Modèle de système autonome translaminaire pour la modulation de la pression intraoculaire et intracrânienne dans les segments postérieurs des donneurs humains

Résumé

Nous décrivons et détaillons l’utilisation du système autonome translaminaire. Ce système utilise le segment postérieur humain pour réguler indépendamment la pression à l’intérieur du segment (intraoculaire) et entourant le nerf optique (intracrânien) afin de générer un gradient de pression translaminaire qui imite les caractéristiques de la neuropathie optique glaucomateuse.

Résumé

Il existe actuellement un besoin non satisfait d’un nouveau modèle humain préclinique capable de cibler l’étiologie de la maladie ex vivo en utilisant la pression intracrânienne (PCI) et la pression intraoculaire (PIO) qui peuvent identifier divers paradigmes pathogènes liés à la pathogenèse du glaucome. Les modèles ex vivo de perfusion du segment antérieur humain ont déjà été utilisés et appliqués avec succès en tant que technologies efficaces pour la découverte de la pathogenèse du glaucome et l’essai de thérapies. Le dépistage préclinique des médicaments et la recherche effectuée sur les systèmes d’organes humains ex vivo peuvent être plus transposables à la recherche clinique. Cet article décrit en détail la génération et le fonctionnement d’un nouveau modèle de pression translaminaire humaine ex vivo appelé système autonome translaminaire (TAS). Le modèle TAS peut réguler indépendamment la PCI et la PIO à l’aide des segments postérieurs des donneurs humains. Le modèle permet d’étudier la pathogenèse de manière préclinique. Il peut réduire l’utilisation d’animaux vivants dans la recherche ophtalmique. Contrairement aux modèles expérimentaux in vitro, la structure, la complexité et l’intégrité des tissus de la tête du nerf optique (ONH) peuvent également être maintenues dans le modèle TAS ex vivo.

Introduction

Les estimations mondiales de sondages récents suggèrent que 285 millions de personnes vivent avec une déficience visuelle, dont 39 millions sont ^aveugles1. En 2010, l’Organisation mondiale de la santé a documenté que trois des neuf principales causes de cécité répertoriées se produisent dans le segment postérieur de l’œil1. Les maladies oculaires du segment postérieur impliquent la rétine, la choroïde et le nerf ^optique2. La rétine et le nerf optique sont des extensions du système nerveux central (SNC) du cerveau. Les axones des cellules ganglionnaires rétiniennes (RGC) sont vulnérables aux dommages parce qu’ils sortent de l’œil par la tête du nerf optique (ONH) pour former le nerf ^optique3. L’ONH reste le point le plus vulnérable pour les axones RGC en raison du maillage 3D de faisceaux de tissu conjonctif appelé lamina cribrosa (LC)⁴. L’ONH est le site initial d’insulte aux axones RGC dans le glaucome5,6,7, et les changements d’expression génique au sein de l’ONH ont été étudiés dans des modèles d’hypertension oculaire et de glaucome8,9,10. Les axones RGC sont sensibles à l’ONH en raison des différences de pression entre le compartiment intraoculaire, appelé pression intraoculaire (PIO), et dans l’espace sous-arachnoïdien périoptique externe, appelé pression intracrânienne (ICP)¹¹. La région LC sépare les deux zones, maintenant des différentiels de pression normaux, avec une PIO allant de 10 à 21 mmHg et une ICP de 5 à 15 ^mmHg12. La différence de pression à travers la lame entre les deux chambres est appelée gradient de pression translaminaire (TLPG)¹³. Un facteur de risque majeur de glaucome est la ^PIO14 élevée.

L’augmentation de la PIO augmente la tension à l’intérieur et à travers la région laminaire6,15,16. Des observations expérimentales chez l’homme et des modèles animaux présentent l’ONH comme étant le site initial de lésions axonales17,18. Le paradigme biomécanique du stress et de la souche liés à la PIO causant des dommages glaucomateux à l’ONH influence également la physiopathologie du glaucome19,20,21. Même si chez l’homme, les changements induits par la pression endommagent mécaniquement les axones ^RGC22, les rongeurs dépourvus de plaques collagènes dans la lame peuvent également développer un glaucome7,23. En outre, une PIO élevée reste le facteur de risque le plus important chez les patients atteints de glaucome primaire à angle ouvert, tandis que les patients atteints de glaucome de tension normale développent une neuropathie optique glaucomateuse même sans PIO élevée. En outre, il existe également un sous-ensemble de patients hypertendus oculaires qui ne présentent aucune lésion du nerf optique. Il a également été suggéré que la pression du liquide céphalo-rachidien (CSFp) pourrait jouer un rôle dans la pathogenèse du glaucome. Les preuves indiquent que la PCI est abaissée à environ 5 mmHg chez les patients atteints de glaucome par rapport aux individus normaux, provoquant ainsi une augmentation de la pression translaminaire et jouant un rôle crucial dans la ^maladie24,25. Auparavant, il a été démontré dans un modèle canin qu’en contrôlant les changements IOP et CSFp, il peut y avoir de grands déplacements du disque ^optique26. L’élévation du CSFp dans les yeux porcins a également montré une augmentation de la souche principale dans la région LC et le tissu neural rétrolaminaire. Une pression accrue sur les CGR et la région LC contribue au blocage du transport axonal et à la perte de ^CGR27. La dégénérescence progressive des CGR a été associée à la perte du soutien ^{trophique28,29}, à la stimulation des processus inflammatoires/ régulation ^{immunitaire30,31} et aux effecteurs apoptotiques29,32,33,34,35. De plus, une lésion axonale (figure 3) provoque des effets néfastes sur les CGR, déclenchant une défaillance de la régénération36,37,38,39. Même si les effets de la PIO ont été bien étudiés, peu de recherches ont été effectuées sur les changements anormaux de pression translaminaire. La plupart des traitements du glaucome se concentrent sur la stabilisation de la PIO. Cependant, même si l’abaissement de la PIO ralentit la progression de la maladie, il n’inverse pas la perte de champ visuel et n’empêche pas la perte complète des CGR. Comprendre les changements neurodégénératifs liés à la pression dans le glaucome sera crucial pour prévenir la mort du RGC.

Les preuves actuelles indiquent que les modulations de pression translaminaire dues à divers changements mécaniques, biologiques ou physiologiques chez les patients souffrant de déficiences visuelles traumatiques ou neurodégénératives peuvent entraîner une perte de vision importante. À l’heure actuelle, il n’existe aucun véritable modèle préclinique de segment postérieur humain qui puisse permettre l’étude des dommages biomécaniques glaucomateux au sein de l’ONH humain ex vivo. L’observation et le traitement du segment postérieur de l’œil est un énorme défi en ophtalmologie27. Il existe des barrières physiques et biologiques pour cibler l’œil postérieur, notamment des taux d’élimination élevés, une barrière hémato-rétinienne et des réponses immunologiques ^{potentielles40}. La plupart des tests d’efficacité et d’innocuité pour les nouvelles cibles médicamenteuses sont réalisés à l’aide de modèles cellulaires in vitro et de modèles animaux in ^vivo41. L’anatomie oculaire est complexe et les études in vitro n’imitent pas avec précision les barrières anatomiques et physiologiques présentées par les systèmes de modèles tissulaires. Même si les modèles animaux sont une nécessité pour les études pharmacocinétiques, la physiologie oculaire de l’œil postérieur humain peut varier entre diverses espèces animales, y compris l’anatomie cellulaire de la rétine, le système vasculaire et l’ONH41,42.

L’utilisation d’animaux vivants nécessite des réglementations éthiques intensives et détaillées, un engagement financier élevé et une reproductibilité ^efficace43. Récemment, de nombreuses autres lignes directrices ont été suivies pour l’utilisation éthique des animaux dans la recherche expérimentale44,45,46. Une alternative à l’expérimentation animale est l’utilisation de modèles oculaires humains ex vivo pour étudier la pathogenèse de la maladie et l’analyse potentielle de médicaments pour protéger les dommages causés par les ONH. Le tissu post-mortem humain est une ressource précieuse pour étudier les paradigmes des maladies humaines, en particulier dans le cas des maladies neurodégénératives humaines, car l’identification des médicaments potentiels développés dans des modèles animaux nécessite la nécessité d’être traduisible à ^l’homme47. Le tissu de donneur humain ex vivo a été largement utilisé pour l’étude des troubles humains47,48,49, et les systèmes de culture d’organes de perfusion du segment antérieur humain ont déjà fourni un modèle ex vivo unique pour étudier la physiopathologie de la PIO50,51,52 élevée.

Pour étudier la pression translaminaire liée à la PIO et à la PCI dans les yeux humains, nous avons conçu et développé avec succès un système autonome translaminaire (TAS) à deux chambres qui peut réguler indépendamment la PIO et la PCI en utilisant les segments postérieurs des yeux de donneurs humains. Il s’agit du premier modèle humain ex vivo à étudier la pression translaminaire et à exploiter les effets biomécaniques du TLPG sur l’ONH.

Ce modèle TAS humain ex vivo peut être utilisé pour découvrir et classer les modifications cellulaires et fonctionnelles qui se produisent en raison d’une élévation chronique de la PIO ou de la PCI. Dans ce rapport, nous détaillons le protocole étape par étape de dissection, de configuration et de surveillance du modèle de segment postérieur humain TAS. Le protocole permettra à d’autres chercheurs de reproduire efficacement ce nouveau modèle de segment postérieur humain sous pression ex vivo pour étudier la pathogenèse des maladies biomécaniques.

Protocole

Les yeux ont été obtenus conformément aux dispositions de la Déclaration d’Helsinki pour la recherche sur les tissus humains.

REMARQUE : Des yeux provenant de banques d’yeux réputées (p. ex., Lions Eye Institute for Transplant, Research, Tampa FL) ont été prélevés dans les 6 à 12 heures suivant le décès et le sérum du donneur a été testé pour l’hépatite B, l’hépatite C et les virus d’immunodéficience humaine 1 et 2. Une fois reçus, les yeux ont été disséqués et installés dans le modèle TAS dans les 24 heures. Les critères d’exclusion incluaient toute pathologie oculaire. Les yeux n’ont pas été exclus en fonction de l’âge, de la race ou du sexe. Pour assurer la viabilité de la rétine dès réception, des explantes rétiniennes ont été prélevées sur les donneurs de tissus et cultivées pendant 7 et 14 jours (figure supplémentaire 1). Ces rétines ont également été dissociées et ont développé des CGR sains en culture pendant 7 jours avec une coloration positive pour le marqueur RGC, une protéine de liaison à l’ARN avec épissage multiple (RBPMS), ainsi qu’une coloration positive de la chaîne légère des neurofilaments (NEFL) dans leurs neurofilaments (figure supplémentaire 2). .

1. Préparation et stérilisation de l’équipement et des fournitures

1. Reportez-vous à la Table des matériaux pour obtenir la liste complète des fournitures requises ainsi que les numéros de fournisseur et de catalogue.
2. Avant utilisation, stériliser tout l’équipement et les instruments en autoclavant ou en utilisant des ampoules d’oxyde d’éthylène.

2. Préparation du milieu de perfusion

1. Ajouter 1 % de streptomycine de pénicilline (10 000 U/mL de pénicilline, 10 000 μg/mL de streptomycine dans 0,85 % de NaCl) et 1 % de L-glutamine (200 mM) à 1 000 mL de milieu d’Eagle modifié de Dulbecco (DMEM) à 1 000 mL de glucose élevé.
2. Stériliser le milieu de perfusion en passant à travers un filtre de 0,22 μm.

3. Configuration du système autonome translaminaire (TAS)

1. Mettre en place des seringues d’entrée (réservoirs IOP et ICP).
   1. Ajouter 30 mL du milieu de perfusion (rubrique 2) à une seringue de 30 mL. Fixez un robinet d’arrêt à 3 voies à la seringue de 30 mL. Fixez un filtre hydrophile de 0,22 μm au robinet d’arrêt à 3 voies. Fixez un adaptateur de stub Luer 15 G au filtre hydrophile de 0,22 μm.
   2. Retirez les bulles d’air de la configuration de la seringue. Fixez le tube à l’adaptateur de tige 15 G Luer. Fermez l’orifice latéral du robinet d’arrêt à l’aide d’un capuchon de verrouillage universel non ventilé. Répétez l’opération pour un total de deux configurations.
   3. Étiqueter une seringue comme pression intracrânienne du canal 1 (CH1 ICP) et l’autre seringue comme pression intraoculaire du canal 2 (CH2 IOP).
2. Mettre en place des seringues de sortie (réservoirs IOP et ICP).
   1. Fixez un robinet d’arrêt à 3 voies à une seringue de 30 mL. Fixez un adaptateur de stub Luer 15 G au robinet d’arrêt à 3 voies. Fixez le tube à l’adaptateur de tige 15 G Luer.
   2. Fermez l’orifice latéral du robinet d’arrêt à l’aide d’un capuchon de verrouillage universel non ventilé. Répétez l’opération pour un total de deux configurations. Étiquetez une seringue comme CH1 ICP et l’autre seringue comme CH2 IOP.

4. Préparation du globe oculaire entier humain

REMARQUE: Si des yeux entiers sont reçus, suivez la procédure ci-dessous pour séparer le segment antérieur du segment postérieur de l’œil. Si les yeux sont coupés en deux, commencez à l’étape 4.4.

1. Placer un œil entier dans une solution de povidone-iode pendant 2 min.
2. Rincez l’œil dans une solution tamponnée stérile au phosphate (PBS) pour rincer la povidone-iode. Répétez 2 fois.
3. Retirez l’annexée de tout le globe oculaire à l’aide d’une pince et de ciseaux. Coupez l’œil en deux à l’équateur pour séparer les segments antérieur et postérieur de l’œil.
4. Retirez la gaine du nerf optique. Retirez l’humeur vitrée du segment postérieur.
5. Coupez la sclérotique supplémentaire du segment postérieur, si nécessaire, pour assurer un bon ajustement sur le dôme rond de la chambre IOP (inférieure). À l’aide de pinces, assurez-vous que la rétine est répartie uniformément sur le postérieur du segment.
6. Configuration de la chambre IOP (inférieure)
   1. Placez le segment postérieur humain dans la chambre IOP (inférieure) du TAS sur le dôme rond avec le nerf optique orienté vers le haut.
   2. Scellez le segment postérieur à l’aide du joint torique en résine époxy avec quatre vis, assurant une étanchéité étanche.
   3. Insérez le tuyau dans les orifices IN et OUT de la chambre IOP (inférieure). La seringue d’entrée IOP avec tube contenant un milieu est insérée dans le port IN et la seringue de sortie IOP vide avec tube est insérée dans le port OUT.
   4. Utilisez la méthode push/pull pour infuser lentement le milieu de perfusion dans l’orifice d’entrée pour remplir la coupe oculaire postérieure tout en tirant lentement le fluide de perfusion à travers la seringue d’écoulement pour éliminer les bulles d’air des lignes. Arrêtez d’infuser du milieu une fois que les tubes IN et OUT sont dépourvus de bulles d’air.
   5. Verrouillez les robinets d’arrêt en position off. Retirez la seringue de 30 mL de l’ensemble de filtre à orifice IOP IN et remplissez-la avec un total de 30 mL de milieu. Remplacez la seringue de 30 mL sur l’ensemble filtrant.
7. Configuration de la chambre ICP (en haut)
   1. Placez la chambre/le couvercle ICP (en haut) sur l’arrière du segment postérieur. Assurez-vous que le nerf optique se trouve dans la chambre supérieure. Scellez la chambre supérieure avec quatre vis.
   2. Insérez le tuyau dans les orifices IN et OUT de la chambre ICP (supérieure). La seringue d’entrée ICP avec tube contenant un milieu est insérée dans le port IN et la seringue de sortie ICP vide avec tube est insérée dans le port OUT.
   3. Infuser doucement et lentement le fluide dans le port IN pour remplir la chambre ICP et éliminer les bulles d’air des lignes à l’aide de la méthode push/pull. Arrêtez d’infuser le milieu une fois que la chambre ICP ainsi que les tubes IN et OUT sont dépourvus de bulles d’air.
   4. Verrouillez les robinets d’arrêt en position off. Retirez la seringue de 30 mL de l’ICP dans l’ensemble du filtre à orifice et remplissez-la avec un total de 30 mL de milieu. Remplacez la seringue de 30 mL sur l’ensemble filtrant.

5. Configuration du système d’enregistrement de données

REMARQUE: Le système d’enregistrement de données est composé d’une source d’alimentation à 8 canaux, d’un amplificateur de pont multicanal, de transducteurs de pression hydrostatiques et d’un ordinateur avec un logiciel d’acquisition de données (voir tableau des matériaux). Ce qui suit décrit comment configurer et calibrer le système.

1. Connectez le cordon d’alimentation à l’arrière de la source d’alimentation à 8 canaux et branchez-le sur un périphérique de secours de batterie.
2. Connectez le câble USB de la source d’alimentation à 8 canaux à l’arrière de l’ordinateur.
3. Connectez la source d’alimentation à 8 canaux à l’amplificateur de pont multicanal à l’aide du cordon I2C fourni.
4. Connectez les câbles BNC (Bayonet Neill-Concelman) aux entrées de canal devant la source d’alimentation à 8 canaux et l’extrémité des câbles aux canaux correspondants à l’arrière de l’amplificateur multicanal.
5. Connectez les câbles du transducteur à l’avant de l’amplificateur multicanal.
6. Installez le logiciel d’acquisition de données sur l’ordinateur.
   1. Exécutez le programme d’installation du logiciel d’acquisition de données à partir du CD du logiciel fourni.
   2. Suivez les instructions à l’écran de l’ordinateur.
   3. Une fois l’installation terminée, sélectionnez Terminer.
7. Allumez la source d’alimentation à 8 canaux.
8. Allumez l’ordinateur et lancez le logiciel d’acquisition de données.
   1. Sélectionnez | de fichier Nouveau.
   2. Sélectionnez | d’installation Paramètres de la chaîne. Sélectionnez trois canaux (en bas à gauche de l’écran). Dans la colonne Titre du canal, renommez les canaux comme suit : CH1 ICP ; CH2 PIO; CH3 TLPG (IOP-ICP).
   3. Sélectionnez 2 mV pour la portée sur tous les canaux. Dans la colonne Calcul, sélectionnez Aucun calcul pour les canaux 1 et 2.
   4. Dans la colonne Calcul, sélectionnez Arithmétique pour le canal 3. Dans la section Formule : Sélectionnez les canaux/CH2 ; Sélectionnez l’arithmétique « -« ; Sélectionnez les canaux/CH1. Dans la section Sortie, sélectionnez mmHg. Sélectionnez OK. Sélectionnez à nouveau OK .
9. Installez et calibrez les transducteurs de pression hydrostatiques.
   REMARQUE: Les transducteurs de pression hydrostatiques doivent être étalonnés avant les expériences en utilisant la méthode suivante.
   1. Connectez les transducteurs de pression hydrostatiques aux lignes de transducteur attachées à l’amplificateur de pont multicanal.
   2. Fixez une seringue de 30 mL remplie d’air à l’orifice latéral du transducteur de pression CH1 (ICP). Fixez le sphygmomanomètre au bas du transducteur de pression CH1 (ICP).
   3. Sur le graphique, affichez la page du logiciel d’acquisition de données, définissez la vitesse d’échantillonnage en cliquant avec le bouton gauche de la flèche à côté du temps d’échantillonnage et sélectionnez 100. Cliquez ensuite avec le bouton droit de la souris dans la zone CH1 (ICP) de la page.
   4. Sélectionnez Bridge Amp. Sélectionnez Filtre secteur. Sélectionnez Zéro et attendez que le système soit à zéro, en prenant soin de ne pas déplacer le transducteur de pression.
   5. Pincez les languettes blanches du transducteur de pression et poussez l’air à travers le transducteur jusqu’à ce que 40 mmHg soient obtenus sur le sphygmomanomètre. Relâchez les languettes blanches et retirez la seringue et le sphygmomanomètre.
   6. Sur la page Conversion d’unités , sélectionnez le signe 'moins (-)'. Mettez en surbrillance le plateau le plus élevé pour indiquer 40 mmHg. Cliquez sur la flèche du point 1 et entrez 40.
   7. Mettez en surbrillance le plateau le plus bas pour indiquer 0 mmHg. Cliquez sur la flèche du point 2 et entrez 0. Sélectionnez mmHg pour les unités. Sélectionnez OK.
   8. Sélectionnez OK (page Bridge Amp). Répétez les étapes 9.1 à 9.7 pour le CH2 (IOP) en utilisant 100 mmHg pour le plateau le plus élevé et 0 pour le plateau le plus bas.
10. Connectez l’unité TAS/segment postérieur au système d’acquisition de données.
    1. Placer l’unité TAS/segment postérieur dans un incubateur (37 °C, 5 % de _CO2). Fixez le tube ICP de l’orifice OUT au transducteur de pression CH1 (ICP).
    2. Fixez le tube IOP de l’orifice OUT au transducteur de pression CH2 (IOP).
    3. Fixez les configurations de seringue (ICP et IOP) avec un support entre les ports IN et le support annulaire.
    4. Dans la page Vue graphique, sélectionnez Démarrer l’échantillonnage. Réglez la vitesse d’échantillonnage en cliquant avec le bouton gauche de la flèche à côté du temps d’échantillonnage et sélectionnez Lent et 1 min.
    5. Ajustez les seringues sur l’anneau vers le haut ou vers le bas pour réguler les pressions ICP et IOP aux exigences du protocole.
    6. Effectuez un réapprovisionnement systémique du milieu dans le système toutes les 48 à 72 heures grâce à la méthode push and pull.

6. Récupération et analyse des données

1. Ouvrez le fichier de données dans le logiciel d’acquisition de données.
2. Dans la section Data Pad , cliquez sur l’icône Multiple Add to Data Pad . Une nouvelle fenêtre apparaîtra.
   1. Dans la section Rechercher à l’aide , sélectionnez Heure dans le menu déroulant.
   2. Dans la section Sélectionner , sélectionnez 1 heure toutes les 1 heure dans les menus déroulants.
   3. Dans la section Étape par étape, sélectionnez Fichier entier , puis cliquez sur Ajouter.
3. Dans la section Data Pad , cliquez sur l’icône Data Pad View . Mettez en surbrillance toutes les données et copiez/collez-les dans une feuille de calcul.
4. Calculez les écarts-types et moyens pour IOP, ICP et TLPG toutes les 24 heures. Rassemblez les données à l’aide de l’option de tableau croisé dynamique dans un tableur et un graphique.

7. Immunohistochimie et coloration à l’hématoxyline et à l’éosine des segments postérieurs

1. Retirez les segments postérieurs de l’œil suivant divers points temporels du modèle TAS et fixez-les dans le formol avant la paraffinisation.
2. Sectionner les yeux pour produire des plans de tissu sagittal.
3. Déparaffinez les segments incorporés à la paraffine avec une solution 100% xylène, 95% éthanol, 50% éthanol.
4. Lavez les lames avec PBS pendant 10 min et bloquez avec un tampon de blocage à température ambiante pendant 1 h.
5. Sections d’étiquetage avec anticorps primaires : anti-collagène IV (marqueur de matrice extracellulaire (ECM), NB120-6586, 1:100) et anti-laminine (marqueur ECM, NB300-144, 1:100, anti-RBPMS (marqueur RGC), GTX118619, 1:50).
6. Détecter les anticorps primaires à l’aide des anticorps secondaires Alexa Fluor (Alexa Fluor 488 chèvre anti-lapin, A11008, 1:500).
7. Contre-tache les noyaux cellulaires à l’aide d’une solution anti-décoloration DAPI.
8. Capturez des images des sections colorées et des images de phase avec des lentilles d’objectif 4x et 10x à l’aide d’un microscope à fluorescence (voir Tableau des matériaux).
9. Pour la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H & E), traiter les sections dans un système de coloration automatisé (voir tableau des matériaux) pour la déparaffinisation à l’aide d’une solution d’éthanol à 100%, de xylène à 95%, d’éthanol à 50% et de coloration avec H & E.
10. Capturez des images avec les objectifs 4x et 10x à l’aide d’un microscope avec une source de lumière à champ lumineux.

Résultats

Conception et création du système autonome translaminaire
La différence de pression translaminaire est un mécanisme clé potentiel dans la pathogenèse de diverses maladies, y compris le glaucome. Les utilisations du modèle décrit comprennent, sans toutefois s’y limiter, l’étude du glaucome (PIO élevée, peut-être diminution de la PCI), des lésions cérébrales traumatiques (PCI élevée) et de l’exposition à long terme à une déficience visuelle associée à la microgravité (PCI é...

Discussion

Les tissus post-mortem humains sont une ressource particulièrement précieuse pour l’étude des maladies neurodégénératives humaines, car l’identification des médicaments potentiels développés dans des modèles animaux doit pouvoir être transposable aux ^humains47. Les effets de l’élévation de la PIO chez l’homme sont bien établis, mais peu de recherches ont été effectuées sur les changements anormaux de pression translaminaire de l’ONH. Même s’il existe plusieurs modèle...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
#122, 1-1/8" Inside x 1-5/16" Outside Diam, Viton O-Ring, 3/32" Thick, 755 Durometer 50 Pack	Amazon	B07DRGPPZJ
114 Buna-N O-Ring, 70A Durometer, Black, 5/8" ID, 13/16" OD, 3/32" Width (Pack of 100)	Amazon	B000FMYRHK
30 mL Syringes without Needle	Vitality Medical	302832
3-Way Stopcock, 2 Female Luer Locks, Swivel Male Luer Lock, Vented Cap	QOSINA	2C6201
4-40 X 1/2 PH PAN MS SS/CHROME & appropriate sized phillips screwdriver	Brikksen Stainless Steel Fastners	PPMSSSCH4C.5
ANPROLENE 16 LARGE AMPULE	Fisher Scientific	NC9085343
Betadine	Purdue	PUR1815001EACH
Corning 100 x 20mm tissue-culture treated culture dishes	Sigma-Aldrich	CLS430167-100EA
Corning L-glutamine Solution	Fisher Scientific	MT25005CI
Covidien 3033 Curity Gauze Sponge, 4" x 4", 12-Ply, Sterile, 1200/CS	Med Plus Medical Supply	COV-3033-CS
Dressing Forceps Delicate Curved (serrated)	Katena	K5-4010
Dumont #5 - Fine Forceps	F.S.T.	11254-20
Eye Scissors Standard Curved	Katena	K4-7410
Falcon 150 x 15mm Plain Sterile Disposable Petri Dishes	Capitol Scientific	351058
Fisherbrand 4 oz. Specimen Containers	Fisher Scientific	16-320-730
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches	Fisher Scientific	01-812-54
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches	Fisher Scientific	01-812-55
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches	Fisher Scientific	01-812-58
HyClone Dulbecco's Modified Eagles Medium	Fisher Scientific	SH3024302
HyClone Penicillin Streptomycin 100X Solution	Fisher Scientific	SV30010
Hydrophilic Filter with Female Luer Lock Inlet, Male Luer Slip Outlet, Blue and Clear	Qosina	28217
Hydrostatic pressure transducers, DELTRAN ® II, Catalog # DPT-200 with a 3CC/HR flow rate	AD instruments	DPT-200
JG15-0.5HPX 15 Gauge 0.5" NT Premium Series Dispensing Tip 50/Box	Jenson Global	JG15-0.5HPX 15
Keyence B2?X710 microscope	Keyence	B2-X710
LabChart 8	AD instruments	LabChart 8
Leica ST5020 Multi-stainer	Leica	ST5020
Non-Vented Universal Luer Lock Cap, White	QOSINA	65811
Octal Bridge Amp (Model # FE228)	AD instruments	FE228
Pharmco Products ETHYL ALCOHOL, 200 PROOF	Fisher Scientific	NC1675398
Phosphate Buffered Solution (PBS)	Sigma-Aldrich	D8537-500ML
PowerLab 8/35 (Model # PL3508)	AD instruments	PL3508
ProLong Gold Antifade Mountant with DAPI	ThermoFisher	P36935
Push-to-Connect Tube Fitting for Air and Water Straight Adapter, 1/8" Tube OD x 1/8 NPT Male	McMAster-Carr	7880T113
Push-to-Connect Tube Fitting with Universal Thread for Air and Water, Adapter, 1/8" Tube OD x 1/8 Pipe	McMAster-Carr	51235K101
Saint-Gobain Tygon S3 E-3603 Flexible Tubing 500 ft.	Fisher Scientific	14-171-268
Superblock T20	Fisher Scientific	PI37536
Surgical Scissors - Sharp-Blunt	F.S.T.	14001-14
Tissue Forceps Delicate 1x2 Teeth Curved	Katena	K5-4110
Translaminar Autonomous System (TAS)	University of North Texas Health Science Center	N/A
USA Size 030 O-ring Buna-N, B1000, 70 Durometer, Black, Buna-N (NBR, Nitrile, Buna)	Marco Rubber & Plastics	B1000-030