîner une accumulation de pression. Relâchez fréquemment toute accumulation de pression.
2. Synthèse de l’acide aminé non naturel propargyl-L-lysine (PrK)
   1. Introduire N^α-Boc-propargyl-lysine dans un flacon rond du fond équipé d’un septum.
   2. Ajouter 4 mL de dichloromethane anhydre (CH₂Cl₂₎au flacon sous argon pour dissoudre le N^α-Boc-propargyl-lysine.
   3. Ajouter 4 mL d’acide trifluoroacétique (ALE) dans le sens de la goutte à l’aide d’une seringue en remuant.
   4. Remuer le mélange de réaction pendant 1 h à RT. Surveiller la réaction de TLC à l’aide de CH₂Cl₂-méthanol (9:1) aussi élitiste.
   5. Concentrez le mélange de réaction sous pression réduite.
   6. Ajouter l’éther de déthyle au résidu brut et l’incuber à 4 °C pendant 1 h pour précipiter la PrK. Lorsque vous travaillez à plus grande échelle, si le PrK n’est pas complètement précipité, triturate pour le précipiter et prolonger le temps d’incubation si nécessaire.
   7. Filtrer la PrK sous la forme d’un solide blanc sur un verre fritté.
   8. Dissoudre un aliquot de la PrK en D₂O. Effectuez ensuite des analyses NMR pour contrôler son identité et sa pureté.
   9. Pour une utilisation plus précise, dissoudre l’acide aminé contre nature PrK dans de l’eau distillée à une concentration finale de 100 mM et conserver à -20 °C sous forme d’aliquots de 1 mL.

2. Production de la protéine recombinante modifiée par PrK

1. Préparation plasmide
   1. Construire un plasmide d’expression (pET24d-mPsaAK32TAG-ENLYFQ-HHHHHH) qui contient le gène A (mPsaA) de surface pneumococcique mature cible pET24d-mPsaA-WT) suivi d’une séquence de protéase du virus de l’etch du tabac (TEV) en clonage de l’insert entre les sites de restriction BamHI et XhoI du plasmide pET24d. Ceci introduira_{un son 6} étiquette au C-terminus de la protéine. Remplacez le codon de lysine-32 par le codon ambré (TAG), en utilisant la technique conventionnelle de mutagenèse dirigée par le site.
   2. Construire un plasmide de deuxième expression (pEVOL-MmPylRS) contenant deux copies du codage génétique pour la synthétase pyrrolysyl-tRNA de Methanosarcina mazei (MmPylRS) et le codage génétique pour le pyr^tRNA correspondant comme décrit^{précédemment 19}. Utilisez ce vecteur plasmide spécialement conçu, pEVOL, pour une incorporation efficace des UUA.
      REMARQUE : L’information détaillée sur les plasmides est décrite dans le dossier supplémentaire 1.
2. Co-transformation des plasmides en souche d’expression
   1. Décongeler un aliquot de 100 μL d’Escherichia coli BL21 (DE3) chimiquement compétent sur la glace pendant 5 min.
   2. Ajouter 1 μL de chaque plasmide (50-100 ng de chacun) dans les cellules et incuber pendant 30 min sur la glace.
   3. Transférer le microtube de 1,5 mL avec les cellules compétentes décongelées dans un incubateur à 42 °C pendant 45 s, puis le remettre sur la glace pendant 2 min.
   4. Ajouter 900 μL de LB moyen et incuber sous la secousse pendant 1 h à 37 °C pour permettre l’expression antibiotique. Ensuite, plaquez les bactéries sur l’agar LB avec 25 μg/mL de kanamycine et 30 μg/mL de chloramphéniphénol. Laisser la croissance des bactéries pendant la nuit à 37 °C.
3. Expression des protéines modifiées avec prk
   1. Inoculer une seule colonie co-transformée en 5 mL de moyenne LB avec des antibiotiques (25 μg/mL de kanamycine et 30 μg/mL de chloramphéniphénol). Incuber toute la nuit à 37 °C en secouant.
   2. Diluer la culture primaire (5 mL) en 500 mL de milieu d’auto-induction contenant des antibiotiques, 0,02% de L-arabinose et 1 mM de l’acide aminé contre nature PrK et l’incuber à 37 °C pendant 24 h avec secousses. Inclure un contrôle négatif en effectuant la culture sans PrK en parallèle et un contrôle positif en effectuant la culture d’un clone contenant la protéine wt.
   3. Aliquot 5 mL sur le milieu de culture de 500 mL et centrifugeuse pendant 10 min à 5000 x g. Jeter le supernatant et congeler la pastille à -20 °C. Récoltez les cellules des 495 mL restants par centrifugation pendant 10 min à 5 000 x g. Jeter le supernatant et congeler la pastille à -20 °C.
4. Analyser les extraits de cellules brutes des échantillons de culture de 5 mL par SDS-PAGE et l’analyse des taches occidentales
   1. Resuspendez 5 mL de granulés cellulaires dans 250 μL de tampon de lyse (50 mM Na₂HPO₄/NaH₂PO₄, 150 mM NaCl, pH 8, 5 mM d’imidazole, 0,2 mM PMSF) et transférez-les dans un microtube de 1,5 mL.
   2. Cellules de lyse en gelant les tubes dans de l’azote liquide, en le décongelant dans un bain à 42 °C et en vortexant à grande vitesse pendant 30 s. Répétez cette étape 3 fois.
   3. Échantillons de centrifugeuses à 17 000 x g pendant 10 minutes pour éliminer les débris cellulaires.
   4. Prendre 10 μL du supernatant et ajouter 5 μL d’eau et 5 μL de tampon de chargement (bleu bromophénol, SDS, β-mercaptoéthanol). Chauffer les échantillons pendant 5 min à 100 °C et effectuer des analyses SDS-PAGE et western Blot.
5. Purification des protéines par chromatographie d’affinité par banc d’écoulement gravitationnel à l’aide de perles Nickel-NTA
   1. Resuspendez les granulés cellulaires (de la culture de 495 mL) en 20 mL de tampon de lyse (50 mM Na₂HPO₄/NaH₂PO₄, 150 mM NaCl, pH 8, 5 mM imidazole, 0,2 mM PMSF).
   2. Ajouter 5 μL de DNase I (1 mg/mL) et 500 μL de lysozyme (50 mg/mL) dans la suspension et permettre la lyse en incubant la suspension à 37 °C pendant 30 min.
   3. Sonicate les cellules pendant 5 min (cycles de 5 s-5 s, amplitude 50%) puis retirez les débris cellulaires par centrifugation à 20 000 x g pendant 30 min, puis filtration sur filtre de 0,45 μm.
   4. Ajouter la résine Ni-NTA à la suspension (500 μL pour 500 mL de culture cellulaire) et mélanger délicatement à 4 °C pendant 1 h.
   5. Verser la suspension dans une colonne de polypropylène et recueillir la fraction non lié.
   6. Laver la résine avec 10 mL de tampon de lavage contenant 50 mM Na₂HPO₄/NaH₂PO₄, 150 mM NaCl, 10 mM d’imidazole. Laver la résine une deuxième fois avec 5 mL de tampon de lavage (50 mM Na₂HPO₄/NaH₂PO₄, 150 mM NaCl, 20 mM imidazole). Recueillir les fractions de lavage.
   7. Elute la protéine son-marqué avec 1 mL de tampon d’élitution (50 mM Na₂HPO₄/NaH₂PO₄, 150 mM NaCl, 300 mM imidazole). Répétez cette étape 4 fois et collecter toutes les fractions d’élitution.
   8. Analyser le lysate brut ainsi que les 7 fractions de purification par SDS-PAGE sur un gel d’acrylamide de 12%.
   9. Combinez les fractions contenant de la protéine pure étiquetée His et dialysez-la contre 1 L de tampon de protéase TEV (50 mM Tris-HCl, 0,5 mM EDTA, pH 8) pendant la nuit à l’aide d’une membrane de dialyse (MW coupé 6000-8000 Da). Mesurer la concentration de la protéine à 280 nm avec un coefficient d’extinction molaire de 37 360 cm^-1◊M^-1 et un poids moléculaire de 34,14 kDa pour mPsaA.

3. Retrait de l’étiquette d’histidine par digestion de protéase de TEV

1. Recueillir l’échantillon de protéines dans un tube de 50 mL et ajouter le tampon TEV (50 mM Tris HCl, 0,5 mM EDTA, pH 8) jusqu’à 1 mL à une concentration de 2 mg/mL.
   REMARQUE : La concentration peut varier en fonction des résultats précédents. Les concentrations de protéines que nous avons testées se trouvent dans une fourchette typique de 2 à 3 mg/mL.
2. Ajouter 100 μL de protéase TEV (ajouter 1 μL contenant 10 unités de protéase TEV pour 20 μg de protéines à digérer).
3. Ajouter 50 μL de 0,1 M de dithiothreitol (TNT).
4. Avec tampon TEV (50 mM Tris HCl, 0,5 mM EDTA, pH 8) jusqu’à 5 mL.
5. Incuber toute la nuit à 4 °C avec des secousses lentes.
   REMARQUE : Si la digestion n’est pas terminée, ajouter plus de protéase TEV, incuber plus longtemps ou à une température plus élevée jusqu’à 30 °C.
6. Dialyz la protéine digérée pour enlever l’EDTA à 4 °C pendant la nuit à l’aide d’une membrane de dialyse (coupure 6000-8000 Da) contre le tampon phosphaté (50 mM Na₂HPO₄/NaH₂PO₄, 150 mM NaCl, 5 mM imidazole).
7. Pour éliminer la protéase TEV et la protéine non digérée, incuber le mélange avec des perles Ni-NTA et mélanger délicatement pendant 1 h à 4 °C.
8. Verser la suspension dans une colonne de polypropylène. Recueillir la fraction non lié et laver la colonne avec 5 mL de tampon de lavage (50 mM Na₂HPO₄/NaH₂PO₄, 150 mM NaCl, 10 mM imidazole)
   REMARQUE : La protéine d’intérêt doit être récupérée dans les fractions non liées et de lavage.
9. Elute la protéase TEV et la protéine non digérée en ajoutant 5 mL de tampon d’élitution (50 mM Na₂HPO₄/NaH₂PO₄, 150 mM NaCl, 300 mM imidazole) sur la colonne. Vérifiez la teneur en protéines des fractions à 280 nm et par analyse SDS-PAGE.
10. Vérifiez l’efficacité de la digestion en chargeant les échantillons digérés sur une PAGE SDS avec la protéine non digérée comme un contrôle.
11. Dialyz la protéine digérée contre 1 L de tampon de clic (50 mM Na₂HPO₄/NaH₂PO₄, pH8) à 4 °C pendant la nuit avec une membrane de dialyse (coupure 6000-8000 Da) pour enlever l’imidazole ainsi que pour échanger le tampon, et mesurer la concentration de la protéine à 280 nm avec coefficient d’extinction molaire et poids moléculaire de mPsaA (37 360 cm^-1◊M^-1 et MW 34,14 kDa).

4. Évaluation de l’accessibilité et de la fonctionnalité non naturelles de propargyl-lysine d’acide aminé pour la chimie de clic

REMARQUE : Conjuguer le mPsaA avec 6-hexachloro-fluorescein-azide en utilisant le protocole décrit par Presolski et coll.^{20 pour} la chimie de clic.

1. Prenez 432,5 μL de protéines mutées par prk à une concentration de 57,8 μM dans un microtube de 2 mL.
   REMARQUE : Une concentration minimale de 2 μM d’alkyne est acceptable. Si la concentration en protéines est plus faible, concentrez-la avec un concentrateur centrifuge ou favorisez l’équilibre de la réaction en augmentant le rapport molaire azide/alkyne.
2. Ajouter 10 μL de 5 mM 6-hexachloro-fluorescéine-azide, puis ajouter un préméx de 2,5 μL de solution CuSO₄ à 20 mM et 7,5 μL de Tris (benzyltriazolylmethyl)amine (THPTA) à 50 mM (concentrations de solutions de stock).
   1. Ajouter 25 μL d’hydrochlorure aqueuse de 100 mM d’aminoguanidine.
   2. Ajouter 25 μL de 20 mg/mL une solution aqueuse extemporanéée d’ascorbate de sodium.
   3. Fermer le tube, mélanger en inversant plusieurs fois et incuber à température ambiante pendant 2 h.
   4. Arrêtez la réaction en ajoutant 50 μL de 0,5 M EDTA.
   5. Prendre 15 μL du mélange de réaction et le mettre un microtube, ajouter 5 μL de tampon de chargement (bleu bromophénol, SDS, β-mercaptoethanol), chauffer le mélange à 100 °C pendant 5 min, puis le charger dans un gel d’acrylamide de 12%. Après la migration, visualisez la conjuguée fluorescente sur le gel sous la lumière UV à 312 nm.

5. Conjugaison de mPsaA avec un antigène de hydrate de carbone azido-fonctionnalisé (Pn14TS-N₃₎par la chimie de clic

1. Couplage
   1. Prenez 432,5 μL de protéines mutées par prk à 57,8 μM dans un microtube de 2 mL.
   2. Ajouter 10 μL de 5 mM Pn14TS-N₃^{21 dans} l’eau puis ajouter un préméta de 2,5 μL de solution CuSO₄ à 20 mM et 7,5 μL de THPTA à 50 mM.
      REMARQUE : La synthèse de Pn14TS-N₃, un tétrasaccharide imitant le polysaccharide capsulaire de Streptococcus pneumoniae 14, a été décrite dans la référence 21. Théoriquement, n’importe quel antigène de hydrate de carbone contenant une fonction d’azide peut être employé.
   3. Ajouter 25 μL d’hydrochlorure d’aminoguanidine de 100 mM.
   4. Ajouter 25 μL de 20 mg/mL de solution aqueuse préparée de façon extemporanée d’ascorbate de sodium.
   5. Fermer le tube, mélanger en inversant plusieurs fois et incuber à RT pendant 2 h.
   6. Arrêtez la réaction en ajoutant 50 μL de 0,5 M EDTA.
   7. Prenez 15 μL d’échantillons et analysez par SDS-PAGE.
2. Purification de filtration de gel du glycoconjugate
   1. Purifiez le glycoconjugate en l’appliquant à une colonne d’agarose d’exclusion stérique (15 x 600 dimensions de lit, plage de fractionnement de 3 000 à 70 000), équilibrée avec tampon PBS de 100 mM, pH 7,3 à un débit de 0,8 mL/min avec détection à 280 nm.
   2. Recueillir les fractions contenant le glycoconjugate.
      REMARQUE : Pour un stockage prolongé, dialyser le glycoconjugate contre 1 L de H₂O deux fois pendant 2 h, puis passer la nuit à 4 °C à l’aide d’une membrane de dialyse (coupure Mw 6000-8000 Da), puis congeler-sécher et conserver le glycoconjugate à -80 °C.

Résultats

Dans le cadre de ce projet, un vaccin homogène contre la glycoconjugate a été préparé à l’aide de la stratégie de suppression du codon d’arrêt ambré pour introduire un UAA à un site défini (figure 1). L’adhésine de surface pneumoccocale A a été choisie comme protéine porteuse moiety. Cette protéine est fortement conservée et exprimée par toutes les souches de Streptococcus pneumoniae²². Il est hautement...

Discussion

La mutagenèse dirigée par le site est une stratégie simple visant à incorporer des acides aminés spécifiques à une position définie d’une protéine qui reste à peine utilisée dans le but de préparer des vaccins glycoconjugate^7,8,14. La mutagenèse classique basée sur l’approche des 20 acides aminés naturels est très efficace puisqu’aucune modification des machines de traduction n’est nécessaire. Les mutati...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
AIM (autoinductif medium)	Formedium	AIMLB0210	Solid powder
Boc-Lys-OH	Alfa-Aesar	H63859	Solid powder
BL21(DE3)	Merck Novagen	69450	E. coli str. B, F- ompT gal dcm lon hsdSB(rB-mB-) λ(DE3 [lacI lacUV5-T7p07 ind1 sam7 nin5]) [malB+]K-12(λS)
Dialysis membrane
DNAseI
Filter 0.45 µm
L-arabinose
lysozyme
Ni-NTA resin	Machery Nagel	Protino	Ni-NTA beads in suspension into 20% ethanol
Pall centrifugal device
pET24d-mPsaAK32TAG-ENLYFQ-HHHHHH	this study		same as pET24d-mPsaA-WT but with a K32TAG mutation in the mPsaA gene
pET24d-mPsaA-WT	this study		pET24d plasmide with the Wt mPsaA gene cloned between the BamHI and XhoI restriction sites with a TEV protease sequence followed by a His6 tag at the C-terminal end of mPsaA gene and carrying the Kanamycine resistance gene
pEVOL plasmid	gift fromEdward Lemke EMBL (ref 19)		plasmide with p15A origin, two copies of MmPylRS (one under GlnS promoter and one under pAra promoter), one copy of the tRNACUA under the ProK promoter, the chloramphenicol resistance gene
Propargyl chloroformate	Sigma-Aldrich	460923	Liquid
Sonicator	Thermo Fisher	FB120-220